UNIVERSIDAD DE LOS ANDES NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS TRUJILLO – VENEZUELA Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis de inoculación en macetas con plantas de Maíz (Zea mays). Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015 Valero Yamileydi del Carmen, C.I. 20.656.075 TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA Abril, 2013
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UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS
TRUJILLO – VENEZUELA
Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis de inoculación en macetas con
plantas de Maíz (Zea mays).
Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015
Valero Yamileydi del Carmen, C.I. 20.656.075
TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA
Abril, 2013
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UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
NÚCLEO UNIVERSITARIO “RAFAEL RANGEL” DEPARTAMENTO DE CIENCIAS AGRARIAS
TRUJILLO – VENEZUELA
Evaluación de la interacción Azotobacter (Azotobacter spp) - materia orgánica en distintas formas y dosis en macetas con plantas de Maíz
(Zea mays).
Tutor MSc. Ing. Jesús Matheus
Realizado por: Angel Norelis del Carmen, C.I 18.734.015
Valero Yamileydi del Carmen, C.I 20.656.075
TRABAJO DE GRADO PARA OPTAR AL TITULO DE: TECNICO SUPERIOR AGRICOLA
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RESUMEN
Se desarrolló una investigación en dos áreas: una, en la Unidad de
Producción Integral (UPI) y la otra, en el Laboratorio de Investigación de
Suelos del NURR ambas en la Villa Universitaria ULA –Trujillo, entre los
meses de Julio y Noviembre de 2012. Se realizó un ensayo en laboratorio
bajo condiciones semi controladas con suelo procedente de la U.P.I. a fin
de determinar la actividad biológica (respiración basal) a las 24 y 72
horas. En general, la respiración basal como respuesta a la aplicación de
diferentes dosis de concentración y la interacción de la materia orgánica
presentó una dinámica similar tanto para las 24 como para las 72 horas.
El trabajo en macetas se llevó a cabo con dos ensayos paralelos,
determinando por un lado, la forma de inoculación (inmersión y
aspersión) mas efectiva en dos dosis de aplicación del Azotobacter spp y
(1 y 20%), y, evaluando en el otro, la interacción de la materia orgánica
con el Azotobacter spp en tres niveles (1, 20 y 40%), ambos, sobre
variables fitométricas del cultivo indicador (maíz). Se establecieron bajo
un diseño experimental de bloques completos al azar con cuatro réplicas
para ambos ensayos, 6 tratamientos para el primero y 8 tratamientos para
el segundo. En el ensayo 2 la mayor respuesta en todas las variables se
obtuvo con la dosis del 20% de concentración independientemente de las
formas de inoculación. El efecto positivo de la interacción Azotobacter
materia orgánica bajo tres dosis de concentración en el ensayo 3 se
evidenció en el T6 con materia más dosis 2 al 20% para la mayoría de las
variables con la dosis más alta del biofertilizante (40%) con materia
orgánica. En la discusión se enfatiza la importancia de la materia orgánica
para el establecimiento de altas concentraciones de Azotobacter.
3 Respiración basal (mg CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas . . . 25
4 Efecto de diferentes formas de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de altura de planta y diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
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5 Efecto de diferentes forma de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de P.S aéreo y P.S total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
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6 Efecto de diferentes forma de inoculación y dosis de concentración de Azotobacter spp en las variables de área foliar total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
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7 Efecto de la interacción de Azotobacter spp -M.O y diferentes dosis de concentración en las variables de altura de planta y diámetro de tallo. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
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8 Efecto de la interacción de Azotobacter spp -M.O y diferentes dosis de concentración en las variables P.S de raíz, P.S aéreo y P.S total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
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9 Efecto de la interacción de Azotobacter spp-M.O y diferentes dosis de concentración en las variables A.F por planta y A.F total. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Venezuela es un país tropical en el que la actividad agrícola juega
un papel importante y su principal producción se basa en rubros como
hortalizas, frutas, cereales y otros. Sin embargo, los sistemas de
producción se han fundamentado en tecnologías que involucran el uso
excesivo de los agroquímicos con las consecuencias negativas que éstos
han generado sobre el ambiente y el hombre.
Ante esta realidad, actualmente se plantean alternativas de menor
impacto ecológico en el marco de una agricultura sustentable soportada
en el manejo agroecológico de los sistemas de producción con lo cual se
busca una mayor eficacia en el uso de los recursos, conservar e
incrementar la fertilidad del suelo, mantener la diversidad y variedad de
especies, así como generar rentabilidad económica. Muchos
investigadores se han orientado a la exploración de la capacidad que
tienen diversos microorganismos benéficos para contribuir con la salud de
las plantas y la calidad del suelo.
A través de la biotecnología se han desarrollado una serie de
bioinsumos entre los cuales se pueden señalar los biocontroladores,
biofertizantes y bioestimuladores del crecimiento vegetal que actualmente
son elaborados por La Red de Laboratorios de Bioinsumos del Instituto
Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI).
Los biofertilizantes se definen como preparados que contienen
células vivas o latentes de cepas microbianas eficientes, que hacen
disponibles a las plantas sustancias nutritivas o promotoras del
crecimiento mediante su actividad biológica (INSAI, 2010); en tal sentido,
constituyen un insumo necesario para ser incorporados en los sistemas
integrados de nutrición vegetal con la finalidad de mejorar la fertilidad de
los suelos.
2
El uso de bioproducto constituye hoy día una necesidad económica y
ecológica obligada, convirtiéndolo en insumo atractivo a los productores
del campo. La Constitución de la República Bolivariana de Venezuela
establece una política de Estado orientada hacia la soberanía alimentaría,
lo que implica la introducción expresa del uso de agricultura sustentable y
la adquisición de mayor conciencia ambiental de la población,
produciendo un viraje muy marcado hacia el uso de bioproducto. La
tendencia actual del sector agrícola indica con seguridad, que la
utilización de estos bioproducto, pasará a ser parte normal de los insumos
de la agricultura contemporánea en Venezuela.
Sin embargo con el uso de biofertilizantes se puede confirmar el
amplio potencial de utilizar microorganismos del suelo en la agricultura
como una nueva alternativa para nutrir por medios biológicos los cultivos.
Además de que son una alternativa de gran validez para los agricultores
que no fertilizan o lo hacen con pequeñas cantidades, como es el caso de
los campesinos que siembran maíz, donde se puede reducir hasta el 50%
de la formula de la fertilización tradicional en muchas regiones del país y
en el caso de las leguminosas como el frijol, ya no se utilizara fertilizante
nitrogenado.
La política de la Red de Laboratorios de Bioinsumos está orientada
hacia tres líneas de acción: producción de Azotobacter spp., bacterias
solubilizadoras de fósforo y Rhizobium. Son pocas las referencias
nacionales que existen en relación a la investigación sobre el uso de
estos productos.
Por lo antes expuesto, los objetivos de este trabajo están orientados
a contribuir en la investigación sobre el efecto de la inoculación de
Azotobacter spp. usando como cultivo indicador plantas de maíz.
3
OBJETIVO GENERAL
Evaluar el efecto de la forma de aplicación y tres dosis de
concentración del biofertilizante a base de Azotobacter spp y su
interacción con la M.O., sobre algunas variables de crecimiento y
desarrollo del maíz (Zea mays) como cultivo indicador.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
Determinar el efecto de dos formas de aplicación (inmersión y
aspersión) y tres diferentes concentraciones de Azotobacter spp. sobre
los parámetros del crecimiento de la planta de maíz.
Determinar el efecto de la interacción Azotobacter spp. - materia
orgánica del suelo sobre el comportamiento agronómico del cultivo
indicador.
Determinar los índices de efectividad de la inoculación (IEI) y la
Eficiencia Agronómica Relativa (EAR) para las variables de peso seco
total.
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II MARCO TEÓRICO
La agricultura es la actividad que comprende todo un conjunto de
acciones antrópicas que transforma el medio ambiente natural, con el fin
de hacerlo más apto para el crecimiento de los cultivos, sin embargo, se
ha caracterizado por ser altamente tecnificada, intensiva y generar
impacto negativo sobre el ambiente.
Venezuela, desde un principio ha estado dotada de grandes
recursos agrícolas, que son de gran importancia para su desarrollo
económico y social, debido al clima tropical que posee; dando lugar a
que el hombre, con sus facultades y adelantos tecnológicos aproveche
estos recursos, obteniendo así una gran diversidad de productos durante
casi todo el año (Bologna, 2011).
El Estado Trujillo presenta condiciones ecológicas favorables, para
el desarrollo integral del área agrícola, sin embargo, son notorios los
efectos perjudiciales que los sistemas de producción agrícola
(tradicionales o modernos) generan en los suelos, aguas, especies
animales y vegetales debido a las técnicas usadas inadecuadamente,
produciéndose un acelerado deterioro ecológico (Torres y Capote, 2008).
La agricultura andina hoy en día se caracteriza por ser intensiva y
altamente demandante de insumos agrícolas, razón por la que los
productores recurren al empleo de semillas certificadas de variedades de
alto rendimiento, a la reducción o eliminación de periodos de descanso o
barbecho y al uso de mayores cantidades de fertilizantes químicos y de
enmiendas orgánicas (Machado, 2005).
Andrade y Correa (2009), señalan que el uso excesivo de
agroquímicos constituye un daño biológico a los suelos deteriorando
la calidad de los mismos: estos inducen al aumento de acidez y
salinidad, favoreciendo la resistencia de las plagas y malezas,
5
disminución de la productividad del suelo por pérdida de materia orgánica
y nutrientes debido a la erosión, y suavizando los tejidos de la planta
provocando que ésta sea menos resistente y saludable, eliminan el
ecosistema natural de suelo desarrollando plantas más vulnerables lo cual
obstaculiza la sostenibilidad de la producción agrícola.
Por otra parte, las consecuencias de la mineralización han sido
nefastas para el ambiente por la elevada contaminación causada por el
uso irracional de fertilizantes y plaguicidas, esto como consecuencia de la
menor eficiencia de adsorción en el suelo y absorción por la planta, a su
vez se debe al uso indiscriminado de la maquinaria agrícola que altera las
propiedades físicas de los suelos aumentando así los costos de
producción, al igual que el uso de cultivares con alto rendimiento a nivel
genético lo que demanda la utilización de altas cantidades de fertilizantes,
ocasionando graves daños al ambiente y provocando una fuerte
resistencia de los patógenos hacia los mismos, como resultado de la
utilización de fuertes concentraciones de agroquímicos para eliminar
ciertas plagas (Lara et al., 2007).
Compagnoni y Casanova (2009), dicen que el hombre en su afán
de desarrollo tecnológico sano, ha aplicado métodos microbiológicos para
estudiar ciertos microorganismos y utilizarlos posteriormente bajo el
nombre de biofertilizantes en las prácticas agrícolas, logrando así una vía
factible para mejorar la fertilidad del suelo y estimular la nutrición de las
plantas mediante el incremento de la población de microorganismos
benéficos, partiendo de su inoculación a las plantas, semillas o al suelo
(Pérez, 1997).
Es por ello, que actualmente se propician las técnicas de manejo
ecológico de suelo, con el fin de incidir de manera directa en la nutrición y
el desarrollo de las plantas, favoreciendo así la fertilidad de los suelos
mediante un cambio en el paradigma de la agricultura de altos insumos,
llamada revolución verde, mediante la transición gradual que conduzca a
un manejo agroecológico, comenzando por la reducción del uso de
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plaguicidas e incrementando los insumos biológicos, al igual que busca la
estabilidad entre el ser humano, el ambiente y los productos que se
utilizan en la actividad agrícola (Solórzano, 2001).
Ante esa situación, una de las alternativas para la producción de
alimentos se ha encontrado en el uso de los biofertilizantes, tecnologías
capaces de resolver en parte los problemas a los cuales se enfrenta
nuestra agricultura, considerándose uno de los puntales de la agricultura
sustentable y, en la actualidad, su producción comercial se ha extendido
considerablemente a nivel mundial. Tanto es así que en países como
México, Cuba y la India son de gran popularidad y es notorio su desarrollo
y aplicación en diversos cultivos.
De esta manera, se han incrementado los esfuerzos para la
introducción de organismos y componentes biorreguladores del suelo y
las plantas. La inoculación con bacterias, hongos, la adición de materia
orgánica y otras prácticas del cultivo, son alternativas que pueden ser
empleadas con éxito en la agricultura actual, teniendo una repercusión
favorable en la producción y en el ambiente (Martínez, 2001).
En este sentido, los biofertilizantes y bioestimuladores microbianos
representan un componente vital de los sistemas sustentables, ya que
constituyen un medio económicamente atractivo y ecológicamente
aceptable reduciendo los insumos externos y mejorando la cantidad y
calidad de los internos mediante la utilización de microorganismos del
suelo.
Por ello, los biofertilizantes de manera sintética, son considerados
productos con base a microorganismos benéficos (bacterias y hongos),
que viven asociados o en simbiosis con las plantas y ayudan a su proceso
natural de nutrición, además de ser regeneradores de suelo. Estos
microorganismos se encuentran de forma natural en suelos que no han
sido afectados por el uso excesivo de fertilizantes químicos u otros
agroquímicos, que disminuyen o eliminan dicha población (Castilla, 2006).
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Se trata de productos que no contaminan ni degradan la capacidad
productiva del suelo, por el contrario, son regeneradores de la población
microbiana; así mismo, estos productos tienen una función protectora del
sistema radicular de la planta contra microorganismos patógenos,
además, se fortalece la nutrición biológica de la planta por ser la forma
más eficiente y económica de la alimentación vegetal.
De igual manera desempeñan un papel muy importante en la
economía del nitrógeno en la práctica agrícola, ya que la cantidad de
nitrógeno disponible en la mayoría de los suelos cultivados es baja,
particularmente en el trópico y en la actualidad no puede ser
suplementada a escala mundial por la producción de fertilizantes (Aparicio
y Arrese, 1996).
Existe una gran variedad de biofertilizantes elaborados con base
en microorganismos, como bacterias y hongos, con diversas funciones y
atendiendo al tipo de cultivo, (Hernández y Pérez, 2006). En términos
generales, los biofertilizantes más difundidos se basan en hongos
micorricicos, bacterias del género Azotobacter spp, Azospirillum
brasilense y el Rhizobium sp.
Andrade y Correa (2009), han comprobado que fertilizando los
cultivos con estas bacterias y con nitrógeno químico en un porcentaje
entre el 20 y 50% del utilizado normalmente, se consigue un aumento de
producción sobre las cosechas obtenidas únicamente con fertilizante
químico al 100%, esto es debido a que, al liberarse la bacteria de su
función fijadora de nitrógeno, produce más bioestimulantes (fitohormonas)
del crecimiento vegetal
El Gobierno Bolivariano ha venido impulsando la producción de
bioinsumos en nuestro país, considerando lo planteado por Vance (1998),
quien indica que para un sistema agrícola sustentable es de suma
importancia utilizar recursos renovables que puedan maximizar los
beneficios ecológicos y minimizar el daño ambiental; dentro de este
8
contexto, ha permitido consolidar la Red de Laboratorios “Bolívar
Conservacionista” a cargo del Ministerio del Poder Popular para la
Agricultura y Tierras (MPPAT) , a través del INSAI, quien en la actualidad
cuenta con 27 laboratorios de producción de Bioinsumos, integrados por
17 laboratorios de Biocontroladores y 10 laboratorios de Biofertilizantes;
estos ejecutan tres líneas de acción: producción de Azotobacter spp.,
bacterias solubilizadoras de fósforo y Rhizobium (Prensa INSAI,
13/08/12).
Los biofertilizantes para uso agrícola se elaboran a partir de
diferentes microorganismos como ya se ha visto, es por, ello que dentro
de estos se encuentran las bacterias del género Azotobacter, las cuales
están presentes en el suelo y al encontrarse en elevadas poblaciones en
el agroecosistema se asocian al sistema radical de algunas especies
vegetales, ocasionando una aceleración en el desarrollo y un aumento en
el rendimiento de los cultivos, debido fundamentalmente a su capacidad
de sintetizar sustancias biológicamente activas como auxinas,
citoquininas, giberelinas, aminoácidos y vitaminas (Vancura, 1961; Dibut,
y Martínez, 1992; Behl et al., 2003).
Así mismo, las bacterias de este género fijan asimbióticamente
nitrógeno, el nutriente más caro, igualmente permiten aprovechar de
manera más intensiva los nutrientes disponibles en el suelo, que
estimulan el desarrollo del sistema radicular así como la mayor solubilidad
y conductividad de nutrientes (Mirón et al., 2009). También son
solubilizadores de fosfatos, además, realizan procesos de biodegradación
de plaguicidas como el endosulfan (Castillo, J. 2005). Son
quimioorganotróficas, utilizan para su crecimiento azúcares, alcoholes y
sales inorgánicas. Son fijadoras de nitrógeno en vida libre, fijan al menos
10 mg de N2 por gramo de carbohidrato consumido (Holt, J. 2000).
Según el centro de Investigaciones y Aplicaciones Biotecnológicas
de España (IAB, 2001), el uso de inoculantes a partir de Azotobacter spp
acorta el período de semillero y ciclo total del cultivo, permitiendo la
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obtención plantas vigorosas que pueden trasplantarse en menor tiempo.
Además, aceleran la floración y fructificación, aumentando el número de
flores y frutos e incrementando los rendimientos de las cosechas. Esto
permite el ahorro de fertilizantes nitrogenados recomendados en las
normas técnicas de varios cultivos.
De esta forma Azotobacter spp., se puede considerar como un
biofertilizante con un amplio espectro de aplicación que incluye especies
como maíz, trigo, zanahoria, papa, algodón, entre otros (Pandey et al,
1998). Sin embargo, la actividad de Azotobacter spp, puede ser
incrementada por la aplicación de materia orgánica en el suelo y
dependiendo en gran medida de la presencia de fósforo y potasio
(Kanungo et al., 1997),
Sin embargo Azotobacter, se puede ver afectada por las
condiciones del ambiente, por la naturaleza, estado fisiológico y vigor de
las plantas en desarrollo, las características del suelo, el régimen hídrico y
el manejo agronómico, los cuales son factores de selección de la
dinámica poblacional bacteriana (Vallejo y Bonilla, 2007).
Según Rodríguez y Blanco, (2001), estas bacterias tienen la
ventaja de ser aplicadas a cualquier cultivo, en cualquier época de
desarrollo de la planta, antes o durante la siembra, en la germinación y en
los trasplantes. Así mismo, la capacidad de fijación de nitrógeno por esta
bacteria varia considerablemente en dependencia de la composición del
medio, su acidez, temperatura y aireación, de la presencia de nitrógeno
combinado, de la naturaleza de las fuentes de carbono, microelementos y
de la acción de organismos antagónicos en el medio (Mádigan et al.,
1997).
Por lo anteriormente señalado, la fijación de nitrógeno es un
proceso que demanda gran cantidad de energía, por lo que requiere una
eficiente fosforilación oxidativa. Debido a que el O2 es tóxico para el
complejo de la nitrogenasa, las bacterias aeróbicas fijadoras de nitrógeno
10
han evolucionado una variedad de estrategias para contender con esta
paradoja aparente (Atlas y Bartha, 2002).
Además de ello, hay dos factores que tienen una influencia mayor
sobre las poblaciones de Azotobacter en el suelo, uno es la acción
antagonista y asociativa de la microflora del suelo y, el otro es el
contenido de materia orgánica del mismo ya que la carencia de esta es un
factor limitante en la proliferación de estas bacterias. Los efectos
benéficos de pequeñas cantidades de humus sobre el desarrollo de
Azotobacter y su fijación de nitrógeno son ampliamente reconocidos
(Bhardwaj y Gaur, 1970).
A pesar de que el género Azotobacter es muy grande, se ha
determinado que cumple una doble función, además de aportar nitrógeno
y sustancias reguladoras del crecimiento a los cultivos, actúa como un
inhibidor del crecimiento de hongos fitopatógenos como el Fusarium sp,
Helminthosporium sp, Alternaría sp entre otros, lográndose disminuir
mediante la aplicación de Azotobacter (Durkhead et al 1998).
Sin embargo, hay quienes sugieren que las condiciones especificas
que requiere Azotobacter para efectuar la fijación biológica de N2 con
dificultad puede presentarse en el suelo, en especial porque siempre
existe en lo suelos concentraciones de nitrógeno combinado suficientes
para inhibir la reducción biológica del dinitrogeno (Burris et al 1943), y
probablemente la causa más importante se debe a la ausencia de
cantidades abundantes de carbono orgánico simple (más del 1%), ante
tal situación, Azotobacter deberá oxidar una unidad de azúcar simple para
producir de 5-20 mg de nitrógeno reducido, esta cantidad solo se
proporciona a la bacteria en condiciones artificiales (Brock, 1984 y Gray,
1976).
Ahora bien, se conocen muchos microorganismos que aceleran el
crecimiento de Azotobacter y su fijación del nitrógeno, pero también
existen otros que inhiben el desarrollo de éste con la consecuencia de
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inhibir su habilidad de fijación; tal es el caso de los microorganismos
celulolíticos que degradan los residuos de las plantas en el suelo
conocidos por aumentar la proliferación de estas bacterias en el mismo,
pero otros como Cephalosporium spp (habitante común del suelo) es
conocido por inhibir el crecimiento y la fijación de nitrógeno por parte de
Azotobacter (López, 2003).
En el caso del cultivo del maíz, Zea mays, L., se han obtenido muy
buenos resultados al aplicar bacterias fijadoras de nitrógeno atmosférico
como el realizado por Medina y López (2010) y, Dibut y Ríos (2010).
Así mismo, Reyes y Valery (2007), en su investigación: Efecto de la fertilidad del suelo sobre la microbiota y la promoción del crecimiento del maíz (Zea mays l.) con Azotobacter spp. estudiaron
las densidades bacterianas y fúngicas cultivables totales y disolventes de
fosfatos de calcio en la rizósfera de plantas silvestres y cultivadas del
estado Táchira, igualmente, evaluaron el rol de dos aislamientos
bacterianos identificados como bacterias del género Azotobacter en la
promoción del crecimiento del cultivo de maíz bajo diferentes condiciones
de fertilidad del suelo en umbráculo. Los resultados obtenidos arrojaron
que: 1. Las densidades poblacionales microbianas totales y disolventes
de fosfatos se mostraron afectados por las condiciones físicas y químicas
del suelo, como el pH y el contenido de materia orgánica del suelo; 2. De
las dos cepas exógenas introducidas en el ensayo de umbráculo con el
suelo de La Tuquerena, la cepa de Azotobacter MF1b ejerció la mayor
acción benéfica sobre el crecimiento del maíz incrementando
significativamente el peso seco en determinados tratamientos con
fertilización química respecto al testigo no inoculado, lo que le confiere a
esta cepa un potencial de uso en la agricultura sostenible.
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Por otro lado, trabajos como el de Domínguez et al, (2001)
corroboran que sin fuente de materia orgánica, la inoculación con
Azotobacter no tiene efectos positivos en ninguna de las formas en las
que se inoculó (inmersión y aspersión). En cuanto a las formas en la que
se puede inocular con Azotobacter spp y la concentración de éste, varia
dependiendo de las exigencias del cultivo, el ciclo del mismo, la
composición del suelo, la implementación de otras prácticas y hasta de la
aceptación del productor.
Es así, como se han realizado diversos trabajos en los cuales se
plantean las formas de inoculación bien sea de forma individual o
combinadas, al mismo que la utilización de varias concentraciones; para
esta última, existe divergencia en cuanto a las dosis.
Alvarado et al, (2004) en Cuba, reportaron que los resultados
obtenidos por la inmersión de las nueces de cocotero en Azotobacter al
30% de su concentración a los 4 meses posteriores a la siembra
incrementó el porcentaje de nueces germinadas hasta 95.5%.
En este orden, Constantino et al, (2011) en México, señalan que la
doble inoculación con Azotobacter incrementó el crecimiento y la biomasa
vegetal en comparación con la inoculación simple de plántulas de Papaya.
Aunque, esto pudo deberse a que en la doble inoculación la primera
aplicación de los biofertilizantes se hizo a las semillas y en la inoculación
simple los biofertilizantes se aplicaron en las raíces 30 días después de la
emergencia y de acuerdo con (Kalpunik et al. 1985) y (Bashan 1986), la
respuesta de las plantas es más alta cuando las semillas han sido
inoculadas, pero es menor cuando las plántulas son inoculadas.
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Por su parte León et al, (2012) en Cuba, concluyeron que con la
utilización del biofertilizante a base de Azotobacter chroococum aplicado
por aspersión se lograron mejorar las características morfológicas
estudiadas en el tabaco como el diámetro y longitud del tallo, así como
masa fresca y seca total de las plántulas, del mismo modo se encontró
una reducción del ciclo del semillero a siete días.
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III MARCO METODOLÓGICO
3.1 Marco de referencia físico
3. 1.1 Ubicación del ensayo.
El trabajo de investigación fue realizado entre los meses de junio y
noviembre de 2012, en la Unidad de Producción Integral (ensayo de
macetas) y, en el Laboratorio de Investigación de Suelos (bioensayo en
laboratorio), ambos en la Villa Universitaria, Núcleo “Rafael Rangel”;
geográficamente está entre las coordenadas 09º25’00’’ y 09º26’00’’ latitud
norte, y 70º28’00’’ y 70º29’00’’ longitud oeste, a 378 m.s.n.m.
Según Briceño (2010), la información climatológica de Pampan y el
Departamento de Hidrología del MARNR para el periodo 1991-2005 el
área donde estaba ubicado el ensayo se registra una temperatura de
27 ºC con una precipitación media anual de 1689 mm.
3.2 Bioensayo en laboratorio: Respiración basal
La determinación de la respiración basal se hizo según la
metodología propuesta por Anderson (1982), mediante la utilización de
una trampa de álcali. Se utilizaron 40 envases de vidrio de 500(cm3), en
los cuales se colocó la muestra según los tratamientos:
T0: Blanco de calibración
T1: suelo
T2: suelo sin M.O + dosis 1
T3: suelo sin M.O + dosis 2
T4 suelo sin M.O + dosis 3
T5: suelo con M.O
T6: suelo con M.O + dosis 1
T7: suelo con M.O + dosis 2
T8: suelo con M.O + dosis 3
T9: Químico
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3.2.1 Adecuación del contenido de humedad del suelo
Método Gravimétrico (Valdés y Medina 2005)
H= (Peso del suelo húmedo) – (Peso del suelo seco)
%Humedad= H x 100 / 10
Procedimiento:
1. Toma de muestra de suelo
2. Pesaje de la muestra
3. Secado en estufa a 105ºC por 24 horas.
4. Pesado de la muestra seca
3.2.2 Determinación de la biomasa microbiana (BM):
1. Se pesaron 100 cm3 de suelo y mezcla según los tratamientos.
2. Se ajustó la humedad hasta ¼ de la capacidad máxima de la
retención de humedad (CRH)
Procedimiento
a. En cada unidad experimental se colocó un recipiente con 20ml
NaOH 0.5M, se cerró herméticamente y se incubó en oscuridad a
temperatura ambiente durante 24h.
b. Transcurrido este tiempo se recuperó el NaOH 0.5 M y se trasvasó
a una fiola de titulación.
c. Se colocaron 2 ml de BaCl2 0.5 M y 4 gotas de indicador
fenolftaleína.
d. Se tituló con HCL 0.5 M hasta que la solución se volvió incolora.
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e. Se calculó la biomasa microbiana según la siguiente fórmula:
CO2 (Vol HCL Blanco-Vol HCL muestra) x 22N HCl x 0,5= mg
CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas
Mg de CO2/100gr de suelo/24 y 72 horas x 0,75=BM
3.3 Descripción del ensayo en macetas
Área experimental: Se seleccionó el área en la cual se establecieron los
ensayoS en macetas considerando las condiciones a semicontrolar como:
protección del cultivo de la radiación directa, altas precipitaciones, así
como un monitoreo constante y disponibilidad de los recursos.
3.3.1. Análisis físico-químico del suelo utilizado
El análisis físico químico del suelo empleado para los ensayos fue
proporcionado por el Laboratorio de Servicio de Análisis de Suelos
NURR-ULA (Trujillo).
Cuadro 1. Variables y métodos empleados para la caracterización del
suelo (*).
VARIABLE MÉTODOS EMPLEADOS Textura pH Conductividad eléctrica Materia orgánica % nitrógeno Fósforo Potasio Calcio y magnesio
Bouyoucos Potenciométrico Conductimétrico Walkley and Black A partir de materia orgánica Bray Bray-1 Complexométrico (acetato de amonio)
(*) Laboratorio de Servicio de Análisis de Suelos. NURR-ULA, Trujillo
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3.3.2 Cultivo indicador
Se empleó como cultivo indicador para evaluar el efecto de los
tratamientos, semillas de maíz hibrido amarillo (Zea mays L) Sefloarca
91, esto por considerarse un cultivo de crecimiento rápido, de fácil
manejo y de gran importancia económica en el país ya que constituye,
junto con el arroz y el trigo, uno de los principales alimentos cultivados en
el mundo. Su uso no solo se centra en la alimentación humana sino que
forma parte de la alimentación animal por si mismo o constituyendo un
ingrediente muy importante en la composición de raciones alimenticias
para cerdos, aves, y vacas. Este cultivo ocupa alrededor del 30% de la
superficie agrícola cultivada y representa aproximadamente el 15% del
valor de la producción agrícola vegetal del país (FAO, 2009).
3.3.3 Establecimiento de las unidades experimentales
Para el establecimiento de ambos ensayos en macetas, se utilizaron
bolsas de polietileno negro (29 x 27 cm) con una capacidad de 6 kg; por
llevarse a cabo estos ensayos con distintos tratamientos, la composición
de éstos fue la siguiente:
Ensayo 2. Se colocó en las bolsas el suelo procedente de la UPI,
mientras que para el ensayo 3 fue la mezcla de materia orgánica y suelo.
Se empleó suelo seco y tamizado (2 mm) procedente de la Unidad de
Producción Integral (UPI) NURR y debidamente caracterizado en el
Laboratorio de Servicios de Análisis de Suelos.
Las bolsas se colocaron en un espacio acondicionado para tal fin;
para ello se construyó una estructura con tubos provisionales, cuyas
dimensiones fueron: 4 metros de largo por 1.5 metros de ancho,
techado con tela de sombra.
En cada una de las bolsas se sembraron 3 semillas de maíz híbrido
Sefloarca 91, de las cuales fueron evaluadas 3 plantas. Durante la
18
germinación y crecimiento de las plantas se controló el suministro de
agua de riego y los entes patógenos.
Es de resaltar que, el motivo de que se lleven dos trabajos de
investigación de forma paralela es el resultado de la necesidad para
responder a las distintas interrogantes planteadas en los objetivos: en el
ensayo 2 determinar el efecto de dos formas de inoculación de
Azotobacter (inmersión y aspersión) bajo dos niveles de concentración al
1 y 20%, mientras que en el ensayo 3, con el fin de evaluar la interacción
de materia orgánica en tres niveles de concentración de Azotobacter: 1,
obtenido en las macetas que fueron tratadas con fertilizante
químico.
Rendimiento testigo: peso seco promedio (g) obtenido en las
macetas consideradas como testigo (sin ninguna fertilización).
Rendimiento biofertilizante: peso seco promedio (g) obtenido en las
macetas que fueron tratadas con el biofertilizante según la dosis
empleada.
Una vez obtenidos los resultados de los distintos ensayos se procedió
a realizar los respectivos análisis de varianza y separación de medias a
través de la prueba de Duncan y el uso del paquete estadístico InfoStat,
con el fin de analizar y discutir en función de los objetivos propuestos.
23
IV RESULTADOS Y DISCUSIÓN
El resultado del análisis de la muestra compuesta del suelo de la
UPI empleado para ambos ensayos se presenta en el cuadro 2.
4.1 Caracterización del suelo de la Unidad de Producción Integral Cuadro 2. Caracterización del suelo.
Parámetros Valor Profundidad de la muestra (cm.) % de Arena (a) % de Limo (L) % de Arcilla (A) Clase Textural pH 1: 2.5 en agua C.E. 1:2.5 (dS m-1) % de Materia orgánica % de Carbono orgánico % de nitrógeno Fósforo (mg kg-1) Potasio (cmol(+)kg-1) Calcio (cmol(+)kg-1) Magnesio (cmol(+)kg-1)
0 – 20 40 40 20
Franco 5,7 0,03 1,40 0,74 0,03
5 4
1800 240
Fuente: Laboratorio de Servicios de Análisis de Suelos.
Físicamente el suelo de la Unidad de Producción Integral (UPI)
utilizado para los ensayos es de textura media (franco). Desde el punto de
vista químico, presenta una reacción medianamente ácida (pH=5.7) y una
conductividad eléctrica normal (0,03 dS/m) que no indica problemas por
acumulación de sales solubles.
El contenido de materia orgánica es baja (1,40%), lo que indicó la
necesidad de ajustar la cantidad de esta hasta un 3% en el ensayo 3. Con
respecto a los niveles de los elementos esenciales, el carbono orgánico,
el nitrógeno, fósforo y potasio se encuentran por debajo de los rangos
óptimos de disponibilidad; en cuanto al calcio éste se encuentra en
niveles altos y por su parte el magnesio se encuentra en niveles medios
de disponibilidad.
24
4.2 Caracterización de biofertilizante Biopatria:
El biofertilizante Azotobacter spp es una composición garantizada
equivalente igual o mayor a 1 x 109 ufc/ml, formulado y elaborado por la
red nacional de laboratorios Bolívar Conservacionista, adscrita al Instituto
Nacional de Salud Agrícola Integral (INSAI) del Ministerio del Poder
Popular para la Agricultura y Tierra.
Visualmente el producto es un material espeso de coloración
lechosa, con un olor a maíz fermentado (no desagradable). Es necesario
agitar antes de usarlo, puesto que las bacterias se concentran en el
fondo del recipiente
25
RESULTADOS Y DISCUSIÓN ENSAYO 1
4.3 Determinación de la Respiración basal a través de mg CO2 producidos y la biomasa microbiana presente a las 24 y 72 horas según dosis de concentración de Azotobacter e incorporación de materia orgánica.
Cuadro 3. Respiración basal de 24 y 72 horas.
Tratamientos Inoculación de 24 horas Inoculación de 72 horas mgCO2 B.M mgCO2 B.M
4,40 ab 3,03 bc 2,20 cd 2,20 cd 1,93cd 1,83cd 1,10 d
3,92 a 3,51 a 3,30 ab 2,27 bc 1,65 cd 1,44 cd 1,40 cd 1,37 cd 0,82 d
54
ANEXO 2 Respiración basal a las 72 horas 2.1 Análisis de varianza de mgCO2/ 100gr de suelo
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
414,39 52,72 467,11
8 27 35
51,80 1,95
27,83
<0,0001
R2 = 0,90 CV= 10,73
2.2 Análisis de varianza de Biomasa microbiana
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
5572,27 709,10 628137
8 27 35
696,53 26,26
26,52
<0,0001
R2 = 0,90 CV = 10,74
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) Tratamientos mgCO2 /100gr de suelo Biomasa microbiana T6 C/M+ D1 (1%) T7 C/M+ D2 (20%) T8 C/M+ D3 (40%) T5 Mezcla T9 Químico T3 S/M + D1 (1%) T2 S/M + D2 (20%) T4 S/M + D3 (40%) T1 Suelo
19,50 a 15,95 b 15,17 b 12,55 c 12,15 c 11,13 c 10,88 c 8,61 d 8,48 d
71,50 a 58,48 b 55,62 b 46,01 c 44,55 c 40,79 c 39,87 c 31,58 d 31,07 d
55
ANEXO 3 Variables fitométricas del ensayo 2 3.1 Análisis de varianza de la variable altura de planta
Fte. de variación SC GL CM F P
Tratamientos Error Total
11,02 4,73 15,76
5 18 23
2,20 0,26
8,38
0,0003
R2 = 0,83 CV= 2,18
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable altura de planta.
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T2 I +D2 (20%) T4 A+D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
20,23 20,13 20,05 19,70 19,40 18,25
a a a a a c
3.2 Análisis de varianza del variable diámetro de tallo Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
0,10 0,10 0,20
5 18 23
0,02 0,01
3,79
0,0161
R2= 0,52 CV=11,85
56
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable diámetro de tallo
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T1 I +D1 (1%) T5 Químico T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
0,77 0,69 0,67 0,67 0,67 0,55
a a a a a b
3.3 Análisis de varianza de la variable peso seco aéreo Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
27,29 0,50 27,79
5 18 23
5,46 0,03
205,88 <0,0001
R2= 0,99 CV= 10,47
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable P.S aéreo
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
3,07 3,05 0,96 0,85 0,75 0,66
A a b bc bc c
57
3.4 Análisis de varianza de la variable peso seco total
Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
26,21 1.07 27,28
5 18 23
5,24 0,06
88,05
<0,0001
R2= 0,97 CV= 12,85
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable P.S total
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T2 I +D2 (20%) T5 Químico T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
3,21 3,20 1,26 1,06 0,98 0,73
a a b bc bc c
3.5 Análisis de varianza de la variable AF total Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
303062,6554132,44 357195,09
5 18 23
60612,533007,36
20,15 0,0001
R2 = 0.86 CV= 6.42
58
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable A.F total
Tratamientos Medidas (cm) Categoría T4 A+D2 (20%) T5 Químico T2 I +D2 (20%) T1 I +D1 (1%) T3 A +D1 (1%) T0 Testigo
1049,75 1039,67 945,72 866,52 835,28 734,80
a a b bc c d
ANEXO 4 Variables fitométricas del ensayo 3 4.1 análisis de varianza para la variable altura de planta. Fte. de variación SC GL CM F P Tratamientos Error Total
94.92 62,73 154,65
7 24 31
13,56 2,61
5,19
0,0011
R2 = 0,62 CV= 8,03
Prueba de rango de múltiples (DUNCAN) para la variable de altura.