UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAPÁ PRÓ-REITORIA DE … · como parte dos requisitos ... pelo apoio na identificação das algas para a ... podemos concluir que os meios modificados testados

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAPÁ

PRÓ-REITORIA DE PESQUISA E PÓS-GRADUAÇÃO

PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIAS FARMACÊUTICAS

CLAUDETE DO SOCORRO MAUÉS ARAUJO

AVALIAÇÃO DAS TÉCNICAS DE CULTIVO DE MICROALGAS E

CIANOBACTERIAS ISOLADAS DE AMBIENTES AQUÁTICOS DE MACAPÁ - AP

MACAPÁ

2014

2



CIANOBACTERIAS ISOLADAS DE AMBIENTES AQUÁTICOS DE

MACAPÁ - AP

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-

Graduação em Ciências Farmacêuticas da

Universidade Federal do Amapá-UNIFAP,

como parte dos requisitos necessários para a

obtenção do título de Mestre em Ciências

Farmacêuticas: Área de Concentração:

Biologia Farmacêutica.

Orientadora: Profª. Dra. Sílvia Maria Mathes

Faustino

MACAPÁ

2014

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CIANOBACTERIAS ISOLADAS DE AMBIENTES AQUÁTICOS DE

MACAPÁ - AP

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-

Graduação em Ciências Farmacêuticas da

Universidade Federal do Amapá-UNIFAP,

como parte dos requisitos necessários para a

obtenção do título de Mestre em Ciências

Farmacêuticas: Área de Concentração:

Biologia Farmacêutica.

Data de Aprovação:______/______/__________

Profª. Dra. Sílvia Maria Mathes Faustino (PPGCS-UNIFAP)

Orientador (a)

Profª. Dr. Francisco Fabio Oliveira de Sousa (PPGCF-UNIFAP)

Avaliador 1

Profº. Dr. Marcelo Gomes Marçal Vieira Vaz (MEMBRO EXTERNO)

Avaliador 2

4

À karime, Paula e Paulo,

Filhas e marido.

À memória de meus pais.

5

AGRADECIMENTOS

À Jeová por permitir todas as coisas possíveis.

À Universidade Federal do Amapá-UNIFAP, ao Centro de Ciências Farmacêuticas

– CCF, pela possibilidade de realização do Curso de Mestrado em Ciência Farmacêutica.

À Profa. Silvia Faustino Mathes, Dra. do CCF/UNIFAP, pela orientação nesta

dissertação, por sua compreensão e apoio, que me fez amar o universo das algas.

À Profa. Simoni da Silva M.Sc. do CCF/NIFAP, pela amizade e pelo permanente

apoio no desenvolvimento deste trabalho de dissertação.

À Profa. Elane Domênica de Souza Cunha, M.Sc. do CB/IEPA, pela amizade e

pelo apoio na identificação das algas para a elaboração desta dissertação.

Aos Professores do Curso de Pós-graduação em Ciências Farmacêuticas pelos

valiosos ensinamentos durante a realização do Curso.

Ao Profº. Marcelo Silva Andrade, Dr. da UEAP, pelo apoio durante o

desenvolvimento de parte das análises laboratoriais.

À Profa

Rosangela do Socorro Ferreira Sarquis, M.Sc Curadora do IEPA, pelo

apoio durante o desenvolvimento de taxonomia dos vegetais.

O coordenador do Curso de Pós-graduação em Ciências Farmacêutica Profº.

Francisco Fabio Oliveira de Sousa, Dr. e à Secretária do Curso pela assistência e prestes.

Às minhas Filhas Karime Maués Araujo e Ana Paula Maués Araujo pelo seu

desmesurado amor e, puramente, pela sua consciência nos muitos instantes em que estiveram

órfãs de mãe.

Ao meu Marido Antonio Paulo Vilhena Araujo, por seu incondicional apoio,

inevitável para equilibrada comunhão nestes minutos estressantes da vida.

A todas as pessoas que não estão aqui citadas mas que por algum motivo me fizeram

acreditar que seria possível transpor mais uma muralha.

Muito Obrigada!

6

“Vive de tal forma que deixes pegadas luminosas

no caminho percorrido, como estrelas

apontando o rumo da felicidade e não

deixes ninguém afastar-se de ti

sem que leve um traço de

bondade, ou um sinal

de paz da tua vida.”

Joanna de Angelis

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RESUMO

O crescente interesse no estudo de padronizar cultivo de microalgas e cianobacterias, deve-se à essencial

importância destes nas diversas cadeias tróficas e na possibilidade da aplicação comercial em distintas. Este

trabalho teve como objetivo avaliar as principais técnicas de cultivo de linhagens de cianobactéria e microalgas de

reservatórios do Amapá com posterior isolamento e identificação taxonômica. Que podem ser utilizada em

alimentos, nas áreas de ciência da saúde, indústria e cosméticos para serem cultivadas em laboratório e utilizadas

posteriormente em outras pesquisas, além de ser verificado espécies com potencial toxicológico. As coletas foram

feitas no meio natural em três locais, em corpos d’agua das Lagoa dos Índios, Lagoa de Santa Clara e pesque-

pague da Fazendinha (Amapá/Brasil). O fitoplâncton foi coletado com o auxílio de uma rede de arrasto com

porosidade de 20 µm com copo coletor em anexo para posterior análise em microscopia de luz. Foram mensurados

em laboratório valor da temperatura, pH e densidade celular máxima. Coletada as mostras para o isolamento

empregou-se o método em meio sólido descrito por Guerrero III e Villegas (1982). Como resultado, conseguiu-se

isolar as espécies Planktothrix agardhii, Geitlerinema amphibium, Planktothrix isothrix, Pseudanabaena

catenata, Dolichospermum sp e Cylindrospermopsis raciborskii. Em seguida, foi feito um cultivo piloto para

determinar as espécies que melhor se desenvolveram nas condições de laboratório. Para a execução desta fase, foi

realizado um teste com o meio Agar/Agar (como controle), em três repetições, determinando-se a curva de

crescimento e comparou o desempenho do cultivo da microalga e cianobacterias usando diferentes meios de

cultura em comparação com o controle. Para isso utilizou-se BG-11, Maués, ASN-1; MN; e cultivo em Água de

coco como nutriente (cinco diferentes meios em comparação com o controle). Os cinco ensaios tiveram tres

réplicas com 550 ml, em mesmas condições, enriquecidas e mesma densidade microalgal inicial. Todos os cultivos

começaram com um inoculo microalgal de 0,2 cel/ml. Uma alíquota de 3ml foi retirada diariamente de cada cultura

para contagem de densidade celular. Dados obtidos através do teste de Densidade Celular Máxima demonstraram

que todas os meios alcançaram densidade microalgal superior que a cultura com BG-11, no entanto os três meios

foram significativamente heterogêneos. Pseudanabaena catenata cultivadas com os meios Maués e meio Água

de coco como nutriente demonstraram taxas de crescimento similar e superiores a BG-11. Tendo em vista os

resultados obtidos, podemos concluir que os meios modificados testados podem ser usadas para o cultivo dessa

espécie de microalga. Este trabalho um dos pioneiros no que refere-se ao conhecimento ficológico deste

ecossistema, como também uma significativa contribuição para a identificação das microalgas local. Do total de

táxons identificados pela pesquisa, 73 são registros para a Lagoa dos Índios estado do Amapá.

Palavras-chave: Meio de cultura, cultivo de microalgas e cianobactérias de água doce.

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ABSTRACT

The growing interest in the study to standardize cultivation of microalgae and cyanobacteria, due to the critical

importance of these different food chains and the possibility of different commercial application. This work aimed

to evaluate the main techniques of cultivation of microalgae and cyanobacteria linhagensde of Amapá reservoirs

with subsequent isolation and taxonomic identification. That can be used in food, in the areas of health science,

industry and cosmetics to be grown in the laboratory and then used in other studies, and is verified species with

toxicological potential. The samples were taken from the wild in three places, in bodies of water of the lagoon of

the Indians, Lagoa Santa Clara and fishing ponds Fazendinha (Amapá / Brazil). Phytoplankton was collected with

the aid of a trawl with porosity of 20 microns with claw attached for further analysis in light microscopy. Were

measured in the laboratory temperature value, pH and maximum cell density. The samples collected for the

isolation method used the solid medium described by Guerrero III and Villegas (1982). As a result, we were able

to isolate the Planktothrix agardhii species, Geitlerinema amphibium, Planktothrix isothrix, Pseudanabaena

catenata, Dolichospermum sp and Cylindrospermopsis raciborskii. Then, a pilot cultivation was done to

determine the species best developed in the laboratory. For the implementation of this phase, a test was performed

with Agar / Agar (as control), in three replications, determining the growth curve and compared the performance

of the microalgae cultivation and cyanobacteria using different culture media compared to control. For this we

used BG-11 Maués ASN-1; MN; and cultivation of coconut water as a nutrient (five different media compared to

control). The five trials had three replicates with 550 ml, in the same conditions, enriched and same initial

microalgal density. All crops began with a microalgal inoculum of 0.2 cells / ml. An aliquot of 3 ml was withdrawn

from each culture daily for cell density counts. Data obtained from the maximal cell density test showed that all

the means have reached higher density microalgal culture with BG-11, but all three media were significantly

heterogeneous. Pseudanabaena catenata cultured with medium Maués means and coconut water as a nutrient

demonstrated similar growth rates and higher BG-11. Given the results, we conclude that the modified means

tested can be used for the cultivation of this species of microalgae. This work as a pioneer refers to ficológico

knowledge of this ecosystem, as well as a significant contribution to the identification of microalgae site. Of the

taxa identified by the survey, 73 are records of the Lagoon of the Indian state of Amapá.

Keywords: Culture media, microalgae cultivation and freshwater cyanobacteria.

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LISTA DE FIGURAS

Figura 1. Representação da área de estudo............................................................................... 30

Figura 2. Representação da área de estudo Lagoa dos Índios.................................................. 31

Figura 3. Representação da área de estudo Lagoa de Santa Clara........................................... 32

Figura 4. Representação da área de estudo Lagoa de Santa Clara........................................... 32

Figura 5. Margens da lagoa de santa clara (período chuvoso) .............................................. 33

Figura 6. Esquema do quadrante de Retículos da Newbauer................................................... 43

10

LISTA DE TABELAS

Tabela 01. Locais de amostragens e suas coordenadas geográficas......................................... 33

Tabela 02. Composição do meio BG -11................................................................................. 37

Tabela 03. Composição do meio ASN-1................................................................................. 38

Tabela 04. Composição do meio MN...................................................................................... 38

Tabela 05. Composição do meio Maués ................................................................................. 39

Tabela 06. Composição do meio Água de coco como nutriente................................................... 39

Tabela 07. Composição dos meios Líquido e Sólido com antimicrobiano.............................. 41

Tabela 08. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Lagoa dos Índios) BG-11 ............ 49

Tabela 09. Cianobatéria Dolichospermum sp (Lagoa dos Índios) BG-11 .............................. 50

Tabela 10. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Lagoa dos Índios) BG-11........................... 51

Tabela 11. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Lagoa dos Índios) BG-11............................. 52

Tabela 12. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Lagoa dos Índios) BG-11.............................. 53

Tabela 13. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Lagoa dos Índios) BG-11....................... 54

Tabela 14. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Lagoa dos Índios) Maués ............ 55

Tabela 15. Cianobatéria Dolichospermum sp (Lagoa dos Índios) Maués .............................. 56

Tabela 16. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Lagoa dos Índios) Maués........................... 57

Tabela 17. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Lagoa dos Índios) Maués............................. 58

Tabela 18. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Lagoa dos Índios) Maués.............................. 59

Tabela 19. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Lagoa dos Índios) Maués....................... 60

Tabela 20. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Lagoa dos Índios) Água de coco.. 61

Tabela 21. Cianobatéria Dolichospermum sp (Lagoa dos Índios) Água de coco ................... 62

Tabela 22. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Lagoa dos Índios) Água de coco................ 63

Tabela 23. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Lagoa dos Índios) Água de coco.................. 64

Tabela 24. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Lagoa dos Índios) Água de coco................... 65

Tabela 25. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Lagoa dos Índios) Água de coco............ 66

Tabela 26. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Lagoa dos Índios) ANS1 ............. 67

Tabela 27. Cianobatéria Dolichospermum sp (Lagoa dos Índios) ANS1 ............................... 68

Tabela 28. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Lagoa dos Índios) ANS1........................... 69

Tabela 29. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Lagoa dos Índios) ANS1.............................. 70

Tabela 30. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Lagoa dos Índios) ANS1............................... 71

Tabela 31. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Lagoa dos Índios) ANS1........................ 72

Tabela 32. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Lagoa dos Índios) MN.................. 73

11

Tabela 33. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Pesque e pague) BG-11 ............... 74

Tabela 34. Cianobatéria Dolichospermum sp (Pesque e pague) BG-11 ................................. 75

Tabela 35. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Pesque e pague) BG-11.............................. 76

Tabela 36. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Pesque e pague) BG-11................................ 77

Tabela 37. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Pesque e pague) BG-11................................. 78

Tabela 38. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Pesque e pague) BG-11.......................... 79

Tabela 39. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Pesque e pague) Maués ............... 80

Tabela 40. Cianobatéria Dolichospermum sp (Pesque e pague) Maués ................................. 81

Tabela 41. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Pesque e pague) Maués.............................. 82

Tabela 42. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Pesque e pague) Maués................................ 83

Tabela 43. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Pesque e pague) Maués................................. 84

Tabela 44. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Pesque e pague) Maués........................... 85

Tabela 45. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Pesque e pague) Água de coco..... 86

Tabela 46. Cianobatéria Dolichospermum sp (Pesque e pague) Água de coco ...................... 87

Tabela 47. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Pesque e pague) Água de coco................... 88

Tabela 48. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Pesque e pague) Água de coco..................... 89

Tabela 49. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Pesque e pague) Água de coco..................... 90

Tabela 50. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Pesque e pague) Água de coco............... 91

Tabela 51. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Pesque e pague) ANS1 ................ 92

Tabela 52. Cianobatéria Dolichospermum sp (Pesque e pague) ANS1 .................................. 93

Tabela 53. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Pesque e pague) ANS1............................... 94

Tabela 54. Cianobatéria Planktothrix isotthrix (Pesque e pague) ANS1................................. 95

Tabela 55. Cianobatéria Planktothrix agardhii (Pesque e pague) ANS1................................. 96

Tabela 56. Cianobatéria Geitlerinema amphibium (Pesque e pague) ANS1........................... 97

Tabela 57. Cianobatéria Cylindrospermopsis raciborskii (Pesque e pague) MN..................... 98

Tabela 58. Cianobatéria Pseudanabena catenata (Lagoa Santa Clara) BG-11......................... 99

12

SUMÁRIO

1 INTRODUÇÃO................................................................................................... 14

2 OBJETIVOS........................................................................................................ 16

2.1 OBJETIVO GERAL............................................................................................. 16

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS................................................................................ 16

3 FUNDAMENTOS TEÓRICOS.......................................................................... 17

3.1 CARACTERÍSTICAS DAS MICROALGAS...................................................... 17

3.2 AS MICROALGAS NO MEIO AQUÁTICO....................................................... 18

3.3 ESTUDOS DE MICROALGAS NA AMAZÔNIA LEGAL................................ 20

3.4 ESTUDOS DE ALGAS NO AMAPÁ ................................................................. 23

3.5 INFLUÊNCIAS ABIÓTICAS NA COMPOSIÇÃO DO FITOPLÂNCTON...... 24

3.5.1 Temperatura.......................................................................................................... 26

3.5.2 Potencial Hidrogeniônico (pH)............................................................................. 26

3.5.3 Luminosidade nos Cultivos................................................................................... 27

3.5.4 Aeração nos Cultivos............................................................................................ 27

3.5.5 Nutrição para o Crescimento no Cultivo de Microalgas....................................... 28

3.6 FOTOBIORREATORES PARA CULTIVO DE MICROALGAS...................... 28

4 MATERIAL E MÉTODOS................................................................................ 30

4.1 LOCAL DE COLETAS........................................................................................ 30

4.2 COLETA DE MATERIAL FITOPLANCTÔNICO............................................. 33

4.3 PRESERVAÇÃO DO MATERIAL FITOPLANCTÔNICO............................... 34

4.4 INÍCIO DOS EXPERIMENTOS......................................................................... 35

4.5 MICROALGAS E MEIO DE CULTIVO............................................................. 35

4.6 PREPARAÇÃO DA VIDRARIA........................................................................ 36

4.7 PREPARO DO INÓCULO................................................................................... 36

4.8 COMPOSIÇÃO DOS MEIOS DE CULTIVO..................................................... 37

4.9 PROCEDIMENTO MEIO SÓLIDO ................................................. ....... 40

4.9.1 Procedimento Meio Líquido e Sólido com Cicloheximida ................ ....... 40

4.9.1.1 Meio Líquido ............................................................ ............................. 40

4.9.1.2 Meio Sólido .............................................................. ............................. 41

4.10 DISTRIBUIÇÃO DOS MEIOS DE CULTURA ...................................... 41

4.11 PLAQUEAMENTO .................................................. ............................. 42

13

4.11.1 Contagem pela Câmera de Newbauer ........................ ............................. 42

4.11.2 Aplicação em Monocultura .................................................................... 43

4.12 AVALIAÇÃO DO CRESCIMENTO ...................................................... 44

4.13 CURVA DE CRESCIMENTO ................................... ............................. 44

4.14 DENSIDADE CELULAR MÁXIMA (DCM) ............. ............................. 44

4.15 VELOCIDADE DE CRESCIMENTO (K) .................. ............................. 44

4.16 ESTUDO QUALITATIVO DO CULTIVO ....................... ...................... 45

4.17 DETERMINAÇÃO DAS VARIÁVEIS ABIÓTICAS .............................. 45

4.17.1 Determinação do pH .............................................................................. 45

4.17.2 Determinação da Temperatura e Luminância .......................................... 45

4.18 CONDIÇÕES DE CULTIVO .................................... ............................. 46

4.18.1 Manutenção do Cultivo ............................................. ............................. 46

4.18.2 Aclimatação Prévia ................................................... ............................. 46

4.19 EXPERIMENTOS .................................................... ............................. 47

4.19.1 Experimento I ................................................ ....................................... 47

4.19.2 Experimento II ......................................................... ............................. 47

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO.......................................................................100

6 CONCLUSÃO....................................................................................................103

REFERÊNCIAS ...................................................................................................................104

ANEXO 1: TÁXONS IDENTIFICADOS LAGOA DOS ÍNDIOS...................................111

ANEXO 2: TÁXONS IDENTIFICADOS DO MOSTEIRO.............................................112

ANEXO 3: TÁXONS IDENTIFICADOS PISCICULTURA…........................................113

ANEXO 4: IDENTIFICAÇÃO DAS MICRO ALGAS ISOLADAS............................... 114

14

1 INTRODUÇÃO

O crescente interesse no estudo de microalgas e cianobacterias, deve-se à essencial

importância destes nas diversas cadeias tróficas e na possibilidade da aplicação comercial em

distintas áreas como na nutrição, saúde humana e animal, no tratamento de águas residuais, na

produção de energia e na obtenção de compostos de interesse das indústrias alimentar, química

e farmacêutica dentre outras.

Além disso, a imensa biodiversidade, e consequente variabilidade na composição

bioquímica destas microalgas, aliada ao emprego de melhoramento genético e ao

estabelecimento de tecnologia de cultivo em grande escala vêm permitindo que as microalgas

sejam utilizadas em diversas aplicações. Neste sentido, cultivos de microalgas têm sido

realizados visando à produção de biomassa tanto para uso na elaboração de alimentos quanto

para a obtenção de compostos bioativos e medicinais com alto valor no mercado mundial, os

quais podem ser empregados especialmente no desenvolvimento de alimentos funcionais, por

suas propriedades nutricionais e farmacêuticas.

Destacando-se, também, o Brasil no cenário mundial por apresentar uma extensa

biodiversidade, proporcionando um grande potencial para o desenvolvimento de pesquisas

científicas e tecnológicas com fitoterápicos. Inserido neste contexto, o Estado do Amapá

destaca-se como uma região com expressivos níveis de biodiversidade abrigando diversas

reservas de águas perenes ainda pouco explorada cientificamente, fato este que o torna um

promissor local para o estudo, permitindo o aumento do conhecimento científico e a aplicação

de tecnologias para a validação do uso das microalgas difundindo entre a população científica.

A Lagoa dos Índios, localizada na zona oeste da cidade de Macapá no

perímetro urbano tem constantemente variações em pH por ter em seu entorno instalados,

faculdades, loteamentos habitacionais, que despejam produtos e dejetos sem tratamento em

seu leito ( Neri, 2004). Apesar destes problemas, a Lagoa dos Índios é mais preservada dentre

as existentes entre os municípios de Macapá e Santana, por ser uma área de proteção e

apresentar locais propícios à reprodução da fauna aquática. Os mais importantes focos de

pesquisas da atualidade sobre microalgas buscam sua utilização na designação do bem-estar

ecológico dos sistemas hídricos em que se encontram, pois são a base da pirâmide nas cadeias

alimentares de ecossistema aquático (Carvalho, 2003; Andrade, 2008; Chellapa et al., 2009;

Bastos et al., 2006). Dentre inúmeros compostos, a obtenção de ácidos graxos polinsaturados

a partir de culturas de microalgas representa uma fonte alternativa de produção desta classe de

lipídios, convencionais de obtenção destas substâncias (Robles Medina et al., 1998).

15

Os estudos sobre microalgas, hoje, visam mais que o conhecimento

morfofisiológico dentro do ecossistema aquático, mas também sua possível aplicabilidade

social e econômico (Moura et al.2010). Mas, além disso, outras contribuições como produção

de energia a partir da comunidade de microalgas vêm sendo avaliadas e aplicadas atualmente.

Nesta perspectiva, as microalgas são vistas como marcador biológico (Vidotti e

Rollemberg,2004), pois seus organismos reagem às mudanças ambientais modificando suas

funções vitais alterando o tamanho populacional ou, através da sua existência ou ausência em

determinadas condições ambientais (Gamelgo et al, 2009). O que nos concede, considerações

finais a respeito de uma localidade ou ecossistema (Lopes, 2007). Frequentemente, estas

respostas podem ser evidenciadas em qualquer nível de organização, desde comunidades

biológicas até compartimentos sub celulares (Zagatto e Bertoletti, 2006).

A grande diversidade de organismos caracteriza um ambiente em equilíbrio mais,

a existência de espécies resistentes às impurezas, bem como a ausência de espécies frágeis à

poluição, impede concluir a condição de um corpo d’água é necessário ter conhecimento das

algas que constituem a localidade, as espécies dominantes no meio, associando com as

condições que ali destacam-se, assim percebendo o estado ambiental (Lopes, 2007, Cordeiro-

Araújo et al., 2010).

São diversos os estudos encontrados na literatura visando o estabelecimento do

efeito das condições ambientais sobre o crescimento e a composição bioquímica das

microalgas, entretanto, ainda existem poucos trabalhos desenvolvidos em relação às espécies

de microalgas nas condições de cultivo laboratorial.

No estado do Amapá, estudos com microalgas ainda são escassos, onde dados e

informações sobre a biodiversidade são pouco conhecidos. O que é importante para

preservação destas microalgas? Porque é importante o desenvolvimento de pesquisas aplicadas

nas áreas? Quais fatores determinantes para o seu cultivo distribuição e comportamento?

Desta forma, este estudo objetiva o cultivo em laboratório de microalgas em meios

de cultura cujo composição, nutrientes, luminosidade e temperatura, pH e oxigênio dissolvido

conhecidos, possibilitando com essas novas informações, já que nenhum outro trabalho deste

tipo foi realizado no local, o conhecimento da biodiversidade fitoplanctônica e os fatores

determinantes para o seu cultivo distribuição e comportamento, servindo de subsídio para

futuras pesquisas em diferentes áreas que demandem conhecimento das algas locais.

16

2 OBJETIVOS

2.1 OBJETIVO GERAL

Avaliar as principais técnicas de cultivo de linhagens de cianobactéria e microalgas isoladas de

reservatórios do Amapá com posterior isolamento e identificação taxonômica.

2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS

Realizar o estudo do crescimento das microalgas com melhor adaptação utilizando meios

referenciados;

Avaliar meios e técnica de cultivo para as espécies de microalga identificadas;

Avaliar os parâmetros de crescimento em termos da densidade celular máxima alcançada, do

tempo de cultivo e pH;

Avaliar a velocidade de crescimento das culturas, desenvolvidas com a adição de distintos

meios de cultivo;

Identificar taxonomicamente as microalgas que se desenvolveram nos meios formulados;

Avaliar o melhor meio para o desenvolvimento das espécies de microalga identificadas.

17

3 FUNDAMENTAÇÃO TEÓRICA

3.1 CARACTERÍSTICAS DAS MICROALGAS

Para caracterização das microalgas são considerados inúmeros critérios, a

denominação “microalgas” e a forma taxonômica não possuem relação entre si, neste grupo

estão contidos microrganismos algais com clorofila e outros pigmentos fotossintéticos, estes

possuem a capacidade de fotossíntese oxigênica. (Hoek; Mann; Jahns, 1995, Raven; Evert;

Eichhorn, 2001).

De acordo com Tomaselli (2004), a classificação das microalgas pode ser realizada

por meio das suas variadas características, como por exemplo, seus tipos de pigmentação; a

natureza química dos produtos de reserva e por seus componentes estruturais da parede celular.

Além disso, podem ser levados em conta outros critérios como a características citológicas e

morfológicas, como por exemplo a presença de células flageladas, a forma estrutural dos

flagelos, os processos de divisão celular e de formação do núcleo, a forma de apresentação e as

especificidades do envoltório do cloroplasto e sua provável ligação com o retículo

endoplasmático e a membrana nuclear.

Mesmo com as características mencionadas, existem outras formas de biologia

molecular de analise utilizadas atualmente para classificar as microalgas. (HU,2004).

Dentro do termo microalgas considera-se duas formas distintas de estruturas

celulares:

-Microalgas que apresentam estrutura celular procariótica: com representantes

nas Divisões Cyanophyta e Prochlorophyta;

-Microalgas que apresentam estrutura celular eucariótica: com representantes

nas Divisões Chlorophyta, Euglenophyta, Rhodophyta, Prymnesiophyta Haptophyta, segundo

(Teixeira, 2002), Heterokontophyta (Bacillariophyceae, Chrysophyceae, Xanthophyceae etc.),

Cryptophyta e Dinophyta segundo a classificação de Hoek, (Manne Jahns,1995).

Mesmo possuindo características estruturais e morfológicas diferentes dentre os

encarregados de cada divisão, eles possuem semelhança fisiológicas e demonstram um

metabolismo aproximado ao das plantas (Abalde et al., 1995).

O principal habitat natural das microalgas são ambientes marinhos, em água doce e

no solo e são consideradas responsáveis por pelo menos 60% da produção primária da Terra

(CHISTI, 1999).

18

3.2. AS MICROALGAS NO MEIO AQUÁTICO

Em 1753, Lineu em seu importante trabalho definido como “Species plantarum”,

deu início a sugestão do termo alga como uma classe taxonômica. Até aquele momento o termo

designava uma das quatro ordens de criptógamos incluso no reino Planta. Todavia, entende-se

que atualmente somente 5 gêneros e 14 espécies integram as algas referentes às criptógamos

(Bicudo e Menezes, 2006), além disso são identificadas no reino Monera e Protista.

As algas também chamadas de organismos fitoplanctônicos (vivem dispersas

flutuando na coluna de água) atualmente são classificadas em um grupo indefinido, um conjunto

que não possui conceito taxonômico nem filogenético. Neste grupo o que se percebe é uma

união de uma série de organismos vastamente diferenciados, especialmente no que se refere a

seus aspectos morfológicos, fisiológico e ecológicos, além de sua base organizacional e origem

(Fernandes, 2008). Além disso é possível observar que contidos ao grupo estão as algas

eucariontes cuja principal característica é a presença de carioteca e as procariontes que não

possuem carioteca, elas tem seu desenvolvimento diretamente ligado as locais aquáticos de

correnteza lêntica com por exemplo riachos, áreas alagáveis, brejos, nascentes e etc (Nogueira,

2003) desenvolvem-se também em ambientes de água salgada e salobra.

As algas possuem uma função primordial no ecossistema aquático pois são elas as

encarregadas pela produção da base da pirâmide alimentar que contribui para atender as

necessidades alimentares das diversas espécies aquáticas, servindo de alimento para a

população planctônica e mais uma vasta gama de seres vivos bem como bentônicas e nectônicas

(Nogueira,2003). Os consumidores primários como alguns peixes, insetos, zooplâncton,

protozoários também dependem das algas como fonte de alimento e assim de sua existência

(Esteves, 1998).

A presença ou não de certa comunidade fitoplanctônica pode ser definida através

da análise de aspectos abióticos e bióticos. Em regiões de água doce é muito facilmente

encontradas espécies de algas Cyanophyta, Chlorophyta, Euglenophyta, Chrysophytae

Pyrrophyta (Esteves, 1998). Algas Cyanophyta possui grande interesse ecológico, já que são

responsáveis por causar danos ao meio ambiente aquático. Sant’anna et al, 2006). Numerosos

elementos colaboram para predominância e provável domínio exercício pelas cianofíceas em

sistemas aquáticos. Atributos ecológicos, bioquímicos e fisiológicos, tais como a condição

climática maior que 20°C, nível de luminosidade do local, pH da água na taxa de 6,0 a 9,0 e

pouca ação predatória pelo zooplâncton estas são possibilidades capazes de beneficiar o

crescimento de população de cianofíceas em seu meio ambiente (Rodrigues, 2008).

19

A eutrofização (excesso de matéria orgânica no meio aquático) é um outro

mecanismo de auxílio no crescimento de cianofíceas. Esses seres vivos demonstram seu

desenvolvimento rápido e destacado em corpos d'água eutrofizados. A presença das florações

de cianobactérias acarretam diversos abalos ambientais, comprometendo a qualidade da água

afetando a sobrevivência de peixes e mamíferos aquáticos e tornando-se imprópria ao consumo

humano. Contudo, o impacto mais importante causado neste mecanismo é a liberação de toxinas

por meio desses organismos. Este processo tem relação com o mecanismo de defesa no intuito

de concorrer com outros seres vivos, além do sistema natural de lise celular pertencentes às

cianobactérias e todas as outras algas passam durante seu breve ciclo de vida (Zagatto e

Bertoletti, 2006).

O grupo que possui características mais variadas e em maior abundância entre os

fitoplâncton é a Chlorophyta mesmo em quesitos como nível de espécie, modelo morfológico,

formação reprodutiva. Segundo (Bastos et al. 2006), quando este grupo está presente no

ambiente entende-se que este apresenta-se em boa condição, da via que as espécies de

Chlorophytas possuem bastante sensibilidade as adversidades do ambiente, vindo a ser um

grupo presente somente em meio livre de poluentes. Porém, ao realizar um estudo (Soldatelli e

Schwarzbold 2010), concluíram em lagoas de estabilização a atuação e existência nos

organismos da divisão Chlorophyta, confirmando que mesmo em locais de meio eutrofizados

estes organismos sobrevivem. Demais pesquisadores (Moura et al, 2010; Almeida, 2011)

alegam que mesmo em ambientes de baixa densidade, e eutróficos e hiper eutróficos as

Chlorophytas podem estar presentes, devido ao alto teor de fosforo nesses locais. Assim

conclui-se que a presença de Chlorophytas em um ecossistema aquático não afirma de maneira

isolada sua condição trófica.

As Euglenophyta apresentam flagelos, são seres unicelulares. Calcula-se que

atualmente existem 930 espécies, em 45 gêneros de água doce, demonstram grande taxa de

heterotrofia, habitando águas com abundante matéria orgânica (Esteves, 1998).

Segundo (Almeida 2011), a existência de euglenophytas dar-se por uma forma

praticamente exclusiva a locais que possuem alto teor de matéria orgânica semelhantes aos

eutrofizados.

As Algas Chrysophyta possuem plastídios verde amarelados, apresentam como

atributo mais marcante a existência de clorofila “A” e “C”, a crisolaminarina é a sua reserva

glicídica, incluso neste conjunto, as categorias primordiais no aspecto qualitativo e quantitativo

são as Bacillariophyceae e Chrysophyceae (Esteves, 1998).

20

Pyrrophyta abrangem duas classes: Dinophyceae e Cryptophyceae tendo como

substância de reserva o amido (Esteves,1998).

Chryptophyceae, sabe-se pouca acerca desta classe, constituída por pequeno

conjunto de organismos em águas doces, com cerca de100 espécies e 23 gêneros. Organismos

com prevalência assimétricos, com dois flagelos díspar (Esteves,1998). São importantes na

cadeia trófica dos ecossistemas aquáticos, por não serem tóxicas e de fácil digestão sendo

primordiais para consumidor no meio aquático (Bicudo et al.,2009).

Segundo (Cardoso e Torgan 2007) O Dinophyceae ou dinoflagelados, são

organismos unicelulares assimétricos, existem cerca de 2000 espécies atuais de água doce desta

classe, as quais se distribuem-se aproximadamente em 130 gêneros com um ciclo de vida que

permite habitar o plâncton e o bento, assim como as cianobactérias, estimulam florações

conhecida popularmente por “maré vermelha”, a superfície da água, que se torna laranja ou

avermelha, causada pela superpopulação destes organismos que consomem excesso de

nutrientes disponíveis no meio emitindo toxinas na água, capazes de matar outros animais

(Vidotti e Rollemberg, 2004). A presença de dinoflagelados é evidencia de corpos d’água com

abundante de oxigenação, o que evita sistemas eutróficos (Cardoso e Torgan, 2007).

3.3 ESTUDOS DE ALGAS NA AMAZÔNIA LEGAL

Na Amazônia Legal as pesquisas com fitoplâncton ainda são restritas, apesar de ser

composta mas áreas limites por diversos ecossistemas, tendo como principal característica a

floresta tropical e a opulenta biodiversidade constatada em seus corpos d’água (Melo et

al.,2005).

Ehrenberg, 1843 o pioneiro a pesquisar algas na Amazônia. Nos anos de 90 até

atualmente um total de 66 pesquisas foram realizadas no âmbito da ficologia, taxonomia,

composição florística e ecologia do fitoplâncton por (Melo et al., 2005; Huszar,1994).

Em 1984, Uherkovich identifica um total de 395 novos táxons para a Amazônia,

representado em sua maioria por desmídias, diatomáceas e representantes de outros grupos.

Atualmente, este local não apresenta grandes alterações, pois os estudos realizados ainda

enfatizam, sobretudo, a taxonomia e ecologia desses táxons.

Lagos e inundações caracterizam os ecossistemas aquáticos amazônicos (só na

Amazônia Central somam um total de 8.000 lagos segundo (Melack,1984) grandes rios que

interceptam a região sendo alvo prevalecente das pesquisas efetuadas (Souza et al. 2007)

estudou os lagos de inundações, determinando a diversidade taxonômica, flutuação e espaço-

21

temporal da população de desmídias no Parque Nacional do Jáu–AM identificando um total de

64 táxons distribuídos em três grupos: Gonatozygacea, Closteriaceae e Desmidiaceae. Os

pesquisadores puderam concluir que a riqueza de desmídias varia na escala temporal, o que não

pode ser concluído em termos espaciais, pois não se observou variações entre os sítios de

amostragem.

Em um lago da planície de inundação do Rio Acre-AM, (Uherkoviche Rai 1979),

(Lopes e Bicudo 2003) e (Melo et al. 2004) estudaram a desmidio flórula coletadas as amostras

em Maio/1988 a Junho/1989 identificaram a presença de 98 táxons, dez gêneros e três famílias,

finalizando a pesquisa foi consumado, onde 55 taxons constituíam a primeira citação para o

estado do Amazonas.

(Souza e Melo, 2009) estudaram o lago de inundação de Cutiuaú observando a

flutuação sazonal e interanual da riqueza de espécies de desmídias em vários períodos

hidrológicos entre os anos de 2002 e 2004. Foram identificadas105 espécies distribuídas em

três famílias (Gonatozygaceae, Closteriaceae e Desmidiacea), sendo 23 novas ocorrências para

o Estado do Amazonas.

Tratando-se da flutuação interanual, em 2003 analisou-se que de acordo com o

clima houve aumento no número das espécies Staurastrum e Closterium.

No lago Água Preta localizado na Cidade de Belém-PA (Costa et al. 2010)

analisaram a constituição do fitoplâncton o qual exibiu 106 espécies com maioria de algas

verdes (Charophyta e Chlorophyta), acompanhado de diatomáceas e cianobactérias.

No meio das cianofíceas foram identificadas as Aphanocapsa, Anabaena

Microcystis aeruginosa dois gêneros e uma espécie, produtoras de toxinas. O fitoplâncton do

lago Tupé (AM) foi estudado por (Cronberg 1987); e (Melo et al. 2005).

Pereira, 2009 também identifica e descreve a família Pinnulariacea e (diatomácea)

como também verifica possíveis padrões de variações espaciais e temporais da riqueza e

composição do fitoplâncton. O estudo nos anos (2002-2004) determinou 70 táxons distribuídos

em dois gêneros: Pinnularia; Caloneis e 70 espécies.

No Brasil, principalmente na Amazônia as pesquisas são insuficientes, somente as

descritas por (Fisher 1978), (Traine Rodrigues, 1998), (Lobo Torgan, 1988) e (Domitrovic,

2002). Os rios que compõem a bacia amazônica foram pesquisados por Oliveira, 2007, em

várias linhas da ecologia. (Schmidt, 1969) foi pioneiro a pesquisar no Rio Solimões comunidade

fitoplanctônica, hoje pesquisas de (Núñes-Avellaneda e Duque, 2000), (Ferrari et al. 2007),

(Aprille e Mera, 2007) e (Monteiro et al. 2009) contribuem para o conhecimento da

biodiversidade de algas em rios amazônicos.

22

Os pesquisadores identificaram um total de 147 táxons, sendo 136 em nível

específico, distribuídos em seis divisões: Chlorophyta, Chromophyta, Euglenophyta,

Cyanophyta, Rhodophyta e Pyrrophyta. (Ferrari et al. 2007) realizaram um estudo florístico e

taxonômico a cerca de Eunotiaceae em rios da Amazônia central. 29 espécies foram

identificadas, sendo 23 pertencentes ao gênero Eunotia e seis ao gênero Actinella. (Monteiro et

al. 2009) verificaram a composição e a distribuição do micro fitoplâncton do Rio Guamá no

Estado do Pará.

A composição do fitoplâncton foi formada por 85 táxons pertencentes à Dinophyta,

Cyanophyta Chlorophyta e Bacillariophyta no qual a espécie mais presente Aulacoseira

granulata. (SÁ et al. 2010) identificaram a ocorrência de uma floração de cianobactérias tóxicas

na margem direita do Rio Tapajós em Santarém, Pará. As florações foram causadas pela

proliferação de algas dos gêneros Anabaena e Microcystis. PEREIRA et al. (2012)

identificaram espécies de Pinnularia no Rio Negro, bem como a sua distribuição temporal.

Foram identificadas onze espécies e quatro variedades. Dentre estas, P. sterrenburgiivar.

sterrenburgiie P. subgibbavar. Capitata foram registradas como novas ocorrências para o Rio

Negro.

Os estuários Amazônicos são focos de pesquisa mais ainda tímidas na região.

(Cardoso, 2009) estudou a comunidade microfitoplanctônica e a sua relação com os parâmetros

físico-químicos da água do estuário do Rio Guajara-Mirim (Pará).

Foram registrados 78 táxons pertencentes às divisões Bacillariophyta, Chlorophyta,

Cyanophyta, Dinophyta, e Ochrophyta, sendo que as diatomáceas apresentaram-se

predominante em número de espécies, frequência e densidade. Verificou-se, ainda, que os

parâmetros físico-químicos da água variaram sazonalmente, principalmente, no período de

maré vazante, influenciando diretamente na densidade das espécies.

Paiva et al. 2006 avaliou a composição, biomassa e ecologia do fitoplâncton da baia

do Guajará, localizado no domínio do Estuário do Rio Pará (Pará). Neste estudo, mais uma vez

as diatomáceas foram as mais expressivas, seguidas pelas clorofíceas.

Costa, 2010 objetivou analisar a composição do microfitoplâncton do estuário do

Rio Curuça, assim como a sua variação nictimeral e a relação desta com os parâmetros

limnológicos. Foram registrados 170táxons, majoritariamente, pertencentes a Divisão

Bacillariophyta (149), a qual apresentou, também, predominância em frequência de ocorrência

e densidade. Os parâmetros ambientais, apesar de não apresentarem elevada variação

ambiental, influenciaram na composição e densidade do fitoplâncton.

23

Acrescentamos a estas pesquisas as de (Moreira-Filho et al. 1974), Paiva, 1991 e

(Santana 2004) que reuni em áreas como a foz do rio Amazonas, rio Guamá, baía do Guajará,

rio Curuçá e rio Caeté e áreas adjacentes (CARDOSO, 2009). Contudo os estuarios amazônicos

ainda são desprovidos de números significativos de pesquisas que possam expressar sua

biodiversidade, impossibilitando assim o conhecimento da ficoflórula de tais ecossistemas na

região.

3.4 ESTUDOS DE ALGAS NO AMAPÁ

Em 1963 foi desenvolvido por Förster no Rio Oiapoque–AP, o primeiro estudo com

fitoplâncton onde identificou cinco espécies de desmídias que caracterizou como novas

variedades sendo elas: Desmidium laticeps fac. 4-radiata, Desmidium laticeps fac. 5-radiata,

Euastrum laticep sf. evolutum, Cosmarium pseudomagnificum f. Brasiliense e Closterium

pseudo lúnula var concavum.

Com propósito de avaliar a composição do fitoplâncton (Dias, 2007) realizou

estudo na Reserva Biológica do Lago Piratuba, na planície do Rio Araguari, região costeira do

estado do Amapá onde identificou 178 táxons divididos em 83 gêneros e nove classes

taxonômicas: Cyanophyceae, Crysophyceae, Xantophyceae, Bacillariophyceae,

Cryptophyceae, Dinophyceae, Euglenoohyceae, Chlorophyceae e Zygnemaphyceae.

As cianofíceas prevalesceram em riqueza com percentual de (28 %), clorofíceas (27

%) e diatomáceas (20 %).

Em Oliveira, 2007 qualificou o fitoplancto do rio Araguari em dois períodos (seca

e chuvoso) identificados 112 táxons com primazia da classe Chlorophyceae, com 52táxons.

Os organismos mais presentes foram: Synechocystiscf. aquatilis,

Synechococuselongatus, Lobopheraeropsis pyrenoidosa, Chroomonas

nordstedtii,Cryptomonas erosa e C. marsonii.

Outas pesquisas realizadas no Amapá são os de (Souza e Melo, 2011) e (Cunha,

2012). Realizaram um levantamento taxonômico dos gêneros Staurastrum, Staurodesmus e

Xantidium no Lago Novo. Um total de 35 táxons registrado, descrito e ilustrado, sendo 23 do

gênero Staurastrum, sete Staurodesmus e cinco Xantidium.

Ao fim do estudo, todos os táxons identificados foram considerados os primeiros à

serem identificados do estado do Amapá. (Cunha, 2012) estudou a composição florística,

quantificação e dinâmica espaço-temporal do fitoplâncton dos rios Falsino e Araguari.

24

Cento e oitenta e cinco táxons foram identificados, 49 em nível genérico e 136 em

nível específico. A divisão chlorophyta apresentou o maior número de táxons. Dentre as

espécies identificadas encontram-se: Ankistrodesmusdensus, A. fusiformes, Eudorinaelegans,

Pediastrum duplex, Scenedesmus acuminatus, Closterium diane, entre outros. Ao fim do estudo

verificou-se 174 novas ocorrências para o estado do Amapá. Silveira (1997), estuda a

composição floristica associada a variáveis em dois transectos do Rio Amazonas rios Falsino e

Araguari identificando 185 táxons onde verificou 174 ocorrências para o estado do Amapá.

No momento estas pesquisas relatadas são os únicos registros de pesquisas

ficológicas para o estado do Amapá. A variedade biológica do fitoplâncton no Amapá ainda é

escasso, precisamos de obras para ocupar este vazio. Segundo (Brito, 2008; Cunha, 2012). Se

faz necessário o conhecimento da biodiversidade por ser o estado com maior área preservada

para subsidiar os mecanismos de conservação e preservação frente a processos antrópicos e

naturais, como também prover para o conhecimento da biodiversidade da Amazônia e, assim,

do Brasil, que constitui 25% dos organismos fitoplanctônicos encontrados no mundo

(Agostinho et al., 2005).

3.5 INFLUÊNCIAS ABIOTICAS NA COMPOSIÇÃO DO FITOPLÂNCTON

A constituição do fitoplancton é relacionada a circunstancias do ambiente aquático.

De acordo com Brandini (1982,1985) e (Santos-Fernandes et al. 1998) o crescimento da

população de fitoplancton está diretamente ligada com a execução e constituição físico-química

dos corpos d’agua, exclusivamente a sua norma de circulação, seu aporte de nutrientes a medida

da região eufotica, e a pluviosidade, que são incorporados pelo fitoplancton e outros geradores

encontrados no meio (Leão, 2004).

Dentre as causas que podem induzir no aumento, podemos indicar o pH,

luminosidade, presença de contaminantes, temperatura, aeração, presença de micronutrientes,

fonte de nitrogênio, tipo de biorreator, tempo do inóculo, densidade populacional.

As algas são responsáveis por inúmeras acoes no ambiente aquático que estão

relacionados com processos dos constituintes químicos do meio. As algas assimilam a energia

solar em biomassa, as algas diluem na agua o oxigênio que criam e que e utilizado pelos outros

seres e estão presentes na mineralização e no ciclo dos elementos químicos. Depois que morrem

os componentes químicos são dissolvidos e voltam ao ciclo outra vez (Vidotti e Rollemberg,

2004).

25

As funções vistas anteriormente são estabelecidas por vários fatores ambientais e

rapidamente influenciam a estruturação de sua população. A temperatura é um fator indicativo

para a condição térmica da agua.

Sua verificação torna-se importante, da via que possuem ligação com efeitos que

podem influenciar nas reações químicas da agua como também a vida aquática.

O meio ambiente pode sofre modificações com o seu aumento, tais como a

mudança de velocidade das reações químicas, a diminuição da solubilidade dos gases, e maior

solubilidade dos sais. Contudo a condição mais importante dos problemas relacionados a

temperatura elevada e a queda da solubilidade de oxigênio disperso na agua, prejudicando

reações químicas que são dependentes dessas características, acarretando assim no aumento de

mortes dos seres dependestes daquele ambiente. E sua diminuição resulta no desenvolvimento

de plantas, algas e fungos, trazendo danos, tais como a eutrofização e nitrificação do meio

aquático (Brito, 2008). Comprovado por (Cunha, 2000) que ação da temperatura influência

produção de oxigênio, fotossíntese e algas (Matsuzaki et al. 2004) reafirma que elevação da

temperatura produz abundância de espécies devido ao aumento de atividade metabólica dos

microorganismos.

Importante também o nível de hidrogênio livre da solução (pH), podendo variar em

concentração de 0 a 14(menor 7–meio ácido; maior 7–meio alcalino; igual 7–meio neutro) são

relativos à presença de sólidos e gases dissolvidos, que supostamente provém da decomposição

de rochas, absorção e transmissão de gases da atmosfera, oxidação da matéria orgânica, reações

de fotossíntese e, também, pela descarga indiscriminada de efluentes (Brito, 2008; Bárbara,

2006).

A variabilidade do pH na maior parte dos seres aquáticos é entre 6 e 8. Em um meio

ambiente onde os valores do pH são pequenos apresentam muito presença de ácidos orgânicos.

Pode-se encontrar ácido sulfúrico, nítrico, oxálico, acético e também ácido carbônico,

desenvolvido geralmente pela ação metabólica dos microrganismos aquáticos (Lima, 2001).

Desse modo, o nível de pH mostra-se diferenciado para cada tipo de rio, ocorrendo

uma variância espacial e temporal, assim sofre extrema influência do meio (Bárbara, 2006).

Segundo (Carvalho, 2003) as populações aquáticas são capazes de agir de modo

direto nos níveis de pH, através da absorção de CO2 no processo de fotossíntese. Assim

compreende que as algas ao realizarem o sistema de fotossíntese, podem acarretar no nível de

pH aumentar fazendo com que transforme o meio em um local propício a florações.

26

Acontecendo essa série de ações o pH da água torna-se aproximadamente 11, ou

seja um meio básico floração de cianobactérias relaciona-se a níveis de pH alto, devido aos

níveis menores induzirem o crescimento de seres eucarióticos. (Bicudo et al.,1999).

3.5.1 Temperatura

Um dos primordiais elementos para a propagação dos organismos vivos é a

temperatura que além de atuar nas taxas de reações celulares, influencia também a

natureza do metabolismo, a concentração de biomassa, as utilidades de alimentos e a

estruturação orgânica (Faintuch, 1989).

Dois fatores são agentes causador pelo efeito da temperatura na disseminação e

na atividade da biomassa. A temperatura tem atividade na estruturação dos lipídios e

proteínas celulares e também tem relação dos coeficientes cinéticos com a temperatura, de

quem as ativações das reações de energia dependem.

Segundo (Fox,1996) a temperatura ideal para o cultivo de microalgas está entre

35ºC e 37ºC. Para (Sakai et al. 1995) algumas algas como a Chlorella sp., podem resistir uma

temperatura de até 42 ºC.

3.5.2 Potencial Hidrogeniônico (pH)

O potencial hidogeniônico tem destaque predominante nos cultivos algais por

determinar a solubilidade dos minerais e dióxido de carbono o qual tem atividade direta ou

indireta no metabolismo das cianobactérias.

Segundo (Becker et al., 1988). O pH é dependente de fatores como: Composição

e capacidade tamponante do meio, quantidade de dióxido de carbono dissolvido, temperatura

(que determina a solubilidade do CO2) e atividade metabólica das células. (Grima et al., 1999)

afirma que o consumo de substratos, solubilização de dióxido de carbono à degradação de

metabólitos produz a variação do pH em culturas de microalgas.

As formas como o CO2 ocorrem (H2CO3, HCO3 -1

ou CO3 -

²) é devido a

influência do potencial hidrogeniônico da água (Richmond, 1995).

27

3.5.3 Luminosidade nos Cultivos

Segundo (Carioca e Arora, 1984) radiações fotossinteticamente ativas uteis aos

vegetais localizam-se nas faixas de aproveitamento de 400 e 700 nm de radiações luminosas

que correspondem a 50 % da radiação solar e corresponde e se situa numa faixa de

intensidade de 800 a 1.000 W.m².

Usando câmara de iluminação continua com 1300 lux (Kotzabasis et al. 1999)

cultivaram microalga com impacto positivo na qualidade de produção de biomassa.

3.5.4 Aeração nos Cultivos

A aeração é um processo mecânico, no qual se eleva a oferta de oxigênio dissolvido

em um meio de cultura ( Fast e Boyd, 1992) afirmam que a aeração mecânica se faz

necessária, durante a noite, devido à alta taxa de respiração das microalgas. Quando as

microalgas estão envelhecidas ou enfermas fase em que a produção de oxigênio é insuficiente

com alto risco de morte de toda a biomassa; durante a carência de luz, visto que a radiação

artificial, diminui a produção de oxigênio por inibição da fotossíntese.

A aeração é um fator muito relevante para a homogeneização dos nutrientes e

para que as microalgas não formem depósito no fundo do recipiente ou estratificação. Em

cultivos comerciais é aconselhado a injeção de CO2 para auxiliar no processo de

fotossíntese.

A concentração de oxigênio nos reservatórios de cultura atuar como parâmetro

para se monitorar a atividade fotossintética das microalgas, assim sendo quando se aumenta

a atividade fotossintética a concentração de oxigênio pode aumentar, inibindo o processo da

fotossíntese, favorecendo a fotoxidação (Richmond, 1995).

(Faintuch, 1989). Afirma que a fotoxidação pode ocasionar malefícios a

morfologia células, causando morte da cultura em estudo.

(Colla et al., 2002). Esclarece que aeração nos cultivos assegura uma difusão

efetiva dos nutrientes, um auxilio parcial de CO2 inorgânico, estabilidade do pH e o cultivo

uniformemente distribuído em suspensão celular.

Estes mesmos autores afirmam que aeração não é necessária em cultivos com

volume menor que 1000 ml, somente uma agitação manual diariamente é o suficiente, porém

28

nos cultivos comerciais é prudente aeração na fase de indução, ou seja dois dias depois da

inoculação.

(Boyd; Martinson, 1984) Afirmam que aeração evita a estratificação térmica,

distribuindo as substâncias em suspensão por todo o cultivo evitando o acúmulo de matéria

orgânica no fundo do biorreator.

3.5.5 Nutrientes para o crescimento de microalgas

A multiplicação das microalgas está associada às condições de cultivo, o meio

preparado para o cultivo influencia diretamente no crescimento celular, bem como na

composição química da microalga que está em estudo.

Os macronutrientes necessários são carbono, nitrogênio, fosfato, sais de

magnésio, potássio e cálcio. Micronutrientes como manganês e cobalto atuam beneficamente

em suas atividades básicas.

Segundo (Lima et al., 1999), os carboidratos fontes energéticas primordial,

dióxido de carbono contribui para o aumento fotossintético e autotrófico das algas. Em cultivos

com fim comercial a adição de CO2 é imprescindível, pois o percentual de CO2 no ar é de

0,03% .

(Radmann et al., 2004) Afirma que o nitrogênio varia de 1 a 10 % em peso seco e

compostos nitrogenados, orgânicos e inorgânicos, são utilizados como fonte de nitrogênio para

o cultivo de microalgas. Afirma (Reinehr, 2003). Que na síntese proteica o microorganismo

absorve nitrogênio e sua carência causa diminuição de aminoácidos portanto, do teor protéico.

3.6 FOTOBIORREATORES PARA CULTIVO DE MICROALGAS

Para o cultivo de microalgas se tem grande variedades de biorreatores, podendo

ser em forma de tanques abertos pequeno e biorreator aberto em tanque grande e biorreatores

fechados como em erlenmeyer e biorreator cilíndrico como provetas.

Os tipos e leiaute dos biorreatores para cultivo em escala comercial de microalgas

representam um acerto entre os custos da aplicação do capital em relação aos retornos

esperados e também entre a labuta para a definição de boas condições para a aquisição

máxima de produtividade (Colla et al., 2002).

29

Fotobiorreatores fechados em forma tubular, cônico helicoidal comumente usados

em trabalhos realizados por (Sato et al., 2005) testaram o cultivo de microalgas e obtiveram

produtividade de 0.68g/L/dia ou 21.5g/m2/dia de peso seco com iluminação de 12 horas por

dia com Chlorella sp.

Nos anos 60 no Japão e Taiwan foram utilizados tanques circulares com pás

giratórias no centro para o cultivo de microalgas cujo cultivos economicamente inviáveis por

ser de alto consumo de energia para a agitação contínua (Richmond, 1995).

A ideia dos sistemas basea-se em reduzir a trilha da luz e ampliar o caminho

disponível para cada célula, apresentam os valores de operação em modos contínuos

(Borowitzka, 1999).

(Tredici, 2004) afirma que cultivos desenvolvidos em sistemas fechado de forma

achatada ou em serpentinas, espirais ou cilindros, criado com tubos de plástico, vidro ou

policarbonato, é possível monitorar quantidade dos nutrientes, temperatura, iluminação, pH

levando a produtividade possibilitando produção em alta escala compostos de alto valor

nutricional.

30

4 MATERIAIS E MÉTODOS

4.1. LOCAL DE COLETA

No referido estudo as coletas foram realizadas no período de Março/2013 a

Julho/2014 quando se fez necessário a obtenção de material biológico para cultivo. Foram

amostradas três áreas que compreendem as Lagoa dos Índios (Figura 1 e 2), Lagoa de Santa

Clara (Figura 3e 4) e Pesque – Pague da Fazendinha.

As coletadas foram feitas durante horário matutino por volta das 8:00 hs com o

auxílio de uma rede de fitoplâncton com abertura de malha na ordem de 20 µm em um ponto

(Figura 1). Situado às margens da ponte da rodovia Duca Serra que foi denominado Ponto 1

este apresenta no local aproximadamente 4 m de profundidade no período chuvoso e 2 m no

período de estiagem (julho a dezembro), sendo de água doce, transparente e fundo escuro com

predominância das macrófitas e raízes da vegetação marginal.

A marcação destes pontos de coleta foi determinada com o auxílio de GPS – modelo

GARMIN ETREX -3D, no formato UTM.

Figura 1: Representação da área de estudo Lagoa dos Índios Ponto (1) Macapá – AP.

Fonte: Google earth

31

A Lagoa dos Índios tem extensão aproximadamente de 11km na porção oeste da

Cidade de Macapá, ligando-se à Bacia do Igarapé da Fortaleza por meio de vários canais e

córregos, atuando com equilíbrio entre águas fluviais e pluviais no período das chuvas,

ocasionando a descarga das águas que é o encontro do igarapé com Rio Amazonas, além de

permitir a circulação de nutrientes ao ecossistema (Takiyama, Silva, 2004), apresentando uma

vegetação variada em terra firme composta por espécies nativas (Maciel, 2001). Nas áreas

longamente inundadas, predominam as Thaliageniculata, Eleocharismutata; E.intertictia

(Maciel, 2001; Tavares, 2008).

No espelho d’água, as vegetações se encontram submersas com folhas flutuadoras

ou emergentes, ocupando quase todo o espaço (Tavares, 2008).

De acordo com (Gama e Halboth, 2004) a vegetação reveste a superfície da Lagoa

simultaneamente com algas, tornando o ambiente mais imuni ao ingresso de grandes animais,

adotado como abrigo e sendo um local propício ao desenvolvimento e reprodução da fauna e

flora aquática.

A Lagoa dos Índios, apresenta um clima Amazônico, com período de menor

precipitação pluviométrica (menos chuvoso-julho a dezembro) baixo, quase seco, e de maior

pluviosidade (mais chuvoso–janeiro a junho). Geralmente nos meses de março, abril e maio é

que ocorrem as maiores precipitações e o terreno é alagado, com o nível da água variando de

muito alto na época de mais chuvas, (Tavares, 2008).

Figura 2: Representação da área de estudo Lagoa dos Índios

Fonte: Google earth

32

Figura 3: A área de estudo Lagoa de Santa Clara

Fonte: Google earth

Figura 4: A área de estudo lagoa de Santa Clara Macapá – AP.

Fonte: Google earth

Os estudos de microalgas e cianobactérias apresentam-se pouco explorados, onde

comumente os estudos são voltados para microorganismos. (Gonçalves, 2009).

Os locais de amostragem escolhida e classificação dos sítios e suas coordenadas

podem ser observadas na Tabela 1.

33

Tabela 1: Locais de amostragem e suas coordenadas geográficas

Fonte: GARMIN ETREX -3D, no formato UTM

4.2. COLETA DE MATERIAL FITOPLANCTÔNICO

No ato de cada coleta passou-se a rede várias vezes na camada superficial (25-30cm

superficiais) do espelho d’água (Figura5), até obter quantidade consistente de material. Esta

quantidade foi estimada visualizando o aglomerado de variadas colorações indo de esverdeada

a castanho-esverdeada que se concentrava no fundo do frasco de coleta, anexado à rede. Este

bloco de textura mucosa é, em geral, rico em algas (Faustino, 2006).

Como não há preocupação sazonal, as coletas foram realizadas sempre que se fez

necessária a obtenção de material para o cultivo, porém estas coletas não excederam um ano.

Para o material destinado à análise qualitativa do fitoplâncton, foi coletado um

volume igual a 150 ml, o qual foi acondicionado em frascos de vidro com um volume de 300

ml.

Figura 6: Margens da Lagoa de Santa Clara denominado Ponto 2 em período chuvoso (janeiro a junho)

Fonte: Acervo pessoal

Local de amostragem Zona Sitio LATITUDE LONGITUDE

Margem direita da Lagoa Sta Clara 22N P1 S 483080.961 W 51 05.511

Margem direita da Lagoa dos

Indios

22N P2 S 487615.981 W 37 79.803

Tanque Pesque - Pague ----- --- ----------------- -------------

34

O segundo ponto (Figura 7) localiza-se no interior da Lagoa de Santa Clara, Ponto

2, que possui águas rasas claras e límpidas, podendo chegar a 4m na estação mais chuvosa e

secar durante a estação amena, em que observa a vegetação com um aumento de matéria

orgânica e presença de folhas e galhos. Em cada sitio de coleta foram efetuadas medições in

situ para a análise dos parâmetros físico-químicos (temperatura e pH). A medida da temperatura

foi realizada com o auxílio de um termômetro(Orion290Aplus).

Os erlemeyers foram inoculados em capela de fluxo laminar marca: Pachane e

depois foram transferidos para o laboratório de cultivo com controle de temperatura (26ºC) e

fotoperíodo de 12hs com intensidade luminosa de 1200 Lux, fornecida por duas lâmpadas

fluorescentes de 40W ideal para o crescimento de microalgas.

O potencial hidrogeniônico, foi verificado in locu com o auxílio de um pHmetro da

Thermo Scientific, modelo Orion3 inserido na coluna d’água para determinação de seus níveis.

A marcação destes pontos de coleta foi determinada com o auxílio de GPS –

modelo GARMIN ETREX -3D, no formato UTM.

4.3 PRESERVAÇÃO DO MATERIAL FITOPLANCTÔNICO

Material biológico destinados a cultura, foram depositados em recipientes de vidro

resistentes e etiquetados com capacidade de 300ml e com cerca de ¼ de água do próprio

ambiente que foram acondicionados em caixas térmicas com gelo para o transporte até o

Laboratório de Cultivo de Microalgas do curso de Farmácia da Universidade Federal do Amapá

(UNIFAP), onde foram analisadas ao microscópio óptico modelo (QUIMIS TRINOCULAR

INVRTIDO Q7730TIAE31F) para identificação das espécies. A amostra de fitoplâncton foi

enriquecida e deixada em luz contínua durante uma semana com a finalidade de aumento da

concentração dos fitoplânctons presentes no material coletado.

Uma alíquota de aproximadamente 1ml foi colocada em placa de Kline para a

identificação e isolamento das espécies.

Após uma semana, procedeu-se ao processo de isolamento das espécies. Foi

escolhida a técnica do isolamento em placa (Guerrero III & Vsillegas, 1982).

Esta técnica consiste em preparar o ágar-ágar na concentração de 1,5%, onde é

aquecido, para que seja dissolvido, e acondicionado em placas de petri, até que ocorra a

solidificação o que ocorre após o esfriamento. Uma alíquota do fitoplânctons é colocada na

placa, espalhada sobre a superfície do meio com uma alça de platina esterilizada descartável.

35

Após uma semana apareceram as colônias mono-específicas de cianobactérias,

retirou- se e colocou se uma colônia em cada proveta contendo os meios de cultura. A

avaliação do material em crescimento foi feita com o auxílio de um microscópio de luz modelo

(QUIMIS TRINOCULAR INVRTIDO Q7730TIAE31F).

Após o isolamento as microalgas isoladas foram colocadas em provetas de 250ml

com 20 ml dos respectivos meios e de água destilada para cultivo que foi escolhida como

controle. Cada grupo de algas possui necessidades diferenciadas de nitrogênio e fósforo

conforme ambiente que se encontra. Todas as provetas foram submetidas à iluminação e

aeração constantes. As culturas foram avaliadas diariamente ao microscópio de luz modelo

(QUIMIS TRINOCULAR INVRTIDO Q7730TIAE31F) para se verificar se houve

contaminação por outros agentes que podem afetar o crescimento das algas como fungos e

bactérias.

Passados quinze dias, as culturas que apresentaram aumento de biomassa, foram

transportadas para recipientes maiores, erlenmeyers de 1000 ml, que contiveram 400 ml da

solução para cultivo escolhida, mantendo-se a aeração e iluminação constantes. Os recipientes

foram devidamente esterilizados para que não houvesse interferência de outros micro-

organismos no cultivo.

4.4 INÍCIO DOS EXPERIMENTOS

Todo o trabalho experimental ocorreu nas instalações dos Laboratório de

microbiologia e de cultivo de microalgas do Curso de Farmácia da Universidade Federal do

Amapá - UNIFAP.

4.5 MICROALGAS E MEIO DE CULTIVO

As microalgas utilizadas neste estudo foram isoladas da lagoa dos Índios, da

lagoa de Santa Clara e tanques do Pesque-pague da Fazendinha, em Macapá-AP.

Os meios de cultura BG-11(RIPPKA, 1979), ASN-1(GORHAM et al., 1964),

MN (CASTENHOLZ, 1988), BG11(modificado), e Meio Água de Coco exceto a (Água de

Coco) que foi ultrafiltrada com membrana de 0,22µm, foram esterilizados em autoclave

durante 15 minutos a 121ºC.

36

As microalgas oriundas do isolamento, foram feitos os cultivos das diferentes

espécies obtidas para avaliar os seus desempenhos. Empregou-se o método de avaliação da

densidade celular do meio com auxílio de uma câmara de Neubauer.

4.6 PREPARAÇÃO DA VIDRARIA

Todo o material utilizado foi lavado previamente com água e extran,

posteriormente enxaguado com água destilada, seco em estufa e autoclavado a 121 ºC por 15

minutos. Os frascos utilizados nos cultivos foram vedados com algodão, recobertos com papel

para a esterilização e novamente levados à estufa para completa secagem. Foram utilizados

ainda mangueiras de silicone, algodão, barbante, parafilm, gaze, pipeta, papel alumínio, placa

de petri, câmara de Neubauer e papel Kraft.

4.7 PREPARO DO INÓCULO

Para a manutenção e propagação das cianobactérias utilizadas como inóculos

(controle) utilizaram-se cultivos de microalgas em meio BG-11(RIPPKA, 1979) na fase

exponencial de crescimento.

Após a esterilização dos frascos já preparados iniciou-se o cultivo destas

microalgas depois de cultivadas no meio BG-11(RIPPKA, 1979) utilizado como

padrão(controle), foram inoculadas em diferentes meios e concentrações de pH, com e sem

antimicrobiano (cicloheximida).

Após os resultados preliminares com o primeiro experimento, adaptou-se as

microalgas em um segundo experimento contendo 20% dos meios ASN-1(Gorham et al.,

1964), MN (CASTENHOLZ, 1988), BG11(modificado), e Meio com Água de Coco durante

um cultivo de 14 dias o qual foram utilizadas como inóculo Controle para os experimentos

seguintes as microalgas cultivadas no primeiro experimento. Adotaram-se nos novos

experimentos diferentes concentrações de pH com e sem antimicrobiano.

A manutenção do inóculo (controle) foi realizada em frascos de Erlenmeyer de

500 mL providos de aeração através de bombas de ar, mantidos em estantes sem fotoperíodo

uma temperatura de 26° C.

37

4.8 COMPOSIÇÃO DOS MEIOS DE CULTIVO

Os meios foram preparados e armazenados em frascos de vidro de 250 mL,

estocados em freezer (8ºC), para melhor conservação de sua composição.

A composição físico-química do meio controle BG -11 (RIPPKA, 1979), ASN-

1(Gorham et al., 1964), MN (CASTENHOLZ, 1988), BG -11(modificado), e Meio com

Água de Coco são apresentadas nas (TABELAS 2,3,4,5, e 6). Foram avaliadas como os demais

meios

Tabela 2 – Composição do Meio BG -11 (RIPPKA, 1979)

Composição Estoque (g/l) Volume/L (ml) Cf (g/l)

NaNO3 150 10 1,5

K2HPO4 40 1 0,04

MgSO4.7H2O 75 1 0,075

CaCl2.2H2O 36 1 0,036

Ácido cítrico 6 1 0,006

Citrato de amônio férrico 6 1 0,006

Na2EDTA 1 1 0,001

*Micronutrientes - 1 -

Carbonato de sódio 20 1 0,02

Fonte: Manual de Cultivo de Cianobacterias - Luiz Fernando Cybis; Maria Mercedes Bendati; Carmem

Rosalia Marodin Maizonave; Vera Regina Werner; Carolina Davila Domingues.

*Solução de Micronutrientes: Composição g/l

H3BO3 2,86

MnCl.4H2O 1,81

ZnSO4.7H2O 0,222

Na2MoO4.2H2O 0,39

CuSO4.5H2O 0,079

Co(NO3) 2.6H2O 0,049

Completar para 1L com água destilada. Autoclavar.

Para meio sólido adicionar ágar 0,8%.

Para meio sem nitrogênio (BG-110), não colocar NaNO3.

Nota: Se fizer aeração com CO2, deve-se adicionar 1 M HEPES, pH 8,0 numa concentração final de 10 a 20

mM (ou seja, 10 a 20 ml por litro).

38

Tabela 3 – Composição do Meio ASN-1(Gorham et al., 1964)

Composição Solução estoque (g.L-1) mL.L-1 meio 1 NaNO3 8,500 20,0

2 MgCl2.6H2O 2,050 20,0

MgSO4.7H2O 2,450

CaCl2.2H2O 1,450

3 K2HPO4 4,350 2,0

Na2HPO4.12H2O 8,700

4 H3BO3 12,40 0,1

MnCl2.4H2O 6,950

FeCl3.6H2O 5,400

ZnCl2 1,675

CoCl2.6H2O 0,095

CuCl2 0,007

5 EDTA.Na2 9,300 0,4

Fonte: Manual de Cultivo de Cianobacterias - Luiz Fernando Cybis; Maria Mercedes Bendati; Carmem Rosalia

Marodin Maizonave; Vera Regina Werner; Carolina Davila Domingues.

Tabela 4 – Composição do Meio MN (CASTENHOLZ, 1988)

Componentes Concentração Final no meio (g/L) 1.NaNO3 0,75

2.K2HPO4.3H2O 0,02

3.MgSO4.7H2O 0,038

4.CaCl2.2H2O 0,018

5.Ácido Cítrico 0,003

6.Citrato de Amônio Férrico 0,003

7.Na2EDTA 0,0005

8.Na2CO3 0,02

12. Micronutrientes 1 Ml

13. Água marinha -

Solução de Micronutrientes Quantidade

H3BO3 2,86 g/l

MnCl2.4H2O 1,81 g/l

ZnSO4.7H2O 0,222 g/l

Na2Mo4.2H2O 0,39 g/l

CuSO4.5H2O 0,079 g/l

Co(NO3) 2.6H2O 0,049 g/l


Marodin Maizonave; Vera Regina Werner; Carolina Davila Domingues. Completar o volume com H2O deionizada para 1 L.

Autoclavar e ajustar o pH após autoclavagem e esfriamento: 8,3

Notas: Se fizer aeração com CO2, deve-se adicionar 1 M HEPES, pH 8,0 numa concentração final de 10 a 20

Mm (ou seja, 10 a 20 ml por litro).

39

Tabela 5 – Composição do Meio Maués

Composição Estoque (g/l) Volume/L (ml) Cf (g/l) H3BO 150 10 1,5

Na2HPO4 40 1 0,04

MgSO4.7H2O 75 1 0,075

CaCl2.2H2O 36 1 0,036

Ácido cítrico 6 1 0,006

Citrato de amônio férrico 6 1 0,006

Na2EDTA 1 1 0,001

ZnSO4.7H2O 1 1 0,222

Carbonato de sódio 20 1 0,02

MnCl2.4H2O 1 1 1,81

FeSO4.7H2O 1 1 0,02

Fonte: Acervo pessoal Tabela 6– Composição do Meio com Água de Coco como nutrientes

Composição Quantidade

Água de coco 200 mL

Água destilada 200 mL

Ágar 4g (1% g/v)

Antimicrobiano ciclohexamida 5mg/100mL (5%g/v) Fonte: Acervo pessoal

Nesta metodologia foi utilizada uma fonte natural de enriquecimento para o preparo

do meio de cultura: a água de Cocos nucifera. E para a garantia de esterilização da fonte

enriquecedora foi realizada a ultra filtração a vácuo (VAKUUM FILTRATION SSYSTEM

250µL 1STK PES MEMBRANE 0,22µm) onde o mesmo contém uma membrana de 0,22µm.

Posteriormente o filtrado foi levado a capela de fluxo laminar marca: Pachane, onde

sucedeu-se o preparo do meio de cultivo e plaqueamento das amostras. Acima temos a tabela

da composição utilizada (Tabela 6).

São preparadas as soluções que compõem o meio com concentração 100:1 que

são suficientes para um período aproximado de 12 meses e são armazenadas em frascos

erlenmeyer 250ml e levadas para o freezer, onde permanecem congeladas até o momento

de uso.

A partir das soluções estoque é preparado o meio concentrado que produzirá 20

L de meio para uso imediato, onde o meio concentrado é descongelado e em seguida é diluído

em água deionizada.

Estes compostos são diluídos em 1.000 ml de água deionizada e as soluções

formadas são armazenadas no freezer em frascos plásticos.

40

Adicionar as soluções acima sequêncialmente, do (1 ao 9) especialmente os dois

primeiros porque do contrário o ferro precipita, em um Erlenmeyer com volume suficiente para

a agitação do meio (utilizar agitador magnético). Feito isto, é preciso ajustar o pH da solução

que deve ser 7,4, adicionando HCl (ácido clorídrico) 1M para acidificar o meio e NaOH

(hidróxido de sódio) 1M para elevar o pH. Seguidas todas as etapas, o meio de cultura

concentrado é guardado no freezer até ser diluído para uso.

Deve-se descongelar o meio BG-11(RIPPKA, 1979) concentrado e acrescentar

água deionizada dependendo da quantidade a ser utilizada. É importante lembrar que a água

deionizada não pode ser estocada, pois perde sua validade de ser isenta de sais. Portanto, deve-

se recolher a água apenas no momento de uso. Adicionada à água e completando o volume de

Para cada solução (A, B, C e D) os compostos são diluídos em 1.000 mL de água

deionizada e armazenados no freezer em frascos plásticos.

4.9 PROCE DI MENTO MEIO S Ó LI DO

Para o preparo do meio sólido, deve-se pesar 10g de ágar para cada 1.000 mL de

meio de cultura. Para dissolver a mistura foi utilizado o método de autoclavagem.

4.9.1 Procedimento Meio Líquido e Sólido com Cicloheximida

4.9.1.1 Meio líquido

A quantidade de cicloheximida indicada no método é de 75 mg/L-1. Para preparar o

meio líquido, deve-se dissolver o meio concentrado normalmente, autoclavar e deixar que esfrie

até aproximadamente 50°C. Isso é importante, pois a cicloheximida perde atividade acima desta

temperatura. Em seguida, o antimicrobiano deve ser adicionado ao meio. Procedimento

realizado dentro da câmara de fluxo laminar, para evitar contaminação conforme figura 15

abaixo.

41

Tabela 7 – Composição do Meio Líquido e Sólido com Antimicrobiano

Quantidade de meio diluído (ml) Quantidade de Cicloheximida (g)

1000 0,05

500 0,025

300 0,015

100 0,005


Marodin Maizonave; Vera Regina Werner; Carolina Davila Domingues.

4.9.1.2 Meio sólido

Para preparar 1.000 ml de meio, utilizamos 1 Erlenmeyer de 2.000 ml e outro de

1.000 ml. (A quantidade de cicloheximida indicada no método é de 50 mg/l e o Ágar é de 10

g/L.) Pesar a cicloheximida e o Ágar, reservar; Medir meio concentrado (81 ml de meio BG-

11 ou 22,50 ml de meio ASN-1) e diluir em 500 ml de água deionizada, reservar; Reservar

também 500 ml de água deionizada; No Erlenmeyer de 2.000 ml, colocar o ágar (10g) e a água

deionizada (500 ml).

No Erlenmeyer de 1.000 ml, colocar o meio concentrado diluído em 500 ml de

água.

Levar ambos os Erlenmeyers para a autoclave durante 15 minutos, a 125°C e 1,5

atm.

Após este período, resfriar o Erlenmeyer que contém o meio até aproximadamente

50ºC para que a cicloheximida possa ser dissolvida sem perder suas propriedades, em seguida,

levar os dois Erlenmeyers para a câmara de fluxo laminar e adicionar a cicloheximida naquele

com meio e agitar até dissolver totalmente. Posteriormente, transferir o meio com

cicloheximida para o Erlenmeyer que contém o ágar, homogeneizar levemente e então distribuir

em placas de Petri previamente esterilizadas.

4.10 DISTRIBUIÇÃO DOS MEIOS DE CULTURA

Os meios líquidos são distribuídos em erlenmeyer de100ml; em seguida são

tampados com rolhas de algodão com gaze e então autoclavados durante 15 minutos.

Depois de retirados da autoclave e atingirem temperatura ambiente estão prontos

para uso ou então são guardados na geladeira em temperatura de 8ºC.

42

Os meios sólidos são distribuídos em placas de Petri de vidro no qual o meio

preparado é autoclavado antes da distribuição e só deve ser colocado nas placas dentro da

câmara de fluxo laminar. Ainda dentro da câmara de fluxo laminar, as placas permanecem

semi-abertas até que o meio chegue à temperatura ambiente e solidifique e não forme

condensação na tampa. Em seguida são fechadas, embrulhadas em filme e guardadas em

geladeira com a tampa para baixo, evitando assim formação de úmidade. Para este experimento

adotaram - se placa de petri.

4.11 PLAQUEAMENTO

Foi escolhida a técnica do isolamento em placa (Guerrero III & Villegas, 1982).

Na câmara de fluxo laminar, homogeneizar a amostra e colocar uma gotas de material

sobre o meio sólido, espalhando uniformemente com o auxílio da alça de platina esterilizada

(descartável). É importante que ao se espalhar o material, não haja sobreposição de inóculo

(figura 14); após inoculação, as placas são vedadas com parafilm e colocadas em estante no

laboratório de cultivo. É importante que a parte na qual se encontra o meio esteja para cima,

pois é comum que na tampa acumule água, Cada placa com o inóculo foram etiquetadas com

local e data de coleta, data do plaqueamento e meio utilizado; Após duas semanas foi possível

visualizar o crescimento de diferentes massas de microalgas. Os diferentes crescimentos foram

marcados e colônias isoladas ou pequenas frações dos crescimentos foram retirados com o

auxílio de uma alça de platina descartável e então foram feitos três repiques, só então foram

inoculados em provetas contendo meio líquido, estas placas ainda foram mantidas para

isolamento, pois algumas microalgas têm crescimento lento e serão visíveis apenas após 15 ou

mais dias após o plaqueamento.

4.11.1 Contagem pela câmara de Neubauer

A Câmara de Neubauer constitui-se de uma lâmina de microscopia, com altura

maior do que uma lâmina normal, onde existe uma câmara impressa no vidro de cada

lâmina contém geralmente duas câmaras. Ao lado da câmara estão presentes dois suportes que

mantém uma lamínula especial de quartzo exatamente a 10-1

mm acima da base da

câmara.

43

Portanto, quando se aplicar uma solução na câmara e se cobre com a lamínula, a

profundidade da solução é conhecida (Lucarini; Silva; Bianchi, 2004).

No centro desta lâmina existem várias linhas perpendiculares com marcações em

quadrantes. Ao analisar em microscópio com aumento de 100x, pode-se perceber que existem

três tipos de quadrantes, que juntos formam um quadrado maior. No caso de contagem das

microalgas os quadrantes utilizados são os que estão dentro do círculo, de acordo apresentado

na Figura 18B. Em lâminas padrão esses quadrantes centrais totalizam 25. Cada quadrante é

composto por 16 retículos, como mostrado na Figura 18C. Estes quadrantes são utilizados para

fazer as contagens e assim determinar a concentração de células em um determinado volume

de amostra, e deste modo calcular a concentração total de colonias de microalgas na amostra

para câmara de Neubauer (Ceccato-Antonini, 2004).

Figura 6: Esquema do quadrante e retículos da Câmara de Neubauer

A B C

Fonte – Google 4.11.2 Aplicação em Monocultura

Após a realização do plaqueamento e três repiques (quinze dias) foram feitas as

monoculturas colocadas nos meios de cultura abaixo e assim foi avaliado o crescimento das

microalgas.

Meio BG-11(RIPPKA, 1979); Meio ASN-1 (GORHAM et al., 1964); Meio MN

(CASTENHOLZ, 1988); Variação: BG-11(modificado); Meio Água de Coco como nutriente.

44

4.12 AVALIAÇÃO DO CRESCIMENTO

O crescimento das microalgas foi determinado pelo incremento diário da densidade

celular por meio da elaboração das curvas de crescimento, avaliando-se os parâmetros de

Densidade Celular Máxima (DCM), o Tempo de Cultivo (TEMPO) e a Velocidade de

Crescimento (k), para cada espécie em cada uma das unidades experimentais.

A cada 24 horas após o início dos cultivos foram retiradas amostras de 2 ml das

culturas homogêneas a fim de determinar a densidade celular. As contagens foram realizadas

em microscópio (QUIMIS TRINOCULAR INVRTIDO Q7730TIAE31F) com auxílio de

Câmara de Newbauer, sendo que, o número de células corresponde à média de três contagens.

4.13 CURVAS DE CRESCIMENTO

As curvas de crescimento foram elaboradas com a densidade celular diária da média

das três repetições de contagem. Com auxílio do programa estatístico GRAPHPAD PRISM.

Os dados das curvas obtidas e aqueles das curvas ajustadas foram considerados

correspondentes quando o coeficiente de determinação (r2

) foi igual ou superior a 0,80 (Costa

Neto, 1977).

4.14 DENSIDADE CELULAR MÁXIMA (DCM)

Este parâmetro foi definido como o máximo valor obtido em número de células por

mililitro, quando a cultura microalgal alcançar a fase estacionária da curva de crescimento,

independentemente do tempo transcorrido desde o início do cultivo.

Tempo de cultivo, este parâmetro foi determinado pelo número de dias passados

desde o início do cultivo até aquele em que foi alcançada a densidade celular máxima.

4.15 VELOCIDADE DE CRESCIMENTO (K)

A velocidade de crescimento, a qual representa o número de divisões celulares da

população por unidade de tempo, será determinada através da fórmula, citada em (Stein, 1973).

45

A velocidade de crescimento, específica de cada unidade experimental, será

determinada considerando o dia de cultivo no qual a população alcançará a densidade celular

máxima.

4.16 ESTUDO QUALITATIVO DO CULTIVO

A análise qualitativa do cultivo visou identificar os organismos existentes nos

volumes amostrais em níveis taxonômicos, até espécies. As amostras foram analisadas com

auxílio de um microscópio óptico (QUIMIS TRINOCULAR INVERTIDO Q7730TIAE31F),

onde as espécies provenientes das unidades amostrais concentradas foi realizada a partir de

confecção de lâmina e lamínula com amostra do material vivo, examinados imediatamente após

a coleta e o material examinado no mínimo 10 lâminas para cada recipiente amostral, com

auxilio de chaves de identificação disponíveis em artigos e livros especializados como:

BICUDO E MENEZES (2006); SANT`ANNA et al. (2006); KOMÁREK & ZAPOMELOVÁ

(2005); MOUSTAKA-GOUNI et al. (2009).

4.17 DETERMINAÇÃO DAS VARIÁVEIS ABIÓTICAS

4.17.1 Determinação do pH

A determinação do pH das culturas foi realizada através de leitura direta nas

amostras em pHmetro da Thermo Scientific, modelo Orion3 e registrado a cada 24 horas.

Neste trabalho foi observada a variação do pH como forma de identificação do crescimento

e aclimatação da microalga aos meio propostos.

4.17.2 Determinação da temperatura e iluminância

A temperatura permaneceu constante de 26ºC, sendo medida com um termômetro

de mercúrio e central de ar Springer domestico 26ºC constante e a iluminância através de duas

lâmpadas fluorescentes de 40W com intensidade luminosa de 1200 Lux sendo mantida

fotoperíodo 12hs claro/12hs escuro.

46

4.18 CONDIÇÕES DE CULTIVO

Para manutenção dos inóculos e cultivos foram utilizados os meios BG-

11(RIPPKA, 1979); sendo que no segundo experimento foram usados nos ensaios posteriores

os meios líquidos e sólidos, ASM1 (GORHAM et al., 1964); MN (CASTENHOLZ, 1988);

Variação Maués; Enriquecido com água de coco para ser avaliado os meios que houve

positividade de crescimento neste estudo.

As amostras foram mantidas a temperatura entre 26ºC no laboratório de cultivo

termostatizada com o auxílio de central de ar springer doméstico por todos os dias constante

do cultivo.

Os volumes das culturas foram mantidos constantes pela reposição diária da água

perdida por evaporação. A evaporação ocorre devido à luminosidade e à temperatura ambiente,

assim como à umidade relativa do ar e a velocidade de aeração do cultivo. Alta umidade

relativa e baixa velocidade de aeração diminuem a evaporação.

4.18.1 Manutenção dos cultivos

Diariamente foram verificados o pH dos meios dos cultivos nos experimentos.

Água deionizada eram adicionadas aos cultivos de forma a repor a água evaporada.

No dia 03/06/2014 iniciou-se o estudo e também foi feita a leitura inicial de pH.

Os experimentos foram realizados em estantes de fotoperíodo, com temperatura

controlada de 26ºC, iluminância de aproximadamente 1200 Lux em fotoperíodo de 12 horas

claro / 12 horas escuro.

Uma vez que as microalgas em estudo foram tiradas do seu habitat natural e

submetidas a uma condição diferente do meio natural (cultivo), houve a necessidade de uma

aclimatação às condições em laboratório.

4.18.2 Aclimatação Prévia

Antes do início dos experimentos, foram desenvolvidos cultivos em frasco

Erlenmeyer de 500 mL e posteriormente 1 L A aclimatação foi desenvolvida durante 15 dias,

utilizando uma mistura de 20% de biomassa microalgal e 50% do meio BG-11(RIPPKA,

1979) tido como controle; permitindo assim que as microalgas estivessem adaptadas quando

então foram utilizadas como inóculo nos experimentos posteriores.

47

4.19 EXPERIMENTOS

4.19.1 Experimento I

As definições a seguir apresentam a matrizes do planejamento experimental e os

níveis das variáveis (pH e densidades celular maxima) estudadas nos cultivos. Este estudo foi

realizado durante 14 dias em fotobiorreatores do tipo Erlenmeyer de 1000mL, com volume útil

de 500mL. Foram preparados diferentes meios liquido (Meio BG-11(RIPPKA, 1979); Meio

ASN-1 (GORHAM et al., 1964); Meio MN (CASTENHOLZ, 1988); BG-11(modificado);

Meio Água de Coco como nutriente, dos referidos meio mais 10% das cianobacterias,

resultando em um volume final de 550ml.

Foi avaliado o crescimento microalgal frente às diferentes misturas de meios

diluídos de acordo com as tabelas a seguir:

4.19.2 Experimento II

Plaquemento foi escolhido como técnica do isolamento em placa segundo

(Guerrero III & Villegas, 1982) e isolamento de colônias em monocultivo com objetivo de

identificar taxonomicamente as cianobactérias que desenvolveram nos meios formulados e

avaliar comparando o meio com melhor desenvolvimento para as espécies de microalga

identificadas.

No experimento II este estudo foi realizado durante 14 dias em fotobiorreatores do

tipo placa de petri lisa e transparente de vidro resistente à esterilização tamanho(mm) 100 X15

diametro aprox. X altura(mm) 98 X 15 foram realizados sob condições controladas a 26ºC,

1200 Lux, pH e sem fotoperiodo, iluminação contínua o plaqueamento foi realizado

colocando-se nas placas de Petri os meios de cultura, ASN-1(GORHAM et al., 1964), BG-

11(RIPPKA, 1979); MN (CASTENHOLZ, 1988); água de coco como nutriente ; BG-11

modificado; sólidos com e sem cicloheximida, na câmara de fluxo laminar, homogeneizou-

se a amostra e colocou-se uma gotas de material sobre o meio sólido, espalhando com o

auxílio da alça de platina esterilizada (descartável), sem que houvesse sobreposição do inoculo,

após inoculação, as placas foram vedadas com parafilm e colocadas em estante no

laboratório de cultivo, após uma semanas apareceram as colônias mono-específicas.

48

Os Isolamentos dos diferentes crescimentos foram marcados e colônias isoladas ou

pequenas frações oriundas do isolamento foram retirados com o auxílio de uma alça de platina

descartável e então foram inoculados em provetas contendo meio líquido, as placas ainda

foram mantidas para isolamento, pois algumas microalgas têm crescimento lento e serão

visíveis apenas após 15 ou mais dias após o plaqueamento. Os cultivos das diferentes espécies

obtidas para avaliar comparando os meios com melhor desenvolvimento para as espécies de

microalga identificadas. Empregou-se o método de avaliação da densidade celular do meio, as

contagens foram realizadas em microscópio (QUIMIS TRINOCULAR INVRTIDO

Q7730TIAE31F) com auxílio de Câmara de Newbauer, sendo que, o número de células

corresponde à média de três contagens.

49

Tabela 8 - Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a

densidade celular máxima (DC, DCM e pH); Isoladas da Lagoa dos Índios.

BG-11 (RIPPKA, 1979) DATA DC DCM pH

03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

31,44 7,45 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,44 7,43 10,15

9,44

06/jun

30,66

90,66 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

171,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

199,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

200,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,94 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,89 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 9,00 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 9,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

125,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,34 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

02/jun 04/jun 06/jun 08/jun 10/jun 12/jun 14/jun 16/jun 18/jun

Vo

lum

e C

elu

lar

Tempo em dias

CURVA DE CRESCIMENTO ( Lagoa dos Índios)BG-11 (RIPPKA, 1979) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

50

Tabela 9 - Evolução do cultivo de cianobactéria Dolichospermum sp apresentando a densidade celular

máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


03/jun

10,00

33,12 7,00 11,13

11,99

04/jun

11,00

33,94 7,45 11,48

11,44

05/jun

11,00

33,59 7,43 12,15

10,44

06/jun

30,66

90,66 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

171,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

199,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

200,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

206,30 8,94 66,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,89 69,80

68,90

13/jun

60,70

199,41 9,00 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 9,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

125,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,34 39,43

38,42

31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO ( Lagoa dos Índios)BG-11 (RIPPKA, 1979) Dolichospermum sp

30,40 7,00

51

Tabela 10 - Evolução do cultivo de cianobactéria Pseudanabena catenata apresentando a densidade

celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

30,74 7,35 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,94 7,43 10,15

9,44

06/jun

30,66

80,66 7,92 20,22

27,00

07/jun

53,67

160,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

167,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

189,00 8,30 66,33

60,34

10/jun

68,35

209,70 8,44 69,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,54 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,89 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,60 8,90 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 8,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

120,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,34 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO ( Lagoa dos Índios)

BG-11 (RIPPKA, 1979) Pseudanabena catenata

DCM pH

52

Tabela 11 - Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix isotthrix apresentando a densidade



03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

30,44 7,35 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,49 7,43 10,15

9,44

06/jun

30,66

92,60 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

176,00 8,90 55,33

57,00

08/jun

58,00

177,00 8,73 57,00

56,00

09/jun

63,33

190,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

190,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,84 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,09 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 8,80 69,83

68,91

14/jun

55,00

198,70 9,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

185,70 9,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,34 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00



BG-11 (RIPPKA, 1979) Planktothrix isotthrix

DCM pH

53

Tabela 12 - Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix agardhii apresentando a densidade celular



03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

30,44 7,05 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,48 7,43 10,15

9,44

06/jun

30,66

80,66 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

160,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

170,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

190,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

190,70 8,04 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,94 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,89 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 9,00 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 8,90 52,90

50,10

15/jun

42,90

125,70 8,94 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,69 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00



BG-11 (RIPPKA, 1979) Planktothrix agardhii

DCM pH

54

Tabela 13 - Evolução do cultivo de cianobactéria Geitlerinema amphibium apresentando a densidade



03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

31,44 7,45 10,48

10,44

05/jun

11,00

31,44 7,93 10,15

9,44

06/jun

30,66

90,66 7,52 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 7,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

170,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

190,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

190,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,94 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,99 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 9,10 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 9,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

135,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

138,30 8,54 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00



BG-11 (RIPPKA, 1979) Geitlerinema amphibium

DCM pH

55

Tabela 14 – Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a

densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.

BG-11 (Modificado)

Cylindrospermopsis raciborskii

DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

40,40 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

40,60 7,69 15,67

14,67

06/jun

19,57

68,00 7,88 22,67

25,76

07/jun

65,00

183,00 7,89 64,33

63,40

08/jun

76,64

211,00 7,82 73,67

70,70

09/jun

98,15

239,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

237,00 8,43 75,67

70,57

11/jun

94,89

278,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

287,30 8,63 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

188,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

135,70 8,69 45,23

47,20

16/jun

41,20

130,60 8,77

40,20

39,20

40,30 47,00 47,00 68,00

193,00221,00

309,70

227,00278,70 297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

56

Tabela 15 – Evolução do cultivo de a Cianobactéria Dolichospermum sp apresentando a densidade


DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

47,00 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

47,00 7,79 15,67

14,67

06/jun

19,57

68,00 7,68 22,67

25,76

07/jun

65,00

193,00 7,69 64,33

63,40

08/jun

76,64

221,00 7,82 73,67

70,70

09/jun

98,15

309,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

227,00 8,63 75,67

70,57

11/jun

94,89

278,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

297,30 8,33 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

198,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

135,70 8,69 45,23

47,20

16/jun

41,20

120,60 8,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70 297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Dolichospermum sp

DCM

pH

57

Tabela 16 – Evolução do cultivo de cianobactéria Pseudanabena catenata apresentando a densidade


DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

44,00 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

44,00 7,49 15,67

14,67

06/jun

19,57

68,00 7,68 22,67

25,76

07/jun

65,00

173,00 7,79 64,33

63,40

08/jun

76,64

121,00 7,92 73,67

70,70

09/jun

98,15

209,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

217,00 8,83 75,67

70,57

11/jun

94,89

278,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

277,30 8,23 99,10

95,10

13/jun

78,84

279,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

198,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

155,70 8,79 45,23

47,20

16/jun

41,20

130,60 8,70 40,20

39,20

40,30 47,00 47,00 68,00

193,00221,00

309,70

227,00278,70 297,30

209,50 198,70135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

200,00

400,00



BG-11 (Modificado) Pseudanabena catenata

DCM pH

58

Tabela 17 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix isotthrix apresentando a densidade


DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

40,50 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

40,90 7,79 15,67

14,67

06/jun

19,57

98,00 7,98 22,67

25,76

07/jun

65,00

193,00 7,69 64,33

63,40

08/jun

76,64

211,00 7,82 73,67

70,70

09/jun

98,15

249,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

257,00 8,63 75,67

70,57

11/jun

94,89

278,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

297,30 8,88 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

198,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

125,70 8,09 45,23

47,20

16/jun

41,20

110,60 7,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Planktothrix isotthrix

DCM pH

59

Tabela 18 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix agardhii apresentando a densidade celular


DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

39,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

42,00 7,61 15,67

14,50

05/jun

16,00

43,00 7,79 15,67

14,67

06/jun

19,57

89,00 7,68 22,67

25,76

07/jun

65,00

173,00 7,79 64,33

63,40

08/jun

76,64

201,00 7,89 73,67

70,70

09/jun

98,15

209,70 8,84 103,23

108,32

10/jun

80,77

217,00 8,63 75,67

70,57

11/jun

94,89

219,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

216,30 8,33 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

188,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

145,70 8,09 45,23

47,20

16/jun

41,20

110,60 7,79 40,20

39,20

40,30 47,00 47,00 68,00

193,00221,00

309,70

227,00278,70 297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Planktothrix agardhii

DCM pH

60

Tabela 19 – Evolução do cultivo de cianobactéria Geitlerinema amphibium apresentando a densidade


DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

41,00 7,11 15,67

14,50

05/jun

16,00

42,00 7,29 15,67

14,67

06/jun

19,57

98,00 7,98 22,67

25,76

07/jun

65,00

163,00 7,69 64,33

63,40

08/jun

76,64

171,00 7,69 73,67

70,70

09/jun

98,15

209,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

209,00 8,43 75,67

70,57

11/jun

94,89

228,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

247,30 8,33 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

198,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

135,70 8,69 45,23

47,20

16/jun

41,20

120,60 8,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70 297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Geitlerinema amphibium

DCM pH

61

Tabela 20 – Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.

Água de Coco como nutriente

DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

41,50 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,60 7,41 13,87

15,00

06/jun

30,43

97,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

176,00 7,82 65,33

69,36

08/jun

63,67

190,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

201,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

202,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

228,70 8,44 86,23

89,23

12/jun

82,70

257,30 8,63 85,77

87,80

13/jun

85,50

259,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

258,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

135,70 8,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

133,60 8.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios)ÁGUA DE COCO Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

62

Tabela 21 – Evolução do cultivo de cianobactéria Dolichospermum sp apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

41,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

41,70 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,80 7,51 13,87

15,00

06/jun

30,43

87,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

156,00 7,98 65,33

69,36

08/jun

63,67

160,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

201,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

203,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

253,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

255,30 8,53 85,77

87,80

13/jun

85,50

256,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

258,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

175,70 8,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

133,60 7.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios)

ÁGUA DE COCO Dolichospermum sp

DCM pH

63

Tabela 22 – Evolução do cultivo de cianobactéria Pseudanabena catenata apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,20 7,41 13,87

15,00

06/jun

30,43

107,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

146,00 7,92 65,33

69,36

08/jun

63,67

170,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

201,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

203,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

208,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

227,30 8,33 85,77

87,80

13/jun

85,50

229,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

218,70 8,22 86,23

91,23

15/jun

43,80

115,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

113,60 7.21 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios)ÁGUA DE COCO Pseudanabena catenata

DCM pH

64

Tabela 23 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix isotthrix apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,20 7,21 13,87

15,00

06/jun

30,43

97,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

146,00 7,92 65,33

69,36

08/jun

63,67

200,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

201,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

202,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

248,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

267,30 8,33 85,77

87,80

13/jun

85,50

269,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

238,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

115,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

103,60 7.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios)ÁGUA DE COCO Planktothrix isotthrix

DCM pH

65

Tabela 24 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix agardhii apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

40,99 7,11 13,87

15,00

06/jun

30,43

77,30 7,28 32,43

34,43

07/jun

61,30

152,00 7,52 65,33

69,36

08/jun

63,67

170,10 7,55 66,77

69,87

09/jun

70,00

191,70 7,99 67,23

64,46

10/jun

72,27

199,90 8,23 67,67

62,47

11/jun

83,23

208,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

209,30 8,83 85,77

87,80

13/jun

85,50

210,50 8,94 86,50

87,50

14/jun

80,23

118,70 7,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

105,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

103,60 6.30 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios)ÁGUA DE COCO Planktothrix agardhii

DCM pH

66

Tabela 25 – Evolução do cultivo de cianobactéria Geitlerinema amphibium apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,00 7,11 13,87

15,00

06/jun

30,43

99,30 7,98 32,43

34,43

07/jun

61,30

196,00 7,99 65,33

69,36

08/jun

63,67

200,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

200,70 7,99 67,23

64,46

10/jun

72,27

203,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

248,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

258,30 8,33 85,77

87,80

13/jun

85,50

259,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

158,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

125,70 8,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

123,60 7.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios)ÁGUA DE COCO Geitlerinema amphibium

DCM pH

67


densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa dos Índios.

ANS1-(GORHAM et al; 1964) DATA DC DCM pH

03/jun

10,43

33,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

33,90 7,13 12,33

14,00

05/jun

11,43

34,05 7,18 12,48

13,50

06/jun

29,22

99,66 7,35 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

109,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

118,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,05 58,20

66,02

12/jun

51,90

158,60 9,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 7,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

103,30 7,08 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

68




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

37,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

37,45 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

90,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

98,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

153,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

158,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

158,60 9,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

125,70 8,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

103,30 8,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70

179,60 174,60158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios) ANS1-(GORHAM et al; 1964) Dolichospermum sp

DCM pH

69




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

34,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

35,05 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

90,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 7.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

123,30 8,05 51,10

50,11

09/jun

49,30

138,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

169,60 8,90 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,05 58,20

66,02

12/jun

51,90

158,60 8,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 8,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

101,30 7,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Pseudanabena catenata

DCM pH

70




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

35,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

35,45 7,19 12,48

13,50

06/jun

29,22

90,66 7,55 30,22

31,22

07/jun

32,77

99,00 8.04 32,77

32,77

08/jun

52,09

153,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

158,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

159,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

164,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

168,69 9,40 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

125,70 7,98 41,90

42,00

16/jun

30,43

100,30 7,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Planktothrix isotthrix

DCM pH

71




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

34,60 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

34,95 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

99,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

133,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

158,70 8,99 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

179,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

157,60 8,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

109,99 7,99 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 7,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

103,30 7,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70

179,60 174,60158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios) ANS1-(GORHAM et al; 1964) Planktothrix agardhii

DCM pH

72




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

36,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

36,45 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

100,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

143,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

153,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

148,60 9,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

149,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

139,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 7,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

93,30 6,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70

179,60 174,60158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios) ANS1-(GORHAM et al; 1964) Geitlerinema amphibium

DCM pH

73

Tabela 32 – Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a densidade


MN (CASTENHOLZ, 1988) DATA DC DCM pH

03/jun

6,00

21,00 7,00 7,00

8,00

04/jun

5,23

13,30 7,11 4,43

3,63

05/jun

3,78

17,60 7,15 5,87

7,96

06/jun

3,89

17,66 7,16 5,89

7,89

07/jun

9,22

18,62 7,35 6,21

3,20

08/jun

6,00

19,00 7,29 6,33

6,66

09/jun

8,14

19,72 7,29 6,57

5,50

10/jun

5,39

19,70 7,23 6,57

7,75

11/jun

8,74

20,06 6,88 6,69

4,59

12/jun

6,57

16,70 6,03 5,57

4,57

13/jun

5,03

13,00 6,24 4,33

3,60

14/jun

3,65

10,00 5,89 3,33

3,02

15/jun

3,66

10,00 5,79 3,33

3.00

16/jun

2,13

6,70 5,37 2,23

2,33

21,00

13,30

17,60 17,6618,62 19,00 19,72 19,70 20,06

16,70

13,00

10,00 10,00

6,707,00 7,11 7,15 7,16 7,35 7,29 7,29 7,23 6,88 6,03 6,24 5,89 5,79 5,37

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Lagoa dos Índios) MN (CASTENHOLZ, 1988) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

74


densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


03/jun

10,11

31,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

31,44 7,15 10,48

10,44

05/jun

11,00

31,44 7,23 10,15

9,44

06/jun

30,66

90,66 7,72 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 8,88 55,33

57,00

08/jun

58,00

171,00 8,93 57,00

56,00

09/jun

63,33

199,00 8,50 66,33

69,34

10/jun

68,35

200,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

207,30 8,64 69,77

71,73

12/jun

70,70

207,40 8,79 69,80

68,90

13/jun

70,70

207,50 8,90 69,83

68,91

14/jun

55,00

168,70 8,00 52,90

50,10

15/jun

42,90

145,70 7,99 41,90

40,90

16/jun

40,44

128,30 7,84 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (RIPPKA, 1979) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

75


máxima (DC, DCM e pH). Isoladas d Pesque-Pague da Fazendinha.


03/jun

10,00

33,12 7,00 11,13

11,99

04/jun

11,00

33,94 7,45 11,48

11,44

05/jun

11,00

33,59 7,43 12,15

10,44

06/jun

30,66

90,66 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

171,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

199,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

205,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

205,80 8,94 66,77

71,73

12/jun

70,70

205,90 8,99 69,80

68,90

13/jun

60,70

199,41 8,90 69,83

68,91

14/jun

55,00

178,70 8,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

145,70 8,33 41,90

40,90

16/jun

40,44

128,30 8,04 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (RIPPKA, 1979) Dolichospermum sp

DCM pH

76


celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

30,74 7,35 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,94 7,43 10,15

9,44

06/jun

30,66

80,66 7,92 20,22

27,00

07/jun

53,67

130,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

167,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

199,00 8,30 66,33

60,34

10/jun

68,35

209,70 8,44 69,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,54 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,50 8,89 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,60 8,90 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 8,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

120,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,34 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (RIPPKA, 1979) Pseudanabena catenata

DCM pH

77




03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

30,44 7,15 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,49 7,33 10,15

9,44

06/jun

30,66

92,60 7,42 30,22

27,00

07/jun

53,67

176,00 8,50 55,33

57,00

08/jun

58,00

177,00 8,73 57,00

56,00

09/jun

63,33

190,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

190,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,74 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,09 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 8,00 69,83

68,91

14/jun

55,00

138,70 7,90 52,90

50,10

15/jun

42,90

115,70 7,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

100,30 7,34 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (RIPPKA, 1979) Planktothrix isotthrix

DCM pH

78


máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

30,54 7,05 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,68 7,13 10,15

9,44

06/jun

30,66

80,66 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

110,00 7,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

170,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

190,00 8,90 66,33

69,34

10/jun

68,35

190,70 8,90 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,92 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,99 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 9,00 69,83

68,91

14/jun

55,00

128,70 8,90 52,90

50,10

15/jun

42,90

125,70 8,94 41,90

40,90

16/jun

40,44

101,30 8,69 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (RIPPKA, 1979) Planktothrix agardhii

DCM pH

79




03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

31,44 7,45 10,48

10,44

05/jun

11,00

31,44 7,93 10,15

9,44

06/jun

30,66

90,66 7,52 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 7,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

170,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

190,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

190,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,94 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,99 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 9,10 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 9,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

135,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

138,30 8,54 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (RIPPKA, 1979) Geitlerinema amphibium

DCM pH

80

Tabela 39 – Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a


Maués DATA DC DCM pH

03/jun

16,45

40,00 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

40,02 7,01 15,67

14,50

05/jun

16,00

40,00 7,09 15,67

14,67

06/jun

19,57

68,00 7,38 22,67

25,76

07/jun

65,00

183,00 7,89 64,33

63,40

08/jun

76,64

211,00 7,92 73,67

70,70

09/jun

98,15

230,70 8,04 103,23

108,32

10/jun

80,77

237,00 8,40 75,67

70,57

11/jun

94,89

278,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

267,30 8,63 99,10

95,10

13/jun

78,84

260,50 8,04 69,83

60,82

14/jun

72,03

168,70 8,02 66,23

60,43

15/jun

43,26

135,70 7,99 45,23

47,20

16/jun

41,20

120,60 7,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00

350,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (Modificado) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

81

Tabela 40 – Evolução do cultivo de cianobactéria cianobactéria Dolichospermum sp apresentando a



03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

47,00 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

47,00 7,79 15,67

14,67

06/jun

19,57

68,00 7,68 22,67

25,76

07/jun

65,00

193,00 7,69 64,33

63,40

08/jun

76,64

221,00 7,82 73,67

70,70

09/jun

98,15

309,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

227,00 8,63 75,67

70,57

11/jun

94,89

278,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

297,30 8,33 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

198,70 8,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

135,70 8,69 45,23

47,20

16/jun

41,20

120,60 8,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)

BG-11 (Modificado) Dolichospermum sp

DCM pH

82

Tabela 41 – Evolução do cultivo de cianobactéria Pseudanabena catenata apresentando a densidade



03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

44,00 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

44,00 7,29 15,67

14,67

06/jun

19,57

66,00 7,48 22,67

25,76

07/jun

65,00

173,00 7,59 64,33

63,40

08/jun

76,64

120,00 7,92 73,67

70,70

09/jun

98,15

200,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

210,00 8,83 75,67

70,57

11/jun

94,89

275,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

275,30 8,23 99,10

95,10

13/jun

78,84

274,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

198,70 7,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

155,70 7,79 45,23

47,20

16/jun

41,20

130,60 7,70 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Pseudanabena catenata

DCM pH

83

Tabela 42 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix isotthrix apresentando a densidade



03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

40,50 7,21 15,67

14,50

05/jun

16,00

40,90 7,79 15,67

14,67

06/jun

19,57

88,00 7,98 22,67

25,76

07/jun

65,00

193,00 7,69 64,33

63,40

08/jun

76,64

201,00 7,82 73,67

70,70

09/jun

98,15

249,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

257,00 8,63 75,67

70,57

11/jun

94,89

258,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

245,30 8,88 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

138,70 7,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

125,70 7,09 45,23

47,20

16/jun

41,20

100,60 6,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00

350,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Pesque-Pague da Fazendinha)BG-11 (Modificado) Planktothrix isotthrix

DCM pH

84

Tabela 43 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix agardhii apresentando a densidade celular



03/jun

16,45

39,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

42,00 7,61 15,67

14,50

05/jun

16,00

43,00 7,79 15,67

14,67

06/jun

19,57

89,00 7,68 22,67

25,76

07/jun

65,00

173,00 7,79 64,33

63,40

08/jun

76,64

201,00 7,89 73,67

70,70

09/jun

98,15

209,70 8,84 103,23

108,32

10/jun

80,77

217,00 8,63 75,67

70,57

11/jun

94,89

216,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

216,30 8,33 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

178,70 7,72 66,23

60,43

15/jun

43,26

145,70 7,09 45,23

47,20

16/jun

41,20

109,60 6,79 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Planktothrix agardhii

DCM pH

85

Tabela 44 – Evolução do cultivo de cianobactéria Geitlerinema amphibium apresentando a densidade



03/jun

16,45

40,30 7,00 13,43

10,45

04/jun

16,84

41,00 7,11 15,67

14,50

05/jun

16,00

41,00 7,29 15,67

14,67

06/jun

19,57

98,00 7,98 22,67

25,76

07/jun

65,00

163,00 7,69 64,33

63,40

08/jun

76,64

171,00 7,69 73,67

70,70

09/jun

98,15

209,70 8,34 103,23

108,32

10/jun

80,77

209,00 8,43 75,67

70,57

11/jun

94,89

218,70 8,68 92,90

90,91

12/jun

103,10

217,30 8,33 99,10

95,10

13/jun

78,84

209,50 8,24 69,83

60,82

14/jun

72,03

138,70 8,02 66,23

60,43

15/jun

43,26

135,70 7,69 45,23

47,20

16/jun

41,20

122,60 6,77 40,20

39,20

40,30 47,00 47,0068,00

193,00221,00

309,70

227,00

278,70297,30

209,50 198,70

135,70 120,60

7,00 7,21 7,79 7,68 7,69 7,82 8,34 8,63 8,68 8,33 8,24 8,72 8,69 8,77

0,00

100,00

200,00

300,00

400,00



BG-11 (Modificado) Geitlerinema amphibium

DCM pH

86

Tabela 45 – Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

41,50 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,60 7,41 13,87

15,00

06/jun

30,43

97,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

176,00 7,82 65,33

69,36

08/jun

63,67

180,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

191,70 8,01 67,23

64,46

10/jun

72,27

199,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

208,70 8,44 86,23

89,23

12/jun

82,70

257,30 8,63 85,77

87,80

13/jun

85,50

259,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

258,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

135,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

133,60 7.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00


CURVA DE CRESCIMENTO(Pesque-Pague da Fazendinha)

ÁGUA DE COCO Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

87

Tabela 46 – Evolução do cultivo de cianobactéria Dolichospermum sp apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

41,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

41,70 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,80 7,51 13,87

15,00

06/jun

30,43

87,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

136,00 7,98 65,33

69,36

08/jun

63,67

160,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

171,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

203,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

253,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

255,30 8,53 85,77

87,80

13/jun

85,50

256,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

258,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

175,70 8,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

133,60 7.00 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00



ÁGUA DE COCO Dolichospermum sp

DCM pH

88

Tabela 47 – Evolução do cultivo de cianobactéria Pseudanabena catenata apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,20 7,41 13,87

15,00

06/jun

30,43

107,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

146,00 7,92 65,33

69,36

08/jun

63,67

170,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

201,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

203,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

208,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

227,30 8,33 85,77

87,80

13/jun

85,50

229,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

218,70 8,22 86,23

91,23

15/jun

43,80

115,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

113,60 7.21 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00



ÁGUA DE COCO Pseudanabena catenata

DCM pH

89

Tabela 48 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix isotthrix apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,20 7,21 13,87

15,00

06/jun

30,43

97,30 7,78 32,43

34,43

07/jun

61,30

146,00 7,92 65,33

69,36

08/jun

63,67

200,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

201,70 8,34 67,23

64,46

10/jun

72,27

202,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

248,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

267,30 8,33 85,77

87,80

13/jun

85,50

269,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

238,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

115,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

103,60 7.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00



ÁGUA DE COCO Planktothrix isotthrix

DCM pH

90

Tabela 49 – Evolução do cultivo de cianobactéria Planktothrix agardhii apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

40,99 7,11 13,87

15,00

06/jun

30,43

77,30 7,28 32,43

34,43

07/jun

61,30

152,00 7,52 65,33

69,36

08/jun

63,67

170,10 7,55 66,77

69,87

09/jun

70,00

191,70 7,99 67,23

64,46

10/jun

72,27

199,90 8,23 67,67

62,47

11/jun

83,23

208,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

209,30 8,83 85,77

87,80

13/jun

85,50

210,50 8,94 86,50

87,50

14/jun

80,23

118,70 7,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

105,70 7,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

103,60 6.30 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00



ÁGUA DE COCO Planktothrix agardhii

DCM pH

91

Tabela 50 – Evolução do cultivo de cianobactéria Geitlerinema amphibium apresentando a densidade celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas do Pesque-Pague da Fazendinha.


DATA DC DCM pH

03/jun

13,63

40,60 7,00 13,53

13,43

04/jun

16,67

40,90 7,08 13,67

10,67

05/jun

12,50

41,00 7,11 13,87

15,00

06/jun

30,43

99,30 7,98 32,43

34,43

07/jun

61,30

196,00 7,99 65,33

69,36

08/jun

63,67

200,30 7,95 66,77

69,87

09/jun

70,00

200,70 7,99 67,23

64,46

10/jun

72,27

203,00 8,43 67,67

62,47

11/jun

83,23

248,70 8,54 86,23

89,23

12/jun

82,70

258,30 8,33 85,77

87,80

13/jun

85,50

259,50 8,54 86,50

87,50

14/jun

80,23

158,70 8,92 86,23

91,23

15/jun

43,80

125,70 8,69 41,90

39,00

16/jun

40,50

123,60 7.61 41,20

41,70

40,60 41,00 41,60

97,30

196,00 200,30 201,70 203,00

258,70 257,30 259,50 258,70

125,70 123,60

7,00 7,08 7,41 7,78 7,92 7,95 8,34 8,43 8,54 8,33 8,54 8,92 8,69 8,61

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00

300,00



ÁGUA DE COCO Geitlerinema amphibium

DCM pH

92




03/jun

10,43

33,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

33,90 7,13 12,33

14,00

05/jun

11,43

34,05 7,18 12,48

13,50

06/jun

29,22

99,66 7,35 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

109,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

118,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,05 58,20

66,02

12/jun

51,90

158,60 9,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 7,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

103,30 7,08 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

93




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

37,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

37,45 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

90,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

98,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

153,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

158,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

158,60 9,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

125,70 8,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

103,30 8,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Dolichospermum sp

DCM pH

94




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

34,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

35,05 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

90,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 7.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

123,30 8,05 51,10

50,11

09/jun

49,30

138,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

169,60 8,90 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,05 58,20

66,02

12/jun

51,90

158,60 8,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 8,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

101,30 7,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Pseudanabena catenata

DCM pH

95




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

35,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

35,45 7,19 12,48

13,50

06/jun

29,22

90,66 7,55 30,22

31,22

07/jun

32,77

99,00 8.04 32,77

32,77

08/jun

52,09

153,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

158,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

159,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

164,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

168,69 9,40 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

159,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

125,70 7,98 41,90

42,00

16/jun

30,43

100,30 7,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Planktothrix isotthrix

DCM pH

96




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

34,60 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

34,95 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

99,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

133,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

158,70 8,99 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

179,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

157,60 8,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

159,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

109,99 7,99 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 7,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

103,30 7,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Planktothrix agardhii

DCM pH

97




03/jun

10,43

34,30 7,00 11,43

12,43

04/jun

9,99

36,00 7,11 12,33

14,00

05/jun

11,43

36,45 7,15 12,48

13,50

06/jun

29,22

100,66 7,25 30,22

31,22

07/jun

32,77

108,30 8.84 32,77

32,77

08/jun

52,09

143,30 8,85 51,10

50,11

09/jun

49,30

153,70 8,89 52,90

54,00

10/jun

60,87

179,60 9,00 59,87

59,00

11/jun

50,20

174,60 9,25 58,20

66,02

12/jun

51,90

148,60 9,47 52,87

54,00

13/jun

51,00

149,00 8,53 53,00

56,00

14/jun

50,66

139,99 8,24 53,33

56,00

15/jun

41,00

105,70 7,68 41,90

42,00

16/jun

30,43

93,30 6,78 34,43

38,43

34,30 37,00 37,45

90,66 98,30

153,30 158,70179,60 174,60

158,60 159,00 159,99

125,70

103,30

7,00 7,11 7,15 7,25 8,84 8,85 8,89 9,00 9,25 9,47 8,53 8,24 8,68 8,78

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00



ANS1-(GORHAM et al; 1964) Geitlerinema amphibium

DCM pH

98

Tabela 57 – Evolução do cultivo de cianobactéria Cylindrospermopsis raciborskii apresentando a densidade


MN (CASTENHOLZ, 1988) DATA DC DCM pH

03/jun

6,00

21,00 7,00 7,00

8,00

04/jun

5,23

13,30 7,11 4,43

3,63

05/jun

3,78

17,60 7,15 5,87

7,96

06/jun

3,89

17,66 7,16 5,89

7,89

07/jun

9,22

18,62 7,35 6,21

3,20

08/jun

6,00

19,00 7,29 6,33

6,66

09/jun

8,14

19,72 7,29 6,57

5,50

10/jun

5,39

19,70 7,23 6,57

7,75

11/jun

8,74

20,06 6,88 6,69

4,59

12/jun

6,57

16,70 6,03 5,57

4,57

13/jun

5,03

13,00 6,24 4,33

3,60

14/jun

3,65

10,00 5,89 3,33

3,02

15/jun

3,66

10,00 5,79 3,33

3.00

16/jun

2,13

6,70 5,37 2,23

2,33

21,00

13,30

17,60 17,6618,62 19,00 19,72 19,70 20,06

16,70

13,00

10,00 10,00

6,707,00 7,11 7,15 7,16 7,35 7,29 7,29 7,23 6,88 6,03 6,24 5,89 5,79 5,37

0,00

5,00

10,00

15,00

20,00

25,00


CURVA DE CRESCIMENTO( Pesque-Pague da Fazendinha) MN (CASTENHOLZ, 1988) Cylindrospermopsis raciborskii

DCM pH

99


celular máxima (DC, DCM e pH). Isoladas da Lagoa de Santa Clara.


03/jun

10,11

30,40 7,00 10,13

10,99

04/jun

11,00

31,44 7,45 10,48

10,44

05/jun

11,00

30,44 7,43 10,15

9,44

06/jun

30,66

90,66 7,82 30,22

27,00

07/jun

53,67

166,00 8,98 55,33

57,00

08/jun

58,00

171,00 8,03 57,00

56,00

09/jun

63,33

199,00 8,40 66,33

69,34

10/jun

68,35

200,70 8,54 66,90

71,04

11/jun

67,80

209,30 8,94 69,77

71,73

12/jun

70,70

209,40 8,89 69,80

68,90

13/jun

70,70

209,50 9,00 69,83

68,91

14/jun

55,00

158,70 9,30 52,90

50,10

15/jun

42,90

125,70 8,34 41,90

40,90

16/jun

40,44

118,30 8,34 39,43

38,42

30,40 31,44 30,44

90,66

166,00 171,00

199,00 200,70 209,30 209,40 209,50

158,70

125,70 118,30

7,00 7,45 7,43 7,82 8,98 8,03 8,40 8,54 8,94 8,89 9,00 9,30 8,34 8,34

0,00

50,00

100,00

150,00

200,00

250,00


CURVA DE CRESCIMENTO (Lagoa de Santa Clara)BG-11 (RIPPKA, 1979) Pseudanabena catenata

DCM pH

100

5 RESULTADOS E DISCUSSÃO

Tabela 15 – Identificação Taxonômica das Microalgas do Meio Ambiente

Fonte: Arquivo pessoal.

Lagoa dos Índios Lagoa de Santa Clara Pesque – Pague Fazendinha

Cianobatérias Chlorophyceae Cianobacteria

Radiocystis sp Tetraëdron lobulatum Radiocystis fernadoi

Aphanothece sp Schoederia sp Microcistis aeruginosa

Merismopedia sp Sphaerocystis sp Oscillatoria princeps

Microcystis aeruginosa Dispora globosa Lyngbya sp

Arthrospira sp Ankistrodesmus sp Anabaena sp

Spirulina sp Golenkinia radiata Anabaena circinalis

Anabaena circinalis Pediastrum duplex Aphanocapsa sp

Chlorophyceae Pediastrum simplex Limnothrix sp

Tetraëdron lobulatum Binuclearia sp Microcystis weswnbergii

Schoederia sp Cladophora sp Sphaerocavum sp

Sphaerocystis sp Cilindrocystis sp Pseudoanabaena sp

Dispora globosa Scenedesmus quadricauda Leptolyngbya sp

Ankistrodesmus sp Scenedesmus dimorfus Planktothrix agardhii

Golenkiniaradiata Zygnemaphyceae Geitlerinema amphibium

Pediastrum duplex Gonatozygonpilosum Planktothrix isothrix

Pediastrum simplex Roya robusta Pseudanabaena catenata

Binuclearia sp Docidium sp Dolichospermum sp

Cladophora sp Genicularia spirotaenia Cylindrospermopsis raciborskii

Zygnemaphyceae Closterium bailyanum

Gonatozygon pilosum Closterium ehrenbergii

Roya robusta Closterium lagoense

Genicularia spirotaenia Closterium lineatum

Closterium dianae Closterium moniliferum

Closterium acutum Closterium porrectum

Euastrum oblongum Closterium setaceum

Micrasteriaslatice ps Closterium rostratum

Micrasteriasrotata Closterium tumidum

Xanthidium regulare Euastrum oblongum

Stauratrum rotula Micrasteria slaticeps

Staurastrum tetracerum Micrasteria srotata

Desmidium sp Mougeotia sp

Groenbladia sp Xanthidium regulare

Onichonemalaeve Stauratrum rotula

Spirogyra sp Staurastrum tetracerum

Dinophyceae Plerotaenium sp

Peridinium sp Xanthidium trilobum

Xanthophyceae Desmidium sp

Isthmochloron lobulatum Groenbladia sp

Bacillariophyta Onichonemalaeve

Navicula sp Spirogyra sp

Diploneis sp Pseudanabaena catenata

Gyrosygma sp

Aulacoseira granulate

Planktothrix agardhii

Geitlerinema amphibium

Planktothrix isothrix

Pseudanabaena catenata

Dolichospermum sp

Cylindrospermopsis raciborskii

101

Após o plaqueamento foi realizado o monocultivo (cultivo de somente uma colônia)

em meios (Meio BG-11(RIPPKA, 1979); Meio ASN-1 (GORHAM et al., 1964); Meio MN

(CASTENHOLZ, 1988); Variação: BG-11(modificado); Meio Água de Coco como nutriente

onde conseguiu-se isolar e cultivar as espécies:

Planktothrix agardhii, Geitlerinema amphibium, Planktothrix isothrix,

Pseudanabaena catenata, Dolichospermum sp e Cylindrospermopsis raciborskii.

O processo com objetivo de avaliar os parâmetros de crescimento em termos da

densidade celular máxima alcançada, do tempo de cultivo e através de isolamento identificar

taxonomicamente as microalgas que desenvolveram nos meios formulados e avaliar

comparando o meio com melhor desenvolvimento mostrou a presença das seguintes

microalgas: Planktothrix agardii, Geitlerinema amphibium, Planktothrix isothrix,

Planktothrix isothrix, Pseudanabaena catenata, Dolichospermum sp e

Cylindrospermopsis raciborskii. Os resultados dos cultivos estão representados nas Tabela

17, 18, 19, 20 e 21. As curvas de crescimento apresentaram-se crescentes em todos os

experimentos.

Nos três primeiros dias de cultivo o crescimento foi delineado próximo a

constante, etapa essa de indução. Esta fase de acordo com GOMES (1989), corresponde à

fase de celúlas imaturas q u e é típica do início do crescimento celular, em que há divisão

celular e as microalgas se encontram em amoldamento ao meio, permanecendo com um

número quase contínuo de células. A duração desta fase depende de fatores como: período

celular, nutrientes do meio de cultura e influencias abioticas. Do terceiro ao oitavo dia,

observou-se um crescimento rápido, correspondendo à etapa de crescimento exponencial,

período em que as microalgas, após adaptação, iniciaram as divisões celulares. O número

de microalgas aumentou progressivamente. Acredita-se que este crescimento rápido deu-

se, por o meio de cultura neste período estar com concentração de nutrientes propicio ao crescimento

microalgal. Quando se deseja extrair componentes orgânicos, retiram-se as amostras

originárias desta fase por conterem células jovens. Do oitavo ao décimo primeiro dia, houve

um crescimento lento na densidade celular máxima e um declínio nos decimo segundo dia

áte o decimo quarto dia. É a fase de redução de crescimento se traduz pela redução da

velocidade de crescimento, esta mudança é atribuída ao início da escassez de alguns nutrientes

tornando o meio inospito ao cultivo. A densidade máxima de 209,5 x 104 cel/ml no décimo

primeiro dia do cultivo. Após este período, todas as contagens apresentaram uma redução

significativa, devido à contaminação por fungos e um esgotamento dos nutrientes.

102

Os resultados foram superiores aos obtidos por Tetraselmis chuii (158 x 10 4

cel/ml) MARTINEZ. Entretanto, ficaram muito abaixo dos resultados de KLEIN &

GONZALEZ (1993) com as espécies Tratraselmis suecica (440 x 10 4 cel/ml).

As condições nutricionais do meio ficam inviáveis que as células perecem. De

acordo com GOMES (1989), esta fase revela o esgotamento de todos os nutrientes.

No fatobiorreator com meio ENRIQUECIDO COM ÁGUA DE COCO observou-se que no

decimo primeiro ao decimo quarto dia houve redução que foi causada pela contaminação por

fungos as microalgas tornaram-se vulneráveis à contaminação mesmo com os cuidados

especiais, provavelmente pela unidade e calor do ambiente . Do décimo segundo ao

décimo quarto dia, observaram-se curvas decrescentes, correspondendo à fase de morte da

cultura. No fatobiorreator com meio MN(CASTENHOLZ,1988) O primeiro dia foi o

de maior densidade celular, do segundo ao décimo dia subsequentes observou-se

oscilação de crescimento , do decimo primeiro ao decimo quarto redução

acentuada.

103

6 CONCLUSÃO

O efeito dos experimentos propostos por este trabalho, sobre a eficiência do

crescimento microalgal, bem como, O cultivo em fotobioreactores fechados das microalgas e

utilização dos meios de cultivo Meio BG-11(RIPPKA, 1979); Meio ASN-1 (GORHAM et al.,

1964); Meio MN (CASTENHOLZ, 1988); Variação: BG-11(modificado); Meio

ENRIQUECIDO COM ÁGUA DE COCO, para microalgas são, sem dúvida eficientes e

promissor, pois as microalgas, Planktothrix agardii, Geitlerinema amphibium, Planktothrix

isothrix, Planktothrix isothrix, Pseudanabaena catenata, Dolichospermum sp e

Cylindrospermopsis raciborskii.

Em um período de 14 dias as microalgas cresceram exponencialmente nos meios

demonstrando ser eficaz no crescimento, permitiu uma elevada produtividade da biomassa.

Verificou- se, nas setes espécies, satisfatória relação linear entre os métodos de análise do

crescimento: contagem celular, leitura da densidade e celular máxima.

A ocorrência de arejamento e agitação durante o cultivo favoreceu o crescimento

e foram atingidas elevadas concentrações celulares principalmente em BG-11(modificado) e

em Meio enriquecido com água de coco, como é evidenciado nas curvas de crescimento. Ao

analisar estas curvas, observou-se fase de declínio nas culturas de Cylindrospermopsis

raciborskii em m eio MN (CASTENHOLZ, 1988);.A taxa de crescimento média observada

em Geitlerinema amphibium correspondeu a análise comparativa entre os resultados

conseguidos através da curva de crescimento, permitiu verificar o crescimento dos organismos

das concentrações dos meios quando utilizados o que deverão ser considerados os resultados

obtidos, uma vez que este método permite separar, identificar e quantificar os

microorganismos, fornecendo resultados fidedignos. Pseudanabaena catenata poderá ser uma

espécie mais fácil para crescer em laboratório.

Tendo em vista os resultados obtidos, podemos concluir que os meios modificados

testados podem ser usadas para o cultivo dessas espécies de microalgas. Este trabalho um dos

pioneiros no que refere-se ao conhecimento ficológico deste ecossistema, como também uma

significativa contribuição para a identificação das microalgas local. Do total de táxons

identificados pela pesquisa, 73 são registros para a Lagoa dos Índios, Lagoa de Santa Clara e

pesque – pague da Fazendinha estado do Amapá.

104

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111

ANEXO 1:TÁXONS IDENTIFICADOS LAGOA DOS ÍNDIOS:

Cianobatérias

1. Cianobatérias

2. Radiocystis sp

3. Aphanothece sp

4. Merismopedia sp

5. Microcystis aeruginosa

6. Arthrospira sp

7. Spirulina sp

8. Anabaena circinalis

9. Chlorophyceae

10. Tetraëdron lobulatum

11. Schoederia sp

12. Sphaerocystis sp

13. Dispora globosa

14. Ankistrodesmus sp

15. Golenkiniaradiata

16. Pediastrum duplex

17. Pediastrum simplex

18. Binuclearia sp

19. Cladophora sp

20. Cilindrocystis sp

21. Zygnemaphyceae

22. Gonatozygon pilosum

23. Roya robusta

24. Genicularia spirotaenia

25. Closterium dianae

26. Closterium acutum

27. Euastrum oblongum

28. Micrasteriaslatice ps

29. Micrasteriasrotata

30. Xanthidium regulare

31. Stauratrum rotula

32. Staurastrum tetracerum

33. Desmidium sp

34. Groenbladia sp

35. Onichonemalaeve

36. Spirogyra sp

37. Dinophyceae

38. Peridinium sp

39. Xanthophyceae

40. Isthmochloron lobulatum

41. Bacillariophyta

42. Navicula sp

43. Diploneis sp

44. Gyrosygma sp

45. Aulacoseira granulate

46. Planktothrix agardhii

47. Geitlerinema amphibium

48. Planktothrix isothrix

49. Pseudanabaena catenata

50. Dolichospermum sp

51. Cylindrospermopsis raciborskii

112

ANEXO 2:TÁXONS IDENTIFICADOS DO MOSTEIRO:

Chlorophyceae

1. Chlorophyceae

2. Tetraëdron lobulatum

3. Schoederia sp

4. Sphaerocystis sp

5. Dispora globosa

6. Ankistrodesmus sp

7. Golenkinia radiata

8. Pediastrum duplex

9. Pediastrum simplex

10. Binuclearia sp

11. Cladophora sp

12. Cilindrocystis sp

13. Scenedesmus quadricauda

14. Scenedesmus dimorfus

15. Zygnemaphyceae

16. Gonatozygonpilosum

17. Roya robusta

18. Docidium sp

19. Genicularia spirotaenia

20. Closterium acutum

21. Closterium bailyanum

22. Closterium ehrenbergii

23. Closterium lagoense

24. Closterium lineatum

25. Closterium moniliferum

26. Closterium porrectum

27. Closterium setaceum

28. Closterium rostratum

29. Closterium tumidum

30. Euastrum oblongum

31. Micrasteria slaticeps

32. Micrasteria srotata

33. Mougeotia sp

34. Xanthidium regulare

35. Stauratrum rotula

36. Staurastrum tetracerum

37. Plerotaenium sp

38. Xanthidium trilobum

39. Desmidium sp

40. Groenbladia sp

41. Onichonemalaeve

42. Spirogyra sp




113

ANEXO 3: TÁXONS IDENTIFICADOS NO PESQUE PAQUE DA FAZENDINHA:

Cianobacteria

1. Cianobacteria

2. Radiocystis fernadoi

3. Microcistis aeruginosa

4. Oscillatoria princeps

5. Lyngbya sp

6. Anabaena sp

7. Anabaena circinalis

8. Aphanocapsa sp

9. Limnothrix sp

10. Microcystis weswnbergii

11. Sphaerocavum sp

12. Pseudoanabaena sp

13. Leptolyngbya sp




17. Pseudanabaena catenata

18. Dolichospermum sp

19. Cylindrospermopsis raciborskii

114

ANEXO 4: PRANCHA DE IDENTIFICAÇÃO DAS MICRO ALGAS ISOLADAS

Planktothrix isothrix Planktothrix isothrix

Cylindrospermopsis raciborskii Cylindrospermopsis raciborskii

Geitlerinema amphibium Planktothrix agardhii

Fotos: Núcleo de Pesquisa em Ficologia.

115

Pseudanabaena catenata Cylindrospermopsis raciborskii

Dolichospermum circinalis

UNIVERSIDADE FEDERAL DO AMAPÁ PRÓ-REITORIA DE … · como parte dos requisitos ... pelo apoio na identificação das algas para a ... podemos concluir que os meios modificados testados

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