Instituto Politécnico Nacional Unidad Profesional Interdisciplinaria de Biotecnología Práctica Western Blot Laboratorio de Biotecnología Molecular Pág.1 WESTERN BLOT Alumnos: Arias Orozco Patricia E. Rosario Amaris Guevara García Jessica Wendolyn García Pérez Acosta Dent Andrea Ortiz Robles Cintia Moreno Rodríguez Eduardo Grupo: 4BM3 Asignatura: Laboratorio de Biotecnología Molecular Profesora: Dra. Paola Berenice Zarate Segura.
Por que soy rebuena onda les subo esta super práctica. 8-D
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Práctica Western Blot Laboratorio de Biotecnología Molecular Pág.1
WESTERN BLOT
Alumnos:
Arias Orozco Patricia E.
Rosario Amaris Guevara García
Jessica Wendolyn García Pérez
Acosta Dent Andrea
Ortiz Robles Cintia
Moreno Rodríguez Eduardo
Grupo:
4BM3
Asignatura:
Laboratorio de Biotecnología Molecular
Profesora:
Dra. Paola Berenice Zarate Segura.
Amaris
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PRÁCTICA NO. 11
Western Blot
1. OBJETIVOS:
1.1 Objetivo General
Conocerá y realizará la técnica de western blot para detección de proteína mediante la
reacción antígeno-anticuerpo.
1.2 Objetivos específicos
Conocer la metodología para realizar electroforesis en gel de poliacrilamida.
Aprender la metodología para realizar una transferencia a membrana de nitrocelulosa.
Aplicar la técnica de western blot para detectar proteínas (IgG humana).
2. INTRODUCCIÓN
2.1 Fundamento Western Blot
El western blot es una técnica que se utiliza para identificar y localizar proteínas basada en
la capacidad de unión a anticuerpos específicos. Luego de separar las proteínas en un gel
de SDS-poliacrilamida (SDS-PAGE), las bandas de proteínas se transfieren a una membrana
de nitrocelulosa (electrotransferencia), las bandas individuales de proteína (proteína de
interés) se identifican al inundar la membrana de nitrocelulosa con anticuerpo policlonal o
monoclonal radiomarcado o unido a enzimas específicas para la proteína de interés.
Los complejos Ag-AB que se forman en la banda que contiene la proteína reconocida por
el anticuerpo pueden visualizarse de diversos modos. Si un anticuerpo radioactivo se unió
a la proteína de interés, es posible determinar su posición en la mancha (blot) exponiendo
una placa de rayos x a la membrana, un procedimiento que se conoce como
autorradiografía. Sin embargo, en los procedimientos de detección que más se usan suelen
emplearse anticuerpos unidos a enzima. Tras la unión del conjugado de enzima y
anticuerpo, la adición de un sustrato cromógeno que produce un producto de color
intenso y soluble origina la aparición de una banda de color en el sitio del antígeno blanco.
La técnica también puede identificar un anticuerpo específico en una mezcla. En este caso
los antígenos conocidos de peso molecular bien definido se separan mediante SDS-PAGE y
se transfieren a nitrocelulosa. Las bandas separadas de antígenos conocidos se prueban
luego con la muestra que se sospecha contiene anticuerpo específico para uno o más
antígenos. La reacción de un anticuerpo con una banda se detecta mediante el empleo de
un anticuerpo secundario radio marcado o ligado a enzima específica para la especia de
los anticuerpos en la muestra de estudio (figura 1.).
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2.2 Purificación de proteína
Se debe tener en cuenta que nuestras proteínas de interés se encuentran en solución
acuosa de baja salinidad. Al incrementar la concentración de sales en la solución,
incorporando lentamente sulfato de amonio, (entre 20-95% de saturación), la proteína
comienza a tener intercambios iónicos con los iones de amonio y sulfato, sustituye los
sitios de intercambio que compartía con el agua y pasado un tiempo de esta manera, la
proteína disminuye su solubilidad y “precipita”.
Por lo general las moléculas de mayor peso molecular se precipitan primero. Esta nueva
solución se centrifuga y el precipitado que contiene las proteínas se recupera.
El éxito de la precipitación depende del tiempo de contacto y de la concentración de la
solución.
2.3 Diálisis
Consiste en tomar una alícuota del precipitado y dializar mediante el flujo selectivo de
materia de una zona de mayor concentración a otra de menor concentración con ayuda de
la presión osmótica, es decir, separando dos disoluciones de concentraciones diferentes
Figura 1. Mecanismo de acción molecular western blot
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por una membrana semipermeable (una membrana que permite el paso selectivo de las
moléculas del disolvente, pero impide el paso de compuestos de mayor peso molecular).
De esta manera se puede concentrar un producto o separarlo de una mezcla de moléculas.
Es necesario realizar este paso a baja temperatura y en agitación constante, ya que la
diálisis es un proceso molecular que depende exclusivamente de los movimientos
aleatorios de las moléculas individuales.
2.4 Electroforesis en gel de poliacrilamida (SDS-PAGE)
La electroforesis es el fenómeno por el cual una molécula que posee carga neta se
desplaza en respuesta a la aplicación de un campo eléctrico. La velocidad de migración o
movilidad a través del campo eléctrico dependerá de varios factores como son: la
intensidad de dicho campo; la carga neta, tamaño y forma de las moléculas; así como la
fuerza iónica, viscosidad y temperatura del medio en el cual las moléculas se están
moviendo. La electroforesis es una herramienta analítica simple, rápida y muy sensible, lo
que la convierte en una técnica de gran utilidad para la separación y el estudio de
moléculas cargadas tales como proteínas y ácidos nucleicos.
Para la electroforesis de proteínas se utilizan los geles de poliacrilamida debido a su buena
resolución y gran versatilidad. Además, poseen una serie de ventajas tales como: ser
químicamente inertes, estables en un amplio rango de pH, temperatura, fuerza iónica y
fácil de generar mediante la polimerización de acrilamida.
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El gel se prepara a partir del monómero de acrilamida (figura 2) que forma largas cadenas
lineales, con abundantes grupos polares que las hace solubles en medios acuosos.
La polimerización de la acrilamida se obtiene por la adición de catalizadores de la
polimerización que inician y aceleran el proceso de formación de un gel tridimensional.
Normalmente, el proceso se inicia con la adición de persulfato amónico a una disolución
acuosa (tampón) de ambos monómeros (acrilamida + bisacrilamida), seguido de la adición
de TEMED (N,N,N’,N’-tetrametilendiamina) que actúa como propagador de la reacción de
polimerización a pH básico (el pH ácido retarda la polimerización)(figura 3). Por lo tanto,
ajustando las concentraciones de persulfato y TEMED puede controlarse la velocidad de
polimerización
El tamaño de poro de los geles de poliacrilamida viene determinado por la concentración
total de monómeros. La concentración de acrilamida (% T) representa el porcentaje en
peso del monómero total empleado (acrilamida + bisacrilamida; % p/v) y determina la
longitud promedio de la cadena del polímero. La concentración de bis-acrilamida (% C)
Figura 2. Estructura de la acrilamida, bisacrilamida y poliacrilamida
Figura 3. Reacción de polimerización de la acrilamida
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representa el porcentaje de este monómero en el gel y determina el grado de
entrecruzamiento. Por lo tanto incrementando %T el tamaño de poro decrece (los geles
con %T inferiores a 2.5-3.0% son casi líquidos y los geles con un %T del 30% presentan un
reticulado tan denso que moléculas tan pequeñas como 2000-3000 Da difícilmente
pueden atravesarlos).
La electroforesis de proteínas en geles de poliacrilamida puede llevarse a cabo en
condiciones nativas (ND-PAGE) o desnaturalizantes (SDS-PAGE). En el caso del SDS- las
proteínas se solubilizan en un detergente (SDS), desnaturalizándolas y cargándolas con
carga negativa a lo largo de la cadena polipetídica (una molécula de SDS por cada dos
residuos de aminoácidos) (figura 4). Debido a que la cantidad de SDS que se une a las
proteínas es prácticamente proporcional a su tamaño, los complejos SDS-proteínas
presentan un valor carga/masa constante y por lo tanto se separan de acuerdo a su
tamaño cuando migran desde el cátodo al ánodo a una velocidad relacionada con su peso
molecular. Además del SDS, se emplean otros agentes desnaturalizantes como son un
agente reductor, generalmente el 2-mercaptoetanol que reduce los puentes disulfuro (Cys-
S-S-Cys) a grupos tioles (Cys-SH).
Concentración de acrilamida
(%T)
kDA
3-5 >100
5-12 20-150
10-15 10-80
>15 <15
Tabla 1. Relación del %T con los kDa de proteína.
Figura 4. Electroforesis desnaturalizante en gel de poliacrilamida. El tratamiento de las muestras con agentes
desnaturalizantes provoca la desnaturalización de las proteínas, pérdida de la estructura secundaria y la disociación de las
subunidades. Las proteínas quedan cargadas negativamente y migran del polo negativo al positivo durante la
electroforesis.
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En resumen, la SDS-PAGE es la electroforesis más utilizada para el análisis de proteínas
debido a:
La gran mayoría de las proteínas son solubles en SDS.
Todos los complejos SDS-proteína tienen carga negativa y migran, por lo tanto,
en el mismo sentido.
Su densidad de carga es muy elevada, por lo que su velocidad de migración
también lo es y las electroforesis son muy rápidas.
La separación depende de un parámetro físico-químico, como es la masa
molecular, que se puede calcular.
Los complejos SDS-proteína se tiñen fácilmente.
En esta práctica la electroforesis de proteínas se basa en un sistema discontinuo el cual se
tiene un gel concentrador y un gel separador, la diferencia entre estos dos es el pH y la
concentración de acrilamida. El fundamento de esta técnica es la siguiente: La movilidad de
una proteína en el gel concentrador es intermedia entre la movilidad de los iones cloruro
Cl- del gel y la movilidad del ión glicina Gly- del buffer. Por lo tanto, entre ambos frentes
existe una zona de baja conductividad y gran diferencia de voltaje, de forma que las
proteínas se concentran en una zona muy reducida entre ambos iones. Una vez en el gel
separador, el pH básico favorece la ionización de la glicina de forma que sus iones migran
a través de los polipéptidos concentrados, justo por detrás de los iones cloruro. A partir de
este momento las proteínas migran a través del gel separador en una zona de voltaje y pH
uniforme de forma que se separan en base a su tamaño (figura 5).
2.5 IgG
La inmunoglobulina G (IgG) es una de las cinco clases de anticuerpos humorales
producidos por el organismo. Es la inmunoglobulina más abundante de suero (600-1.800
Figura 5. Sistema discontinuo en gel de poliacrilamida
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El procedimiento descrito también tiene potencial como una herramienta para
detección sueros patológicos que contienen autoanticuerpos
La identificación precisa de los componentes inmunogénicos puede ser una
herramienta de diagnóstico útil para diversas condiciones patológicas.
Otra ventaja de la inmovilización de proteínas de nitrocelulosa es la facilidad de
procesamiento para la autorradiografía.
Técnicas convencionales, decoloración y secado de geles de poliacrilamida
toma muchas horas, y las condiciones exactas de secado son extremadamente
crítica. Cuando las proteínas son transferidos a un soporte de nitrocelulosa, la
electroforesis toma una hora, las manchas y decoloración menos de 10 minutos, y
el secado de un adicional de 5 min. Así pues, esto es a la vez más rápido y más
simple que los procedimientos convencionales, y lo elimina el procedimiento
tedioso y peligroso de remojar los geles en diphenyloxazol.
La técnica ha sido desarrollada para detectar anticuerpos específicos contra las
proteínas ribosomales. Sin embargo, es aplicable a cualquier procedimiento
analítico en función de la formación de ligando proteínas-complejos.
Interacciones que posiblemente se puede analizar de esta forma incluyen a
hormonas
receptor, el receptor de AMP cíclico, proteína e interacciones de ácido nucleico.
El ligando también puede ser una proteína. Las enzimas separadas en geles de
poliacrilamida también podría ser convenientemente localizadas en transferencias
mediante ensayos in situ.
Un requisito indispensable para estas aplicaciones es que la proteína no es dañada
por la adsorción proceso y que los sitios de unión siendo accesibles al ligandos y
sustratos.
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Chiron RIBA HCV 3.0 SIA
Prueba para Hepatitis C
1. Introducción
El HCV es un virus de RNA de simple cadena positiva, de unos 9,500 nucleótidos,
que nunca pasa en su ciclo celular por fase de DNA. Se le considera el único
representando del género Hepacivirus, perteneciente a la familia de los Flaviviridae.
Es un virus con envoltura glucolipídica. Su genoma contiene una única pauta de
lectura abierta (ORF) que codifica para una poliproteína precursora flaqueada pro
dos regiones no codificantes en ambos extremos 5’ y 3’.
CARACTERISTICAS DEL GENOMA
El genoma del VHC está compuesto por una única cadena lineal de ARN de polaridad
positiva, no segmentado. Consiste en:
una región 5' UT o NCR (región no codificadora) de aproximadamente 340
nucleótidos
una región codificadora de proteína, de 9400 nucleótidos, que codifica
presumiblemente un precursor polipeptídico de aproximadamente 3000
aminoácidos
una pequeña región 3'UT (región no codificadora) de aproximadamente 50
nucleótidos.
Este genoma de ARN tiene una alta tasa de sustitución de bases (2x10-3) por año. Esto
resulta en una gran diversidad genética entre las diferentes cepas y dentro de la misma
cepa, a lo largo del tiempo, pudiendo agrupar a los VHC en tipos. Hasta el momento han
sido identificados cerca de 10 variantes, diagnosticadas con test inmunoenzimáticos y por
técnicas de biología molecular (reacción en cadena de la polimerasa -PCR).
CARACTERISTICAS DE LAS PROTEINAS VIRALES
Las poliproteínas codificadas de aproximadamente 3000 aminoácidos son en 7 proteínas:
Una proteína de la nucleocápside de 190 aminoácidos;
Dos proteínas de la envoltura de 190 y 370 aminoácidos, respectivamente.
Las 4 proteínas restantes son proteínas no estructurales:
Una proteína llamada NS2 de 250 aminoácidos con función de unión a membrana
La proteína NS3 de 500aa con funciones de proteasa-helicasa
La proteína NS4 de 460aa con función de unión a membrana
La proteína NS5 de 1050aa con probable función de polimerasa
Se han identificado regiones hipervariables en todos los genes que codifican proteínas
virales, pero los más variables son los que codifican para las proteínas de la envoltura.
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Figura 7. Debido a la estructura viral, el virus es genéticamente inestable y muta
muy rápido. Esto quiere decir que se vuelve resistente a los agentes antivirales lo
cual hace su tratamiento más difícil.
Figura 8. Ciclo de replicación del virus dentro de la célula
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Para el diagnóstico del virus se realizan dos tipos de pruebas se utilizan en el diagnóstico y
tratamiento de la infección por VHC: las pruebas serológicas que detectan
anticuerpo específico contra los virus de la hepatitis C (anti-VHC) y
pruebas moleculares para la detección de ácido nucleico viral.
Pruebas moleculares
Algunas de las técnicas moleculares más usadas se presentan en la siguiente tabla:
Pruebas serológicas:
Las pruebas que detectan anti-HCV se utilizan para detección y diagnóstico del virus. Se
puede detectar en el suero o plasma usando inmunoensayos. Para el diagnóstico de
Hepatitis C en un principio se evidenciaban la presencia de anticuerpos para tres antígenos
virales: C-100 (proteína codificada por región no estructural 3 y 4), C-22 (proteína
estructural del Core) y 33C (proteína no estructural de la región NS3). Hoy en día ya se
utilizan otros antígenos recombinantes y algunas de las siguientes pruebas:
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Abbott HCV EIA 2.0:
Es un inmunoensayo que antígenos recombinantes (HC-34(E.Coli), HC-31 (E. Coli NS3
proteína no estructural y NS4) y c100-3 (levadura NS3/NS4 con SOD) que se adhieren a
los anticuerpos que se encuentran en las muestras infectadas.
ORTHO_HCV Version 3.0 ELISA
Se utilizan micropocillos que contienen antígenos recombinados del virus de la hepatitis.
La tecnología de Elisa utiliza el principio que los antígenos o anticuerpos que produce el
virus se pueden detectar por el antígeno o anticuerpo complementario que está ligado a
una enzima capaz de reaccionar con un substrato cromógeno. Los antígenos
recombinantes q se utilizan en esta prueba son c22-3, c200 y la NS5.
VITROS_ Anti-HCV assay
Es un inmunoensayo de diagnóstico in vitro para la detección cualitativa de anticuerpos de
inmunoglobulina G al virus de la hepatitis C (anti-VHC) en suero y plasma.
La especificidad de estos inmunoensayos es del 99%. Falsos positivos se dan generalmente
cuando las pruebas se hacen en poblaciones donde el virus se encuentra en menor
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cantidad. Falsos negativos pueden ocurrir cuando hay enfermedades contra el sistema
inmune como el VIH, trasplante de órganos o en pacientes con hemodiálisis.
Para la confirmación de estos resultados con inmunoensayos se puede utilizar la “The
recombinant immunoblot assay, Chiron RIBA HCV 3.0 SIA” (utilizado en clase).
CHIRON® RIBA® HCV 3.0 SIA
Ensayo en tira inmunoabsorbente (SIA) para la detección de anticuerpos frente al virus de
la hepatitis C (anti-HCV) en suero o plasma humano.
La detección de anti-HCV mediante la metodología del SIA se basa en las técnicas de
absorción Western y de puntos, en las que inmunógenos específicos (es decir,
poliproteínas antigénicas) codificados por el genoma del HCV son inmovilizados sobre una
membrana como soporte. La visualización de la reactividad de los anti-HCV de las
muestras con las proteínas individuales codificadas por el HCV se logra utilizando un
conjugado enzimático de anti-IgG humana de cabra, marcada con peróxidasa.
Los dos antígenos recombinantes (c33c y NS5) y dos de los péptidos sintéticos (c100p y 5-
1-1p) proceden de regiones putativas no estructurales del virus, mientras que el tercer
péptido (c22p) corresponde a la proteína putativa de la nucleocápside (núcleo) viral. Dado
que los antígenos recombinantes c33c y NS5 del HCV se producen como proteínas
individuales de fusión con superóxido dismutasa humana (SODh), también se ha incluido
SODh recombinante como banda de control en la tira. La banda de control SODh permite
la detección de anticuerpos frente a SODh que no son específicos para las porciones
codificadas de los antígenos recombinantes del HCV. El antígeno c33c del HCV se produce
en bacterias (E. Coli) genéticamente manipuladas, mientras que el antígeno NS5 y el SODh
del HCV se producen en levadura (S. Cerevisae) manipulada genéticamente. Esta
combinación de antígenos tiene mayor especificidad y sensibilidad de reconocimiento.
A)
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Las bandas en las tiras están ordenadas de la siguiente manera:
Banda 2 contiene dos péptidos sintéticos 5-1-1(p) and c100 (p), para la región del NS4 del
genoma del virus.
Banda 3 contiene el antígeno recombinante c33-c de la región NS3 del virus.
Banda 4 contiene c22 (p) de la región del core del HCV.
Banda 5 contiene la región NS5 región del genoma del virus.
Figura 9. DEL KIT A) Genoma del HCV y proteínas recombinantes, B) Las regiones donde se ubican los
antígenos recombinantes y péptidos sintéticos a lo largo del genoma del virus.
B)
Figura 10. Tira que se utiliza para la prueba y el antígeno o péptido inmovilizado en cada banda
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La prueba se basa en tres etapas en donde se utilizan los antígenos recombinantes y los
péptidos sintéticos inmovilizados como bandas individuales como se muestra en la figura
anterior.
2. OBJETIVOS
Objetivo general:
Aplicar el kit para la prueba del virus de la hepatitis C a las muestras traídas a clase
y ver si son positivas o negativas.
Objetivos específicos:
Conocer en que consiste el ensayo en tira inmunoabsorbente.
Identificar los antígenos recombinantes y péptidos sintéticos que usa la prueba
para el reconocimiento del virus.
Aplicar la metodología a las muestras y comprobar si son positivas o negativas.
3. DESARROLLO EXPERIMENTAL
Antes de comenzar la metodología preparar:
1. Componentes a temperatura ambiente (15 a 30 °C)
2. Mezclar reactivos suavemente (evitar formación de espuma)
3. Preparar solución tampón
Primera etapa:
• Incubación de las tiras con las muestras y controles: Los anticuerpo específicos se fiajran en las bandas correpondientes de antígeno y/o peptidos sinteticos de la tira
Segunda etapa
• Incubación con el conjugado: El conjugado se fija a la banda de IgG humana del complejo Ag-Ac.
Tercera etapa
• Detección enzimática por agua oxigeanda y 4-cloro 1-naftol: reacción enzimática con un produco de color azul-negro en cada banda donde fijación especifica a cada uno de los antigenos recombinanates y/o péptidos recombinantes.
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Colocar una tira en cada tubo ( un tubo por muestra y por
cada control)
Identificar las muestras y controles con el numero
correspondiente a cada tira.
Añadir 1mL de diluyente a cada tubo (la tira debe estar
cubierta)
Añadir 240чL de la muestra o del control
Tapar e invertir para mezclar Colocar los tubos en un
oscilador (16 a 20 ciclos por minuto) de 4 a 4:30h
Decantar todo el liquido Añadir 1mL de diluyente a
cada tubo y volver a colocar en el oscilador de 30 a 35 min.
Decantar todo el liquido
Añadir 1mL de solucion de tampon de lavado en cada
tubo, luego verter el liquido y las tiras en los reipientes de lavado con 10mL de solución
tampón
Agragar 30mL adicionales de solución tampon. Con un
volumen total de 60mL. Luego decantar el liquido. Repetir
esto dos a tres veces.
Añadir 1mL de conjugado por cada tira al recipiente. Incubar
en agitador de 9 a 11min. (preparar sustrato)
Una vez termianda la incubación decantar el
conjugado, lavar las tiras con 30mL de soluciión tampón,
decantar y repetir dos veces.
Añadir 1mL de sustrato por tira en el recipiente. Incubar
de 15 a 20 min. Luego lavar las tiras con 60mL de H2= MQ,
repetir uan vez mas.
Transferir las tiras a papel absorebente y retirar exceso
de agua, dejar secar en la obscuridad 30min,
temperatura ambiente, interprtar tiras.
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4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Según los controles que manejamos y las muestras, estas concuerdan con los controles
positivos, por lo que las muestras indican positivo para el virus de hepatitis ya que hubo
reacción en cada una de las bandas lo cual nos indica que hubo unión Ag-Ac del virus con
cada antígeno y péptido específico para el virus.
Este tipo de ensayo se pude utilizar como prueba confirmatoria de otros ensayos (ELISA) y
también poder diferenciar entre positivos y falsos positivos. La combinación de antígenos
recombinantes y péptidos inmovilizados en cada tira los cuales son específicos para cierta
región en el genoma del virus la hacen una prueba de alta especificidad y sensibilidad al
diagnóstico del virus.
Otra ventaja que presenta esta prueba es que es posible volverla automatizada, así se evita
la el análisis subjetivo, esto se puede observar en el artículo presentado por el JOURNAL
OF CLINICAL MICROBIOLOGY, de Feb. 1998, p. 387–390 Vol. 36, No. 2 titulado: Automated
RIBA Hepatitis C Virus (HCV) Strip Immunoblot Assay for Reproducible HCV Diagnosis
Donde se utiliza un procesador que mide la intensidad de las bandas de control, antígeno
y péptidos, lo que hace el sistema es iluminar cada banda y medir la luz reflejada de
manera diferencial con el fondo blanco. Un algoritmo interpola valores relativos de
intensidad para cada banda las cuales tienen asignadas valores de referencia. Con esto si
en alguna tira tenemos duda ya que las bandas puede que se vean muy tenues con esto
podemos comprobar si el paciente es positivo o no (como en la tabla presentada abajo).
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5. CONCLUSIONES
El ensayo en tira inmunoabsorbente consiste en que en las tiras se encuentran
inmovilizados antígenos recombinantes y péptidos sintéticos, los cuales
representan cada banda, estos en presencia del virus darán una reacción Ag-AC.
Seguido de esto se agrega el conjugado de IgG con peróxidasa para llevar a cabo
una reacción enzimática de color azul-negro en donde haya habido unión.
Los antígenos recombinantes y péptidos sintéticos son: c100, c33-c, c22 (p), región
NS5 del genoma del virus.
Las muestras alas que se les aplico el procedimiento dieron iguales a las tiras de los
controles positivos lo que quiere decir que las muestras dan positivo al virus de
hepatitis C.
6. REFERENCIAS
P. MARTIN,1* F. FABRIZI,1 V. DIXIT,1 S. QUAN,2 M. BREZINA,1 E. KAUFMAN2, K.
SRA,2 R. DINELLO,2 A. POLITO,2 AND G. GITNICK1 Automated RIBA Hepatitis C
Virus (HCV) Strip Immunoblot Assay for Reproducible HCV Diagnosis, JOURNAL OF
CLINICAL MICROBIOLOGY, 0095-1137/98/$04.0010, Feb. 1998, p. 387–390
Theodore Sy, M. Mazen Jamal, Epidemiology of Hepatitis C Virus (HCV) Infection,
International Journal of Medical Sciences, ISSN 1449-1907 www.medsci.org 2006
3(2):41-46, 2006
Marc G. Ghany,1 Doris B. Strader,2 David L. Thomas,3 and Leonard B. Seeff4,
Diagnosis, Management, and Treatment of Hepatitis C: An Update, AASLD PRACTICE
GUIDELINES, HEPATOLOGY, April 2009
Figura 11. Tabal de comparación entre la prueba manual y en la que se aplica el procesador.