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PNT- 37 MICOBACTERIAS

Versión 1 21/12/2006 Página 1 de 61

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Índice

1. Tinción de Ziehl-Neelsen. 2. Digestión y descontaminación de las muestras. 3. Cultivo de micobacterias en medio sólido. 4. Cultivo de micobacterias en medios líquidos mediante sistemas automatizados. 5. Identificación fenotípica de las micobacterias 6. Documentos anexos

Anexo 1 BACTECTM MGITTM 960: Descripción del aparato

Anexo 2 BACTECTM MGITTM 960: Manual

Anexo 3 BACTECTM MGITTM 960: Procedimientos




Tinción de Ziehl-Neelsen.

1. Propósito y alcance

El objetivo de este documento es definir la metodología de la tinción Ziehl-Neelsen para la observación

directa de los bacilos ácido-alcohol resistentes.

2. Fundamento

Las micobacterias son difíciles de teñir debido a la gran dotación lipídica (ácidos micólidos) de su

pared, que las hace impermeables a los colorantes habituales. Por ello, las tinciones utilizadas, como la de Ziehl-

Neelsen, se basan en el hecho de su ácido-alcohol resistencia que, entre otras características, se manifiesta por la

capacidad que tienen estas bacterias de retener un colorante básico, como determinados arilmetanos (fucsina),

tras la acción de un decolorante ácido-alcohol. Para que estas bacterias puedan contrastar se utiliza un

contracolorante (azul de metileno) que teñirá el resto de la preparación. No todas las estructuras ácido-alcohol

resistentes son micobacterias. Existen otros microorganismos que pueden presentar grados diferentes de ácido-

alcohol resistencia como son especies de Nocardia, Rhodococcus, Tsukamurella, Gordona, Legionella (L.

micdadei), y los ooquistes de Cryptosporidium, Isospora, Sarcocystis y Cyclospora. Sin embargo, la

especificidad del examen directo de la muestra para determinar el género es bastante elevada, pero la

diferenciación a nivel de especie suele ser casi imposible.

3. Muestras

Esta técnica debe aplicarse sistemáticamente sobre cualquier muestra clínica (pretratada o no) o

microorganismo obtenido por cultivo en el que sea preciso descartar estos patógenos, con la excepción de la

sangre.

4. Reactivos y productos

a. Fucsina fenicada tensioactiva.

b. Alcohol-clorhídrico al 3% (decolorante: 3 ml ácido clorhídrico concentrado y 97 ml etanol

95%).

c. Azul de metileno.




5. Aparatos y materiales a. Cabina de Seguridad Biológica de clase IIA o IIB3.

b. Calentador de portaobjetos.

c. Vórtex.

d. Microscopio de luz visible provisto de un objetivo 100 x.

e. Portaobjetos.

f. Asa bacteriológica estéril.

g. Pipetas Pasteur de plástico estériles.

6. Procesamiento

6.1. Extensiones

Siempre se realizarán en una Cabina de Seguridad Biológica. Tras marcar en un extremo del

portaobjeto el número de registro de la muestra a estudiar, se procederá de la siguiente forma:

a. Extensiones directas de muestras (esputos, BAS).

Seleccionar la parte más purulenta de la muestra. Con un asa bacteriológica estéril se cogerá una

porción significativa de la misma y se extenderá sobre el portataobjetos (aproximadamente 1,5 cm de

ancho x 3 cm de largo)

b. Muestras pre-tratadas y concentradas por centrifugación (líquidos estériles, BAL, orinas). Se homogeneizará el sedimento con la ayuda de una pipeta Pasteur de plástico y se transferirá

una gota al portaobjetos que se extenderá como se ha mencionado previamente.

No deberá preparar más de una extensión por portaobjetos.

Fijar el material al portaobjetos mediante un calentador eléctrico.

6.2. Técnica de tinción.

Colocar los portaobjetos sobre el soporte de tinción dejando suficiente espacio entre ellos

para evitar arrastres y transferencias entre muestras diferentes.

Cubrir la preparación totalmente con la solución de fucsina fenicada tensioactiva y esperar 10 minutos

Lavar con agua destilada y decantar la preparación.

Añadir el alcohol-clorhídrico (decolorante) y mantener durante 2 min.




Lavar con agua destilada y decantar.

Añadir el azul de metileno dejándolo durante 5 minutos.

Lavar con agua y dejar secar a temperatura ambiente.

6.3. Lectura .

Examinar en un microscopio (luz visible) con un objetivo de inmersión (100x) con aceite. Se

debe examinar un mínimo de 300 campos antes de dar una tinción como negativa. Se procurará

seguir un orden dentro del portaobjetos (izquierda a derecha, zig-zag, etc.) iniciando la observación

por un extremo del mismo.

Los bacilos ácido-alcohol resistentes se teñirán en rojo brillante sobre un fondo azulado. Estos

tienen aproximadamente de 1 - 10 mm de longitud y de 0,2 - 0,6 mm de ancho, pueden estar

ligeramente curvados y no suelen teñirse de manera uniforme adoptando un aspecto de granulado.

La morfología varía ligeramente de unas especies micobacterianas a otras.

7. Obtención, interpretación e informe de resultados. a. Negativo:

Cuando no se visualiza bacilo alguno en toda la preparación. Se informará: "No se observan

bacilos ácido-alcohol resistentes".

b. Positivo:

Cuando se visualiza uno o más bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR).

De 1 a 2 BAAR en toda la extensión (300 campos) no se informará. Realizar una nueva

extensión y tinción, y además solicitar una nueva muestra.

Cuando se visualicen en mayor número se informarán como escasos, moderados o

abundantes BAAR.

Los resultados obtenidos se registraran en la base de datos del programa de gestión del laboratorio. Se emitirá un informe diario con el resultado de las baciloscopias visualizadas. Además, cuando esta baciloscopia sea positiva se informará telefónicamente al facultativo solicitante y a Medicina Preventiva.




Digestión y descontaminación de las muestras


El objetivo de este documento es definir la metodología para la realización del pretratamiento

(descontaminación y digestión) de las muestras clínicas no estériles antes de proceder a su inoculación en los

medios de cultivo para micobacterias.

2. Fundamento

La mayor parte de las muestras clínicas (esputos, orinas, etc.) están contaminadas con una flora

bacteriana mixta que tiene un poder de multiplicación más rápido que las micobacterias. En principio, un

procedimiento de descontaminación debería ser capaz de eliminar, en la medida de lo posible, los contaminantes

sin afectar seriamente la viabilidad de las micobacterias. La digestión permite la homogeneización de la muestra

ya que algunas (en particular los esputos) contienen moco que, si no es licuado, proporciona a las bacterias

contaminantes una barrera de protección frente a la acción del agente descontaminante. Uno de los métodos de

descontaminación-digestión más utilizados (Kubica y cols.) combina el hidróxido sódico (agente

descontaminante) con la N-acetil-L-cisteína (agente mucolítico). Este tipo de pretratamiento es compatible con

los medios de cultivo más habituales tanto sólidos como líquidos, incluidos los nuevos sistemas de detección

automatizados.

3. Muestras

Cualquier muestra clínica que presuntamente contenga una flora bacteriana inespecífica. Los líquidos

orgánicos estériles y los tejidos recogidos asépticamente no lo precisan. Si existen dudas podría optarse por

refrigerar la muestra 24 horas hasta disponer del resultado preliminar de los cultivos rutinarios de esa muestra

clínica.


N-acetil-L-cisteína - NaOH (Mycoprep)

Solución tampón fosfato 0,067 M (pH 6,8 ± 0,2)

5. Aparatos y materiales




Cabina de seguridad biológica

Centrífuga con sistema de cierre de seguridad.

Vórtex.

Agitador.

Tubos de centrífuga estériles de fondo cónico de 50 ml de capacidad

Asas bacteriológicas estériles.

Pipetas Pasteur.

Pipetas graduadas semiautomáticas

6. Procesamiento

6.1. Realización de la técnica

6.1.1. Esputos

Preparación: Transferir 10 ml o menos de esputo a un tubo estéril de fondo cónico (50 ml). Añadir el doble de volúmen de Mycoprep.

Mucolisis: Cerrar bien el tubo. Agitar la mezcla en un vórtex durante 5-20 seg. Invertir el tubo.

Descontaminación: Dejar el tubo en un agitador a temperatura ambiente durante 15 min

(máximo de 20 min) para descontaminar la muestra.

Neutralización: Diluir la mezcla hasta 50 ml con solución tampón fosfato pH=6.8 hasta la

marca de 50 ml.

Concentración: Tapar el tubo e invertirlo para que se mezcle bien. Centrifugar a 3.000 x g

durante 15-20 min.

Desechar el sobrenadante con pipeta en un recipiente con lejía.

Resuspender el sedimento en 2-3 ml de tampón fosfato.

Del sedimento tomaremos 0.5 ml para inocular en los tubos MGIT que introduciremos en la

máquina. Además sembrar del sedimento los medios de cultivo sólidos (Lowestein-Jensen y

Coletsos).

Guardar los sedimentos procesados durante 2-3 semanas.

6.1.2. Orinas




Centrifugar la orina a 3000 g 15 minutos.

Decantar el sobrenadante y diluir con 2 ml de tampón fosfato.

Agitar y añadir igual volúmen de Mycoprep.

Resto del procedimiento ver esputo.

6.1.3. Aspirados gástricos

Proceder como los esputos. En el caso de muestras de >10 ml concentrar como las orinas y

diluir con 5 ml de tampón. Luego procesar igual que los esputos.

6.1.4. Líquidos

Conservar a 4ºC 24 horas hasta confirmar si es una muestra estéril tras ver el cultivo de la

muestra.

Volúmen de muestra < 3 ml: Si la muestra es estéril agitar e inocular directamente. Si la

muestra está contaminada, descontaminar como un esputo.

Volúmen de muestra > 3 ml: Centrifugar a 3000g 15 minutos. Deshechar el sobrenadante con

una pipeta estéril al contenedor de lejía del interior de la campana.

Resuspender el sedimento con una pipeta Pasteur estéril y sembrar con él los medios sólidos y

el medio líquido.

6.1.5. Heces

Suspender 1 g de heces en 5 ml de caldo Middlebrook 7H9 o suero fisiológico, agitar la

suspensión en vórtex 5 seg. Añadir doble volúmen de Mycoprep y dejar la descontaminación durante

30 min. El resto del procedimiento como los esputos.

6.1.6. Tejidos

Machacar el tejido con 15-20 ml de caldo 7H9. Descontaminar y seguir el protocolo.

6.2. Control de calidad




Se efectuará un control de esterilidad de las soluciones de descontaminación y neutralización

sembrando una placa de agar sangre o chocolate de cada lote e incubando a 35-37ºC durante 5

días. El control de esterilidad no deberá presentar crecimiento.

Antes de su uso se comprueba que las soluciones de descontaminación y neutralización presentan

las características macroscópicas adecuadas.

En general se admite que el procedimiento es óptimo cuando el porcentaje de

contaminaciones es del orden del 3 al 5%.

Cultivo de micobacterias en medio sólido.


El aislamiento de micobacterias a partir de muestras clínicas mediante el cultivo en medio sólido de

Löwenstein-Jensen y Coletsos.

2. Fundamento

Las micobacterias son muy resistentes a la acción de los agentes físicos y químicos, pero al mismo

tiempo son muy exigentes desde el punto de vista nutricional. El medio sólido de Löwenstein-Jensen es un

medio a base de huevo, fécula de patata, glicerol y sales, solidificado por calentamiento. Este medio tiene las

ventajas de reducir el crecimiento de otros microorganismos, al contener verde de malaquita.

3. Muestras

Cualquier muestra clínica que presuntamente contenga micobacterias.


Medio de Löwenstein-Jensen en tubos de vidrio con tapón de rosca.

Medio de Coletsos en tubos de vidrio con tapón de rosca

5. Aparatos y materiales

Cabina de seguridad biológica de clase IIA o IIB3.

Vórtex.

Incubador de CO2.




Agujas y jeringuillas de 1 ml o pipetas tipo Pasteur calibradas.

Gradillas verticales e inclinadas para tubos.

6. Procesamiento


Retirar el posible líquido de condensación de los tubos de Löwenstein-Jensen.

Etiquetar o rotular los tubos correctamente.

Inocular la muestra una vez terminado el proceso de descontaminación. Se realizará con una

pipeta Pasteur calibrada, dispensando 0,5 ml en cada medio de cultivo.

Incubar los tubos en un incubador a 35-37ºC.

Los tubos de Löwenstein-Jensen deberán permanecer inclinados hacia arriba en gradillas

específicas, para que la muestra esté en contacto con la mayor parte de la superficie del medio. Los

tapones de los tubos no deben estar totalmente cerrados para que haya intercambio aéreo y se

evapore todo el líquido. Cuando la superficie del medio esté completamente seca (10-15 días

aproximadamente) lo tapones se deberán cerrar y los tubos se dispondrán en gradillas de manera

vertical en un incubador sin CO2.

En muestras de procedencia cutánea se deberán sembrar dos tubos, incubando uno a 37ºC y

el otro a 30ºC.

Todos los cultivos deberán incubarse durante un mínimo de 6 semanas, antes de

considerarlos negativos


Cada día, se deberá examinar el color, la presencia de deshidratación (medios sólidos) y la

fecha de caducidad de los medios a utilizar.

Para el control de esterilidad se debería incubar a 35-37ºC durante 5 días una placa o tubo

del medio de cada nuevo lote que se inicie. En este control no se deberá observar crecimiento en el

medio.




7. Obtención e informe de resultados

Los tubos de Löwestein-Jensen deben ser examinados con buena luz y detenimiento, una vez

por semana, para detectar la presencia de colonias indicativas de crecimiento.

De cualquier crecimiento se deberá realizar una tinción de Ziehl-Neelsen, comprobando si se

trata de bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR) y/o de un contaminante (bacteriano o fúngico).

Los resultados obtenidos (cultivos positivos para BAAR o negativos tras 6 semanas) se

registrarán en el cuaderno de trabajo de micobacterias, así como en la base de datos del programa

de gestión del laboratorio.

Los cultivos positivos se informarán telefónicamente y por escrito al facultativo solicitante del

estudio micobacteriológico así como a Medicina Preventiva.

Los cultivos positivos se enviarán al Centro Nacional de Microbiológía, Instituto de Salud

Carlos III para su identificación y estudio de sensibilidad siguiendo las normas de seguridad de

envíos a Centros de Referencia.

Cultivo de micobacterias en medios líquidos mediante sistemas automatizados.


El aislamiento de micobacterias a partir de muestras clínicas mediante el cultivo en medio líquido con

sistemas automatizados.

2. Fundamento

Actualmente, para la recuperación de micobacterias se recomienda la utilización de un medio sólido y

uno líquido para el cultivo primario de muestras clínicas.

3. Muestras

Cualquier muestra clínica que presuntamente contenga micobacterias.





Vial con el medio de cultivo líquido específico.

Suplemento de enriquecimiento (OADC).

Suplemento antibiótico (PANTA).

Medio de agar chocolate.

5. Aparatos y materiales Cabina de seguridad biológica de clase IIa o IIb3.

Sistema de incubación y detección automática.

Vórtex.

Incubador de co2.

Pipetas tipo pasteur.

Asas de siembra estériles

Gradillas específicas.

6. Procesamiento


Etiquetar o rotular cada botella de cultivo correctamente. Dejar los frascos a temperatura

ambiente (30-60 min) antes de la inoculación.

Desenroscar el tapón MGIT y dejarlo sobre el tubo

Preparar PANTA: rehidratar el vial con 15 ml de suplemento MGIT (OADC).

Añadir con una pipeta estéril 0.8 ml de la mezcla OADC/PANTA al tubo de MGIT.

Añadir 0.5 ml de la muestra concentrada al tubo de MGIT

Enroscar firmemente el tapón del tubo y mezclar bien.

Introducir las botellas o viales en el sistema automatizado donde se incubarán a 37ºC (± 2ºC) y

se monitorizarán durante 42 días.

Cuando el instrumento indique que un frasco o vial es positivo, se retirará del sistema, así

como todos los cultivos negativos tras los 42 días de incubación.




Para una explicación más detallada y obtener datos técnicos auxiliares sobre la carga y

descarga de los frascos o viales en cada sistema, se deberá acudir la instrucciones del fabricante

(Ver anexos 1, 2 y 3).


Cada uno de los equipos de cultivo y detección temprana de micobacterias tiene sus propios

sistemas para el control de la calidad de los instrumentos, ya sean automáticos o semiautomáticos.

En cada caso se deberán seguir las instrucciones y recomendaciones del fabricante.

7. Obtención, interpretación y expresión de los resultados

Todo vial detectado como positivo se deberá agitar bien para mezclar su contenido, y realizar un

cultivo en placa de Agar Chocolate, un cultivo en los 2 medios sólidos de micobacterias (Löwenstein-

Jensen y Coletsos) y una extensión para tinción de Ziehl-Neelsen:

a. Baciloscopia positiva: presencia de bacilos ácido-alcohol resistentes (BAAR) en la

extensión del vial

b. Si la baciloscopia es negativa, podría indicar un posible falso positivo o la precocidad en la

detección del crecimiento. Se deberá introducir de nuevo el frasco en el instrumento.

c. Si junto a los bacilos ácido-alcohol resistentes se ven otros microorganismos que

posteriormente crecen en el agar chocolate, la muestra se deberá descontaminar y sembrar de

nuevo y, si esta no se encuentra disponible, descontaminar el contenido del frasco de cultivo e

inocular en uno nuevo o bien descartar el cultivo, esperar el cultivo primario en el medio sólido y

si este estuviera contaminado solicitar una nueva muestra.

d. Si en la tinción sólo se ven otros microorganismos que no son micobacterias, descartar el

cultivo y solicitar una nueva muestra.

Los resultados obtenidos (cultivos positivos para BAAR o negativos tras 6 semanas) se

registraran en el libro de micobacterias, así como en la base de datos del programa de gestión del

laboratorio.

Los resultados positivos se informarán telefónicamente y por escrito al facultativo solicitante del

estudio micobacteriológico, así como a Medicina Preventiva.




Identificación fenotípica de las micobacterias 1. Propósito y alcance

Definir la metodología de un conjunto básico de pruebas para la identificación de los aislamientos

micobacterianos en función de sus características fenotípicas

2. Fundamento

Las micobacterias se suelen clasificar o agrupar según dos características principales: la velocidad de

crecimiento y la pigmentación. Según la velocidad de crecimiento de un subcultivo de micobacterias podemos

hablar de micobacterias de crecimiento rápido o de crecimiento lento. Dependiendo de la capacidad de las

micobacterias para producir pigmentos se pueden diferenciar en tres grupos, no cromógenas, fotocromógenas y

escotocromógenas. A esto hay que añadir la temperatura óptima de crecimiento, que puede variar en función del

tipo de micobacteria, y diversas pruebas bioquímicas para intentar orientar la identificación de la mayoría de las

micobacterias de interés clínico.

3. Muestras

Cualquier cultivo sólido con un crecimiento micobacteriano puro, en suficiente cantidad y reciente.


Tubos de cultivo de Löwenstein-Jensen y Coletsos 5. Aparatos y materiales

Cabina de seguridad biológica de clase IIA o IIB3.

Incubador de 37 ± 2°C.

Incubador de CO2 de 37 ± 2°C.

Incubador de 45 ± 2°C.

Vórtex.

Pipetas Pasteur estériles.

Asas bacteriológicas estériles.

Papel de aluminio.




Parafilm.

Gradillas para tubos verticales e inclinados.

6. Procesamiento

6.1. Realizacion de la tecnica

6.1.1. Velocidad y temperatura óptima de crecimiento

Se observará el crecimiento de los medios sólidos de la muestra directa o bien del pase realizado a estos medios tras indicar su positividad el sistema automatizado. Los aislamientos que crezcan en los primeros 7 días serán micobacterias de crecimiento rápido y las que aparezcan después serán especies de crecimiento lento.

Micobacteria de crecimiento rápido: M. fortuitum o M. chelonae.

Micobacteria de crecimiento lento: M. tuberculosis.

6.1.2. Pigmentación

Sembrar tres tubos de Löwenstein-Jensen con las colonias sospechosas y envolver dos de

ellos con papel de aluminio de forma que la luz no pueda llegar al medio.

Incubar a 37 ± 2 ºC.

Cuando el crecimiento sea visible en el tubo descubierto, se deberán desenvolver los tubos

cubiertos y si no presentan pigmentación se expondrá uno de ellos a la luz de una lámpara a 20

cm aproximadamente, durante 2 h (1-5 h). Para inducir la producción de pigmento se deberá

desenroscar ligeramente el tapón, para que el oxigeno penetre.

Seguidamente el tubo se cubre y devuelve a la estufa y se observa a las 24 y las 48 horas en busca de un posible cambio en la pigmentación y comparación con el otro tubo cubierto y no fotoinducido.

Cuando todos lo tubos permanezcan sin color será una micobacteria no cromógena. Si la

pigmentación aparece en el cultivo fotoinducido, la especie será fotocromógena. Si la producción

de pigmento aparece en todos los tubos se tratará de una micobacteria escotocromógena.

Micobacteria no cromógena: M. fortuitum o M. chelonae

Micobacteria fotocromógena: M. kansasii.




Micobacteria escotocromógena: M. gordonae.


Cada día, se deberá examinar el color, la presencia de deshidratación (medios sólidos) y la

fecha de caducidad de los medios y reactivos a utilizar.

Los resultados deberán registrarse y cuando estos no sean correctos se deberían llevar a

cabo nuevos controles. Las medidas correctivas podrían incluir la realización de pruebas adicionales

que determinen el problema del medio o la notificación al fabricante para el reemplazo completo del

lote.

7. Obtención y expresión de los resultados

La mayoría de los resultados se basan en la detección visual del crecimiento o cambios de color, de los

diferentes medios y reactivos utilizados. La interpretación se hará de acuerdo a las tablas de identificación

fenotípica existentes el documento científico de micobacterias.

Los obtenidos se registraran en la base de datos del programa de gestión del laboratorio. Tanto los

resultados a nivel informático como los que precisen ser informados por papel deberán ser revisados y validados

por el facultativo responsable.

Documentos anexos MICROBIOLOGIA_MICOBACTERIAS_V0




Anexo 1 BACTECTM MGITTM 960: Descripción del aparato

El instrumento BACTEC MGIT 960 esta diseñado para la detección rápida de micobacterias en muestras clínicas no sanguíneas. El tubo MGIT contiene un caldo 7H9 con un compuesto fluorescente




en el fondo del tubo y un código de barras para la identificación del tubo por el instrumento.El método de detección consiste, en que los microorganismos presentes en las muestras, consumirán el oxígeno durante su crecimiento en el tubo. Los tubos, contienen una matriz fluorescencente, que emite fluorescencia cuando no hay, o disminuye la concentración de oxígeno en el tubo. De manera que cuando un microorganismo produce una disminución de la concentración de oxigeno en elk tubo los fotodetectores detectarán un aumento de fluorescencia. Cuando este nivel de fluorescencia supera un umbral o sigue un patrón de crecimiento determinado el instrumento dará un resultado positivo. El instrumento analiza todos los tubos automáticamente. En cada lectura se ilumina una fila de emisores de luz (LED) que excitan las matrices de fluorescencia. A continuación, los fotodetec-tores del instrumento efectúan las lecturas de esta fluores cerncia para cada tubo. Se realiza un ciclo completo de análisis de todos los cajones cada 60 minutos. La presencia de cultivos positivos es indicada por la iluminación de la luz de + en la parte delantera del cajón, con un aviso auditivo y por la presentación en la pantalla LCD. Un solo instrumento BACTEC MGIT 960 puede controlar un total de 960 tubos. Los tubos se disponen en tres cajones, cada uno de los cuales puede acoger hasta 320 tubos. La capacidad práctica del sistema habitualmente es de 154 muestras por semana cuando se utiliza un protocolo de 6 semanas (115 muestras por semana con un protocolo de 8 semanas). DESCRIPCION DEL INSTRUMENTO

Componentes del instrumento 1.- Cajones 2.- Lector de código de barras (Barcode scanner) 3.- Unidad de disquetes 4.- Pantalla de cristal líquido y botones asociados (LCD Display and key pad)




5.- CPU y Puertos externos SOFTWARE Hay tres tipos básicos de pantalla:

1. Pantalla principal de estado 2. Pantallas de configuración/mantenimiento 3. Pantallas de actividad




1. Pantalla principal de estado. Es la pantalla que aparece cuando están cerrados todos los cajones del instrumento. Presenta una zona de resumen con los números de tubos positivos, negativos, en análisis, disponibles, errores de estación o anónimos. También muestra la fecha y hora actuales. Y en la parte inferior los iconos con sus correspondientes teclas de función que permiten acceder a los parámetros de configuración, acceder a las funciones de mantenimiento, revisar los errores del sistema, imprimir informes y comprobar la temperatura del sistema. Véase la figura. Nº Instrumento Fecha y hora Ultima estación asignada Resumen Configuración Alertas Temperatura

Mantenimiento Impresión de informes




En la pantalla resumen podemos ver la siguiente información. 2. Pantallas de configuración/mantenimiento. Las pantallas de configuración y mantenimiento, a las que se accede desde la Pantalla principal de estado pulsando la tecla del icono configuración/mantenimiento. La opción Configuración Permite establecer la duración del protocolo, la fecha, la hora y sus formatos, el volumen de la alarma auditiva y el número de referencia del instrumento. Además de: seleccionar el idioma que desea utilizar en los informes, verificar la operación de todos los indicadores luminosos, bloquear y desbloquear las estaciones, grabar datos en un disquete, actualizar el software del sistema y activar la función de antibiograma. Para revisar y/o ajustar los parámetros de configuración del instrumento, en primer lugar debe asegurarse de que todos los cajones están cerrados. Cuando los cajones están cerrados, aparece una pantalla con la primera opción de configuración que es la duración del protocolo. Para acceder a las otras opciones de configuración hay que volver a pulsar la tecla del icono de configuración. En la función de configuración los parámetros que se cambian son automáticamente guardados al pulsar la tecla del icono Salir.

Cajones Nº Viales POSITIVOS Nº Viales NEGATIVOS Nº Viales ANONIMOS Nº Viales ERRORES Nº Viales EN PROCESO Nº Estaciones BLOQUEADAS Nº Estaciones DISPONIBLES




OPCIONES DE CONFIGURACION Duración del protocolo de análisis (1/9). Seleccione la duración, en días,

del protocolo de análisis automático. El valor predeterminado es 42 días. Para aumentar o reducir el número de días, utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo. Se puede elegir un valor de entre 1 a 56 días. Una vez elegido el tiempo, el instrumento guarda la nueva configuración simplemente pulsando”salir”. Hora y formato de la hora (2/9). Para cambiar el formato de la hora,

presione la tecla de función “configuración” hasta que aparezca la opción de hora y formato de hora en la pantalla.. Para cambiar los minutos, utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo para aumentar o reducir el valor mostrado. Para cambiar el valor de la hora, pulse la tecla de función “campo siguiente” para destacar el campo de la hora. Utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo para aumentar o reducir el valor mostrado. Una que tenga puesta la hora que desea pulse “salir”.

Fecha y formato de la fecha (3/9). Para cambiar el formato de la fecha, presione la tecla de función “configuración” hasta que aparezca la opción de fecha y formato de fecha en la pantalla.. Se muestra el formato de la fecha predeterminado (MM/DD/AA). Para cambiar el año, utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo para aumentar o reducir el valor mostrado. Para cambiar el valor del día, pulse la tecla de “campo siguiente” para destacar el campo del día. Utilice las teclas flecha arriba o

flecha abajo para aumentar o reducir su valor. Para cambiar el valor del mes, pulse la tecla “campo siguiente” para destacar el campo del mes. Utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo para aumentar o reducir el valor mostrado. Volumen de la alarma auditiva (4/9). Seleccione el volumen de la alarma auditiva Para aumentar o reducir el volumen, utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo (se emite un tono del

volumen a modo de ejemplo cada vez que el valor cambia).




Número del instrumento (5/9). Solo en caso de disponer de dos o más instrumentos BACTEC MGIT 960 se irán numerando de forma correlativa. Idioma (6/9). Seleccione el idioma que desea utilizar para imprimir los informes del instrumento.

Para pasar las selecciones disponibles, utilice las teclas flecha arriba o flecha abajo. Se puede elegir entre las siguientes selecciones para el idioma: Inglés, Español, Francés, Italiano, Alemán…

Código de barras del número de acceso (7/9). Función de lectura de código de barras como

número de acceso. Cuando se dispone de códigos de barras para identificar las muestras se debe activar esta opción. En este caso, el sistema espera que se registren en el escáner dos códigos de barras para cada tubo durante todas las actividades de introducir y sacar tubos. El sistema almacenará ambos números del código de barras para identificar el tubo. En caso de no disponer del segundo codigo de barras (propio del hospital) se puede pulsar la tecla del icono “Codigo no disponible”

Activación de la función de Antibiograma (8/9). Aparecerán los iconos de esta función y permitirá el procesamiento de los antibiogramas.

Conexión con el (LIS) Programa de Gestión del Laboratorio (9/9). Al

activar esta opción los resultados se transferirán al sistema de gestión del laboratorio.




4. Pantallas de actividad. Cuando se abre un cajón del instrumento, aparecen las definiciones

de las teclas de función que le permiten introducir los nuevos tubos; descargar los tubos positivos, negativos y en análisis; identificar los tubos anónimos; y solucionar las condiciones de errores de estación.

Pulse para INTRODUCIR VIALES

Pulse para SACAR los viales

POSITIVOS

Pulse para SACAR los viales

NEGATIVOS

Pulse para RESOLVER los viales ANONIMOS

Pulse para RESOLVER los

ERRORES

Pulse para FORZAR la EXTRACION de viales




INDICADORES INTERNOS DEL CAJON Cada estación tiene un conjunto de indicadores LED que comunican el estado de la estación. Los indicadores de estado están ubicados en la parte inferior izquierda de cada estación. Véase la figura. Su color (rojo, verde o naranja) y estado (iluminado, apagado o intermitente) indican la condicione en que se encuentra. En la tabla siguiente se describen los significados.

VERDE ROJO NARANJA CONDICION Indicadores de estación

Iluminado Apagado Apagado Coloque el tubo en esta estación Intermitente Apagado Apagado Tubo negativo fuera del protocolo Intermitente Intermitente Apagado Tubo positivo Apagado Intermitente Apagado Error de estación Apagado Apagado Intermitente Tubo en protocolo listo para sacar Apagado Apagado Iluminado Tubo anónimo

Tonos y alarmas auditivos

El instrumento BACTEC MGIT 960 genera ocho tipos diferentes de sonidos. Cada uno de los sonidos es unico. Estos tonos están diseñados para mantenerle informado sobre los diversos estados de operación del instrumento. Consultar el manual de usuario para una descripción detallada de cada uno de ellos. MANTENIMIENTO




El instrumento BACTEC MGIT 960 precisa un mantenimiento mínimo por parte del usuario para poder proporcionar un rendimiento fiable. Las verificaciones diarias incluyen:

1. Comprobar el suministro de papel de la impresora 2. Comprobar la temperatura de los cajones. 3. Verificar el funcionamiento de los indicadores luminosos 4. Bloquear estaciones, en caso de que algún indicador luminoso interno no funcione 5. Cambio o limpieza cada mes de los filtros de aire del instrumento 6. Reemplazo de los tubos de calibración cuando estos caducan. En este apartado describiremos cinco de estos procedimientos. El suministro de papel a la

impresora, la comprobación de las temperaturas, la verificación de los indicadores luminosos, el bloqueo de estaciones cuando en determinadas ocasiones y por diferentes causas (por ejemplo si

no funciona el indicador luminoso de alguna estación) y el reemplazamiento de los filtros.

ACTIVIDAD PROCEDIMIENTO Comprobar el suministro de papel de la impresora

Comprobar la temperatura de la incubadora.

Pulsando la tecla del icono de control de la temperatura

en la pantalla principal y visualizando la temperatura de cada uno de los termómetros internos.

Verifique que la temperatura indicada en la pantalla no varía en más de 1,5ºC, con respecto a la lectura manual

hecha en cada uno de los cajones.

Verificar la operación de los indicadores luminosos Verificación de los indicadores externos de los cajones

Esta operación se debe realizar en tanto en los indicadores externos de los cajones como en las

estaciones.

Para realizar la verificación de los indicadores externos de los cajones, asegúrese de que todos los cajones estén




Verificación de los indicadores de las estaciones

cerrados. 1. En la pantalla principal Pulse la tecla del icono

“mantenimiento” 2. Pulse la tecla del icono “comprobar indicadores”

3. Pulse la tecla del icono “comprobar indicadores del

cajón” Deben iluminarse los tres indicadores externos del cajón, además del indicador de la Alarma del instrumento. Si alguno no se ilumina, contacte a Becton Dickinson para solicitar que se reemplace el indicador.

Para realizar la verificación de los indicadores de las estaciones:

1. En la pantalla principal Pulse la tecla del icono

“mantenimiento” 2. Pulse la tecla del icono “comprobar indicadores”

3. Abra el cajón A. Las definiciones de las teclas de

función cambian para permitirle hacer las comprobaciones de los LED del estado de estación.

4. Pulse la tecla del icono “comprobar los LED

verdes” . Deben iluminarse todos los LED verdes de todas las estaciones. Si alguno no lo hace, la estación o estaciones deben ser bloqueadas. Pulse de nuevo la tecla de función “comprobar los LED verdes” para apagar los LED verdes.

5. Ahora pulse la tecla del icono “comprobar los LED




rojos” . Deben iluminarse todos los LED rojos de todas las estaciones. Si alguno no lo hace, se debe bloquear la estación o estaciones correspondientes. Pulse de nuevo la tecla del icono “comprobar los LED rojos” para apagar los LED rojos.

Repita las comprobaciones de los LED verdes y rojos de

estado de las estaciones para los cajones B y C.

BLOQUEAR Y DESBLOQUEAR ESTACIONES El bloqueo de una estación designa la estación como no disponible para el análisis. Algunas estaciones pueden ser bloqueadas automáticamente por el sistema (por ej., cuando falla un detector). A veces puede ser necesario bloquear una estación manualmente, por ejemplo para colocar el termómetro de control de calidad de la temperatura de un cajón. ACTIVIDAD PROCEDIMIENTO Para Bloquear una estación

Para bloquear una estación asegúrese de que todos los cajones están cerrados. 1. Con los cajones están cerrados, pulse la tecla del

icono “mantenimiento” hasta que aparezca la pantalla de mantenimiento número 2/5 (bloquear/desbloquear estaciones). El icono siguiente se muestra en el centro de la pantalla.

2. Abra el cajón deseado. La tecla del icono función ”bloquear estación” aparece en la zona inferior de la pantalla.

3. Pulse la tecla del icono “bloquear estación”. La posición de la primera estación bloqueada del cajón aparece en el centro de la pantalla.

4. Busque el valor de la estación que desea bloquear con las flechas arriba o flecha abajo y salto de campo hasta definirla en la pantalla.




Para Desbloquear una estación

5. Pulse el icono de la tecla “bloquear estación” para bloquear la estación. Repita el proceso si es necesario bloquear más estaciones.

6. Cuando se han bloqueado todas las estaciones deseadas, pulse la tecla de función “salir”.

Se recomienda insertar un tapón de estación defectuosa en cualquiera de las estaciones que ha bloqueado para prevenir su uso accidental. Para desbloquear una estación asegúrese de que todos los cajones están cerrados. 1. Con los cajones están cerrados, pulse la tecla del

icono “mantenimiento” hasta que aparezca la pantalla de mantenimiento número 2/5 (bloquear/desbloquear estaciones). El icono siguiente se muestra en el centro de la pantalla.

2. Abra el cajón deseado. La tecla del icono función ”desbloquear estación” aparece en la zona inferior de la pantalla.

7. Pulse la tecla del icono “desbloquear estación”. La posición de la primera estación bloqueada del cajón aparece en el centro de la pantalla.

8. Busque el valor de la estación que desea desbloquear con las flechas arriba o flecha abajo y salto de campo hasta definirla en la pantalla.

9. Pulse el icono de la tecla “desbloquear estación” para bloquear la estación. Repita el proceso si es necesario bloquear más estaciones.

Cuando se han desbloqueado todas las estaciones deseadas, pulse la tecla de función “salir”.

MANTENIMIENTO DE LOS FILTROS DEL AIRE. En la parte inferior del instrumento, y cubiertos por una chapa metálica, se encuentra dos filtros por donde se realiza la ventilación del aparato. Estos filtros deben de revisarse y lavarse en una




solución micobactericida al menos una vez al mes. Los filtros se extraen levantándolos ligeramente (para evitar el tope que les impide caer) y tirar de ellos hacia fuera para extraerlos.

Anexo 2

BACTECTM MGITTM 960: Manual







MMAANNUUAALL DDEELL BBAACCTTEECC MMGGIITT 996600 SSIIRREE AASSTT




I. REACTIVOS

Materiales suministrados: Existen dos opciones: Kit BACTEC MGIT 960 SIRE para realizar la prueba de sensibilidad a la concentración normal de los cuatro antimicrobianos de primera línea y otros kits individuales para realizar la prueba de sensibilidad a alta concentración de STR, INH y EMB.

1. El Kit BACTEC MGIT 960 SIRE incluye 4 frascos individuales de cada uno los antibióticos: estreptomicina, isoniazida, rifampicina y etambutol y ocho frascos del suplemento OADC específico para esta prueba de sensibilidad. (para realizar 40 determinaciones).

2. El Kit BACTEC MGIT 960 STR 4,0 incluye un vial de estreptomicina liofilizada y dos frascos de suplemento específico para esta prueba de sensibilidad (para realizar 20 determinaciones)

3. El Kit BACTEC MGIT 960 INH 0,4 incluye un vial de isoniazida liofilizada y dos frascos de suplemento específico para esta prueba de sensibilidad (para realizar 20 determinaciones)

4. El Kit BACTEC MGIT 960 EMB 7,5 incluye un vial de etambutol liofilizado y dos frascos de suplemento específico para esta prueba de sensibilidad (para realizar 20 determinaciones)

Materiales necesarios para realizar la prueba NO suministrados

1. Tubos BBL MGIT de 7 mL 2. Pipetas, puntas de pipeta y materiales de laboratorio

(agua destilada estéril desionizada, suero salino) para realizar la preparación e inoculación

PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS

SITUACION INSTRUCCIONES Es diferente en el Kit BACTEC MGIT 960 SIRE de concentración normal y en los de alta concentración de STR, INH y EMB (4 mL y 2 mL respectivamente)

1. Reconstituir cada uno de los viales de Kit BACTEC MGIT 960 SIRE con 4mL de agua destilada estéril desionizada para conseguir una concentración final de: 83 µg/mL de estreptomicina, 8,3 µg/mL de isoniazida, 83 µg/mL de rifampicina y 415 µg/mL de etambutol.

2. Reconstituir cada uno de los viales de los kits de alta concentración con 2 mL de agua destilada esteril desionizada para conseguir unas concentraciones finales de 332 µg/mL de estreptomicina, 33,2 µg/mL de isoniazida y 622,5 µg/mL de etambutol,




Conservación de los antibióticos. Los antibióticos se pueden conservar liofilizados o reconstituidos. Liofilizados en nevera de 2-8ºC hasta la fecha de caducidad y una vez reconstituidos y alicuotados se deben conservar a –20ºC. Hasta seis, meses siempre y cuando no se sobrepase la fecha de caducidad. Las alicuotas deben descongelarse completamente antes de usarse y tirar lo que pueda sobrar tras su descongelación




II. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS

ATENCIÓN: Las muestras utilizadas en esta prueba son biopeligrosas y por ello se deben de seguir las recomendaciones generales e institucionales para su manejo y para el desecho de los materiales que su manipulación genera. El cultivo y la manipulación de Mycobacterium tuberculosis requiere el uso de una campana de bioseguridad de nivel 3. SITUACIÓN INSTRUCCIONES Preparación de la muestra a partir de un tubo MGIT positivo

NOTA: El tubo MGIT positivo debe usarse al dia siguiente de haber sido detectado positivo por el instrumento. Por ello se considera el Dia 1 al dia siguiente de haber sido detectado como positivo por la maquina. Hay dos posibilidades: 1. Si el tubo positivo esta en el Dia 1 o el Dia 2

podemos pasar al apartado “Preparación e inoculación de la gradilla de antibiograma”.

2. Si el tubo positivo esta entre el Dia 3 y el Dia 5 debemos realizar una dilución 1:5, (es decir diluir 1 mL del tubo MGIT positivo en 4 mL de suero salino estéril) y con esta dilución podemos continuar como se describe en el apartado III “Preparación e inoculación de la gradilla de antibiograma”.

Preparación de la muestra a partir de medio sólido

1. Confirmar que el aislado esta en cultivo puro y que ha sido identificado por técnicas convencionales

2. Añadir 4 mL de caldo Middlebrook 7H9 (o un caldo BBL MGIT) a un tubo vacío estéril que contenga bolas de vidrio.

3. Con un asa estéril tomar del cultivo tantas colonias como sea posible y resuspenderlas en el caldo anterior hasta alcanzar una suspensión mayor a un 1 de McFarland.

4. Vortear la suspensión durante 2-3 minutos. 5. Dejar sedimentar la suspensión durante 20 minutos.6. Transferir el sobrenadante a otro tubo estéril vacío

evitando llevarse el sedimento. Dejar sedimentar durante 15 minutos

7. Transferir el sobrenadante a otro tubo estéril vacío. 8. Ajustar la suspensión a un 0,5 de McFarland. 9. Diluir 1 mL de la suspensión ajustada al 0,5 de

McFarland en 4mL de suero salino estéril (dilución 1:5)

Seguir en el apartado III “Preparación e inoculación de la gradilla de antibiograma”.




III. PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE LA GRADILLA DE ANTIBIOGRAMA

SITUACIÓN INSTRUCCIONES Preparación de la gradilla del

antibiograma 1. Rotular tantos tubos MGIT de 7 mL que sean

necesarios para la gradilla de antibiograma que vamos a realizar uno para cada antibiótico (con el nombre del antibiótico) y uno para el GC (Control de Crecimiento) con el numero de la muestra. Pe: GC;S;I;R;E

2. Colocar los tubos en la gradilla en el orden correcto según el antibiograma que queremos realizar. Nota: un orden incorrecto puede generar resultados erróneos al igual que la falta de un tubo puede invalidar el antibiograma

3. Añadir asépticamente a todos los tubos de la gradilla 0,8 mL del suplemento BACTEC MGIT 960 SIRE.

4. Añadir asépticamente 100 µL de cada antibiótico solo al tubo correspondiente de antibiótico.

5. Mezclar bien los tubos para asegurar la distribución homogénea.

6. Colocar la gradilla con los tubos en la gradilla de transporte

Preparación del inoculo e inoculación del tubo de control de crecimiento (GC)

1. Añadir asépticamente 0,1 mL de la suspensión del microorganismo en 10 mL de suero salino estéril para preparar una dilución 1:100

2. Mezclar bien el tubo con la dilución 3. Inocular 0,5 mL del tubo con la dilución 1:100 en el

tubo de la gradilla correspondiente al tubo GC o de control de crecimiento

Inoculación de los tubos de antibiótico 1. Añadir asépticamente 0,5 mL de la suspensión del microorganismo a cada uno de los tubos con antibiótico

2. Cerrar bien los tubos y mezclar bien 3. Sembrar 0,1 mL de la suspensión del

microorganismo en una placa de agar sangre como control de pureza




IV. INTRODUCCION DE LOS ANTIBIOGRAMAS

SITUACION INSTRUCCIONES Seleccionar antibiograma por defecto 1. Asegurarse que los cajones están cerrados

2. Pulsar la tecla del icono de configuración

3. Pulsar la tecla de icono de configuración hasta que aparezca el icono de “Generar grupo de

AST por defecto” .

4. Pulsar la tecla del icono “Realizar acción”. Esta acción nos permitirá acceder a una nueva serie de iconos donde debemos seleccionar la gradilla que deseamos configurar por defecto en cada tamaño de gradilla, es decir, de 2 tubos, de 3 tubos etc…

* La configuración por defecto debe seleccionar también el orden y la concentración de los antibióticos en la gradilla. En el manual de usuario vienen descritas todas las combinaciones posibles para cada tamaño de gradilla. 5. Pulsar la tecla correspondiente al tamaño de gradilla

que deseamos configurar por defecto P.e: 6. La configuración de este tamaño de gradilla

aparecerá por defecto y se mostrará siempre como numero de set 1 (de x).

7. Pulsar las flechas arriba/abajo para moverse en las posibles combinaciones de antibiogramas que se pueden seleccionar es decir el orden y la concentración de los antibioticos en la gradilla.

8. Seleccionar la configuración por defecto pulsando la

tecla “Generar grupo de AST por defecto” . Pulsar Salir. La configuración por defecto queda guardada.




Introducción de antibiogramas 1. Tomar la gradilla del antibiograma y colocarla en la plataforma de transporte de gradillas.

2. Abrir el cajón donde queremos introducir el antibiograma.

3. Pulsar la tecla “Entrada de tubos” 4. Escanear el código de barras de la gradilla. Esto le

indica al instrumento que lo que le vamos a introducir es un antibiograma y el numero de tubos de ese antibiograma. El código de barras de las gradillas de antibiograma indica el tipo de antibiograma que tenemos, y es de 12 dígitos: 43 95 00002041 cuyo significado es: 43 = Codigo de barras de BD. Los siguientes dos digitos pueden ser 92, 93, 94... indica el numero de tubos de la gradilla y los restantes digitos son la denominacion de la gradilla.

5. Comprobar que el orden de los antibióticos que vamos a introducir es el mismo que aparece en la pantalla. La configuración que hayamos seleccionado por defecto para ese tamaño de gradilla será la que se nos presentará en pantalla.

6. Si tenemos la opción de segundo código de barras como identificador de los tubos, debemos escanearlo en este momento. Si no lo tenemos disponible en este momento o no queremos introducirlo debemos pulsar la tecla “Código de barras no disponible”

7. Si la definición que nos aparece en pantalla coincide con la que vamos a introducir colocamos la gradilla en las estaciones que estén iluminadas de color verde, con el tubo de control de crecimiento siempre a la izquierda Si la definición que nos aparece en pantalla no coincide con la que vamos a introducir debemos pulsar la tecla de “Cambiar la

definición del grupo AST” y seleccionar la

adecuada con las flechas arriba/abajo . Una vez seleccionada colocamos la gradilla en las estaciones que estén iluminadas de color verde, con el tubo de control de crecimiento siempre a la izquierda.

8. Después de introducir los antibiogramas se debe




esperar unos minutos a que el instrumento realice un escaneo rápido por si hemos cometido un error al introducirlo para solucionarlo en el momento

NOTA: comprobar siempre que el orden de los tubos en la gradilla coincide con el que aparece en la pantalla.

V. EXTRACCION DE LOS ANTIBIOGRAMAS

SITUACION INSTRUCCIONES Extracción de los antibiogramas terminados

1. Abrir el cajón donde estén los antibiogramas terminados.

2. Pulsar el icono de la tecla de “Sacar antibiogramas

terminados” . Parpadearán de color verde las estaciones ocupadas por el primer antibiograma terminado

3. Sacar la gradilla de ese antibiograma y escanear su código de barras. Las luces de las estaciones se apagarán.

4. Repetir el paso anterior en los siguientes antibiogramas terminados.

5. Colocar las gradillas de los antibiogramas terminados en la gradilla de transporte.

VI. RESOLUCIÓN DE ANONIMOS Y ERRORES

SITUACION RESOLUCION El antibiograma es introducido en el instrumento sin escanear su código de barras y sin pulsar la tecla del icono de entrada de tubos

1. Pulsar la tecla ”Identificar anónimos”. La estación que contenga el antibiograma anónimo se iluminará de color ámbar

2. Escanear el código de barras de la gradilla del




antibiograma. Esta acción le indica al instrumento que ese es el antibiograma anónimo.

3. El sistema ofrecerá la posibilidad de eliminar el

antibiograma entero pulsando el icono o tubo por tubo.

4. Una vez que el antibiograma halla sido eliminado puede volver a ser introducido pulsando la tecla del

icono “Entrada de tubos” y escaneando el código de barras de la gradilla. NOTA: La reentrada de un antibiograma anónimo solo se puede realizar si no han transcurrido más de 8 horas desde su introducción como anónimo.

SITUACION RESOLUCION El antibiograma es escaneado pero no se coloca en la posición asignada por el instrumento 1. Pulsar la tecla del icono “Identificar anónimo” .Se

iluminará la primera estación del antibiograma que esta como anónimo.

2. Escanemos el código de barras de la gradilla. Esta acción le indica al instrumento que ese es el antibiograma anónimo.


antibiograma entero pulsando el icono o tubo por tubo


icono “Entrada de tubos” y escaneando el código de barras de la gradilla.

NOTA: La reentrada de un antibiograma anónimo solo se puede realizar si no han transcurrido más de 8 horas desde su introducción como anónimo.




SITUACION RESOLUCION Si por error, durante la resolución de un antibiograma anónimo escaneamos el código de barras de un tubo en vez del código de barras de la gradilla del antibiograma

1. No colocar el tubo en la posición asignada por la maquina

2. Cerrar el cajón y esperar a la que la estación de un Error.

3. Eliminar el Error con la función de resolución de errores

El antibiograma se introduce en una posición más a la izquierda o más a la derecha que las asignadas por el instrumento

1. Pulsar la tecla del icono “Identificar anónimo”. Se iluminará la primera estación del antibiograma que esta como anónimo.

2. Escanemos el código de barras de un tubo ficticio (sonará un pitido de reconocimiento del tubo como el anonimo) y pulsamos OK y salir. Este tubo no lo introducimos en la posición que nos indique el instrumento sino que lo guardamos para resolverlo forzando su salida.

3. Se iluminará de color verde parpadeando las posiciones donde esta la gradilla mal colocada. El

instrumento nos presenta el icocno de “Sacar antibiogramas terminados”. Pulsamos esta tecla.


antibiograma entero pulsando el icono o tubo por tubo. Pulsamos la tecla de eliminar el antibiograma entero y pulsamos OK y pulsamos Salir. En la pantalla de funciones aparecerá el icono de “Forzar la extracción de tubos”. Pulsamos esta tecla y escaneamos el tubo ficticio que usamos para resolver el error.


icono “Entrada de tubos” y escaneando el código de barras de la gradilla.

NOTA: La reentrada de un antibiograma anónimo solo




se puede realizar si no han transcurrido más de 8 horas desde su introducción como anónimo.

SITUACION RESOLUCION En la estación anónima no hay antibiograma ni ningún tubo.

1. Escanear un tubo nuevo, no inoculado para simular que es el tubo anónimo.

2. NO colocar el tubo en la estación asignada por la maquina.

3. Cerrar el cajón. 4. Esperar que aparezca Error. 5. Resolver el error con la función de resolución de

errores.

NOTA: Para evitar las estaciones con error: (A) Verificar siempre que el orden de los tubos es correcto y coincide con el orden que el

instrumento indica en la pantalla (B) Asegurarse que los tubos se asientan bien en las estaciones indicadas para la introducción del

antibiograma colocando el tubo de control de crecimiento a la izquierda (C) Esperar a que el instrumento realice un escaneo rápido de los antibiogramas introducidos sin

la aparición de un error. (D) Pulsar el icono de la tecla “Sacar antibiogramas terminados” y escanear los códigos de barras

de las gradillas para extraer los antibiogramas

VII. INFORMES

La función de antibiograma ofrece dos tipos de informes. El informe de inventario y el informe de antibiogramas descargados, es decir, extraidos desde la última vez que se imprimió un informe de este tipo.

Informe de Inventario del Instrumento

Consultar el Manual de Usuario BACTEC MGIT 960 para ver ejemplos de este informe. El Informe incluye:

Listado de todos los antibiogramas que están en el instrumento.




Encabezamiento Titulo Número del Instrumento Día y Hora Temperatura Versión de software instalada Numero de la pagina del informe

Cuerpo principal del Informe Información del antibiograma

Numero de secuencia de la gradilla del antibiograma Tiempo de protocolo (TIP)-- D;HH (Dias;Horas) Si aparece un asterisco (=*) en este campo nos indica que este valor no esta disponible Inicio del protocolo (SOP) – Fecha y Hora de la primera lectura realizada por el instrumento Numero de acceso – numero del código de barras del hospital si esta activado y disponible Numero de aislado

Posiciones de los tubos En el formato D/RCC donde D = Letra del Cajón (A,B o C) R = Letra de la Fila (A-S omitiendo las letras I, O y Q) CC = La Columna (del 01 al 20)

Unidades de Crecimiento (GU) Valor numérico de las unidades de crecimiento del aislado

Nombre del antibiótico Control de Crecimiento, Estreptomicina, Isoniazida, Rifampicina y Etambutol.

Informe de antibiogramas Descargados

Listado de todos los antibiogramas descargados, es decir, extraidos, desde la última vez que se imprimió el informe y se confirmó. El confirmar el informe implica que se borran de la memoria del sistema estos tubos y/o antibiogramas extraídos.




Encabezamiento del Informe • Titulo • Numero de Instrumento • Fecha y Hora • Temperaturas de los cajones • Versión de software instalada • Numero de la pagina del informe

Cuerpo principal del Informe Información del antibiograma

• Numero de secuencia de la gradilla del antibiograma• Tiempo de protocolo (TIP)-- D;HH (Dias;Horas) • Si aparece un asterisco (=*) en este campo nos

indica que este valor no esta disponible • Inicio del protocolo (SOP) – Fecha y Hora de la

primera lectura realizada por el instrumento • Numero de acceso – numero del código de barras

del hospital si esta activado y disponible • Numero de aislado

Posiciones de los tubos En el formato D/RCC donde D = Letra del cajón (A,B o C) R = Letra de la Fila (A-S omitiendo las letras I, O y Q) CC = La columna (del 01 al 20)

Unidades de Crecimiento (GU) Valor numérico de las unidades de crecimiento del aislado

Estado R – Resistente S – Sensible C – Control de Crecimiento X - Error

Concentración Concentración del antibiótico en el tubo Nombre del antibiótico Control de Crecimiento, Estreptomicina, Isoniazida,

Rifampicina y Etambutol.




Kit BACTEC MGIT 960 PIRAZINAMIDA (PZA)

INTRODUCCION

El Kit BACTEC MGIT 960 PZA es un análisis cualitativo de 4-21 dias para determinar la sensibilidad a la pirazinamida para aislados de Mycobacterium tuberculosis.

REACTIVOS

Materiales suministrados: La prueba para pirazinamida es un procedimiento cualitativo rápido para analizar la sensibilidad a este antimicrobiano de los aislados de Mycobacterium tuberculosis, utilizando el sistema BACTEC MGIT 960.

• El Kit BACTEC MGIT 960 PZA incluye 2 frascos de pirazinamida liofilizada y seis frascos del suplemento OADC específico para esta prueba de sensibilidad. Para poder realizar 50 determinaciones. Ref. 245128

• Tubos con medio MGIT PZA especialmente adaptado a un pH de 5,9 para la prueba de la pirazinamida. Cada caja contiene 25 tubos. Ref. 245115

Materiales necesarios para realizar la prueba NO suministrados

• Pipetas, puntas de pipeta y materiales de laboratorio (agua destilada estéril desionizada, suero salino) para realizar la preparación e inoculación

I. PREPARACIÓN DE LOS REACTIVOS

INSTRUCCIONES Reconstituir el vial de Kit BACTEC MGIT 960 PZA con 2,5

mL de agua destilada estéril desionizada.

Conservación de los antibióticos. Los antibióticos se pueden conservar liofilizados o reconstituidos. Liofilizados en nevera de 2-8ºC hasta la fecha de caducidad y una vez reconstituidos y alicuotados se deben conservar a –20ºC. Hasta seis, meses siempre y cuando no se sobrepase la fecha de caducidad. Las alicuotas deben descongelarse completamente antes de usarse y tirar lo que pueda sobrar tras su descongelación

II. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS

ATENCIÓN: Las muestras utilizadas en esta prueba son biopeligrosas y por ello se deben de seguir las instrucciones generales e institucionales para su manejo y para el desecho de los




materiales que su manipulación genera. El cultivo y la manipulación de Mycobacterium tuberculosis requiere el uso de una campana de bioseguridad de nivel 3.

SITUACIÓN INSTRUCCIONES Preparación de la muestra a partir de un tubo MGIT positivo

NOTA: El tubo MGIT positivo debe usarse al dia siguiente de haber sido detectado positivo por la maquina. Por ello se considera el Dia 1 al dia siguiente de haber sido detectado como positivo por la maquina. Hay dos posibilidades: 1. Si el tubo positivo esta en el Dia 1 o el Dia 2

podemos pasar al apartado “Preparación e inoculación de la gradilla de antibiograma”.

2. Si el tubo positivo esta entre el Dia 3 y el Dia 5 debemos realizar una dilución 1:5, (es decir diluir 1 mL del tubo MGIT positivo en 4 ml de suero salino estéril) y con esta dilución podemos continuar como se describe en el apartado “Preparación e inoculación de la gradilla de antibiograma”.

Preparación de la muestra a partir de medio sólido

1. Confirmar que el aislado esta en cultivo puro y que ha sido identificado por técnicas convencionales

2. Añadir 4 ml de caldo Middlebrook 7H9 (o un caldo BBL MGIT) a un tubo vacío estéril que contenga bolas de vidrio.

3. Con un asa estéril tomar del cultivo tantas colonias como sea posible y resuspenderlas en el caldo anterior hasta alcanzar una suspensión mayor a un 1 de McFarland.

4. Vortear la suspensión durante 2-3 minutos. 5. Dejar sedimentar la suspensión durante 20 minutos.6. Transferir el sobrenadante a otro tubo estéril vacío

evitando llevarse el sedimento. Dejar sedimentar durante 15 minutos

7. Transferir el sobrenadante a otro tubo estéril vacío. 8. Ajustar la suspensión a un 0,5 de McFarland. 9. Diluir 1 ml de la suspensión ajustada al 0,5 de

McFarland en 4ml de suero salino estéril (dilución 1:5)

10. Seguir en el apartado III “Preparación e

inoculación de la gradilla de antibiograma”.

III. PREPARACIÓN E INOCULACIÓN DE LA GRADILLA DE ANTIBIOGRAMA




SITUACIÓN INSTRUCCIONES Preparación de la gradilla del

antibiograma 1. Rotular dos tubos MGIT PZA necesarios para la

gradilla de antibiograma. Uno para el antibiótico PZA y el otro uno para el GC (Control de Crecimiento).

2. Colocar los tubos en la gradilla en el orden correcto es decir a la izquierda el tubo GC y a la derecha el tubo para inocular el microorganismo. Nota: un orden incorrecto puede generar resultados erróneos al igual que la falta de un tubo puede invalidar el antibiograma

3. Añadir asépticamente a todos los tubos de la gradilla 0,8 mL del suplemento BACTEC MGIT 960 PZA.

4. Añadir asépticamente 100 µL de antibiótico solo al tubo de antibiótico PZA.

5. Mezclar bien el tubo PZA para asegurar la distribución homogénea.

6. Colocar la gradilla con los tubos en la gradilla de transporte

Preparación del inoculo e inoculación del tubo de control de crecimiento (GC)

7. Añadir asépticamente 0,5 ml de la suspensión del microorganismo en 4,5 ml de suero salino estéril para preparar una dilución 1:10

8. Mezclar bien el tubo con la dilución 9. Inocular 0,5 ml del tubo con la dilución 1:10 en el

tubo de la gradilla correspondiente al tubo GC o de control de crecimiento

Inoculación del tubo de antibiótico PZA

4. Añadir asépticamente 0,5 ml de la suspensión del microorganismo a cada uno de los tubos con antibiótico

5. Cerrar bien los tubos y mezclar bien 6. Sembrar 0,1 mL de la suspensión del

microorganismo en una placa de agar sangre como control de pureza

Para la introducción de la gradilla de antibiograma e informe de los resultados ver el apartado correspondiente al SIRE porque todo lo mencionado en estos apartados es aplicable a la prueba de la PZA




Anexo 3

BACTECTM MGITTM 960: Procedimientos

PROCEDIMIENTO DE DESCONTAMINACIÓN GENERAL: ESPUTO 1. PREPARACIÓN: Transferir 10 ml. o menos de Esputo a un tubo de centrifuga de 50 ml

(FALCON) y añadir un volumen igual de la solución Mycoprep. 2. MUCOLISIS: Cerrar bien el tubo y agitarlo en vortex alrededor de 5 a 20 segundos;

invertir el tubo para asegurar que la solución NALC-NaOH contacta con todas las superficies del interior del tubo y tapón.

3. DESCONTAMINACION: Mantener el tubo entre 15 y 20 minutos a temperatura ambiente

para dejar actuar el decontaminante 4. NEUTRALIZACION: Diluir la mezcla Descontaminante-Muestra con la solución de

Tampón Fosfato PH 6,8 hasta la marca de 50 ml. 5. CONCENTRACIÓN DE LA MUESTRA: Cerrar el tubo y mezclarlo mediante agitación

suave o inversión del tubo evitando agitación excesiva. Centrifugar a 3000 x g durante 15-20 minutos.

6. DECANTAR el sobrenadante en un recipiente con un desinfectante. Resuspender El

sedimento con 1-3 ml de tampón fosfato. De este sedimento tomaremos 0,5 ml. para inocular los tubos MGIT, que luego introduciremos en la maquina. Luego con el sedimento sembraremos el L-J o el medio sólido que utilizemos. Se puede mantener congelado el sedimento restante para requerimientos posteriores.

• ORINAS: Centrifugar la orina a 3000 g. 15’ ,decantar sobrenadante y diluir con 2 ml. de

Tampón fosfato, agitar y añadir igual volumen de Mycoprep. Resto igual. • ASPIRADOS : Igual que Esputo, en el caso de muestra mayor de 10 ml. concentrar como

en orinas y diluir con 5 ml. de tampón. Luego Igual.




• LIQUIDOS (LCR, liquido sinovial, liquido pleural, etc..): Si la muestra esta contaminada, descontaminación como un Esputo. Si es mayor de 10 ml. Realizar tratamiento previo como Orinas. Si la muestra es esteril: agitar e inocular directamente.

• HECES: Suspender 1 g de las heces en 5-10 ml de caldo Middlebrook 7H9. Agitar la suspension en vortex 5 segundos. Añadir doble volumen de Mycoprep y dejar la descontaminación durante 30 minutos.

• TEJIDOS: Si el tejido es esteril se puede inocular un pedazo directamente en el tubo. Si

no lo es, se debe machacar en un mortero con 15-20 ml de caldo 7H9. Si se trata de hueso. Rascar con bisturí el tejido oseo. Las raspuras machacarlas en un mortero y descontaminar normalmente.

I. DECONTAMINACION/DIGESTION A. Preparación de los Reactivos

REACTIVO PREPARACION

Tampón Fosfato, pH 6.8 MycoPrep

Preparar cada sobre con agua destilada esteril. 1. Verter el contenido de un paquete en un matraz de 500 ml. 2. Añadir agua destilada o desionizada hasta la línea de 500ml. 3. Transferir la solución tampón a un contenedor con tapón de rosca. 4. Aflojar el tapón y autoclavar a 121°C durante 15 min. 5. Enfriar a temperatura ambiente y apretar el tapón.

MycoPrep N-Acetil Cisteina

1. Aflojar el tapón de rosca de la botella de MycoPrep. Con precaución de no derramar.

2. Localizar la ampolla en la botella, exprimir la botella para eliminar

el aire en exceso de ésta y apretar el tapón. 3. Sostener la botella verticalmente y exprimirla hasta que se rompa

la ampolla. (Nota: La botella de 150 ml contiene dos ampollas que han de romperse.)

4. Agitar suavemente para disolver el NaLC. Evitar agitación en

exceso. UNA VEZ ROTA LA AMPOLLA SE DEBE DE UTILIZAR EL REACTIVO DENTRO DE LAS SIGUIENTES 24 HORAS.




PANTA 1. Reconstituir un vial con 15 ml de enriquecimiento MGIT OADC. 2. Una vez reconstituida, la mezcla PANTA/OADC debería ser utilizada en 5 dias si se conserva a 2-8ºC.

B. Procedimiento de Descontaminación/Digestión

MUESTRA INSTRUCCIONES

Esputo 1. En una cabina de seguridad biológica, transferir no más de 10ml de la muestra a un tubo de centrífuga estéril, con tapón de rosca.

2. Añadir igual volumen (no más de 10 ml) de la solución NaLC-NaOH

activada. 3. Cerrar el tubo de la centrífuga y agitar (vortex) hasta que la muestra esté

licuificada. Si la muestra está especialmente viscosa, añadir más solución NaLC-NaOH y repetir la mezcla.

4. Dejar la mezcla a temperatura ambiente durante 15-20 min agitando

ocasionalmente con suavidad. 5. Añadir el tampón fosfato preparado y fresco hasta la marca de 50 ml del

tubo de centrífuga y mezclar. 6. Centrifugar durante 15 a 20 min. a 3000 x g. 7. Decantar con cuidado todo el fluido sobrenadante en un contenedor de

líquidos con peligro biológico. 8. Añadir 1 a 3 mL de tampón fosfato de pH 6.8 y resuspender el sedimento.

Utilizar la suspensión para la preparación de los frotis y para la inoculación del medio de cultivo sólido de micobacterias.

Aspirados Gástricos

1. Descontaminar igual que con los esputos. 2. Si el volumen de la muestra excediera de 10 mL, centrifugar para

concentrarla. a. Resuspender el sedimento en aproximadamente 5 mL de agua

estéril y descontaminarlo. b. Si la muestra es espesa o mucoide, añadir una pequeña cantidad del

polvo NaLC (50 a 100 mg). 3. Después de la Descontaminación, concentrar de nuevo antes de




inocularlo en el tubo MGIT.

Líquidos Corporales

(LCR, líquido sinovial, líquido pleural, orina, etc.)

1. Inocular las muestras recogidas asépticamente que se espere no contengan otras bacterias sin descontaminar.

2. Si el volumen de la muestra excediera de 10 mL, centrifugar a 3000 x g

durante 15 min. para concentrar. Inocular el tubo MGIT con el sedimento. 3. Descontaminar la muestra si se sospecha que pueden contener otras bacterias.

Tejidos (Biopsias) Procesar tal como recomiendan los CDC's Public Health Mycobacteriology: A Guide for the Level III Laboratory.

Heces 1. Suspender 1 g de las heces en 5 mL de Caldo Middlebrook. 2. Procesar con el procedimiento del NaLC-NaOH que recomiendan los

CDC's Public Health Mycobacteriology: A Guide for the Level III Laboratory.

II. PREPARACION E INOCULACION DEL TUBO MGIT 7ml TAREA INSTRUCCIONES

Preparación del Tubo

1. Etiquetar el tubo MGIT 7ml con el número de muestra. 2. Desenroscar el tapón MGIT y dejarlo así sobre el tubo. 3. Utilizar una pipeta estéril para añadir 0.8 mL de la mezcla MGIT OADC/PANTA. 4. Seguir este procedimiento para cada muestra.

Inoculación del Tubo

1. Añadir 0.5 mL de la muestra concentrada al tubo MGIT. NO AÑADIR MAS DE 0.5 mL.

2. Añadir una gota de la suspensión a un medio sólido para micobacterias y

a una placa de agar sangre para comprobar contaminaciones. 3. Enroscar firmemente el tapón del tubo y mezclar bien.




4. Seguir este procedimiento para cada muestra.

III. ENTRADA DE TUBOS: Siempre escanear los códigos de barras y asignar posiciones mediante la función de Entrada de Tubos. FUNCION INSTRUCCIONES

Entrada de Tubos Código de barras del Nº de Muestra Desactivado (ajustado por defecto)

1. Abrir el cajón deseado. 2. Presionar la tecla correspondiente al icono de <Entrada de Tubos>. 3. Pasar el tubo por el escáner para que lea la etiqueta de código de

barras. Rotar el tubo si fuera necesario. a. Utilizar una etiqueta de código de barras de repuesto si la del tubo estuviera dañada.

b. El sistema emite un sonido (beep) una vez si la lectura ha funcionado. 4. Colocar el tubo con cuidado en la posición asignada.

a. La posición de la Fila y la Columna se indica en la parte principal de la pantalla.

b. Los LEDs (luces) de la posición asignada se iluminan en VERDE en el cajón. 5. Repetir los pasos 3 y 4 para cada tubo. 6. Cerrar el cajón o presionar <Salir> para continuar con la siguiente tarea.

Entrada de Tubos Código de Barras del Nº de Muestra Activado

1. Abrir el cajón deseado. 2. Presionar la tecla correspondiente a la <Entrada de Tubos>. 3. Pasar el tubo por el escáner para que lea la etiqueta de código de

barras. Rotar el tubo si fuera necesario. a. Utilizar una etiqueta de código de barras de repuesto si la del tubo estuviera dañada.

b. El sistema emite un sonido (beep) una vez si la lectura ha funcionado.

c. Leer la etiqueta de código de barras de la muestra; si faltara esta etiqueta, presionar la tecla correspondiente a <no código de barras del nº de muestra disponible>.(∅)

d. El sistema emite un sonido (beep) una vez si la lectura ha funcionado. 4. Colocar el tubo con cuidado en la posición asignada.

a. La posición de la Fila y la Columna se indica en la parte principal de la pantalla.

b. Los LEDs (luces) de la posición asignada se iluminan en VERDE en el cajón. 5. Repetir los pasos 3 y 4 para cada tubo. Cerrar el cajón o presionar <Salir> para continuar con la




(∅)

siguiente tarea.

No rotar los tubos después de haberlos colocado en sus posiciones. No retirar los tubos a menos que sean positivos, negativos fuera de protocolo o re-asignados a una nueva estación.

IV. Retirada de Tubos FUNCION INSTRUCCIONES Retirar Positivos

(**)

1. Presionar <silenciar alarma> (**)para callar la alarma sonora. 2. Abrir el cajón donde se encuentre la luz ROJA de POSITIVOS encendida. 3. Presionar la tecla <retirar tubos positivos>. 4. Retirar el tubo de la posición que tenga la luz indicadora parpadeando

alternativamente en verde/rojo. Retirar de uno en uno. 5. Pasar el tubo por el escáner para que lea la etiqueta de código de barras.

Rotar el tubo si fuera necesario. 6. El indicador de esa posición se apagará. 7. Colocar el tubo en una gradilla para transportarlos tras la retirada

completa. 8. Repetir los pasos 4 a 7 para retirar tubos positivos adicionales. 9. Cuando se ha terminado esta tarea, el instrumento emitirá un sonido 3

veces (3 beeps), la luz del indicador del cajón se apagará, el lector de códigos de barras se apagará, y aparecerá el icono OK en la pantalla.

10. Cerrar el cajón o presionar <salir> para continuar con la siguiente tarea. 11. Realizar la coloración BAAR (Bacilos Acido-Alcohol Resistentes) y

subcultivar cada tubo positivo. Si no se ven organismos al microscopio, devolver el tubo(s) al instrumento antes de 5 horas. (Referirse al Manual del Usuario: “Returning Positives for Further Testing”)

Retirar Negativos (no en Grupo)

1. Abrir el cajón cuya luz VERDE de NEGATIVOS esté encendida. 2. Presionar la tecla <retirar tubos negativos>. 3. Retirar el tubo de la posición que tenga la luz indicadora parpadeando en verde. Retirar 1 tubo negativo cada vez. 4. Pasar el tubo por el escáner para que lea la etiqueta de código de barras. Rotar el tubo si fuera necesario. 5. El indicador de esa posición se apagará.




6. Colocar el tubo en una gradilla para transportarlos tras la retirada completa.

7. Repetir los pasos 3 a 6 para retirar tubos negativos adicionales. 8. Cuando se ha terminado esta tarea, el instrumento emitirá un sonido 3


9. Cerrar el cajón o presionar <salir> para continuar con la siguiente tarea. 10. Autoclavar los tubos y desecharlos como material de peligro biológico.

Retirada de Negativos (en Grupo)

1. Abrir el cajón cuya luz VERDE de NEGATIVOS esté encendida. 2. Presionar la tecla de <retirar negativos en grupo>. 3. Retirar el tubo(s) de la posición(s) que tenga la luz indicadora parpadeando en verde. 4. Colocar el tubo(s) en una gradilla para transportarlos tras la retirada

completa. 5. Verificar que todas las posiciones con la luz verde parpadeando estén vacías. 6. Cuando se ha terminado esta tarea, el instrumento emitirá un sonido 3


7. Cerrar el cajón o presionar <salir> para continuar con la siguiente tarea.

Retirada de Tubos en Protocolo (ongoing)

1. Abrir el cajón apropiado. 2. Presionar la tecla <retirar tubos en protocolo>. La posición con el tubo

en protocolo “más viejo” será la que se ilumine con el indicador parpadeando en naranja.

3. Utiliza la flecha hacia arriba (↑) o hacia abajo (↓) hasta que aparezca la posición deseada.

4. Retirar el tubo apropiado y pasarlo por el escáner para que lea la etiqueta de código de barras. Rotar el tubo si fuera necesario.

5. Repetir los pasos 3 y 4 para retirar los tubos adicionales. 6. Cerrar el cajón o presionar <salir> para continuar con la siguiente tarea. 7. Referirse al Manual de Usuario del BACTEC MGIT 960 si se requiriera

retirar tubos en protocolo continuamente.




V. IDENTIFICAR ANONIMOS: Se debe de realizar antes de Resolver Errores FUNCION INSTRUCCIONES Identificar Anónimos (Código de Barras del Nº de Muestra Desactivado)

1. Abrir el cajón apropiado. 2. Presionar la tecla <identificar tubos anónimos>. 3. Retirar el tubo cuya posición tenga iluminada en NARANJA el indicador y pasar el tubo por el escáner para que lea la etiqueta de código de barras. Rotar el tubo si fuera necesario. 4. Colocar el tubo en la posición asignada (VERDE). 5. Repetir los pasos 3 y 4 para cada tubo anónimo.

Identificar Anónimos (Código de Barras del Nº de Muestra Activado)

1. Abrir el cajón apropiado. 2. Presionar la tecla <identificar tubos anónimos>. 3. Retirar el tubo cuya posición tenga iluminada en NARANJA el indicador y pasar el tubo por el escáner para que lea la etiqueta de código de barras. Rotar el tubo si fuera necesario. 4. Leer la etiqueta de código de barras del Acceso. Si faltara ésta

o estuviera dañada, presionar la tecla <código de barras del acceso no disponible>.

5. Colocar el tubo en la posición asignada (VERDE). 6. Repetir los pasos 3 y 4 para cada tubo anónimo.

VI. RESOLVER ERRORES: Las posiciones Anónimas deben de ser identificadas antes de Resolver Errores A. Tipos de Alertas/Errores FUNCION DESCRIPCION Alertas del Sistema

1. Son todos los códigos de Error tipo “E” excepto los que llevan números derivados del “30”. (Referirse al Usuario del Manual BACTEC™ MGIT™ 960, “Troubleshooting Section for codes” o




después de la pág. 14 de este manual). 2. Aparece un icono de Alerta del sistema en la pantalla principal; El

indicador de Alerta del sistema cercano a la pantalla parpadea; y suena un tono de Alerta (1 beep durante 1 segundo, se apaga durante 3 segundos y así sucesivamente).

3. Se deben revisar los errores para limpiar la condición de alerta del sistema. a. Presiona la tecla de <alerta del sistema>. b. Utilizar las teclas de flechas (↑) o (↓) para visualizar todos

los errores. Errores de Actividad

1. Son todos los códigos de Error tipo “E” derivados del “30”. 2. Aparece un icono de Error de Actividad. 3. Se pueden borrar los errores al realizar la actividad correctamente.

B. Resolver Errores ACTIVIDAD INSTRUCCIONES

Resolver Errores

1. Presionar la tecla <error>. (Ver el Manual del Usuario o la Guía de Referencia Rápida para los códigos “E”, después de pág 14 de éste manual).

2. Abrir el cajón que contenga el indicador de Error del frontal del

cajón AMARILLO. 3. Presionar la tecla de <resolver errores de posición>. La

primera posición con error tendrá su indicador parpadeando en ROJO.

4. Seguir el esquema siguiente para resolver el error(s).




¿Está el tubo en la posición?

Sí

No

¿Se puede introducir ese tubo ahora?

Sí No

Lee el código de barras del tubo

¿Se introducirá el tubo más tarde?

Sí No

Presionar las flechas de arriba o abajo para resolver la siguiente posición con error. Cuando el tubo esté listo para introducirse, repetir el procedimiento desde el primer paso

Presionar la tecla <forzar la posición a disponible>




INFORMES INFORME DESCRIPCION

Positivos Descargados

Lista todos los tubos retirados del sistema desde que fue impreso el último informe y confirmado (hasta un máximo de 500 tubos descargados)

Negativos Descargados

Lista todos los tubos negativos retirados del sistema desde que fue impreso el último informe y confirmado (hasta un máximo de 500 tubos descargados)

Tubos en Protocolo Descargados

Lista todos los tubos en protocolo retirados del sistema desde que fue impreso el último informe y confirmado (hasta un máximo de 500 tubos descargados)

Inventario del Instrumento

Lista todas las posiciones ocupadas actuales (excluye las disponibles), tanto en el instrumento como en los cajones individualmente.

Control de Calidad

Lista el estado de todos los detectores en el instrumento con la fecha y hora de su última verificación, así como una lista de las posiciones bloqueadas.




FUNCION INSTRUCCIONES

Imprimir Informes

(♦)

1. Presionar la tecla de <impresora>. Aparecerán los cinco informes posibles en la pantalla.

2. Seleccionar el informe deseado. 3. Comprobar que el informe se ha impreso correctamente. 4a. Presionar <OK> si ha salido bien. NOTA: Si se selecciona OK,

el Informe no podrá volver a imprimirse. 4b. Presionar <no OK> si se necesitara imprimir los datos de nuevo en el futuro. NOTA: Los tubos nuevos se añadirán a los datos existentes. 5. Cerrar el cajón o presionar <salir> (♦) para continuar con la siguiente tarea.

VII. ¿Cómo descontaminar los tubos MGIT contaminados? 1. Añadir el contenido del tubo MGIT a un tubo de centrífuga de plástico de 50ml 2. Añadir 7ml de la solución NALC-NaOH al tubo de centrífuga. Con el tapón cerrado, agitar

en vortex el tubo de 5 a 20 segundos 3. Dejar reposar el tubo de 15 a 20 minutos. 4. Añadir 35 ml de tampón Fosfato estéril pH 6.8. Poner el tapón y mezclar el contenido 5. Concentrar la muestra en una centrífuga a 3,000 x g durante 15 minutos 6. Decantar con cuidado el sobrenadante. Resuspender el sedimento utilizando una

pipeta Pasteur con tampón fosfato estéril pH 6.8 7. Inocular 0.5ml de la suspensión al tubo nuevo MGIT (con PANTA/OADC)




ERRORES Si las acciones recomendadas no corrigen la situación, referirse al Manual del Usuario o contactar con Becton Dickinson.

E01-Reset Algoritmos de Positividad - El error ocurre como resultado de otro error que no fué corregido.

E30-Tubo no esperado fue escaneado - Localizar el tubo perdido o presionar la tecla “forzar estación disponible.

E02-Alarma de temperatura - Verificar la temperatura del incubador, de la habitación, y del tubo termómetro. Mantener los cajones cerrados. Limpiar/reemplazar los filtros de aire. Quitar el equipo de la fuente de calor o luz solar.

E31-Error disquette - El disquette no está insertado, no está formateado, está protegido contra escritura, o está lleno.

E04-Flash cache error - El sistema ha encontrado un error de software. Grabe los datos en disquette y llame a Becton Dickinson.

E32-Cajón lleno - Estaciones no disponibles. Quitar negativos finales.

E05-Error Calibración - Una lectura del calibrador está fuera de tolerancia. Inspeccionar por si hay restos de medio derramado en el equipo. Si se repite, reemplazar el calibrador.

E33-Tubo movido con no error - Dirigirse al Manual del Usuario del Sistema BACTEC ® MGIT™ 960.

E06-Error de Detector - Inspeccionar/retirar algún objeto que impida el movimiento del detector. E34-Error actualizado - Volver a actualizar el software. E07-Fuente alimentación alta/baja - Reinicializar el equipo. Si el error se repite, anotar los

códigos. E35-Cajón incorrecto - El tubo recién escaneado pertenece a otro cajón.

Abrir el siguiente cajón y leer el código de barras. Repetir hasta que el error no ocurra.

E08-Voltaje del cajón alto/bajo - Verificar el voltaje de la línea eléctrica. Limpiar/reemplazar los filtros de aire. Reinicializar el equipo. Si el error se repite, anotar los códigos de error.

E37-Orden incorrecto de código de barras - El sistema esperaba un código de barras del tubo y se ha leído un código de barras de la muestra (o viceversa). Asegurarse de leer el código que el equipo espera.

E09-No lecturas en más de 5 horas - Si el equipo ha estado apagado o el cajón abierto más de 5 horas, todos los tubos deben teñirse para investigar AFB. Si el reloj se avanzó más de 5 horas, no es necesario hacer las tinciones.

E38-No disquette en disquetera - Insertar en la disquetera un disquette en blanco, formateado, apto para escritura para grabar datos en el disco.

E10-Corrupción de Base de Datos - Ha fallado la base de datos. Grabar los datos en el disco y llamar a Becton Dickinson.

E39-Disquette lleno, insertar otro - Insertar un disquette en blanco, formateado, apto para escritura en la disquetera para completar la grabación de datos en el disco.

E11-Error de Impresora - Inspeccionar el papel de impresora, conexiones, encendido e indicador de marcha.

E45-Error de Cajón - Un cajón no está totalmente cerrado. Cerrar el cajón.

E12-Error de Estación - Inspeccionar que los tubos estén bien dispuestos en las estaciones. Determinar el por qué un tubo no está en su estación.

E50-Error interno de Software - El sistema ha encontrado un error de software. Grabe los datos en el disco y llame a Becton Dickinson.

E13-Fallo de energía - Anote el fallo de energía y restaure los tiempos en instrument log (o imprimir pantalla).




SS Seeerrrvvviiiccciiiooo dddeee …alcoy.san.gva.es/laboratorio/manual/DOCUMENTOS/PNT_37_MI...Los bacilos ácido-alcohol resistentes se teñirán en rojo brillante sobre un fondo

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