MICROBIOLOGIA_TRACTO_RESPIRATORIO_V0
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DOCUMENTO CIENTÍFICO
CULTIVO TRACTO RESPIRATORIO
INDICE
1. Tracto respiratorio inferior (RI)
2. Tracto respiratorio superior (RS)
PNT 6 - RI Sección de Microbiología
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Tracto respiratorio inferior (RI)
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Documento científico
1. Introducción
2. Tipo de muestras
2.1. Esputo, esputo inducido
2.2. Jugo gástrico
2.3. Aspirado traqueobronquial simple
2.4. Punción transtraqueal
2.5. Muestras obtenidas a través de broncoscopio
2.5.1. Broncoaspirado (BAS)
2.5.2. Cepillado bronquial con catéter telescopado (CBCT)
2.5.3. Lavado bronquioalveolar (LBA)
2.5.4. Biopsia transbronquial (BTB)
2.6. Muestras obtenidas por abordaje percutáneo
2.6.1. Punción transparietal y aspiración con aguja fina (PAAF)
2.6.2. Punción biópsica pulmonar
2.6.3. Biopsia pulmonar con toracoscopio
2.6.4. Biopsia pulmonar por toracotomía (BPT)
3. Identificación de microorganismos patógenos
3.1. Cocos α-hemolíticos: S. pneumoniae
3.1.1. Interpretación de la prueba de la optoquina
3.1.2. Detección de la resistencia a penicilina
3.2. Cocos β-hemolíticos
3.3. Staphylococcus
3.3.1. Resistencia a meticilina
3.4. Neisseria spp
3.5. Moraxella spp
3.6. Haemophilus spp
3.7. Levaduras
3.8. Bacilos Gram negativos
3.9. Rhodococcus equi
3.10. Nocardia spp
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1. Introducción
Es muy importante tomar la muestra de la manera adecuada para evitar la
contaminación por la flora orofaríngea y que los resultados obtenidos no sean los
adecuados. Cuando el volumen de la muestra sea escaso (sobre todo en biopsias y
cepillados) es importante que se indique la presunción diagnóstica por parte del clínico
ya que no siempre se van a poder realizar todos los estudios. En general, la calidad de
la muestra se valora mediante el estudio microscópico. Una muestra recogida
correctamente contendrá muy pocas o ninguna célula de descamación epitelial y gran
cantidad de leucocitos polimorfonucleares.
2. Tipos de muestras
2.1. Esputo, esputo inducido
El esputo no es una muestra del todo representativa de la situación existente
en el tracto respiratorio inferior por su mezcla con secreciones procedentes de todo el
árbol traqueo-bronquial y con la flora saprofita de la orofaringe. No obstante, se trata
de una muestra de obtención fácil y rápida cuya utilidad o relación entre el resultado
obtenido y verdadera etiología de la neumonía depende en gran medida de:
a. Su correcta obtención.
b. Control de calidad antes de iniciar su procesamiento. Si con el Gram se
demuestran abundantes polimorfonucleares (>25 por campo), pocas células epiteliales
(<10 por campo) y un microorganismo predominante, es muy fácil que éste pueda ser
el responsable de la neumonía.
c. Tipo de agente que se pretenda detectar. El estudio del esputo es de gran valor
en infecciones por Legionella, Mycobacterium tuberculosis y en algunos hongos y
virus.
d. Valoración adecuada del resultado.
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2.2. Jugo gástrico
En niños pequeños o en pacientes que no expectoran y tragan sus esputos,
puede realizarse una aspiración gástrica tras un periodo de ayuno de 8 horas.
2.3. Aspirado traqueobronquial simple
Estas muestras deben ser tratadas como un esputo. De valor análogo al esputo
por su contaminación con la flora orofaríngea. Los pacientes con traqueotomías son
colonizados rápidamente con BGN y otros patógenos nosocomiales. Esta colonización
per se no tiene relevancia clínica, pero estos microorganismos pueden ser aspirados y
causar neumonía. En los pacientes intubados se consigue secreción mediante la
aspiración por el tubo endotraqueal. Esta muestra carece igualmente de especificidad
debido a la alta colonización que sufren los pacientes.
2.4. Punción transtraqueal
La punción transtraqueal es un procedimiento quirúrgico que debe ser
realizado por personal especializado. Su fin es aspirar secreciones libres de
contaminación orofaríngea, aunque en bronquíticos crónicos y pacientes
hospitalizados se pueden arrastrar patógenos que colonizan el árbol bronquial.
Observaciones:
a. Útil en el diagnóstico de anaerobios.
b. Útil en enfermos graves que no expectoran o lo hacen con esputos de
calidad insuficiente.
c. Indicado en neumonías que responden mal al tratamiento empírico y en las
neumonías nosocomiales.
Contraindicada en:
a. Hipoxia grave
b. Trastornos de la coagulación
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No es aconsejable en caso de:
a. Enfermedad pulmonar obstructiva crónica
b. Enfermos hospitalizados durante largo tiempo ya que pueden estar muy
colonizados.
Complicaciones:
a. Enfisema subcutáneo y mediastínico
b. Hemoptisis
c. Infecciones de la pared.
2.5. Muestras obtenidas a través de broncoscopio
Salvo el cepillado por catéter telescopado, las muestras obtenidas por
fibrobroncoscopia son muestras contaminadas en mayor o menor grado con la flora
orofaríngea. Se prefieren los cepillados bronquiales a los lavados ya que mediante
éstos últimos se obtienen muestras más diluidas. Las muestras obtenidas por
fibrobroncoscopio no son adecuadas para la recuperación de gérmenes anaerobios.
2.5.1. Broncoaspirado (BAS)
Es una muestra más representativa que el esputo del tracto respiratorio inferior.
El área afectada del pulmón puede ser directamente accesible. Los
broncoaspirados contienen también flora saprofita de la orofaringe, aunque en
menor grado que el esputo, por lo que no son útiles para el cultivo de anaerobios.
2.5.2. Cepillado bronquial por catéter telescopado (CBCT)
Permite evitar la contaminación con flora de las vías altas, por lo que la
muestra obtenida es útil para el cultivo de anaerobios. Se procesarán como
cultivos cuantitativos ya que se facilita la interpretación de los resultados. Debido a
la escasez de la muestra obtenida con el cepillado bronquial, ésta debe de ponerse
inmediatamente en un líquido para su transporte (1 ml de suero salino estéril) para
evitar una pérdida de la rentabilidad de la muestra.
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2.5.3. Lavado broncoalveolar (BAL)
Entre sus ventajas está la de explorar un mayor territorio y entre sus
inconvenientes, el que a igualdad de volumen instilado no corresponde una cifra
constante en las cantidades recuperadas, y su fácil contaminación con flora del
tracto respiratorio superior como Streptococcus viridans, Neisseria y anaerobios, al
utilizar el canal del fibroscopio por el que se han aspirado las secreciones. Sin
embargo, debe intentarse el aislamiento de patógenos potenciales a partir de los
BAL ya que estas muestras pueden ser más importantes desde el punto de vista
del diagnóstico que el esputo. Constituye la mejor muestra para detección de P.
jiroveci. La solución anestésica que se usa para la realización del BAL puede
inhibir el crecimiento bacteriano, más del 90% del material recogido puede
contener anestésico. Este hecho puede hacer que la rentabilidad de la muestra
disminuya. Los resultados de los cultivos cuantitativos suelen ser más útiles para
interpretar los resultados.
2.5.4. Biopsia transbronquial
Obtención de tejido pulmonar mediante técnica broncoscópica. Posible
contaminación de la pinza de biopsia. Complicaciones: neumotórax y hemorragia.
2.6. Muestras obtenidas por abordaje percutáneo
Dentro de las técnicas invasivas son las que permiten la obtención de muestras
más representativas del parénquima pulmonar. Sólo deben emplearse cuando
fracasen otros métodos menos invasivos o cuando la situación del enfermo haga
imprescindible conocer el diagnóstico etiológico.
2.6.1. Punción transparietal y aspiración con aguja fina (PAAF)
Obtención del exudado de las lesiones pulmonares a través de una punción
transtorácica con aguja ultrafina con control radioscópico o ecográfico. Indicada
ante la sospecha de infiltraciones densas (no intersticiales) y sobre todo si son
periféricas.
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Contraindicado en:
a. Pacientes con bullas
b. Trastornos de la coagulación
c. Sospecha de hidatidosis
Complicaciones: Neumotórax y hemoptisis.
La muestra obtenida carece de contaminación. Es una muestra ideal para el
estudio de infección anaerobia grave en niños, especialmente en edades
tempranas.
2.6.2. Punción biópsica pulmonar
Biopsia transtorácica con trócar. Sólo se realiza en casos excepcionales y ante
lesiones muy periféricas debido al alto riesgo de producir un neumotórax.
2.6.3. Biopsia pulmonar por toracoscopio
2.6.4. Biopsia pulmonar por toracotomía (BPT)
Permite la selección visual del área neumónica a cielo abierto. El de mayor
morbimortalidad.
3. Identificación de microorganismos patógenos
3.1. Cocos alfa- hemolíticos: Streptococcus pneumoniae
Buscar en AS colonias α-hemolíticas con morfología característica de S.
pneumoniae y diferenciarlas de las colonias también α-hemolíticas pertenecientes a
especies del grupo viridans.
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3.1.1. Identificación
a. Aspecto de la colonia: colonias pequeñas o medianas, lisas, brillantes,
húmedas y con una depresión central a medida que envejecen debido a autolisis.
Tras 48-72 horas la hemólisis α puede parecer β. A veces, las colonias son muy
mucoides por la presencia de cápsula.
b. Gram: diplococos gram positivos, en forma redondeada o lanceolada y
raramente formando cadenas.
c. Prueba de la optoquina: nos ayuda a establecer la identificación.
Se inocula una placa de agar sangre con un cultivo puro del microorganismo y
se coloca un disco de optoquina de 400 µg y se incuba 24 h en atmósfera de CO2 . Interpretación de la prueba de la optoquina:
Sensible Resistente
Disco 6 mm > 14mm ≤ 14 mm Disco 9 mm ≥ 15 mm < 15 mm Optoquina Disco 10 mm > 16 mm ≤ 16 mm
Streptococcus pneumoniae es el único estreptococo que es sensible a la
optoquina (agente anti-neumococo), aunque aproximadamente el 5% de los
neumococos son resistentes a la optoquina y algunas cepas de estreptococos del
grupo viridans son inhibidos por ella. Si el disco de optoquina es dudoso o como
confirmación de la identificación se puede realizar una aglutinación con partículas
de látex siguiendo las instrucciones del fabricante. Hay que tener en cuenta que el
neumococo puede autoaglutinar, por eso hay que descartar que aglutine con suero
fisiológico.
3.1.2 Detección de la resistencia a penicilina
La detección de la resistencia a penicilina es fundamental, ya que en los
últimos años ha aumentado el número de neumococos resistentes a penicilina.
Además, es importante saber si la resistencia es elevada (CMI ≥ 2 mg/l) o
intermedia (CMI = 0.12-1 mg/l), ya que si es intermedia (I) y la infección no es muy
grave, se puede tratar adecuadamente la infección con dosis altas de penicilina
(Ver documento CLSI).
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Para detectar la resistencia a penicilina nos basamos en el disco de oxacilina o
el E-test de penicilina (ambos incluidos en el antibiograma de neumococo).
Disco de oxacilina: si es resistente el neumococo va a ser o R o I,
si es sensible el neumococo puede ser S o MS (I)
3.1.3.Antibiograma
Se realiza el antibiograma siguiendo el PNT 13.
3.2. Cocos beta-hemolíticos: Streptococcus pyogenes
Colonias puntiformes o pequeñas con halo de beta-hemólisis en el AS y
catalasa negativa.
3.2.1.Identificación:
Prueba de la bacitracina: diferencia S. pyogenes (grupo A) de otros
estreptococos β-hemolíticos (grupos B, C, D, F, G), aunque hay cepas de estos
grupos que pueden ofrecer falsos positivos. La aparición de cualquier halo de
inhibición del crecimiento de las colonias alrededor del disco indica la sensibilidad
del microorganismo al antibiótico.
Sospecha de S. pyogenes→catalasa (-)→bacitracina (inhibición).
Además de S. pyogenes, un pequeño porcentaje de estreptococos de los grupo
B, C y G también son sensibles. Dado que los estreptococos del grupo B pueden
ser diferenciados por su morfología y pruebas bioquímicas, y los de los grupos C y
G se presentan esporádicamente, la bacitracina es una prueba presuntiva
adecuada para la identificación de los estreptococos del grupo A. Si hay alguna
duda, se puede realizar una aglutinación con partículas de látex para el grupo A,
siguiendo las instrucciones del fabricante.
3.2.2. Antibiograma:
Se realiza el antibiograma siguiendo el PNT 13.
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3.3. Estafilococos: Staphylococcus aureus
S. aureus. Son colonias catalasa (+) que en el agar sangre presentan un
aspecto blanco o amarillento, son planas, cremosas, brillantes, la mayoría de las veces
β-hemolíticas.
3.3.1. Identificación
Staphylococcus aureus es un estafilococo coagulasa (+), por lo que antes
de hacerle el panel de identificación y sensibilidad, se puede realizar una
identificación presuntiva con la prueba de la coagulasa en porta. Si existen dudas
se puede realizar la coagulasa en tubo. Su identificación y sensibilidad se realiza
con un panel comercial de microorganismos gram positivos.
La producción de β-lactamasas se puede comprobar en aquellas cepas
sensibles a ampicilina mediante un disco de cefinasa (Ver PNT 13).
3.3.2. Resistencia a meticilina
Se confirma por dos métodos: Aglutinación y E-test de oxacilina (Ver PNT 13).
3.4. Neiserias: N. meningitidis
Procesar en campana de seguridad. Nunca hay que olerlas. Crecen mal en
medios de cultivo ordinarios, necesitan sangre o chocolate y CO2 para crecer. En agar
sangre son colonias de 0.5 - 1 mm de diámetro, lisas, convexas, cremosas, de color
grisáceo. En agar chocolate son de mayor tamaño y más traslúcidas. Si se sospechan
hay que hacerles: oxidasa, gram, pases a agar sangre, agar chocolate, agar Thayer-
Martin.
3.4.1. Identificación:
Catalasa (+) y oxidasa (+). En la tinción de Gram se observan como diplococos
gram negativos. La confirmación definitiva se realiza mediante pruebas
bioquímicas (API NH y API Neisseria 4H) y aglutinación con partículas de látex que
indica el grupo a que pertenece.
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Las especies patógenas crecen en Thayer-Martin a diferencia de las saprofitas.
Cabe mencionar N. lactamica, que crece en Thayer-Martin, pero se distingue del
meningococo por el API NH. Las especies patógenas se diferencian de las saprofitas
por la fermentación de azúcares y por serotipificación.
N. gonorrhoeae fermenta la glucosa N. meningitidis fermenta la glucosa y la maltosa Neisserias saprofitas fermentan algún azúcar adicional
3.4.2. Antibiograma (Ver PNT 13)
3.4.3. Envío a Centro de Referencia (Ver PNT 14)
3.5. Moraxelas: Moraxella catharralis
Puede formar parte de la flora normal del tracto respiratorio superior,
aislándose en la orofaringe de muchos niños. Es un patógeno relevante en edades
pediátricas, en inmunodeprimidos y en pacientes con patología de base (EPOC).
Produce principalmente infecciones respiratorias y del área otorrinolaringológica. Es
fácilmente fagocitada por los leucocitos polimorfonucleares.
3.5.1. Identificación:
En agar sangre aparecen como colonias pequeñas, blanco grisáceas,
convexas, opacas y muy redondeadas. En la tinción de Gram se observan cocos
gram negativos o cocobacilos cortos en parejas. Son catalasa (+) y oxidasa (+).
Las colonias, al igual que en las neiserias saprofitas, se desplazan sobre el agar al
intentar tomarlas con un asa. Reduce los nitratos. Posee desoxirribonucleasa. El
90% de las cepas son beta-lactamasa positivas. Moraxella catharralis posee un
enzima capaz de hidrolizar el sustrato tributirina, característica que se utiliza para
diferenciar este género del género Neisseriaceae. Otros métodos de identificación
de coste más elevado son: API NH ó API Neisseria 4H.
3.5.2. Antibiograma: (Ver PNT 13)
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3.6. Haemophilus spp.
En general, crecen en agar chocolate y no en agar sangre (no obstante pueden
crecer en este medio alrededor de colonias de microorganismos, como
Staphylococcus aureus, que producen el factor V; este fenómeno se conoce como
satelitismo). Nunca hay que olerlas
3.6.1. Identificación:
En agar chocolate crecen como colonias de tamaño mediano, grisáceas y a
veces verdosas con un olor característico Son oxidasa variable y catalasa (+). Al
examen microscópico o de muestras clínicas aparecen como cocobacilos gram
negativos finos, de longitud variable y con un acusado pleomorfismo. Las especies
se diferencian por sus requerimientos en factores de crecimiento. Esta cualidad se
detecta sobre un cultivo en agar de Müeller-Hinton con discos que contienen los
distintos factores: X (hemina), V (NAD) y XV (hemina + NAD). Las distintas
especies de Haemophilus se pueden identificar según la siguiente tabla:
V X β-hemólisisH. influenzae + + - H. parainfluenzae + - - H. hemolyticus + + + H. parahemolyticus + - + H. aphrophilus - - - H. ducrey - + -
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En nuestro laboratorio la identificación de Haemophilus se realiza según el
siguiente esquema.
Biotipos urea* indol ornitina urea* indol ornitina
I + + + - - + II + + - + - + III + - - + - - IV + - + + + + V - + + VI - - + - + + VII - + - + + - VIII - - - - + -
*Añadir reactivo de indol
Las pruebas de la ornitina, urea e indol nos permitirá diferenciar los distintos
biotipos de Haemophilus spp. La determinación de los requisitos de los factores X y V
se realiza mediante la prueba de porfirinas. Esta prueba detecta la presencia de
enzimas que convierten el ácido delta aminolevulínico (ALA) en porfirinas o
protoporfirinas. La aparición de color rosa en un tubo incubado a 37ºC 24 h en
aerobiosis dónde previamente se suspendió un inóculo de las colonias sospechosas,
indica la producción de porfirinas y que el microorganismo no requiere factor X, por
tanto, se trata de un Haemophilus parainfluenzae.
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3.7. Levaduras
Las levaduras en una muestra respiratoria pueden ser contaminación
orofaríngea. Para su valoración se tendrá que tener en cuenta:
a. Calidad del gram
b. La observación de levaduras filamentadas en el gram de la muestra es un criterio de
patogenicidad.
c. Tipo de paciente: si se trata de un enfermo oncológico, VIH, inmunodeprimido,
neutropénico, puede estar colonizado/infectado por levaduras.
3.7.1. Identificación:
En agar sangre son colonias pequeñas, blancas con olor a pan. El examen
microscópico de la colonia se puede realizar en fresco observando células
ovaladas, o con tinción de Gram observando células negras ovaladas. El test de
filamentación diferencia Candida albicans del resto de las especies. Estas otras se
identificarán mediante metabolismo de azúcares o medios cromogénicos.
3.8. Bacilos gram negativos (BGN)
Los BGN normalmente están como colonizadores de la boca y orofaringe,
sobre todo en personas con poca higiene en la boca, pero también pueden ser
productores de neumonías en pacientes con patología de base, como EPOC, o en
pacientes ingresados (neumonía nosocomial) mucho tiempo o en áreas de alto riesgo.
La distinción entre colonización / infección dependerá de: la calidad del esputo, la
cantidad y presencia de más o menos especies, el estado clínico del paciente.
3.8.1. Enterobacterias
3.8.1.1. Identificación:
En agar sangre se verán como colonias grandes, mucosas, grisáceas, de
olor desagradable. Son catalasa (+) y oxidasa (-). La placa de McConkey nos
servirá para diferenciar las colonias lactosa (+) de las lactosa (-).
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3.8.2. Pseudomonas spp
3.8.2.1. Identificación:
En agar sangre forman colonias grandes, rugosas, a veces lisas o
mucoides, con reflejos plateados, grisáceas, pigmentadas de verde
frecuentemente (piocianina), con olor aromático (a jabón) característico. Son
catalasa (+), oxidasa (+) excepto P. cepacia que puede ser oxidasa (-) y
Xantomonas maltophilia que es oxidasa (-).
3.9. Rhodococcus equi
Productor de neumonías cavitadas en pacientes inmunodeprimidos.
3.9.1. Identificación
Son bacilos Gram positivos, difterimorfos, que crece bien en agar sangre
(colonia mucosa y transparente), agar chocolate y Löwenstein-Jensen. No crecen
en agar McConkey. La colonia presenta coloración salmón tras 4-5 días de
incubación. En el examen microscópico de colonia observamos bacilos Gram
positivos difterimorfos. A los 2 días de incubación de la placa, se observan cocos
Gram positivos. Son catalasa (+), nitratos (-), prueba de CAMP (-), ureasa (+).
Crecen a 40ºC. En la tinción de Zielh-Neelsen pueden presentar ácido alcohol
resistencia parcial. Para su identificación final se puede realizar la galería de
pruebas bioquímicas y metabolismo de azúcares empleada en las corinebacterias.
3.10. Nocardia spp
Posible productor de neumonías en inmunodeprimidos. En la tinción de Gram
de la muestra, podemos sospechar Nocardia si vemos BGP ramificados como una fila
de hormigas. Crece en medios habituales como agar sangre, Sabouraud, BHI agar,
Löwenstein-Jensen. Si se sospecha Nocardia hay que sembrar el esputo en medio de
Legionella selectivo y enriquecido y en Thayer-Martin, ya que hay algunas especies
que no crecen bien en medios habituales y, además, la flora saprofita suele
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enmascarar su crecimiento. Incubar durante 4 semanas, aunque suelen crecer a los
3–4 días a 37ºC. La colonia habitualmente puede ser muy pleomórfica, pero
habitualmente es blanca, con aspecto de yeso y con olor a tierra mojada (no hay que
olerla). Cuando la colonia tiene varios días tiene como “pelos” y eso es el micelio
aéreo. Si se sospecha que una colonia es Nocardia hay que hacer tinción de Kinyoun
modificada. Se observan bacilos ramificados dicotómicos parcialmente ácido alcohol
resistentes. Es preferible hacer esta tinción cogiendo colonias de Löwenstein-Jensen
(medios con base de huevo).
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TRACTO RESPIRATORIO SUPERIOR (RS)
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Documento científico 1. Introducción
2. Tipo de muestras
2.1. Frotis faríngeo
2.2. Frotis nasal
2.3. Frotis nasofaríngeo
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1. Introducción
Los gérmenes que con más frecuencia se aíslan de muestras de tracto
respiratorio superior son: Streptococcus pyogenes (β-hemolítico grupo A),
Haemophilus influenzae, Neisseria meningitidis; y con menor frecuencia: Neisseria
gonorrhoeae, Corynebacterium diphteriae, Bordetella y otros Streptococcus β-
hemolíticos. Por tanto, las siembras de estas muestras deberán ir encaminadas a su
búsqueda.
2. Frotis faríngeo
2.1. Se estudia de rutina la presencia de Streptococcus pyogenes en el frotis
faríngeo. La aparición en las placas de AS de colonias puntiformes o pequeñas con
halo de β-hemólisis nos hará sospechar la presencia de S. pyogenes. Para
demostrarlo deberemos realizar la prueba de la bacitracina (ver tracto respiratorio
inferior). También debemos buscar Neisseria meningitidis ó N. gonorrhoeae, otros
estreptococos beta-hemolíticos, neumococo, Heamophilus. En pacientes oncológicos
o infectados por VIH, considerar si el paciente está colonizado por levaduras o BGN.
2.2. Corynebacterium diphteriae
Medios especiales para su crecimiento:
a. Agar sangre telurito cistina: colonias negras o grises metálicas que crecen en 24
horas en condiciones aerobias.
b. Agar Tindsale modificado: colonias negras con un halo pardo oscuro. Este medio
requiere que se haga en el momento que se vaya a usar.
c. Agar inclinado de Loeffler: en caso de que la muestra contenga pocos
microorganismos se usa este medio para intentar recuperar la mayor cantidad de
bacterias. Se incuba 18-24 h 35-37ºC en aerobiosis y luego se subcultiva en agar
sangre telurito cistina. Para determinar las subespecies se deben realizar pruebas
bioquímicas. Para que las probabilidades de aislamiento aumenten, se requieren
muestras de garganta y de nasofaringe simultáneamente.
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2.3. Arcanobacterium haemolyticum
Cuando veamos colonias β-hemolíticas en agar sangre, además de pensar en
el S. pyogenes a veces deberemos sospechar la presencia de A. haemolyticum ya
que morfológicamente es similar a S. pyogenes. Las colonias producen β-hemólisis
tras 24 - 48 h de incubación y también son catalasa negativas. Son bacilos gram
positivos difterimorfos. Se realizará tinción de Gram para diferenciarlos. Produce
clínica similar al S. pyogenes aunque Arcanobacterium produce exantema en 30-
70% casos y aparece entre 10-30 años principalmente. S. pyogenes afecta entre
los 6-15 años. Si sospechamos que una colonia β-hemolítica no es S. pyogenes
podría ser A. haemolyticum, y se realizará: tinción de Gram (bacilos gram positivos
difterimorfos), catalasa (-) e identificar con API NH.
2.4. Cuando los frotis faríngeos son de pacientes pediátricos hay que detectar la
presencia de N. Meningitidis.
En el estudio etiológico de las neumonías pediátricas, como los niños no saben
expectorar, las muestras son frotis faríngeo y nasal, y en ellas hay que intentar
descubrir la presencia de un potencial patógeno productor de la neumonía.
3. Frotis nasal
La valoración de los cultivos debe hacerse con cautela. Hay que considerar las
características del propio cultivo, las del paciente y su situación clínica. Valorar:
a. Portadores de S. aureus (para identificación ver tracto respiratorio inferior
b. En niños que no expectoran se recomiendan frotis faríngeo y nasal para identificar
el agente causal de la neumonía.
c. Si se trata de sobreinfecciones bacterianas de cuadros víricos, se investigarán la
existencia de S. pneumoniae, Moraxella, Haemophilus.
d. Portadores de N. meningitidis.
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3. Frotis nasofaríngeo a. Si sospechamos la presencia de Bordetella, esta muestra es la mejor para aislarla.
La toma de muestra debe realizarse durante el periodo catarral, cuando se
eliminan más microorganismos, pero entonces no hay sospecha de tos ferina.
Debemos sembrar la muestra en medios especiales para favorecer su crecimiento.
b. Aparecen como colonias pequeñas, lisas, brillantes, grisáceas, como gotas de
mercurio, como perlas que tardan varios días en crecer. El cultivo con frecuencia
es negativo con un procesamiento correcto.
c. Tinción de Gram: bacilos muy pequeños o cocobacilos con escasa afinidad por los
colorantes y tendencia a la tinción bipolar.
d. Son aerobios obligados.
e. No fermentan azucares, utilizando los aminoácidos como fuente de energía.
f. Cuando crece una colonia sospechosa darle pases a agar sangre, medio de
Bordet-Gengou, agar chocolate y McConkey. El chocolate sirve para descartar que
sea Haemophilus.
g. Las características de Bordetella spp se muestran en la siguiente tabla.
B. pertussis B. parapertussis B. bronchiseptica B. avium
Catalasa + + + + Oxidasa + - + +
Motilidad - - + +
Nitratos - - + -
Ureasa - +(24h) +(4h) -
Medio Bordetella 3-6 días 2-3 días 1-2 días 1-2 días
Agar sangre - + + +
Agar McConkey - ± + +
Agar SS - - + +