Page 1
TÜRKİYE CUMHURİYETİ
ANKARA ÜNİVERSİTESİ
SAĞLIK BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ
ANKARA YÖRESİNDEKİ KÖPEKLERDE LEİSHMANİOSİSİN INDIREKT
FLORESANS ANTİKOR TESTİ (IFAT) İLE SEROPREVALANSININ
BELİRLENMESİ
Asiye KOÇAK
PARAZİTOLOJİ ANABİLİM DALI
DOKTORA TEZİ
DANIŞMAN
Prof. Dr. Ayşe Çakmak
2010- ANKARA
Page 3
iii
İÇİNDEKİLER
İç Kapak i
Kabul ve Onay ii
İçindekiler iii
Önsöz v
Simgeler ve Kısaltmalar vii
Şekiller ix
Çizelgeler x
1. GİRİŞ 1
1.1. Leishmaniosisin Tanımı ve Etkenlerinin Sınıflandırmadaki Yeri 2
1.2. Leishmaniosis Etkenlerinin Morfolojik Özellikleri 3
1.2.1. Amastigot Form 3
1.2.2. Promastigot Form 4
1.2.3. Leishmania Soyundaki Etkenlerin Hayat Döngüsü 5
1.3. Leishmaniosisin Vektörü ve Vektörün Sınıflandırmaki Yeri 7
1.3.1. Vektörün Morfolojik Özellikleri 8
1.3.2. Vektörün Hayat Döngüsü 10
1.3.3. Dünya’da ve Türkiye’de Phlebotomus Türleri 11
1.4. Leishmaniosiste İmmunoloji 12
1.5. Leishmaniosisin Epidemiyolojisi 13
1.6. Dünya’da Leishmaniosis 15
1.7. Türkiye’de Leishmaniosis 18
1.8. Leishmaniosisin Patogenezi 19
1.9. Leishmaniosisin Teşhisi 22
1.9.1. Leishmaniosisin Klinik Teşhisi 22
1.9.2. Leishmaniosiste Mikroskobik Teşhis 23
1.9.3. Leishmaniosisin Serolojik Teşhisi 26
1.9.4. Leishmaniosiste Moleküler Teşhis 29
1.10. Leishmaniosiste Tedavi 30
1.11. Leishmaniosiste Korunma ve Kontrol 33
Page 4
iv
2. GEREÇ VE YÖNTEM 37
2.1. Gereç 37
2.1.1. Köpekler 37
2.1.2. Cihaz ve Malzemeler 38
2.2. Yöntem 40
2.2.1. Köpek Sayısının Belirlenmesi 40
2.2.2. Köpeklerin Klinik Muayenesi ve Anamnez 40
2.2.3. Kan Örneklerinin Alınması, Serum Elde Edilmesi ve Saklanması 40
2.2.4. İndirekt Floresan Antikor Test 41
2.2.4.1. Antijen Hazırlanması 41
2.2.4.2. Tampon ve Solüsyonlar 42
2.2.4.3. İndirekt Floresan Antikor Testinin Uygulanması 43
2.2.4.4. Sonuçların Değerlendirilmesi 44
3. BULGULAR 45
4. TARTIŞMA 46
5. SONUÇ VE ÖNERİLER 50
ÖZET 52
SUMMARY 53
KAYNAKLAR 54
ÖZGEÇMİŞ 65
Page 5
v
ÖNSÖZ
Köpeklerin rezervuarlığını yaptığı vektörler ile nakledilen hastalıkların oldukça fazla
sayıda olduğu bilinmektedir. Halk sağlığı açısından bu hastalıkların bir kısmı
zoonotik özellik taşımaktadır. Bunlar arasında protozoa (Babesia vogeli,
Leishmania infantum ve Trypanasoma cruzi), bakteriler (Anaplasma
phagocytophilum, Ehrlichia canis, Borrelia burgdorferi) ve bazı helmintler (Dirofilaria
immitis, Dirofilaria repens, Dipylidium caninum) bulunmaktadır. Bu hastalıkların
insanlara nakledilmesinde bit, pire, sivrisinek, tabanid ve yakarca gibi artropodlar rol
oynamaktadır. Halk sağlığı açısından bu hastalıkların etiyolojisinin, bulaşma
yollarının, yaygınlığının, risk faktörlerinin, tanı, kontrol, tedavi ve halk sağlığı
açısından önemlerinin belirlenmesi günümüzde giderek daha büyük bir önem
kazanmaktadır (Dantas- Torres., 2008; Tabar ve ark, 2009; Megat Abd Rani ve ark,
2010; Otranto and Dantas-Torres, 2010).
Leishmaniosis dünya geneline dağılım gösteren oldukça yaygın bir
enfeksiyondur. 20. yüzyılın başlarında keşfedilen insan leishmaniosisi, Eski ve Yeni
dünya’da birçok odakta ve çeşitli formlarda tanımlanmıştır. Gerek çocuklar gerekse
yetişkinler ile bağışıklık sistemi sorunları yaşayanlar hastalığa duyarlıdırlar. İnsan
visceral leishmaniosisi (VL) ciddi bir hastalık olup, bazı bölgelerde epidemi ve
yüksek mortaliteye neden olabilir (Dereure ve ark, 1999). Köpekler, Leishmania
infantum tarafından oluşturulan insan VL’nin en önemli rezervuarıdır. Hastalığın
köpekten köpeğe ve köpekten insana bulaşmasında, enfekte ve subklinik
köpeklerin rolü çok önemlidir (Vercammen ve ark, 1997).
Doktora eğitimim ve tez çalışmalarımdaki özverili katkılarından dolayı
danışman hocam Prof.Dr. Ayşe Çakmak’a, doktora eğitimim boyunca desteğiyle her
zaman yanımda olan Prof.Dr. Kadri Zafer Karaer’e; tez izleme komitesi üyesi
Prof.Dr. Günay Alçığır’a; Parazitoloji Anabilim Dalı Öğretim Üyesi, Prof.Dr. Serpil
Nalbantoğlu’na; bütün çalışmalarım sırasında bana inanan Dr. Ahmet Kiremitçi’ye;
Refik Saydam Hıfzısıhha Enstitüsü’ünde yapmış olduğum çalışmalar sırasında
bilimsel destek ve yardımlarını esirgemeyen Dr. Cahit Babür, Dr. Bekir Çelebi,
Doç.Dr. Ayşegül Taylan Özkan, Doç.Dr. Selçuk Kılıç, Mesut Mungan ‘a; örneklerin
toplanması sırasında yardımcı olan Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan Sağlık
Page 6
vi
Merkezi ve Fourvet Evcil Hayvan Hastanesi çalışanlarına; birlikte çalışmaktan
mutluluk duyduğum Kemal Ekdal, Zübeyde Kılıç, Levent Yılmaz, Tahir Demir’e; her
zaman yanımda olan değerli dostlarım Esin Güven, Sırrı Kar, Ömer Orkun’a çok
teşekkür ederim.
Hayatımın her döneminde olduğu gibi doktora eğitimim süresince de maddi
ve manevi olarak hep yanımda olan ve bana güç veren canım annem Ayfer Koçak,
sevgili babam Süreyya Koçak’a; kardeşlerim, bir tanelerim Emine Koçak ve Çağrı
Koçak’a teşekkür ederim.
Page 7
vii
SİMGELER ve KISALTMALAR
VL Visceral Leishmaniosis
CL Cutaneous Leishmaniosis
MCL Mucocutaneous Leishmaniosis
DCL Diffuse Cutaneous Leishmaniosis
CanL Canine Leishmaniosis
ZCL Zoonotik Cutaneous Leishmaniosis
RES Retikülo Endotelial Sistem
µm Mikrometre
DNA Deoksiribonükleik asit
nm Nanometre
m Metre
mm Milimetre
LPG Lipofosfoglikan
gp Glikoprotein
IFN-γ İnterferon gamma
TNF-α Tumor necrosis factor alpha
IL- 2 İnterleukin 2
Th 1 T helper 1 cell
NO Nitrik Oksit
IgG İmmunglobulin G
MON Zymodeme (izoenzim )
PCR Polymerase Chain Reaktion (Polimeraz Zincir Reaksiyonu)
EF Exreting Factor
SM Splenomegali
LAP Lenfadenopati
HSM Hepatosplenomegali
ºC Degree Celcius (sıcaklık)
IFAT İndirek Floresan Antikor Testi
DAT Direkt Aglutinasyon Testi
ELISA Enzyme Linked Immunosorbent Assay
NNN Nicole-Novy- Mac Neal Medium
Page 8
viii
i.v. İntravenöz
i.m. İntramusküler
gr Gram
ml Mililitre
dk Dakika
rpm Dakikadaki devir sayısı
DTH Delayed Type Hypersensitivity (Gecikmiş Tip Aşırı Duyarlılık)
AmpB Amphotericine B
DDT Diklorodifenol trikloroethan
FCS Fötal culf serumu
PBS Fosfat Tampon Solüsyonu (Phosphate Buffer Solution)
FITC Fluorescein isothiocyanate
lt Litre
Page 9
ix
ŞEKİLLER
Şekil 1. Monosit hücreleri tarafından fagosite edilen promastigot 6
Şekil 2. Leishmaniosisin hayat döngüsü, Leishmania 7
promastigot ve amastigot formu
Şekil 3. Leishmania’nın vektörü olan Phlebotomus’un 10
erkeği ve dişisi
Şekil.4. Dünyada bazı Leishmania türlerinin coğrafik 17
dağılımı
Şekil 5. Monosit hücreleri içerisindeki amastigotlar 24
Şekil 6. Ankara ili haritası 38
Şekil 7. Serum örneklerinin sulandırılması 44
Şekil 8. Antijen kaplı lamlar 44
Şekil 9. Seropozitif örnek 45
Şekil 10. Seronegatif örnek 45
Page 10
x
ÇİZELGELER
Çizelge 1. Eski dünyadaki leishmaniosis vektörleri ve bölgeleri 12
Çizelge 2. Akdeniz ülkelerinde canine leishmaniosisin 16
seroprevalansı ve izoenzim türleri
Çizelge 3. İlçelerdeki köpek ve kan örneği alınan köpek 37
sayıları
Page 11
1
1. GİRİŞ
Leishmania soyundaki protozoon parazitlerin neden olduğu hastalıklara genel
olarak verilen isim leishmaniosisdir. Vektör Phelebotomus tarafından
bulaştırılan etkenin meydana getirdiği klinik bulgular ve yerleştiği organlara
göre leishmaniosis’in dört ana formu bulunmaktadır (Goddard, 1999). Dalak,
kemik iliği, karaciğer hücrelerini etkileyen visceral leishmaniosis (VL, kala
azar); deride küçük, kenarları sınırlı ve yavaş iyileşen ülserlerin görüldüğü
cutaneous leishmaniosis (CL, oriental sore, şark çıbanı, pianbois, alleppo
button, jericho boil, pendinsk ulcer, chiclero’s ulcer, alleppo boil); burun ve
ağız mukozasında lezyonların bulunduğu mucocutaneous leishmaniosis
(MCL, espundia) ve vücut yüzeyinin tamamında yaygın olarak görülen papül
ve nodüllerin bulunduğu hastalık ise diffuse cutaneous leishmaniosis (DCL)
olarak isimlendirilmektedir (Levine, 1985; Goddard, 1999; Anon, 2002a).
Deri, karaciğer ve dalakta lezyona yol açan visceral leishmaniosis, kala-
azar’ın yanı sıra infantile ya da akdeniz leishmaniosisi olarak da
isimlendirilmektedir (Taylor ve ark., 2007).
Asya’nın bir parçası olan Türkiye ve İran’da 1833 yılından beri endemik
cutaneous leishmaniosis (CL) vakaları bildirilmektedir. 1907 yılında GATA’ya
Şark Çıbanı üzerine araştırma yapmak için getirilen Reinhart ile Dr. Servet
Tevfik Bey 1910 yılında CL ile ilgili bir broşür hazırlamışlardır (Unat, 1981).
Türkiye’ de ise kala-azar’ın varlığını ilk bildiren Kristomonas’dır. İlk
visceral leishmaniosis olayı Trabzon’dan bildirilmiştir (Unat, 1981). Birinci
Dünya Savaşı sırasında Noyan tarafından Bağdat’taki 11 Osmanlı askerinin
dalak ve karaciğer biyopsilerinden Leishmania amastigotları tespit edilmiştir
(Onul, 1974; Ok ve ark., 2002).
Köpek leishmaniosisi ilk olarak İstanbul ve Bursa’da 1950 ‘lerin başında
Yaşarol tarafından tespit edilmiş olmasına rağmen, Türkiye’ de bu hastalığın
Page 12
2
epidemiyolojisine ilişkin bilgiler son derece sınırlıdır (Volf ve ark., 2000;
Özensoy ve ark., 2005a).
1.1. Leishmaniosisin Tanımı ve Etkenlerinin Sınıflandırmadaki Yeri
Leishmaniosis, Leishmania soyundaki protozoonların neden olduğu, birçok
vertebralı konakta obligat olarak makrofajlarda bulunan ve konaktan konağa,
vektör kum sineklerinin kan emmesiyle bulaşan paraziter bir hastalıktır (Noli,
1999; Anon, 2002a; OIE, 2004). Bu hastalıkta köpekler ve kemirici en önemli
kaynak olarak kabul edilmektedir. Leishmania etkenleri vektör kum sinekleri
tarafından yayılmaktadır (Noli, 1999). Hastalık Orta Asya, Çin, Kuzey Afrika,
İran, Akdeniz ülkeleri ile Orta ve Güney Amerika’da yabani ve evcil
hayvanlarla insanlarda görülmektedir. Hastalık özellikle karnivor ve
kemiricilerde yaygın olup karıncayiyen, keseli hayvan, rakun, primat ve
kertenkelede de bulunmaktadır (Yaşarol, 1981).
Tenter ve Schnieder (2006)’e göre leishmaniosis etkenlerinin
sınıflandırılması aşağıda verilmiştir.
Alem : Animalia
Alem altı : Eukaryota
Kök : Euglenozoa
Kök altı : Kinetoplasta
Sınıf : Trypanosomatidea
Dizi : Trypanosomatida
Aile : Trypanosomatidae
Soy : Leishmania
Türler : L. donovani, L. infantum, L. tropica, L. aethiopica L. major,
L. chagasi, L. mexicana, L. braziliensis, L. enrietti, L. hertigi L. henrici, L.
tarentolae, L. ceramodactyli, L. chamaelonis, L. hemidactyli L. agamae, L.
adleri, L. deanei, L. aristidesi, L. garnhami, L. venezuelensis, L. forrantini, L.
lainsoni, L. shawi, L. naiffi, L. colombiensis, L. equatorensis, L. peruviana
Page 13
3
Leishmania’lar 2-6 µ büyüklüğünde; omurgalıların doku ve kan hücreleri
içinde kamçısız biçimde yaşayan, biyolojik vektör artropod vücudunda ve
hücre kültürü ekimlerinde kamçılı ve hareketli olan tek hücreli canlılar olarak
tanımlanırlar (Orhan ve Yaşarol, 1981).
1.2. Leishmania Etkenlerinin Morfolojik Özellikleri
Leishmania soyuna giren türlerin birincil özelliği evrimleri sırasında iki ayrı
biçim değişikliği geçirmeleridir. Bu biçimlerden omurgalı konağın hücreleri
içindeki döneme amastigot, vektör kum sineklerinin sindirim sisteminde
geçen kısma ise promastigot, adı verilir (Orhan ve Yaşarol, 1981). Bu iki
dönem yanında paramastigot adı verilen bir geçiş formundan da
bahsedilmektedir (Yaşarol, 1981; Noli, 1999).
1.2.1. Amastigot Form
2-4 m büyüklüğünde yuvarlak veya oval şekle sahip olarak ışık mikroskobu
altında görülebilmektedir. Amastigotlar omurgalı konakta makrofajların
fagolizozomları içinde çoğalmaktadır. Doğal olarak amastigotlar makrofajlarda
hücre içi olarak bulunmasına rağmen dokulardan sürme preparat yapılırken
makrofajlar yırtılır, bu yüzden amastigotlar hücre dışında serbest olarak
bulunabilirler. Kamçısız ve hareketsizdirler. Giemsa ile boyanmış
preparatlarda sitoplâzma soluk mavi boyanır, içinde Ramonowsky boyası ile
pembe veya koyu kırmızı boyanan, arka uca yakın oldukça büyük bir çekirdek
ve ona bitişik kinetoplast görülmektedir. Çekirdek yuvarlak veya oval, 1-1,2 m
çapındadır. Çekirdekten daha yoğun olarak boyanan kinetoplast yuvarlak,
oval, çubuk gibi değişik şekillerde olabilir, çubuk şeklinde olan kinetoplast 0,5-
0,8 m boyunda ve 0,4-0,5 m genişlikte, yuvarlak olanın çapı ise 0,4-0,6 m
olarak değişmektedir (Mimioğlu ve ark., 1968; Onul, 1974; Altıntaş, 1995;
Roberts ve Janovy, 1996; Strauss-Ayali ve Baneth, 2001; Anon, 2002a).
Page 14
4
Işık mikroskobik yapılarına bakılarak farklı Leishmania türlerinin
birbirinden ayırt edilmesi mümkün değildir. Sadece L. enrietti fark edilir
biçimde 64 m büyüklüğe ulaşabilir ve L. hertigi amastigotları da kese biçimli
ve uzamış görünümleriyle morfolojik olarak ayırt edilebilirler (Orhan ve
Yaşarol, 1981).
Kinetoplastın içerdiği fibrillerin düzeni türe göre değişmekle beraber,
2,5 nm çapındaki genişliği değişmemektedir. Çekirdek ve kinetoplastın her
ikisi de DNA içermektedir. Sitoplâzmada ayrıca mitokondri, vakouller, lizozom
ve golgi cihazı da bulunmaktadır (Altıntaş, 1995 ).
1.2.2. Promastigot Form
Phlebotomus’ların bağırsaklarında ve besi yerlerinde bulunan tipik hareketli
formlardır. 12-20 m uzunlukta, 1,5-2,5 m genişlikte olup, mekik şeklinde
vücudu ve yaklaşık aynı uzunlukta ön uçtan çıkan serbest bir kamçısı
bulunmaktadır (Altıntaş, 1995). Serbest flagellumun, amastigottaki rudimenter
rhizoplastından daha kuvvetli olarak görülmesi dışında, çekirdeğin,
sitoplâzmasının flagellumun, terminal ve subterminal kinetoplastın genel
boyanma özellikleri amastigotta anlatıldığı gibidir (Yaşarol, 1981).
Kamçı karakteristik aksonemal yapıdadır. Aksonem ise 2 merkezi, 9
periferal fibril çifti içermektedir. Kamçının bağlantı noktasında ‘’kamçı paketi’’
adı verilen ve sitostoma benzeyen bir invaginasyon vardır. Bazal cisimcik,
kinetoplastın önünde, kamçının dip kısmındadır ve bir membran ile izole
edilmiştir. Ön uçtan yaklaşık 2 m içeride yuvarlak veya at nalı şeklinde bir
kinetoplasta sahiptir. Nükleus parazit sitoplâzmasının ortasında bulunur
(Altıntaş, 1995).
Üzerindeki 7 nm kalınlığındaki nüklear membranda 60 -80 nm çapında
porlar bulunmaktadır. Merkezde 0,6-1 m çapında bir nukleolus vardır.
Sitoplazma içinde endoplazmik retikulum ve golgi apareyi bulunmaktadır ve
Page 15
5
ana nüklear membranın endoplazmik retikulum ile bağlantılı olduğu
bildirilmiştir (Altıntaş, 1995).
1.2.3. Leishmania Soyundaki Etkenlerin Hayat Döngüsü
Dişi kum sineği hortumu ile kılcal damarı deler ve orada oluşturduğu kan
gölcüğünde beslenir. Bu beslenme sırasında Phelebotomus’un vücuduna
etkenin girmesinden sonra sindirim kanalındaki gelişimleri başlamaktadır
(Pearson ve ark., 2001).
Leishmania ile enfekte konaktan kan emme sırasında alınan
amastigotlar, şişmiş ve enfekte makrofajların parçalanmasıyla serbest kalır ve
alınan kan besininin etrafı abdominal mide hücreleri tarafından salgılanan
peritrofik membran ile çevrilir (Mehlhorn, 2001). Burada amastigotların bir
kısmı sindirilirken bir kısmı 1-2 kez bölünmektedir (Altıntaş, 1995).
Peritrofik membran içindeki amastigotların büyüklüğü arka midede
artar, vücudun uzaması ve kamçı gelişimi ile amastigotlar promastigotlara
dönüşürler; ayrıca torasik mideye geçen daha uzun ve ince yapıdaki
promastigotlara ''Nektomonad'' adı verilmektedir (Pearson ve ark., 2001).
Torasik midenin ön ucundaki stomadeal kapağa geldikleri zaman nektomonad
promastigotlar, kamçıları ile bağırsak epitel hücrelerinin mikrovilluslarına
tutunurlar ve bölünme devam eder (Altıntaş, 1995). Burada gelişen
promastigotlar (Haptomonad) , özel bir tropizm ya da kemotaksis etkisiyle ön
tarafa göç ederek özefagus ve farinksteki kıvrım ve yarıklara kamçılarını
sokarak kütikülar intimaya tutunurlar, lümeni tıkarlar (Altıntaş, 1995; Mehlhorn,
2001).
Promastigot formlar özefagustan ayrılarak daha küçük ve uzun
formlar halinde ağız parçalarına geçerler, bölünmezler, bağlanmazlar ve
omurgalı yaşama adapte olabilirler. Phlebotomus’un kan emmesinden sonra
7. günde hortum ve ağız parçalarında %20 oranında enfekte promastigotlar
Page 16
6
bulunmakta ve bu oran 14. güne kadar gittikçe artmaktadır. Bu süre
Leishmania türüne, çevre koşullarına ve sıcaklığa göre değişmektedir.
Phlebotomus tarafından enfektif promastigotların memeli konağa
verilmesinden sonra bazıları ilk saatlerde makrofajlar tarafından fagosite
edilmektedirler (Şekil 1). Fakat kum sineklerinin tükürüğünde makrofajların
öldürücü mekanizmasını inhibe eden ve etknin enfektifliği artıran faktörler
bulunmaktadır (Altıntaş, 1995; Roberts ve Janovy, 1996; Pearson ve ark.,
2001).
Şekil 1. Monosit tarafından fagosite edilen promastigot (Scott, 2010)
Makrofaja girerek parazitofor vakuol içinde amastigot forma dönüştükten
sonra bölünmeye ve çoğalmaya devam eden parazit, sonunda hücreyi
patlatmaktadır. Hücrenin parçalanması sonucunda serbest kalan
amastigotlar yeniden makrofajları enfekte edebilmektedir (Şekil 2). Bu arada
visceral leishmaniosiste parazitler dalak, karaciğer, kemik iliği, pankreas,
lenf yumruları, böbrek, testisler ve göz gibi organlara dağılarak bu
organlarda çeşitli patolojik hasarların oluşmasına, cutaneous
leishmaniosiste ise parazitler deride girdiği yerde kalarak yayılmaz ve lokal
lezyonlara sebep olurlar (Gülanber ve ark., 2001; Mehlhorn; 2001).
Page 17
7
Şekil 2. Leishmaniosisin hayat döngüsü
Leishmania promastigot ve amastigot formu (Anon, 2010)
1.3. Leishmaniosisin Vektörü ve Vektörün Sınıflandırmadaki Yeri
Nematocera grubunda yer alan Phlebotomidae ailesi içinde bulunan
Phlebotomus cinsi, eski dünyada olduğu gibi Türkiye’de de Leishmania cinsi
protozoonların biyolojik vektörlüğünü yapmaları sebebiyle tıbbi açıdan önem
taşımaktadır (Daldal ve Özbel, 1997). Her ne kadar bütün kum sinekleri
birbirine benzemekteyse de kuzey ve güney yarım kürede, eski ve
yenidünyada farklı epidemiyolojik durumlarından kaynaklanan biyolojik
farklılıkları da bulunmaktadır. Phlebotomus Yunanca’da ‘’phleps’’ kelimesine
dayanmaktadır, Phlebos’un anlamı kum sineklerinin kan emme
alışkanlıklarından dolayı ‘vein’ (damar) ve ‘refers’ (kana ait) kelimelerinden
gelmektedir (Anon 2002a).
Page 18
8
Phlebotomidae ailesindeki altı cinsin içinde yaklaşık olarak 700 tür
tanımlanmıştır (Daldal ve Özbel, 1997). Bu cins içerisindeki Phlebotomus kum
sineklerinin dokuz türü bulunmaktadır ve bu türler köpek leishmaniosisin
deneylerle ispat edilen vektörleridir (Killick-Kendrick ve Killick-Kendrick, 1999).
Ayrıca Phlebotomus’lar çeşitli bakteriyel, viral ve paraziter hastalıkları da
taşıyabilirler (Anon, 2002b).
Tenter ve Schnieder (2006)’e göre Leishmania vektörünün
sınıflandırılması aşağıda verilmiştir.
Alem : Animalia
Alem altı : Metazoa
Kök : Arthropoda
Kök altı : Mandibulata
Sınıf : Crustacea (Diantennata, Krebse)
Sınıf altı : Insecta (Insekten)
Dizi : Diptera
Aile : Phlebotomidae/ Psychoidae
Soy : Phlebotomus
Türler : P.ariasi, P.perniciosus, P.sergenti, P.papatasi, P.major,
P.alexandri, P.tobbi, P.perfiliewi, P.simici, P. halepensis, P. longiductus, P.
martini, P. alexandri, P. neglectus, P. langeroni, P.simirnovi, P. saevus, P.
pedifer, P. longipes, P. salehi, P. duboscqi
1.3.1. Vektörün Morfolojik Özellikleri
Vektör deniz seviyesinin altında bulunan alanlarda görülebildiği gibi Afganistan
gibi deniz seviyesinden 3300 m yukarıdaki rakımlarda da yaşayabilmektedir
(Anon, 2002b). Leishmaniosisin özellikle Akdeniz havzasında yaygın olarak
görülmesinin bir nedeni vektörün yaşaması için bu bölgenin oldukça elverişli
olmasıdır (Naucke ve ark., 2009). Dünyada ‘sandfly’ (kum sineği) adı verilen
Page 19
9
Phlebotomus’lar, Türkiye’ de yapyakan, gürpdüşen, çetisineği veya yakarca
olarak adlandırılmaktadır (Daldal ve Özbel, 1997; Çiçek ve ark., 2005).
Yumurta: Bırakılan yumurtalar, uçları oldukça yuvarlak 300- 400 µm
uzunluğunda, 90- 150 µm genişliğinde olup bir tarafı konkav diğer tarafı
düzdür (Daldal ve Özbel, 1997).
Larva: Yumurtadan çıkan larva 2,5- 3,5 mm uzunluğunda ve toplam 12
segmentli olup, pupaya dönüşmeden önce dört gömlek değiştirmektedir
(Killick-Kendrick ve Killick-Kendrick, 1999). Larvaların başlangıçta çiğneyici
ağız parçaları bulunmakta ve yaprak küfleri, böcek parçaları gibi organik
maddelerle beslenebilmektedir (Daldal ve Özbel, 1997).
Pupa: Pupa haline dönmeden önce dördüncü devre larva, mide içeriğini
boşaltmakta, beslenmesini durdurmakta ve torasik bölgede şişlik
oluşmaktadır. Karada yaşamalarına karşın larva ve pupalar kuruluğa
duyarlıdır. Pupa evrimini tamamladıktan sonra sırt ve ön kısmında ‘’T’’
şeklinde açılan yarıktan erişkin dışarı çıkmaktadır (Daldal ve Özbel, 1997)
Erişkin: Uzunluğu yaklaşık 2-5 mm, uzun antenli, 5 segmentli sarkık
palpleri olan, kahverengimsi, dar vücutlu, uzun bacaklı, bal peteği şeklindeki iri
gözleri, vücudun üzerinde dik duran yaprak şeklinde kanatlı ve kanatları dâhil
bütün vücudu tüylerle kaplı nematocer’lerdir (Altıntaş, 1995)
Phlebotomus’larda kan emici diğer dişi sineklerde oldukça fonksiyonel
olan ağız parçalarından mandibula, diğer türlere göre daha kısa olup, kan
emmeyen erkeklerde ise bulunmamaktadır (Doğan, 1981).
Vücuda oranla küçük olan baş, öne eğik, yandan ince uzun görünümde,
arka ve ön kısımları dar olup gözlerin bulunduğu orta bölge daha geniş (Şekil
3) olarak görülmektedir (Daldal ve Özbel, 1997).
Page 20
10
Şekil 3. Leishmania’nın vektörü olan Phlebotomus’un erkeği ve dişisi (Beckthиk, 2006)
1.3.2. Vektörün Hayat Döngüsü
Vektörün biyolojisinde dişi Phlebotomus’lar alacakaranlıkta rüzgarın olmadığı
ya da az olduğu zamanlarda kan emmekte, gündüzleri ise karanlık, kuytu
yerlerde, taş ve tahta yarıklarında ayrıca bodrumlar ile kemirgen hayvan
yuvalarında bulunmaktadır. Özellikle yaz sezonunda aktif olan dişi
Phlebotomus’lar 3 hafta, erkekler ise 2 hafta yaşarlar (Doğan, 1981; Altıntaş,
1995; Daldal ve Özbel, 1997; Killick-Kendrick ve Killick-Kendrick, 1999; Rossi
ve ark., 2008; Otranto ve Dantas-Torres, 2010).
Phlebotomus’lar ormanlık alanlarda, sürüngen ve kemirgen
yuvalarının bulunduğu kırsal alanlarda, yerleşim yeri çevresindeki enkazların
olduğu yerlerde yaşamaktadır (Pearson ve ark., 2001). Dişi kum sineği
larvalar için organik maddelerin fazlaca bulunduğu karanlık ve nemli alanlara
yumurtalarını bırakmaktadır. Bunun için en uygun alanlar ise ağaç kovukları,
hayvan yuvaları ve yere düşen yaprakların altıdır. Bu tür alanların bulunduğu
bölgeler Phlebotomus’lar için uygun yaşam alanlarını oluşturmaktadır
(Goddard, 1999).
Phlebotomus ve Lutzomyia ‘ların kan emmeleri sırasında konağa
enjekte edilen özel bir salgısı ortaya çıkarılmıştır. Buna göre bazı türlerin kan
Page 21
11
emmesi oldukça ağrılı olmasına rağmen bazı türlerinki ise hissedilmemektedir.
Nedeni ise salgıda lokal anesteziklerin bulunup bulunmamasına bağlıdır. Bu
salgı kanın pıhtılaşmasını önleyici ve diğer bazı farmakolojik özelliklerde
maddeleri içermektedir. Salgıda bulunan Maxidilan adı verilen peptit, kan
emilimini kolaylaştırmak için vazodilatatör etki yaparak kanın göllenmesini
sağlar ve delinmeyi kolaylaştırır. Ayrıca kum sineğinin bu salgısının
immunsupresif özellikte olduğu deneysel olarak ispatlanmıştır (Killick-Kendrick
ve Killick-Kendrick, 1999).
Phlebotomus’ların sadece Leishmania promastigotlarını enjekte eden
bir mekanizmaya sahip olmadıkları, aynı zamanda salgıladığı tükürük ile
parazite, yeni ortamına karşı ilk andaki adaptasyon sürecinde yardımcı olduğu
görülmektedir. Beslenme sırasında dişi kum sineği tarafından inokule edilen
tükürüğe karşı konakta yüksek düzeyde antikor üretimi yapılmaktadır. Buna
karşın kum sineğinin ısırması sonucunda tavşan ve hamsterdan alınan kan
serumlarında türe özel tükürük antijenleri bulunmaktadır. Bu antijenler
Phlebotomus soyundaki üç türde (P. papatasi, P. perniciosus, P. halepensis)
belirlenmiştir. Özellikle bu türlerin tükürük bezlerindeki antijen
komponentlerinde önemli farklılıklar bulunmuştur (Daldal ve Özbel, 1997).
1.3.3. Dünya’da ve Türkiye’de Phlebotomus Türleri
Türkiye’de Phlebotomus’ların epidemiyolojisi üzerine yapılan çalışmalarda 19
Phlebotomus türü belirlenmiştir. Tespit edilen bu Phlebotomus türlerinden
dokuzunun Eski Dünya leishmaniosisinin muhtemel vektörü oldukları
kanıtlanmıştır (Çizelge 1)(Volf ve ark., 2000). Çoğunlukla Ege, Akdeniz ve
Güney Doğu Anadolu bölgelerinde, az miktarda da İç Anadolu bölgesinde
gerçekleştirilen bu çalışmalarda Phlebotomus’ların genel yayılma alanları
kısmen belirlenmiş olmasına rağmen bölgesel çalışmalar çok az olup, Türkiye
faunasını aydınlatacak nitelikte değildir (Volf ve ark., 2000; Çiçek ve ark.,
2005; Değer ve Yaman, 2005).
Page 22
12
Çizelge 1. Eski dünyadaki leishmaniosis vektörleri ve bölgeleri ( Daldal ve Özbel, 1997).
Akdeniz ülkelerinde L.infantum’un vektörü P.ariasi ve P.perniciosus
olduğu rapor edilmektedir. Fakat Türkiye’de P.sergenti, P.papatasi, P.major,
P.alexandri, P.tobbi, P.perfiliewi ve P.simici’nin de L.infantum’un muhtemel
vektörü olabileceği hesaba katılmalıdır (Killick-Kendrick ve Killick-
Kendrick,1999; Ok ve ark., 2002).
İran’da Leishmania etkeninin tespit edildiği vektör Phlebotomus türleri
içerisinde en önemli tür Phlebotomus perfeliewi transcaucasicus olarak olarak
tespit edilmiştir (Oshaghi ve ark., 2009).
1.4. Leishmaniosiste İmmunoloji
Köpeklerdeki Leishmania enfeksiyonlarında, etken makrofaj hücresine girer.
Doğal savunma mekanizmasına rağmen yaşamına devam ederler. Hücreye
Page 23
13
girerken kullanılan komplement reseptörleri, normal fagositoz da görülen
oksidatif olayların başlamasını sağlarken, aynı zamanda toksik oksijen
metabolitlerinin salınmasından korunmaya karşı yardımcı olur. Hücre zarı
yapısında yer alan lipofosfoglikan (LPG) ve diğer bazı moleküller, oksidatif
olayların inhibisyonunu sağlar. LPG yapı ve glikoprotein (gp) 63 (parazitin
salgıladığı protease) enzimi konak hücrenin enzim aktivitelerine karşı
dirençlidir ve etken için korunma sağlar. Konak hücre içinde etken parazitofor
bir vakuol içerisinde bulunur. Amastigotlar normal başlayan lizozomal
aktiviteden etraflarını çevreleyen bu fagolizozom sayesinde korunurlar (İça,
2007).
Hücresel bağışıklıkta Leishmania türlerine karşı oluşan immunite duyarlı
ve dirençli köpeklerde farklılıklar gösterir. Duyarlı ( semptomatik) köpeklerde
meydana gelen immunolojik değişiklikler, genellikle T hücrelerinde oluşan
reaksiyonlar ve sitokinlerle ilgilidir. Dirençli (asemptomatik) köpeklerde immun
yanıt gamma interferon (IFN-γ) ve interleukin 2 ‘nin (IL- 2) ve tumor necrosis
faktor-alpha (TNF-α) üreten Th1 (T helper) hücrelerinin aktivasyonu ile ilgilidir.
Bu maddelerin salınımı ile aktive edilen makrofajların ürettiği nitrik oksit (NO)
ile hücre içi amastigotlar yok edilmektedir (Roberts ve Janovy, 1996; Strauss-
Ayali ve Baneth, 2001; Chamizo ve ark., 2005; Day, 2007).
Özellikle duyarlı (semptomatik) köpeklerde baskılanmış bir hücresel
immunite, buna karşın oldukça kuvvetli bir humoral yanıt görülmektedir. Bu
nedenle IgG seviyesi önemli bir indikatördür. Anti-Leishmania antikorlarından
IgG1 duyarlı köpeklerde yüksek oranda görülürken, IgG2 dirençli köpeklerde
görülmektedir (Day, 2007; İça, 2007).
1.5. Leishmaniosisin Epidemiyolojisi
Leishmaniosis evcil hayvanlar arasında en fazla köpeklerde görülür.
Köpeklerdeki Leishmania enfeksiyonları özellikle tropikal, subtropikal ve ılıman
Page 24
14
bölgelerde sıklıkla klinik semptoma neden olur. Hastalığın endemik olduğu
bölgelerde bulunan köpeklerde oldukça yaygın olmakla birlikte, kedilerden de
tespit edilmiştir. Kedilerde belirlenen hastalığın seroprevalansı düşük
olmasına rağmen özellikle endemik bölgelerde dikkate alınması gerektiği
bildirilmektedir (Strauss-Ayali ve Baneth, 2001; Nasareddin ve ark., 2008;
Diakou ve ark., 2009; Ready, 2010 ).
Eski dünyada köpek leishmaniosis hastalığı, Phlebotomus soyundaki
kum sinekleri ile yeni dünyada ise Lutzomyia soyundaki vektörler ile
nakledilmektedir (Strauss-Ayali ve Baneth, 2001).
Dünyada visceral ve cutaneous leishmaniosise neden olan türlerin
epidemiyolojisi önemli farklılıklar göstermektedir. Hastalığın yayılmasında
yükseklik, bitki örtüsü, nem, sıcaklık gibi faktörlerin etkili olduğu
bildirilmektedir. Epidemi süresince insanların da önemli bir rezervuar olacağı
düşünülmektedir (Desjeux, 2002).
Visceral leismaniosis için köpekler, zoonotik cutaneous leismaniosis
(ZCL) için de kemiriciler ana rezervuardırlar (Ok ve ark., 2002). Bölgeden
bölgeye değişen rezervuar genel olarak köpek, bunun dışında tilki ve
çakallardır. Hastalığın kuluçka süresinin uzunluğu nedeniyle turistler, askeri
personel ve göçmenler etkeni başka ülkelere taşıyabilirler (OIE, 2004).
Köpek leishmaniosisi (CanL) özellikle kırsal bölgelerde rastlanan bir
hastalık olmasına rağmen yoğun kentleşmenin görüldüğü bölgelerde de
yaygınlık gösterdiği kabul edilmektedir (Dantas- Torres, 2009).
Nadiren, L.donovani’nin kan nakliyle ve konjenital olarak da bulaştığı
bildirilmektedir (Değer ve Yaman, 2005).
Özel önlem olarak küçük çocuklar ve immun sistemi zayıf kişilerin
enfekte köpeklerden uzak durmaları bu sayılan nedenlerden ötürü
önerilmektedir (Lopez-Velez, 2003).
Page 25
15
Akdeniz havzasında insanlarda görülen leishmaniosis için köpekler
esas enfeksiyon kaynağı olsa da, diğer bir Leishmania türü olan L. tropica söz
konusu olduğunda, köpeklerin insanlar için enfeksiyon taşıyıcı olmak yerine
daha çok bu hastalığın kurbanı olduğu görülmektedir (Dereure ve ark., 1999).
1.6. Dünya’da Leishmaniosis
Leishmaniosis beş kıtada 88 ülkede (Şekil 4) endemiktir. Ayrıca toplamda 350
milyon insan da risk altındadır, VL ve CL‘in insanlardaki yıllık yeni vaka
sayısının sırasıyla 500 bin ve 1,5 milyon olduğu tahmin edilmektedir (KIT,
2005).
Endemik bölgelerde enfeksiyon oranı %40’a ulaşabilir. Enfeksiyon 40º
Kuzey, 40º Güney paralelleri arasında Kuzey Afrika, Orta ve Güney Amerika,
Güney Avrupa ve Asya’da, özellikle de Akdeniz havzasında (Çizelge 2)
bulunan ülkelerde endemiktir (Anon, 2002a).
Yeni dünya olarak da adlandırılan Amerika kıtasında leishmaniosise
L.braziliensis compleks (MCL ve CL), L.mexicana compleks (CL), L.peruviana
(CL) ve L.chagasi (VL ve CL) türleri; Eski dünya olarak adlandırılan Avrupa,
Asya ve Afrika kıtalarında ise L.donovani (VL), L.infantum (VL ve CL),
L.tropica (CL), L.major (CL) ve L.aethiopica (CL) türleri neden olmaktadırlar
(OIE, 2004; Assad, 2006).
Hastalık, yaygın olarak görüldüğü alanların dışında endemik bölgelerden
getirilen ve bu bölgeler arasında seyahat eden köpeklerde de görülmektedir.
Portekiz ve Akdeniz kıyılarındaki ülkelere tatile götürülen köpeklerin
%0.23’ünden fazlasının leishmaniosis ile döndüğü Hollanda’dan rapor
edilmektedir. Buna karşılık hastalık Avusturalya’da görülmemiştir (Anon,
2002a).
Page 26
16
Çizelge 2. Akdeniz ülkelerinde canine leishmaniosisin seroprevalansı ve izoenzim türleri
(Dereure ve ark., 1999; Özensoy Töz ve ark., 2005c; Çanakçı, 2007)
Ülke Seroprevalans
%
İzoenzim türü (Zymodeme)
Cezayir 37,5 MON-1, MON-34, MON-77(L.infantum)
Güney Kıbrıs 17 MON-1 (L.infantum)
KKTC 3,6 -
Mısır 7 MON-98 (L.infantum)
Fransa 10-20 MON-1, MON-108(L.infantum)
Yunanistan 6,5-40 MON-1 (L.infantum)
İsrail 14,6 -
İtalya 4,6-12,4 MON-1, MON 27 (L.infantum)
Lübnan 2 -
Libya 1,4-1,7 -
Malta 17 -
Fas 4,2-23 MON-1 (L.infantum), MON-102, MON-113
(L.tropica)
Portekiz 9,4-37,8 MON-1 (L.infantum)
İspanya 24-26 MON-1, MON-11, MON-77, MON-105
(L.infantum)
Suriye 5/24 MON-1 (L.infantum), MON-76 (L.tropica)
Tunus 1,6-6,2 MON-1 (L.infantum)
Canine leishmaniosis Akdeniz Bölgesi’ndeki köpek populasyonu
içerisinde son derece yaygın bir hastalıktır (Özensoy ve ark., 2005a). Akdeniz
ülkelerinde köpek VL’in prevalansı konusunda bölgeden bölgeye büyük
değişimler görüldüğü ve etkeni taşıyan köpeklerin oranının %1 ile %37
arasında olduğu tespit edilmiştir (Dereure ve ark., 1999; Özbel ve ark., 2000;
Özensoy ve ark., 2005a).
Page 27
17
Şekil 4. Dünya’ da bazı Leishmania türlerinin coğrafik dağılımı (Leishmania. org, 2006)
Azerbaycan’da leishmaniosis insanlarda sıtmadan sonra gelen en
yaygın ikinci hastalık durumundadır. 2000-2004 yılları arasında ülkenin farklı
bölgelerinde toplam 62 VL vakası bildirilmiştir (Bağırova ve ark., 2005).
Köpeklerin rezervuar hayvan olması sebebiyle Brezilya’da VL’nin
kontrolünde eskiden başıboş köpeklerin itlafı yapılmış, fakat köpek
popülasyonu içerisinde elde edilen düşük enfeksiyon oranı korunamamıştır.
Bu nedenle artık kullanılmamaktadır (Anon, 2002a).
Son yıllarda kayıtlı olayların sayısında ciddi bir artış vardır. 1984 ve
1994 yılları arasında Güney Sudan’ın epidemik bölgelerinde 280 bin insandan
yaklaşık 100 bin kişinin VL’den dolayı öldüğü tahmin edilmektedir.
Afganistan’da CL’in epidemisi insanlar arasında yüzlerce ve binlerce olayla
devam etmektedir (Ok ve ark., 2002). Güneybatı ve orta Asya’da görev yapan
Page 28
18
Amerikalı askerlerde bile CL görülmüştür (CDC, 2006a). 2002- 2004 yılları
arasında Afganistan’a giden iki askeri personelde VL vakası bildirilmiştir
(CDC, 2006b). İnsanlarda leishmaniosis, Dünya Sağlık Örgütü’nün tanımladığı
dünyanın pek çok bölgesinde halk sağlığını tehdit eden, 5-6 hastalıktan biridir.
İnsanlarda rastlanan leishmaniosis olgularının 3/4’ü cutaneous, 1/4’ü ise
visceral formdur (Desjeux, 2002).
İtalya’da bir bölgede yapılan araştırmada L. infantum ile enfekte
asemptomatik köpekler incelendiğinde leishmaniosisin bölgede endemik
olduğu görülmüştür (Otranto ve ark., 2009). Yine İtalya’nın diğer bir
bölgesinde enfeksiyon riskinin belirlenmesi ve kontrol önlemlerinin faydalı olup
olmadığının değerlendirilmesi için yapılan çalışmada prevalans % 48,4 olarak
tespit edilmiştir (Paradies ve ark., 2006).
1.7. Türkiye’de Leishmaniosis
Türkiye, Asya ve Avrupa kıtaları arasında köprü durumunda olan Türkiye’de
leishmaniosisin epidemiyolojisinde önemli olan farklı ekolojik ve iklimsel
durumların önemli olduğu gözlenmektedir (Ok ve ark, 2002).
Bugüne kadar Türkiye’de Aydın, Ankara, Bursa, Eskişehir, Karabük,
Manisa ve Şanlıurfa illerine bağlı çeşitli yerleşim yerlerindeki köpeklerde %3,5
ile %20 arasında anti-Leishmania antikorları saptanmış ve bu bölgelerdeki
bazı köpeklerde klinik leishmaniosis olguları bildirilmiştir (Ok ve ark., 2002;
Vatansever ve İça, 2005).
Fakat insanlarda VL vakalarının bulunduğu Türkiye’nin Batı
bölgelerinde yapılan detaylı taramalarda, köpek populasyonu arasındaki
seropozitivite oranı ortalaması %5,3 olarak tespit edilmiştir ve bu seropozitif
köpeklerin %85 gibi çok belirgin bir oranı PCR incelemesi yapılarak tespit
edilmiştir (Özbel ve ark., 2000; Özensoy ve ark., 2005a).
Page 29
19
Ege bölgesinde İzmir/Selçuk, Aydın/Merkez Aydın/Kuşadası,
Manisa/Turgutlu, Muğla /Bodrum, Muğla/Marmaris’te IFA testi yapılan bir
çalışmada seroprevalans %9 olarak belirlenmiştir (Atasoy ve ark., 2005).
Sakarya ilinde yine IFAT ile yapılan çalışmada 69 sokak köpeğinden bir tanesi
(%1,45) seropozitif bulunmuştur (Taylan Özkan ve ark., 2003). İstanbul sokak
köpeklerinde visceral leishmaniosisin IFAT ile incelemesi yapılmış ve
seropozitif köpek tespit edilmemiştir (Handemir ve ark., 2004). Çanakkale ili
Ayvacık ilçesinde 27 köpek IFA testi ile incelemiş, bölgede bulunan
Phlebotomus türleri belirlenmiş fakat seropozitifliğe rastlanmamıştır (Tok ve
ark., 2009). Konya, Bursa ve İzmir yörelerinde yapılan çalışmada 278 köpek
IFAT ile incelenmiş ve iki köpekte (%0,72) leishmania antikorları tespit
edilmiştir ( Kamburgil ve Dik, 1998). Kocaeli sokak köpeklerinde visceral
leishmaiosisin seroprevalansı çalışmasında ise 65 köpekten 3 tanesinde
(%3,07) seropozitilik saptanmıştır ( Sönmez Tamer ve ark., 2008). Şanlıurfa
yöresinde 80 sokak köpeği ile yapılan çalışmada, IFAT örneklerden hiçbirinde
seropozitiflik belirlenmemiştir (Babür ve ark.,2007). Diyarbakır bölgesinde
sokak köpeklerinde IFAT ile yapılan çalışmada ise 100 köpekten hiçbirinde
leishmania antikorları saptanmamıştır ( İçen ve ark.,2010).
Aslantaş ve ark. (2005) 116 sokak köpeği ile Ankara’da yaptığı
çalışmada, 3 köpeğin pozitif olduğu belirlenmiş ve seroprevalans %2,58 olarak
saptanmıştır. Fakat yapılan bu çalışmada kan örneği alınan köpeklerin tamamı
sokak köpeğidir ve kan örneklerinin hangi bölgelerden toplandığı
belirtilmemektedir.
1.8. Leishmaniosisin Patogenezi
Visceral leishmaniosiste omurgalı, enfekte vektör yakarca sinekleri tarafından
sokulduğunda promastigot formdaki etken deri içerisine girer. Sokulan yere en
yakında bulunan makrofajlarca fagosite edilen etken, amastigot forma
dönüşür. Burada haftalarca hatta aylarca kalabilir. Zamanla kan akımına
karışan makrofajlar içlerinde bulunan amastigotlar da dalak, kemik iliği, lenf
nodülleri, intestinal lenfatik dokular, submukoza ve diğer mononüklear
Page 30
20
fagositoz sistem organlarına taşınır (Ak ve ark., 1995; Roberts ve Janovy,
1996; Pearson ve ark., 2001; Anon, 2002a).
İlk dikkati çeken bulgu patolojik olarak, dalak ve karaciğerde
mononükleer fagositik hücrelerin artışına bağlı olarak organlarda progresif bir
büyümenin oluşmasıdır. Dalakta lenfoid folüküllerde amastigotlu mononükleer
hücreler artmakta, karaciğer Kupffer hücrelerinde amastigotlar çoğalmaktadır.
Dalaktaki hipetrofiye bağlı olarak meydana gelen dalak büyümesi sonucunda
eritrosit, granülosit ve trombositler kısa sürede yıkımlanmakta ve gelişen
lökopeniye anemide eklenmektedir (Pearson ve ark., 2001; Anon, 2002a).
İnce bağırsaklarda özellikle Peyer plaklarının etrafında bulunan
submukozanın amastigotlar tarafından istila edilmesi sonucunda hastalarda
malabsorbsiyon ve özellikle albümin kaybı olduğu gözlenir. Kalbin
myokardında dejeneratif bozukluklar bulunur. Mononüklear fagositoz
sistemdeki bu yoğun istila sonucunda ‘’immunglobulin G (IgG)’’fazla sentez
edilir. Ancak sentez edilen IgG’lerin koruyucu bir özelliğinin bulunmadığı ve
hemen hepsinin otoantikor yapısında olduğu tespit edilmiştir. Fazla immun
kompleksler patolojik değişikliklerin oluşmasına katkı sağlar. Özellikle
böbreklere birikir (Anon; 2002a).
Makrofajlara giren parazitin nasıl olup da fagositozla sindirilemediği
cevaplanması gereken sorulardan biridir. Bilindiği gibi makrofajların içinde
bulunan oksijen metabolizması ara ürünü olan hidrojen peroksit (H2O2) ile
lizozomal hidrolaz enzimleri, düşük pH ve katyonik bazı proteinleri ile, hücre
içine alınan mikroorganizmaların sindirilmesini sağlamaktadır.
Leishmania’ların hücre içine alındıktan sonra tüm bu savunma
mekanizmalarına karşı koyduğu gözlenmektedir. Leishmania etkenlerinin bu
yeteneği ile ilgili bazı teorilerin varlığı bilinmektedir. Bunlardan biri, Leishmania
parazitinin yüzeyinde bulunan lipofosfoglikan (LPG) yapısındaki moleküllerinin
içerdikleri kuvvetli negatif yüke sahip olmaları onların fagozomal sindirimini
önlediğini savunur. Ayrıca parazitin sıvı besi yeri ortamında salgıladıkları LPG
Page 31
21
ve Excreting Factor (EF) nötralizan etki göstererek lizozomal enzimlerin
etkisini ortadan kaldırdığı belirlenmiştir (Ak ve ark.,1995).
Visceral leishmaniosise karşı şekillenen direnç, spesifik hücresel
immuniteye bağlı olarak oluşmaktadır. Hücresel cevap yeterli olduğunda
sadece karaciğerde kendiliğinden iyileşen granulom oluşurken cevap yetersiz
olduğunda, optimal tedaviye rağmen %5-7 arasında ölüm oranı tespit
edilmiştir (Pearson ve ark., 2001).
Hastalık köpeklerdeki akut vakalarda yüksek ateş ve titremeyle
birlikte ani ve şiddetli olarak başlar. Subakut ve kronik vakalarda,
hepatosplenomegali (HSM) nedeniyle karında şişlikle ortaya çıkan sinsi bir
başlangıcı vardır. Ayrıca ateşe ek olarak güçsüzlük, iştah kaybı, kilo kaybı
olabilmektedir. Hastalığın semptomları haftalar hatta aylarca dikkati çekmeden
devam edebilmektedir (Roberts ve Janovy, 1996).
Ateşin yanında splenomegali (SM), lenfadenopati (LAP), malnütrisyon
ve deri değişiklikleri önemli klinik bulgular olarak sayılmakta, yüksek ateşli ilk
dönemi genellikle bir kaç gün süren ateşsiz bir periyot izler. Vakaların
%80’inden fazlasında ateş gün içinde 38-40 ºC ‘e varan iki pik yapan ve bu
açıdan Brucella’yı andıran dalgalı şekilde seyreder. Dalaktaki büyüme hızlı
olmadığı gibi dalağın boyutları da hastalık süresi ile ilişkili değildir. Pek çok
vakada sert olarak palpe edilen ancak hassas olmayan dalak büyür. Ancak
dalakta subkapsüler bir infarkt gelişirse hassasiyet tespit edilir. Dalağın
büyümesi ilk olarak hemotolojik bir bozukluğu veya schistosomiasis’i
düşündürür. Hassas olmayan karaciğer ise vakaların %20’sinde palpe
edilebilir ve dalaktan daha yavaş büyür (Ak ve ark., 1995).
Page 32
22
1.9. Leishmaniosisin Teşhisi
1.9.1. Leishmaniosisin Klinik Teşhisi
Belirtilerin çeşitliliği ve bunların başka hastalıklarla karışması nedeniyle
oldukça zordur. Kesin tanı parazitolojik muayene, seroloji ve moleküler tanı
yöntemleri sayesinde kolaylıkla belirlenebilmektedir (Vatansever ve İça, 2005).
Fakat klinik belirti göstermeyen köpeklerde leishmaniosis göz ardı
edilmektedir (Dantas- Torres ve ark., 2006). Leishmaniosis dişi ve erkek fark
etmeden her iki cinste, pek çok ırkta ve bütün yaş gruplarında görülebilir. Son
yıllarda yapılan çalışmalarda dokuz aylıktan on beş yaşına kadar hastalığın
görülebildiği saptanmışsa da, ortalama beş yaşındaki köpeklerin enfekte
olabildiği belirlenmiştir. Ayrıca teşhiste anamnez çok önemlidir. Endemik
bölgelerde ya da vektörün bulunduğu alanlarla ilgili hikâyesi olan köpeklerde
leishmaniosis düşünülmelidir. (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon 2002a).
Bazı köpeklerde klinik belirti gözlenmeyebilir, bazıları ise teşhis için
gerekli olan klinik belirtilerden sadece birini ya da hepsini gösterebilirler. Vücut
ısısı değişken olabilir, fakat çoğunlukla normaldir (Ferrer, 1999). Hasta
hayvanların özellikle Akdeniz ülkelerindeki endemik bölgelerde bulunması
oldukça önemlidir. Klinik belirtiler arasında dalak büyümesi, hafif ılımlı
lenfadenopati, anemi, dermatit ve göz çevresinde tüy dökülmesi ve pullanma;
ayaklar, kuyruk, kulakların uçları, göz kapağı, dudaklar ve özellikle burunu
saran ülseratif nodüller, tırnak yapısında bozukluklar, göz lezyonları (keratitis,
korneal ödem, glaucoma), epistaksis, aralıklı topallayan polyartiritis, kilo kaybı,
pneumonia, renal yetmezlik, ishal, kronik kolitis ve sinirsel anomalilerdir
(Ferrer, 1999; Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; OİE, 2004;
Schallig ve ark., 2004).
Hiperproteinemi, hiperglobulinemi ve hipoalbuminemi kan tablosunda
görülen bulgulardır. Glomerulonefritis ve poliartiritis gibi böbrek ve eklem
belirtilerinin immun kompleks birikimi ile ilgili olduğu bildirilmektedir. Bu
Page 33
23
bulguların saptanmasının enfeksiyonun seyri ile ilişkili olduğu düşünülmektedir
(Ferrer, 1999; Megat Abd Rani ve ark, 2010).
Köpek leishmaniosiste klinik olarak, lenfadenopati %65-90, deri
bulguları %81-89, solgun mukoz membranlar %58, gözde belirtiler %18,
kaşeksi %10-47, dalak büyümesi %9-53, ateş %4-36, burun kanaması %6-10.
eklem bozuklukları %3-4, asites %1-3 oranında karşılaşılan bulgulardandır.
Deride görülen bulgulardan ise dermatitis %56-64, ülserasyonlar %34-40,
tırnak yapısında bozulmalar %20-30, burunda hiperkeratoz %18, ayaklarda
hiperkeratoz %14, nodüller %2-6 oranlarında görülmektedir (Strauss- Ayali ve
Beneth, 2001).
Ayrıca kalp kasında atrofi ve dejenerasyonun görülebileceği
belirtilmiştir. Nadir görülen bir bulgu olmasına rağmen mononükleer hücre
infiltrasyonunun bulunduğu miyokardit tespit edilebilmektedir (López- Peña ve
ark., 2009).
Bütün bu olguların birleştirilmesiyle enfekte köpeklerin %60- %90’ı
belirlenebilmektedir (Anon, 2002a; Vatansever ve İça, 2005).
1.9.2. Leishmaniosiste Mikroskobik Teşhis
Tedavi görmemiş vakalarda Leishmania etkenleri kanda hemen her zaman
görülebilir. Kandan hazırlanan yayma ve kalın damla kan preparatlarının %5
Giemsa ile boyanıp incelenmesi sonucunda monosit ve diğer lökositler içinde
Leishmania etkenleri (Şekil 5) görülebilir. Kandan hazırlanan preparatlarda
etkenler görülmediğinde kemik iliği, dalak, karaciğer veya lenf bezlerinden
punksiyonla alınan materyal aynı şekilde mikroskopta incelenmektedir
(Roberts ve Janovy, 1996; Özensoy ve ark., 1998; Güneş ve ark., 2004).
Page 34
24
Şekil 5. Monosit hücreleri içerisindeki amastigotlar (CDC, 2010)
Parazitolojik muayenede hastalıktan şüpheli hayvanların lenf yumrusu,
dalak veya kemik iliği aspiratlarından hazırlanan sürme preparatların Giemsa
ya da May-Grunwald ile boyanması gerekir. Çubuk biçimindeki kinetoplastı
koyu boyanan ve kırmızıdan mora değişen renkte bir hücre çekirdeği bulunan,
oval şekilli amastigotların belirlenmesiyle yapılabilir. Preparatlardaki
amastigotlar makrofajların içerisinde makrofajların yırtılması sonucu serbest
olarak görülebilirler (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; Vatansever
ve İça, 2005).
Ayrıca, göz çevresindeki ya da diğer bölgelerdeki deri lezyonlarından
hazırlanan preparatlarda da etken tespit edilebilmektedir (Strauss- Ayali ve
Beneth, 2001; OİE, 2004; Vatansever ve İça, 2005).
Bazı durumlarda serolojik yöntemler kullanılarak leishmaniosis tespit
edildiğinde bile punksiyon ile alınan örneklerde etkene rastlanılmamaktadır
(Hassan ve ark., 2009).
Kemik iliği punksiyonu: Bu yöntem karaciğer punksiyonundan daha iyidir ve
vakaların yaklaşık % 54-80’inde pozitif sonuç verdiği bildirilmektedir. Sternum
yerine tibia ve ikinci bel omurunun processus spinosus’u gibi belirgin ve yüzlek
Page 35
25
kemikler de kullanılabilmektedir. Ayrıca tedavi edilen vakalarda parazitler en
son kemik iliğinden kaybolmaktadır (Altıntaş, 1995).
Lenf bezi punksiyonu: Lenf bezi aspirasyonu veya biyopsisi ile tanı, ancak
büyük nodüller varsa konulabilir. Koltuk altı, kasık ya da boyun lenf
düğümlerinden steril ve kuru bir iğne ile materyal alınır (Assad, 2006).
Karaciğer ve dalak ponksiyonu: Kuru bir enjektör ve iğne ile yapılan dalak
punksiyonundan elde edilen preparatlarda %95- 98 kadarında veya bu
materyalle yapılan kültür üretiminin hemen hemen %100’ünde pozitif sonuç
alındığı bildirilmektedir Karaciğer punksiyonu daha az tehlikeli olduğu için
bazıları tarafından tercih edilmektedir. Bu yöntemle de vakaların %77’sinde
olumlu sonuç alındığı bildirilmektedir (Altıntaş, 1995).
Punksiyonla alınan materyal temiz bir lam üzerine yayılarak Giemsa
yöntemi ya da Romanovski boyalarından biri ile boyanır ve immersiyon
objektif ile mikroskopta incelenir (Altıntaş, 1995).
Besi yerine ekim: Alınan punksiyon materyallerinin ya da kanın NNN (Nicole-
Novy- Mac Neal) besi yerine ekiminin yapılmasıdır. Bu besi yeri agar, NaCl, ve
distile su ile hazırlanmaktadır. Parazitin izolasyonu için yapılan
inokulasyondan sonraki 2-3 gün sonra üreme kontrol edilmektedir ( Daldal ve
ark., 1997; Güneş ve ark., 2004; Arcari ve ark., 2006).
Leishmania promastigotları %10-20 Fetal buzağı serumu (FCS) ve
antibiyotik eklenmiş bazı besi yerlerinde de üremektedir. Bunlar arasında
RPMI 1640, Medium 199, ve Nutrient Broth sayılabilir ( Daldal ve ark. 1997;
Güneş ve ark., 2004).
Deney hayvanlarına inokulasyon Alınan punksiyon materyallerinin
laboratuarda deney hayvanlarına inoküle edilmesi sonucunda, bunların iç
organlarında Leishmania’ları görmekle tanıya gidilebilirse de, bu yöntemle
sonuç alınması uzun sürdüğünden pek fazla önerilen bir yöntem değildir.
Page 36
26
Deney hayvanı olarak en çok hamster kullanılır (Altıntaş, 1995). Fakat
leishmaniosisin teşhisi için özellikle hamsterlere yapılan inokulasyonun yanıt
verebilmesi için haftalar ya da aylar geçmesi, besi yerinde kültüre edilmesi
içinde 30 gün beklenmesi gerekmektedir (OİE, 2004).
Bu yöntemler özellikle etken izolasyon ve identifikasyonu açısından
önemli olmasına rağmen kullanımı uzun zaman almasından dolayı rutin
teşhiste tercih edilmez (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Vatansever ve İça,
2005). Etkenin in vitro olarak kültüre edilmesinde Nicole-Novy- Mac Neal
medium ya da modifiye Schneider’s Drodphila insect medium ile ekimi
yapılarak promastigot formların üremesi beklenir. Bu yöntemler dışında elde
edilen bütün aspiratlar in vivo ve in vitro olarak ekimleri yapılarak üretilebilirler
(Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; OİE, 2004; Vatansever ve İça,
2005).
1.9.3. Leishmaniosisin Serolojik Teşhisi
Hastalığın serolojik teşhisinde spesifik anti-Leishmania antikorlarını teşhis
etmek için çeşitli yöntemler geliştirilmiştir (Altıntaş, 1995). Serolojik muayene
de visceral leishmaniosis ile klinik ya da subklinik enfekte köpeklerin
belirlenmesinde daima spesifik humoral yanıt belirlenerek hastalık teşhis
edilmektedir. Bundan dolayıdır ki anti-Leishmania antikorlarının belirlenmesi
için İndirek Floresan Antikor Testi (IFAT), Direkt Aglutinasyon Assay (DAT),
Enzyme- Linked İmmunosorbent Assay (ELİSA) gibi çeşitli serolojik yöntemler
geliştirilmiştir (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).
Klinik bulgular ve parazitin direkt tanımlanmasındaki zorluklar nedeniyle
hastalığın prevalansı serolojik tanı yöntemleri ile belirlenmektedir (Vercammen
ve ark, 1997, Gradoni, 1999). Avrupa’da 1988-1999 yılları arasında CanL’in
seroprevalansıyla ilgili yapılmış 43 çalışmanın 24’ünde IFAT kullanılmıştır
(Gradoni, 1999).
Page 37
27
ELISA (Enzyme Linked Immunosorbent Assay) Yöntemi: Genel
olarak serolojik testler içerisinde en spesifik ve hassas yöntem olma özelliğini
kazanmış durumdadır. Promastigot veya amastigot formlardan hazırlanmış
eriyik antijeni kullanılmaktadır (Ak, 1997; Roberts ve Janovy, 1996).
Competitive- ELISA, Dot-ELISA; slide-ELISA; iso-type spesific ELISA
ve Western Blotting etken konak humoral yanıtının belirlenmesinde kullanılan
diğer yöntemler olarak belirtilmektedir (Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).
İndirekt İmmuno Fluoresan Yöntemi: Uzun yıllardır kullanılmakta
olup, leishmaniosis tanısında güvenilir yöntemlerden biridir. Antijenler NNN
besiyerinden izole edilen Leishmania promastigotlarından hazırlanmaktadır.
Besi yerinden alınan sıvı örneği parazit üremesi açısından kontrol edildikten
sonra 3 kez santrifuj edilmektedir. Sediment 40’lık objektifte her sahada en az
5 promastigot olacak şekilde sulandırılmaktadır. Bu şekilde antijen lamların
üzerine yayılarak, oda sıcaklığında kurutularak, kullanılıncaya kadar – 20 oC
de saklanmaktadır. Test antijen üzerine eklenen şüpheli serumda eğer anti-
Leishmania antikoru var ise reaksiyona girmelerini sağlamaktır. Bu amaçla
nemli ortam sağlanarak lamlar 37 oC de 30 dk bekletilmektedir. Etüvden
çıkarılan lamlar PBS solüsyonu ile birkeç kez yıkandıktan sonra kurutulur.
Tamamen kuruyan lam üzerine reaksiyona girmiş olan antijen-antikor
kompleksini görünür kılacak olan konjugat eklenmektedir. Yine etüve alınan
örneklere süre sonunda kapatma solüsyonu konularak lamel kapatılır ve
floresan mikroskop altında değerlendirilmesi yapılır ( Özcel ve ark., 1997;
Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).
Test yapılırken Leishmania antikorlarının sıtmalı hastalarla çapraz
reaksiyon verebildiği bildirilmektedir. Kuvvetli pozitif hastalarda testin pozitif
sulandırmasının 1: 800 dilüsyonu aştığı belirlenmiştir. Leishmaniosis tanısında
zayıf pozitif durumlarda sonuçların diğer serolojik yöntemler ile desteklenmesi
önerilmektedir (Özcel ve ark., 1997).
Page 38
28
Bu yöntemle enfekte hastaların yaklaşık %90’ında Leishmania’ya
karşı oluşmuş antikorlar saptanabilmektedir. Özellikle ileri yaşlardaki
köpeklerde etkenle karşılaşma oranı arttığından endemik bölgelerde IFA
testinde seropozitiflik oranlarında artış görülmektedir (Altıntaş, 1995; Roberts
ve Janovy, 1996; Strauss- Ayali ve Beneth, 2001).
Leishmania’nın Deri Testi (Montenegro Testi): İlk kez Montenegro
tarafından formalinize edilmiş L. donovani kültür antijenlerinin (Promastigot
formların) deri içine inoküle edilmesiyle uygulanmış bir alerjik deri testidir.
Epidemiyolojik çalışmalar için değerleri olabileceği ancak aktif visceral
leishmaniosisin tanısında değeri olmadığı bildirilmektedir. Çünkü bu testle
Leishmania antikorları bulunsa bile titreleri tespit edilememektedir. Ayrıca
hastalık iyi olmaya başladıktan sonra ve tedavi sonrası da pozitif sonuç
alınabildiği belirtilmektedir (Altıntaş, 1995; OİE, 2004).
İmmunokromatografik Dipstick Testi: Son yıllarda leishmaniosisin
teşhisi için mevcuttur. Bu testte L.infantum ve L.donovani amastigotlarında
baskın bir protein olan recombinant rK39 kullanılmaktadır. Oldukça hızlı ve
duyarlı bir testtir (Reithinger ve ark., 2002; Mettler ve ark., 2005).
Latex Aglutinasyon Testi: Visceral leishmaniosisli hastaların idrarında
Leishmania antijeninin belirlenmesi için yeni geliştirilmiş bir yöntemdir (Attar ve
ark., 2001).
Kompleman Birleşmesi, Hemaglütinasyon ve Aglütinasyon Testleri:
Bu testlerin her birinin antijen olarak kullanılan Leishmania türlerine ve
antijenlerin hazırlanma yöntemlerine bağlı olarak değişen değerlendirmeleri
vardır. Fakat bu testler Lepra, Chagas hastalığı, schistosomiasis ve cutaneous
leishmaniosis ile çapraz reaksiyonlar verebilirler (Altıntaş, 1995).
Gecikmiş tip Aşırı Duyarlılık Testi (Delayed Type Hypersensitivity
=DTH): Kolaylıkla uygulanabilen bir deri testidir. Yapılan diğer testler ile
kandaki Ig G1 ve Ig G2 spesifik humoral yanıtları ölçülebilirken DTH ile
Page 39
29
hücresel immun yanıt belirlenebilmektedir. Fakat DTH deri testi diğer serolojik
testler ile beraber değerlendirilmelidir (Cardoso ve ark., 2007).
1.9.4. Leishmaniosiste Moleküler Teşhis
Leishmania türlerini sadece morfolojik kriterlere dayanarak tanımlamak
mümkün değildir ve yakın zamana dek sınıflandırma yapılamıyordu (Dereure
ve ark., 1999). Leishmaniosisin bulaşması ve epidemiyolojisinin anlaşılması
için Leishmania etkenlerinin karakterizasyonu ve identifikasyonu büyük önem
arz etmektedir. Son yıllarda geliştirilen yeni DNA tanı yöntemleri, izoenzim
analizleri ve polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) gibi tekniklerin hastalığın erken
teşhis edilmesine olanak sağlayacakları ve hata payını da en aza
indirgeyecekleri düşünülmektedir (Alkan ve ark., 1997; Arcari ve ark., 2006).
Kum sineğinden alınan örneklerde bu yöntem kullanılarak, Leishmania
etkeninin DNA’sını tespit etmek mümkün olmaktadır. Bu amaçla test etkenin
kinetoplast DNA’sının belirlenmesinde kullanılmaktadır. Bu yöntemde lenf
nodülü aspirantlarının duyarlılığı % 100 olmasına rağmen, kan örneklerinde bu
oranın %80-85’e düştüğü tespit edilmiştir. Aynı primerlerle köpeklerden alınan
deri biyopsilerinde de etken identifikasyonu yapılabilmiştir. (Strauss- Ayali ve
Beneth, 2001; Oshaghi ve ark., 2009; Ottanto ve ark., 2009).
Leishmania etkenlerinin enzim profilleri sayesinde net bir şekilde
tanımlanması ve zimodemler olarak isimlendirilen sınıflandırma birimlerine
bölünmesi mümkün olabilmiştir. Bu izoenzim analizleri sayesinde insanlardan,
rezervuar köpeklerden ve Phlebotomus türlerinden alınan Leishmania etkenini
kesin olarak tanımlaması yapılabilmektedir (Dereure ve ark., 1999).
Page 40
30
1.10. Leishmaniosiste Tedavi
Pentavalent Antimoniyal Bileşikler: Pentavalent antimonun organik tuzları
altmış yıldan daha fazla süredir Leishmania etkeninin bütün türlerine karşı
tedavide kullanılmaktadır (Rosenthal ve Marthy, 2003). Cutaneous
leishmaniosis ve visceral leishmaniosis tedavisinde kullanılan ilk trivalan
antimoniyal bileşik olan (tartar emetik), alımı zor ve toksik özelikte iken tartar
emetik ve diğer trivalan arsenikle, zamanla fenilstibonik asidin pentavalan
antimoniyal deriveleri (beş değerli antimon bileşikleri) ile yer değiştirmiş ve beş
değerli antimoniyal bileşikleri aynı etkilere sahip olup daha az toksisite
göstermeleri nedeniyle daha yüksek dozlarda ve daha kısa süreli tedavi
rejimlerinde kullanılmaktadır (Özensoy Töz, 2005c). Temelde µ-oxy-bis
[gluconato(3-)0².0³.04-hydroxo-antimony] disodium tuzu olan antimoniyaller
Leishmania parazitlerin özellikle yağ asidi ve glikoliz oksidasyonunda
kullanmış olduğu enzimleri inhibe etmek suretiyle etki gösterirler (Stratu Ayali
ve Beneht, 2001; Özensoy Töz, 2005c; Vatansever ve İça, 2005).
Piyasada pentavalent antimoniyaller iki şekilde bulunmaktadır:
Sodyum stibogluconate (Pentostam®) ve Meglumine antimonate
(Glucantime®) Sodyum stibogluconate 100 mg/ml antimoniyal içerir ve
genellikle İngilizce konuşan ülkelerde kullanılır (Anon, 2002a; Rosenthal ve
Marthy, 2003). Meglumine antimonate ise 85 mg/ml antimoniyal içerir ve
genelde Fransızca konuşan ülkelerde kullanılırken i.v. (intravenöz) ya da i.m.
(intramuslüler) uygulanabilirler (Strauss Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a;
Vatansever ve İça, 2005). Fakat i.m. kullanılmaları kas nekrozu ve apse
oluşumuna neden olmaktadır (Vatansever ve İça, 2005).
Meglumine antimonate Avrupa kıtasındaki köpeklerde leishmaniosisin
tedavisi için lisanslı tek ilaçtır. Bu ilaçların kullanımı oldukça pahalı ve ağrı
verici olmakta ve başta böbrek bozuklukları olmak üzere elektrokardiografik
anormallikler, inatçı öksürük, bulantı, kusma, deri döküntüleri, çarpıntı, ateş,
ishal, aritmi, kollaps, miyalji, pankreatitis, ve anaflaktik şok gibi pek çok yan
Page 41
31
etkiye neden olabilmektedirler (Altıntaş, 1995; Anon, 2002a; Rosenthal ve
Marthy, 2003; Güneş ve ark., 2004; Vatansever ve İça, 2005;).
Allopurinol: 1980’li yılların başında kullanılmaya başlanmış bir xantin oxidase
inhibitörü olup, insan hekimliğinde aşırı ürik asit seviyesini düşürmek için
tercih edilmektedir (Rosenthal ve Marthy, 2003; Vatansever ve İça, 2005).
Özellikle oral yolla verildiğinde Leishmania’lar tarafından metabolize edilmekte
ve parazitin nükleik asit ve protein sentezini bozmaktadır (Anon, 2002a;
Vatansever ve İça, 2005)
Ucuz ve uygulanmasının kolay olması ayrıca yan etkilerinin fazla
olmaması nedeniyle leishmaniosisin tedavisinde tek başına ya da pentavalent
antimoniyal bileşikleri ile kullanılmaktadır (Strauss Ayali ve Beneth, 2001;
Anon, 2002a; Rosenthal ve Marthy, 2003; Vatansever ve İça,2005). Fakat
günümüzde Hindistan’da allopurinol leishmaniosis tedavisinde tek başına
kullanılmamaktadır (Rosenthal ve Marthy, 2003). Köpeklerde 30 mg/kg günlük
dozlarda ömür boyu kullanılabilir ama nadiren xantine taşları oluşturabilir
(Vatansever ve İça,2005).
Amphotericine B: Amphotericine B (AmpB) desoxycholate özellikle
antifungal etkisiyle mantar enfeksiyonlarında sıklıkla kullanılan, Streptomyces
nodosus türü tarafından üretilen bir polyene makrolit türevi bir antibiyotiktir
(Rosenthal ve Marthy, 2003, Vatansever ve İça, 2005). Amfoterik özellikte bir
madde olup, hem asit hem de bazik ortamlarda eriyebilen tuzlar oluşturur. Bu
bileşik günümüzde kullanılan AmpB preparatlarının içindeki etkin maddeyi
teşkil eder ve optimal etkili olduğu pH 6.0-7.5 arasındadır, bunun dışındaki pH
değerleri, ışık, ısı ve oksijen AmpB ‘nin aktivitesinde azalmaya ve bozulmaya
neden olur (Akova, 1993).
Diğer polyene türevlerinde de (Örneğin Nistatin) olduğu gibi AmpB ‘de
de esas etki olarak hücre membranındaki ergosterole bağlanmasıyla
membran permeabilitesinin değişmesi sonucu ortaya çıkar, ancak hücre
membranının yapısındaki karakteristik sterol olan ergosterolun yanı sıra,
Page 42
32
AmpB memeli hücre membranında bulunan ve membran stabilitesini sağlayan
kolesterole de bağlanır. Tedavi amacıyla kullanım sırasında sıklıkla görülen
toksik yan etki bunun sonucunda ortaya çıkmaktadır. Protozoa ve memeli
hücrelerinin yanı sıra fungus, helmint, bazı mikoplazma türleri ve viruslerde
AmpB-kolesterol etkileşiminde zarar görebilirler bu nedenle ilacın tedavide
kullanılabilir olması ergosterole affinitesinin kolesterole kıyasla çok daha fazla
olmasından kaynaklanmaktadır (Akova, 1993; Rosenthal ve Marthy, 2003).
Farmakokinetik olarak AmpB ağız yoluyla alındığında gastrointestinal
sistemden çok az absorbe olur (<%5), ayrıca mukozayı da tahriş edici etki
gösterir. Benzer şekilde kas içi enjeksiyon yoluyla verildiğinde de
absorbsiyonu kötüdür. Serum düzeyleri, verilen doz, verilme sıklığı ve
infüzyon hızıyla orantılı olarak yükselir ve sonunda AmpB başta dalak ve
akciğer olmak üzere karaciğer, böbrek, kas, deri ve adrenal bez dokularına
dağılır. AmpB infüzyonundan yarım saat kadar önce i.v. antihistaminik,
antipiretik ve antiemetik uygulamaları ile premedikasyon yapılması genel bir
uygulama olmasına karşın, bu konuda yapılmış güvenilir kontrollü bir klinik
çalışma yoktur. Sayılan ilaçlara ek olarak premedikasyon sırasında parenteral
kortikosteroid verilmesi önerilmekteyse de, steroidlerin AmpB ile kompleks
oluşturarak antiparaziter etkinliğinin azalabileceği göz ardı edilmemelidir.
İnvitro çalışmalarda kortikosteroidlerin AmpB’yi antagonize ettiği gösterilmiştir
(Opperdoes, 2006).
Pentamidine: Özellikle 1940 ile 1959 yıllarından beri bilinmektedir.
Pentavalan antimoniyal bileşiklerine karşı VL hastalığında direnç gelişmesi
halinde kullanılabilirler. Pentamidine (Lomidine) miyalji, kusma, baş ağrısı, geri
dönüşümsüz diabet ve de hipoglisemi gibi yan etkilere neden olmaktadır.
Haftada üç kez 4 mg/kg dozlarında altı hafta süre ile kas içi olarak
uygulanmaktadır (Opperdoes, 2006).
Günümüzde leishmaniosis mücadelesinde başarı sağlama şansı
oldukça düşüktür. Bu yeterli vektör kontrolünün yapılamaması, açlık ve
yetersiz beslenme, yeterli bağışıklığı olmayan bireylerin göçü, teşhis
Page 43
33
araçlarının yetersiz kalması ve mevcut olmayan ya da etkisi az olan ilaçlar gibi
sebeplerden dolayı gerekli kontrollerin tam olarak sağlanamamasından
kaynaklanmaktadır (Rosenthal ve Marthy, 2003; Vatansever ve İça, 2005).
Köpeklerde leishmaniosisin tedavisinde insanlarda olduğu gibi
pentavalent antimoniyaller, lipozomal amphoterisin B ve allopurinol tercih
edilmektedir. Bu ilaçların yanında aminosidine, pentamidine, miltefosine,
promomycin (aminosidin), ketokonozole, intrakonazole, flukanozole,
terbinafine, metronidazole, dapson, diamidine ve sitomaquine gibi ilaçlarda
kullanılmalarına rağmen bir önceki grup kadar tercih edilmemektedir. Nedeni
ise diğer ilaçlara göre yan etkilerinin daha fazla ve geri dönüşümsüz olmasıdır
(Strauss- Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002a; Rosenthal ve Marthy, 2003).
1.11. Leishmanosiste Korunma ve Kontrol
Leishmaniosisin oluşmasını sağlayan nedenler içerisinde Leishmania
etkenlerinin varlığı, konağın enfekte Phlebotomus’lar tarafından ısırılması,
insanın rezervuar konağın yanında bulunması ve çevrenin iklim yapısının (
nem, hava hareketleri, ısı ve ışık faktörleri) etkisi olduğu bilinmektedir. Bu
faktörlerin her biri hastalığın oluşması için son derece gerekli olup, eşit öneme
sahiptirler. Bu nedenle mücadele özellikle hastalığın endemik olduğu
bölgelerde rezervuarların ve kum sineklerinin kontrolü esasına dayanılarak
yapılmaktadır (Altıntaş, 1995; Roberts ve Janovy,1996).
Phlebotomus’ların taş binaların yarık ve çatlaklarında, nispeten
karanlık ve fazlaca rutubetli köşelerinde bulunması kırsal yörelerimizdeki,
özellikle Güneydoğu Anadolu bölgesindeki daha çok kerpiçten yapılan evleri
Phlebotomus’lar için son derece elverişli habitatlar haline getirmektedir
(Altıntaş, 1995). Vektör kontrolü amacıyla kum sineklerinin barınma, çoğalma
alanları olan su birikintileri, pencere pervazları, duvar aralıkları, bulundukları
bitkilerin insektisitler ile ilaçlanması ve kontrolsüz suların drenajının yapılması
Page 44
34
sinek populasyonunu azaltabilir. Ayrıca pencerelere sık delikli tel takılması,
evlerde cibinlik kullanılması gibi mekanik önlemler de alınabilir (Anon, 2002a).
Leishmaniosisin yabani rezervuarlarının insan ve evcil köpeklerin
yerleşim yerlerinden uzak tutulması ve insan yerleşim yerlerindeki evcil
rezervuarlarla mücadele edilmesi gerekmektedir. Bu nedenle rezervuar olan
evcil hayvanların tedavisi ya da itlafı yapılmalıdır (Anon, 2002a).
Kimyasal olarak ferdi korunma yöntemlerinin başında böcek kaçırıcı
ilaçlar gelmektedir. Bu ilaçlar vücudun açık kısımlarına tavsiye edilen
konsantrasyonlarda uygulanır ve bu şekilde böcek ilaçlarının uzaklaştırıcı
kokusu yüzünden kum sinekleri insana saldırmaz (Strauss Ayali ve Beneth,
2001; Assad, 2006). Phlebotomus’lara karşı toksik etkileri ve anti-feeding
effect sağlayan biocid etkili ilaçlar ile hayvan ve insanları korumada
kullanılabilmektedir (Maroli, 2005).
Kum sineğinden korunmak için, kalıcı insektisit spreyler ile yapılan ilk
mücadele 1944 yılında DDT (dikloro difenol trikloroethan) ile denenmiştir. Aynı
şekilde Hindistan‘da da yapılan DDT uygulamaları ile VL vakalarında azalma
sağlanmıştır. Malarya kontrol metodlarından biri olan insektisit emdirilmiş
tuzakların kullanımı ucuz ve etkili bir yöntemdir. Özellikle erişilemeyen ya da
vektörün belirlenemeyen yaşam alanları çevresinde bu tuzaklar başarıyla
kullanılabilir. Bu amaçla kullanılan pyrethroidler, yüksek insektisit etkisi, ucuz
fiyat ve makul memeli toksisitesi gibi kombine özelliklere sahiptir (Maroli,
2005).
Mücadelede özellikle kum sineklerinin ısırma faaliyetlerinin aktif olduğu
gün batımı ve gün doğumu sırasında tehlike altındaki bireylerin önce kapalı
alanlara alınması, en önemli konak olan köpeklerin kum sineğine karşı
korunması etkin bir yoldur. İnsanlarda kişisel korunma metotları içerisinde
pencere ve kapı girişlerinin gözenekleri küçük sinekliklerle kaplanması ya da
cibinlik kullanılması sayılabilir (Strauss Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002b).
Page 45
35
Ayrıca leishmaniosis ile mücadele edebilmenin en önemli şartlarından
biri bu hastalığı iyi şekilde tanıyan, hastaları teşhis ve tedavi edebilecek bu
konuda eğitilmiş uzmanların yetiştirilmesi ve hastalığın bulunduğu bölgelerde
görev yapmaları sağlanmasıdır (Altıntaş, 1995).
Köpeklerin kum sineği istilalarına karşı korunmasında en etkili metot
insektisit emdirilmiş tasmaların kullanılmasıdır (Strauss Ayali ve Beneth, 2001;
Anon, 2002b; Vatansever ve İça, 2005). Mesken dışındaki alanlarda mevcut
tedbirler arasında en etkili olanıdır (Maroli, 2005). Bu amaçla piyasada
bulunan ve kullanımı en yaygın olan deltametrin (Scalibor®) içerenlerdir
(Strauss Ayali ve Beneth, 2001; Anon, 2002b; Vatansever ve İça, 2005).
Deltametrinin bir kompleksini depo şeklinde içeren plastik bir köpek tasmasıdır
ve köpeğin derisindeki lipitlere Triphenylphosphate ile ilaç yavaş yavaş salınır
(Anon, 2002b). Ayrıca sentetik pyrethroid içeren farklı ürünlerle deltametrin
(Scalibor®) içeren tasmalar karşılaştırıldığında bunları daha kısa bir süre
içinde etkili oldukları görülmüştür (Anon, 2002b).
Bunların dışında %65 permethrin içeren topikal solüsyonlar (EXspot®)
ve %2 permethrin ile % 0,02 pyroproxyfene içeren ve kum sineklerinin
beslenmesini önleyen bir sprey de mevcuttur (Anon, 2002b).
Son yıllarda geliştirilmiş yeni bir piperidine karışımı olan ve KBR 3023
olarak isimlendirilen molekülün etkinliği Phlebotomus duboscqi, P.papatasi ve
P.pernicious vektörlerine karşı kanıtlanmıştır (Maroli, 2005).
Henüz çok yeni ve yüksek maliyetli olmakla beraber glikoprotein
kompleksten oluşan bir aşı (Leishmune®) Brezilya’daki köpeklerde
kullanılmaya başlanmış ve %90 koruyucu olduğu bildirilmiştir. Ancak aşı
üzerinde yapılan araştırmalara halen devam edilmektedir (Ward, 2003;
Vatansever ve İça, 2005; Aline de Andrade ve ark., 2007).
Bu araştırmada, Ankara’ nın kültürel ve çoğrafik özellikler bakımından
birbirinden farklı bölgelerinden temin edilen, sahipli ya da sokaklarda serbest
Page 46
36
yaşayan köpeklerden alınan kan örneklerinde visceral leishmaniosise neden
olan Leishmania etkeni ile karşılaşma oranının serolojik olarak saptanması
amaçlanmıştır.
Page 47
37
2. GEREÇ VE YÖNTEM
Araştırma, Ankara Üniversitesi Veteriner Fakültesi Parazitoloji Anabilim Dalı,
Protozooloji ve Entomoloji Laboratuvarları ile Sağlık Bakanlığı Refik Saydam
Hıfzısıhha Merkezi Başkanlığı, Salgın Hastalıkları Araştırma Müdürlüğü,
Parazitoloji Laboratuvarlarında yürütülmüştür.
2.1 Gereç
2.1.1 Köpekler
Bu çalışma Ankara’nın merkez ilçeleri olan Altındağ, Çankaya, Etimesgut,
Gölbaşı, Mamak, Sincan ve Yenimahalle ilçelerinden gelen ya da getirilen
köpeklerden (Çizelge 3) kan örnekleri alınarak yapılmıştır. Ankara, 39°58’ N-
32°51’E koordinatlarında, Orta Anadolu’da bulunan, denizden yüksekliği 891
m olan bir şehirdir (Şekil 6) Subtropikal özellik gösteren bölgede step iklim
görülmektedir. Yaz ayları sıcak ve kurak, kış ayları ise soğuk ve kar yağışlıdır.
Ortalama sıcaklık 11,7°C, ortalama yağış ise 350 mm kadardır. 2008-2009
yıllarında farklı yaş, vücut büyüklüğü, ırk ve cinsiyette, rastgele seçilen 225
sokak köpeği ve 25 sahipli köpek ile yürütüldü.
Çizelge 3. İlçelerdeki köpek ve kan örneği alınan köpek sayıları
İlçe Köpek Sayısı Örnek Sayısı
Altındağ 2800 23
Çankaya 1800 18
Etimesgut 4000 33
Gölbaşı 3344 46
Mamak 12500 68
Sincan 225 22
Yenimahalle 3000 40
Page 48
38
Köpekler ırk özelliklerine göre Alman Kurdu (10; %4), Coccer (8; %3,2),
Dalmaçyalı (1; %0,4), Doberman (1; %0,4), Golden Retriever (6; %2,4), Kangal
(5; %2), Husky (1; %0,4), Terrier (28; %11,2), Setter (4; %1,6) ve Melez (186;
%74,4) olmak üzere sınıflandırıldı. Dişi (141; %56,4) ve erkek (109; %43,6)
köpeklerin bulunduğu gruplar 1yaş (36;%14,4), 2 yaş (91; %36,4), 3 yaş (80;
%32) 4 yaş (26; % 10,4), 5 yaş (12; %4,8), 6 yaş ve üzeri (5; %2) olmak üzere
belirlendi. Boyutlarına göre Küçük (35; %14), Orta (194; %77,6) ve Büyük (21;
%8,4) ırk olarak üç grupta toplandı.
Şekil 6. Ankara ili haritası
2.1.2 Cihaz ve Malzemeler
Kan alma işleminde elastik turnike, alkol, holder ve çift yönlü kanül (Precision
Glide, Becton Dickinson, 0,8x38mm, REF: 360213) kullanıldı. Serolojik tanı
amacıyla kan örneği alınmasında silikonlu, plastik, 5 ml’lik BD Vacutainer® kan
tüpleri kullanıldı.
Page 49
39
Testin uygulanması sırasında serum sulandırmaları için mikroplate, 10-
100 µl otomatik pipet ve uygun pipet ucu, yıkamada kullanılmak üzere şale, 37
˚C’lik etüv, antijen kaplı teflon lamlar ve preparatların üzerini kapatmak için
20×40 lamel kullanılmıştır.
Testin değerlendirilmesi için floresan mikroskobu(Olympus BHS50)
kullanılmıştır.
Page 50
40
2.2 Yöntem
2.2.1 Köpek Sayısının Belirlenmesi
Ankara bölgesinde yapılan bu çalışmada köpek sayıları bu bölgeyi temsil
edebilecek miktarda ve Ankara Üniversitesi Deney Hayvanları Etik Kurulu’dan
07. 11. 2007 tarihinde alınan B.30.2. ANK.0.70.00.00/ sayılı izin ile sayı 250
olarak belirlenmiştir. Bu amaçla Ankara Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan
Sağlık Merkezi’nde çalışmanın yürütülebilmesi için Ankara Büyükşehir
Belediyesi Sağlık İşleri Daire Başkanlığı, Veteriner Şube Müdürlüğü’nden
gerekli izin belgesi alınarak bu çalışma yapılmıştır.
2.2.2 Köpeklerin Klinik Muayenesi ve Anamnez
Köpeklerin tamamının yaş, cinsiyet, vücut büyüklüğü gibi bazı bireysel
özellikleri belirlendi. Bunu takiben çalışmaya alınan köpeklerin tamamının, tüm
sistemlerinin klinik muayeneleri gerçekleştirildi. Kan örnekleri alınacak
köpeklerin tamamı vücut sıcaklığı normal, solunum ve dolaşım sistemi sorunu
olmayan, deri ve kıl örtüsü düzgün yani klinik olarak sağlıklı hayvanlardan
seçildi.
Sahipli köpeklerin ırk, cinsiyet yaş gibi bilgileri alınarak kayıtları alındı.
Ankara Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan Sağlık Merkezine kısırlaştırma
ameliyatı için getirilen sokak köpeklerinin bilgi ve kayıtları için merkezdeki
muayene kayıt defterindeki bilgiler esas alınmıştır.
2.2.3. Kan Örneklerinin Alınması, Serum Elde Edilmesi ve Saklanması
Ankara Büyükşehir Belediyesi Evcil Hayvan Sağlık Merkezine ameliyat için
getirilen sokak köpekleri ve sahipli köpeklerden kan örnekleri alındı.
Köpeklerin zaptırapta alınmasından sonra kan örnekleri toplandı. Kan alınacak
Page 51
41
bölgeye turnike uygulanmasını takiben, alkol ve batikon kullanılarak kan
alınacak bölgenin asepsi ve antisepsisi sağlandı.
Kan örnekleri Vena cephalica antebrachi ‘den alındı. IFAT ile çalışılmak
üzere 250 köpekten, antikoagulantsız, silikonlu, plastik, 5 ml’lik tüplere kan
örnekleri alındı. Alınan kan örnekleri +4oC saklanarak en geç beş saat
içerisinde, 3000 rpm’de 10 dakika santrifüj edilerek üstte kalan serumları
ayrıldı. Alınan kan örneklerinden ayrılan serumlar, serum tüplerine alınarak
numaralandırıldı ve serolojik çalışma yapılıncaya kadar -20oC de derin
dondurucu içerisinde saklandı
Kan örneklerinden sağlanan her bir serum örneği anti-Leishmania
antikorunun serolojik olarak belirlenmesi amacıyla Sağlık Bakanlığı Refik
Saydam Hıfzısıhha Merkezi Başkanlığı, Salgın Hastalıkları Araştırma
Müdürlüğü, Parazitoloji Laboratuvarlarında ve Ankara Üniversitesi Parazitoloji
Anabilim Dalı, Protozooloji ve Entomoloji Laboratuvarlarında IFAT yöntemi
kullanılarak incelendi.
2.2.4. İndirekt Floresan Antikor Test
2.2.4.1 Antijen hazırlanması
Daha önce pozitif bir köpekten izole edilmiş ve NNN (Nicole-Novy- Mac Neal)
besiyerinde çoğaltılmış ve ardarda pasajlarla Sağlık Bakanlığı Refik Saydam
Hıfzısıhha Merkezi Başkanlığı Salgın Hastalıkları Araştırma Müdürlüğü,
Parazitoloji Laboratuvarlarında sürekliliği sağlanan Leishmania infantum
MON-1 (MCAN/TR/99/EP33) suşundan antijen hazırlanarak testte
kullanılmıştır.
Antijen hazırlanacağı zaman, %20 fetal buzağı serumu (FCS, Sigma
Cat No: S1632) ve %2 antibiyotik solüsyonu (Sigma Cat No: P3539) içeren
RPMI 1640 (Biological Industries Cat No: 01-106-1A) besiyeri hazırlandı ve 25
Page 52
42
cm2’lik flasklara 5 ml konuldu ve üreme durumuna göre bir veya iki günde bir
aynı besiyerinden ilave edildi. NNN besiyerindeki promastigotlardan, RPMI
1640 besiyerinin bulunduğu flask’e 4-5 damla aktarıldı ve 26oC’de saklanarak
iki günde bir araştırma mikroskobu ile kontrol edildi. Bir hafta sonra
promastigotlar bol olarak ürediğinde antijen hazırlamak için besi yeri üzerine 2
ml kadar serum fizyolojik konuldu ve pipet ile geri çekilerek tüp içerisine alındı.
Gerekli görüldüğünde bu işlem tekrarlandı. Tüp içerisindeki promastigotlar
2500 rpm’de 10 dakika santrifüj edilmek suretiyle dip tarafta toplandı. Dipte
kalan promastigot paketi üzerine serum fizyolojik eklenerek aynı şartlarda
santrifüj yapıldı ve bu yıkama işlemi 7 kez tekrar edildi.
Test antijeni için en son yapılan yıkama işleminden sonra elde edilen
çökelti, 1 ml serum fizyolojik ile sulandırıldı ve promastigotlar Thoma Lamı’nda
sayılarak, 2×106 promastigot/ml olacak şekilde tekrar sulandırıldı. IFAT
lamlarının her çukuruna 10 μl antijen konuldu ve havadar, kuru bir yere
alınarak kurutulduktan sonra pelur kağıtlara sarılarak kullanılıncaya kadar –
20oC’de saklandı.
2.2.4.2 Tampon ve Solüsyonlar
PBS tampon (pH 7,2):
NaCl 38,25 gr
Na2HPO4 3,62 gr
NaH2PO4 1,05 gr
Distile su 5 lt
Gliserin tampon (kapatma solüsyonu):
Gliserin tampon 9 hacim saf gliserin içine 1 hacim PBS tampon (pH 7,2)
karıştırılarak hazırlanır. Bu karışım ağzı kapalı şişelerde saklanabilmektedir.
Fakat her ay yeniden hazırlanmıştır.
Konjugat, FITC işaretli goat anti-dog IgG (KPL Fluorescein-Labeled
Affinity Purified Antibody To Dog IgG) (Catalog No: 02-19-06) kullanılmıştır.
Page 53
43
2.2.4.3 İndirekt Floresan Antikor Testinin Uygulanması
Teste başlamadan daha önce hazırlanan antijen kaplı lamların herbir gözüne
hangi örneğin, hangi sulandırmanın geleceği ile ilgili bir kağıt üzerinde şablon
oluşturulmuştur. Bu şablon özellikle lamlara sulandırılmış serum örneklerinin
konulması sırasında kullanılmıştır. Şablon üzerinde sadece örnekler için değil
testin düzgün çalışıp çalışmadığının da belirlenmesi için Pozitif kontrol, Negatif
kontrol, PBS kontrol ve Konjugat kontrol içinde lam üzerinde boş alan
ayrılmıştır. Pozitif kontrol bölümüne daha önceden pozitif olduğu belirlenmiş
bir serum örneği konulmuştur. Negatif kontrol bölümüne de pozitifte olduğu
gibi negatif olduğu bilinen örnek damlatılmıştır. Konjugat kontrol bölümüne
sadece konjugat, PBS kontrol bölümüne de sadece PBS eklenmiştir. Testin
değerlendirilmesine pozitif, negatif, PBS ve konjugat kontrol alanları yardımcı
olmaktadır.
Köpeklerden alınan serum örneklerinden 10 µl’lik örnekler sulandırma
plaklarına alınmıştır. Üzerine 70 µl PBS konularak serum öneklerinin 1:8
sulandırması yapılmıştır. Daha sonra bu örneklerin herbirinin yarı yarıya PBS
ile karıştırılması ile 1:16, 1:32, 1:64, 1:128, 1:256, 1:512, 1:1024, 1:2048
oranlarında sulandırılmaları tamamlanmıştır. (Şekil 7) Yapılan sulandırmaların
1:128, 1:256, 1:512, 1:1024, 1:2048 oranında olanlardan 10 µl’ lik miktarlar,
antijenle kaplı lamlardaki (Şekil 8) şablonda belirlenen yerlerine aktarılmıştır.
İçerisinde nemli ortam oluşturulan kapalı kaplara alınan örnekler sıcaklığı 37
oC olarak ayarlanan etüv içerisine konulmuştur. 30 dakikalık süre sonunda
etüvden çıkarılan kaptaki örneklerin herbiri PBS yıkama solüsyonu ile 5’er kez
yıkanmıştır. Yıkama sonrasında havadar bir yere alınan lamlar kurutulmuştur.
Daha önceden 1:200 oranında sulandırılan konjugat lam üzerindeki örneklere
10 µl konulmuştur. Konjugatın da eklenmesinin ardından reaksiyonun
şekillenmesi için lamlar nemli ortamda tekrar 37oC de 30 dakika bekletilmiştir.
Etüvden çıkarılan örnekler PBS ile 5 kez yıkanmıştır.
Page 54
44
Şekil 7. Serum örneklerinin sulandırılması Şekil 8. Antijen kaplı lamlar
Yıkanan antijen lamlarının üzerine daha önceden hazırlanan gliserin
tampon kapatma solüsyonundan damlatılarak örneklerin bulunduğu alanlar
lamel (24×60 mm) ile kapatılmıştır.
Karanlık odada lamlar, floresan mikroskobunda neofluar X 20 objektifte
(ışık kaynağı olarak HBO 50 civa buharlı ampul ve mavi band filtre
kullanılarak, uyarma filtresi 490, engelleme filtresi 510 nm dalga boyunda)
değerlendirilmiştir.
2.2.4.4 Sonuçların Değerlendirilmesi
Lamlar floresan mikroskobu altında incelenirken öncelikle pozitif kontrol ve
negatif kontrol serumlarının bulunduğu sahalara bakılarak testin düzgün
çalışıp çalışmadığı tespit edilmiştir. Ardından herbir örneğin sulandırılması
incelenerek pozitif olan örnekler belirlenmiştir.
Parlak, sarı-yeşil floresan ışımanın görülmesi pozitif (Şekil 9) olarak
değerlendirilirken; sarı-yeşil floresan görülmediği mat, soluk görünüm negatif
(Şekil 10) olarak değerlendirilmiştir. Temel titre 1:128 ve üstü sulandırmalar
seropozitif olarak kabul edilmiştir (Abranches ve ark., 1991).
Page 55
45
3. BULGULAR
Bu çalışma Ankara’nın Altındağ, Çankaya, Etimesgut, Gölbaşı, Mamak,
Sincan ve Yenimahalle ilçelerinden gelen ya da getirilen köpeklerden kan
örnekleri alınarak, 2008-2009 yıllarında farklı yaş, vücut büyüklüğü, ırk ve
cinsiyette, rastgele seçilen 225 sokak köpeği ve 25 sahipli köpek ile yürütüldü.
Bu çalışmada 250 köpekten alınan kan serum örneklerinin IFAT ile
kontrolünde 1 köpekte (% 0,4) anti-Leishmania antikoru tespit edildi. Pozitif
bulunan köpek serumunda 1:2048 antikor titresi saptandı.
Seropozitif köpek Yenimahalle Belediyesi sınırlarında yaşayan, 5
yaşında, kangal ırkı bir erkek köpektir. Alınan anamnezde köpek sahibi,
köpeği iki yıldır araba tamirhanesinde bekçilik etmesi için beslediğini ve
aşılarını yaptırdığını belirtmiştir. Köpeğin seropozitif olarak belirlenmesinden
sonra trafik kazası sonucu öldüğü tespit edilmiştir. Köpek sahibi Leishmania
etkeni ile ilgili bilgilendirilmiş, sağlık kuruluşuna başvurması önerilmiştir.
Şekil 9. Seropozitif örnek Şekil 10. Seronegatif örnek
Page 56
46
4. TARTIŞMA
Leishmaniosis dünyanın çeşitli bölgelerinde görülen oldukça yaygın bir
enfeksiyondur. 20. yüzyılın başlarında keşfedilen insan leishmaniosisi, Eski ve
Yeni dünyada birçok odakta ve çeşitli formlarda tanımlanmıştır. Gerek
çocuklar, gerekse yetişkinler ile bağışıklık sistemi sorunları yaşayanlar
leishmaniosise duyarlıdırlar. İnsan VL’si ciddi bir hastalık olup, bazı bölgelerde
epidemi ve yüksek mortaliteye neden olabilir (Dereure ve ark, 1999).
Köpekler, L.infantum tarafından oluşturulan insan VL’nin en önemli
rezervuarıdır. Hastalığın köpekten köpeğe ve köpekten insana bulaşmasında,
enfekte ve subklinik köpeklerin rolü çok önemlidir (Vercammen ve ark, 1997).
Etkenin endemik olduğu ülkelerde köpeklerde ve insanlardaki klinik ve
subklinik leishmaniosis seroprevalansı birlikte değerlendirilmektedir
(Papadopoulou ve ark., 2005). Leishmaniosiste etkeni taşıdığı kesin olarak
ispatlanmış köpeklerin büyük bir bölümünde herhangi bir klinik semptom
görülmemektedir. Bu da çevresindekiler ve daha önemlisi halk sağlığı
açısından büyük tehdit oluşturmaktadır (Özensoy Töz ve ark., 2005a).
Avrupa topluğu içerisinde, diğer ülkelerden gelen ve seyahat eden
köpeklerin sayısı artmaktadır. Bazı bakteriler, flaria’lar ve ayrıca Leishmania
gibi protozoer etkenler de bu köpeklerle taşınmaktadır. Almanya’da yapılan bir
çalışmada ülke dışına seyahat hikâyesi bulunan köpeklerde Leishmania
seropozitif köpek sayısı % 17,7 olarak tespit edilmiştir (Hirsch ve Pantchev,
2008). Sadece Leishmania değil Babesia, Ehrlichia, Hepatozoon, Borrelia ve
Rickettsia gibi vektörler ile nakledilen diğer hastalıklar için de bu riskin varlığı
bildirilmiştir (Menn ve ark, 2010; Idexx Laboratories, 2010). Etkeni yurt
dışından alan köpeklerin Güney Amerika’dan özellikle de Latin Amerika
ülkelerinden geldiği bildirilmektedir ( Harms-Zwingenberger ve Bienzle, 2007).
Ülkemiz için de bu tehlikeler söz konusudur. Bazı bölgelerde vektör
Phlebotomus bulunmakta iken henüz hastalık tespit edilmemiştir. İlerleyen
zamanlarda bu bölgelere Leishmania etkenini taşıyan bir insan ya da
Page 57
47
rezervuar bir köpeğin gelmesiyle ileride hastalığın yaygınlığının bu bölgede
artması mümkündür. Bu ihtimal sadece leishmaniosis için değil, halk sağlığı
açısından tehdit oluşturan zoonoz bazı hastalıklar için de bu tehlike vardır ve
göz ardı edilmemelidir. Fakat Hollanda’da yapılan bir araştırmada ise seyahat
eden köpeklerin Leishmania etkeni ile enfekte olma riskinin çok az olduğu
belirtilmektedir (Teske ve ark., 2002).
Akdeniz’e sınırı olan ülkelerin tamamında CanL’e endemik olarak
rastlanmakla birlikte gerek ülkeler arasında, gerekse aynı ülke içindeki
bölgeler arasında hastalığın prevalansı farklılıklar göstermektedir. Bu sonuç
Akdeniz ve çevre ülkelerde daha önce yapılmış seroprevalans çalışmalarında
ortaya çıkan sonuçlarla benzerlik göstermektedir (Dereure ve ark., 1999).
Doğal ortam, çevre koşulları, bölgedeki köpek ve kum sineği
populasyonunun yoğunluğu CanL’in oluşumu için hayati koşullardır
(Ciaramella ve ark., 1997). Bosna-Hersek, Hırvatistan, Güney Kıbrıs, Fransa,
Yunanistan, İtalya, Malta, Portekiz ve İspanya stabil CanL’in görüldüğü Avrupa
ülkeleridir. Leishmaniosisin stabil olarak görülmesi yörelerin coğrafi ve nüfüs
dağılımı gibi özellikleriyle ilişkilidir. Bu özellikler şöyledir: yörenin kırsal veya
şehirleşmiş olması, ılıman iklime sahip tepelik bir bölge olması, yörenin rakımı,
kuvvetli rüzgarların olmaması ve bitki örtüsünün yeterli düzeyde bulunmasıdır
(Gradoni,1999).
Ankara’nın bazı bölgeleri modern kentleşmiş yapı göstermesine
rağmen halen merkez ilçelere bağlı köyler de bulunmaktadır. Bu köylerde,
çöplük çevresinde, neredeyse şehir merkezinde kalmış olan ağaçlık alanlarda
hem başı boş köpekler, hem de vektör Phlebotomus’lar yaşam için elverişli
alan bulmakta ve hastalık açısından risk oluşturmaktadır. Bu koşullar göz
önüne alındığında seropozitif köpeklerin hem diğer köpekler hem de insan
sağlığı açısından önemli risk oluşturduğu şüphesizdir ve gerekli önlemlerinin
alınması gerekmektedir.
Page 58
48
Köpek leishmaniosisinde yaşın herhangi bir predispozisyon
oluşturmadığı fakat seroprevalansın 7-8 yaşa kadar artış gösterdiği, bundan
sonra düşüşe geçtiği bildirilmektedir. Köpeklerin yaşlılığa bağlı ölümleri ve
yaşın ilerlemesiyle Phlebotomus’lara maruz kalma oranının artması yaşlılıkla
seroprevalans arasındaki pozitif ilişkiyi açıklamaktadır. Yapılan çalışmalarda
enfeksiyona maruz kalan köpeklerin 5 ay-15 yıl gibi çok geniş bir yaş aralığına
sahip olduğu, bununla birlikte yaş ortalamalarının 4-5 olduğu bildirilmektedir
(Fisa ve ark., 1999). Bu çalışmada da seropozitif bulunan köpeğin yaşının
literatürlerdeki enfekte hayvan yaş ortalaması ile uyumlu olduğu görülmüştür.
Köpekler ile yapılan bir çalışmada, vücut büyüklüğü, kıl uzunluğu ve
ırkın CanL’de herhangi predispozisyon yaratmadığını belirlenmiştir. Benzer
şekilde CanL’de cinsiyetin enfeksiyon oluşumunda herhangi bir
predispozisyon yaratmadığı, enfeksiyonun her iki cinsiyette de görülme
olasılığının eşit olduğu bildirilmiştir (Fisa ve ark., 1999). Bu çalışmada
enfeksiyona tek bir köpekte rastlanması, predispozisyon ve direnç
oluşturabilecek faktörler açısından enfeksiyonu değerlendirmeye olanak
vermemiştir.
Dünyada vektörler ile nakledilen hastalıkların kontrolü, tanısı ve
epidemiyolojisine ilişkin bilgiler parazit ve vektörler için uygun iklim bileşenleri
ve fazlasıyla sokak köpeği bulunmasına rağmen oldukça sınırlıdır. Vektör
arthropodlar ile nakledilen zoonoz köpek hastalıklarına karşı yapılacak olan
mücadele ve kontrol çalışmalarında başarı sağlanması için öncelikle bu
hastalıkların yaygınlığının belirlenmesi gerekmektedir. Ancak bu bilgilere
ulaşıldığında hastalıkların halk sağlığı açısından öneminin belirlenmesi ile
yapılacak kontrol ve mücadele yöntemlerinin tespiti yapılabilmektedir (Megat
Abd Rani ve ark., 2010).
Ankara’nın mücavir alanına dahil yedi ilçesinde gerçekleştirilen bu
çalışmada, Yenimahalle ilçesinden alınan kan serum örneklerinden birinde L.
infantum seropozitifliği tespit edilirken, diğer ilçelerden alınan serum
örneklerinin hiçbirinde seropozitiflik saptanmamıştır. Bu sonuç dikkate
Page 59
49
alındığında daha önce Ankara’da yapılan çalışma ( Aslantaş ve ark., 2005) ile
klinik olarak sağlıklı köpeklerde leishmaniosisin varlığı kesin olarak
belirlenmiştir.
Ankara’da Büyükşehir Belediyesi tarafından düzenli şekilde çevrede
insektisit uygulaması yapıldığı, bu uygulamaların her yıl Mayıs ayı içerisinde
başladığı ve Eylül ayının sonuna kadar sürdüğü, uygulamanın gün doğumu ve
gün batımında gerçekleştirildiği belirlenmiştir. Bu ilaçlamaların belediye
bünyesindeki Belpa Şirketi tarafından yapıldığı kendilerinden gelen yazı ile
belirtilmiştir. Bu araştırmada seroprevalansın düşük çıkmasına sokak
köpeklerinin hastalığın naklinde önemli rol oynayacak kadar uzun süre
yaşayamaması ve Ankara bölgesinde yapılan başarılı vektör mücadelesinin,
alt yapı çalışmalarının neden olduğu düşünülmektedir.
Page 60
50
5. SONUÇ VE ÖNERİLER
Türkiye’ nin başkenti olan Ankara’da oldukça fazla sayıda sahipli ve sokakta
yaşayan köpek bulunmaktadır. Sokak köpekleri özellikle bazı bölgelerde halk
sağlığı açısından tehdit oluşturmaktadır.
Sahipli köpeklerin bir kısmı sadece aşılamalar esnasında veteriner
hekim kontrolünden geçmektedir. Ankara’da klinikte çalışan veteriner
hekimlerin pekçoğu leishmaniosis hakkında çok az bilgiye sahiptir. Bunun
nedeni olarak Leishmania etkeninin daha çok Akdeniz, Ege ve Güneydoğu
Anadolu bölgelerinde görüldüğü ve Ankara’da bulunan köpekler için risk
taşımadığı düşünülmekte, teşhise yönelik yapılan klinik ve laboratuvar
muayenelerinde hastalık ile ilgili hiçbir uygulama yapılmamaktadır. Özellikle
deri rahatsızlıklarıyla veteriner hekime başvuran pek çok hastada
leishmaniosis akla gelmemektedir. Bu nedenle veteriner hekimlerin bu konuda
bilgilendirilmesi oldukça önemlidir.
Ankara Büyükşehir Belediyesi ile Çevre ve Orman Bakanlığı’ndan elde
edilen bilgilere göre: Mamak Belediyesi’nde Mamak çöplüğü ve civarının
sahipsiz köpeklerin barınmasına elverişli olması nedeniyle 12500;
Yenimahalle Belediyesi’nde sadece 150 köpeğin bulunduğu bir barınak
olmasına karşın 3000; Altındağ Belediyesi’nde özellikle çarpık kentleşmenin
yaygın olarak görüldüğü bölgelerde yoğun olmak üzere 2800, Sincan
Belediyesi’nde 225; Gölbaşı Belediyesi’nde özel bir vakfa ait bir barınakta
3000den fazla köpek barındırılmasına rağmen ilçe genelinde toplam 3344;
Etimesgut Belediyesi’nde 4000; Keçiören Belediyesi’nde 2700; Kazan
Belediyesi’nde 1100; Çankaya Belediyesi’nde 500 köpeklik bir barınak ve
Oran Sitesi ile ODTÜ ormanı çevresinde yoğun olarak 1800 evcil ve sahipsiz
köpek bulunduğu ilgili belediyeler tarafından bildirilmesine rağmen bu sayıların
gerçek ile bağdaşmadığı görülmektedir. Bazı rakamlar, olduğundan daha az
bazıları ise çok yüksek verilmiştir. Öncelikle bölgemiz için sokak hayvanı
Page 61
51
sayılarının belirlenerek bunların kayıt altına alınmaları leishmaniosis ve halk
sağlığını tehdit eden diğer hastalıklar açısından oldukça önemlidir.
Fransa’da yapılan bir çalışmada köpek leishmaniosis ile ilgili önceki
yıllara ait olan bütün literatürler incelenerek geriye dönük bir veri tabanı
taraması yapılmıştır. Yapılan bu taramanın sonucunda hem Fransa’nın rapor
edilen leishmaniosis vakalarının bir haritası yapılmış, hem de ileriye dönük
olarak bir risk haritası çıkarılmıştır (Chamaille ve ark, 2010). Buna benzer
çalışmaların Türkiye’de de yürütülmesi hastalığın ileride daha büyük bir tehlike
oluşturmasını engelleyeceği düşünülmektedir.
Page 62
52
ÖZET
Ankara Yöresindeki Köpeklerde Leishmaniosisin İndirekt Floresan
Antikor Testi (IFAT) ile Seroprevalansının Belirlenmesi
Köpek leishmaniosisi (CanL) Phelebotomus kum sinekleri tarafından
nakledilen, Leishmania infantum etkeninin oluşturduğu, zoonoz bir hastalıktır.
Bu çalışmada sağlıklı olduğu belirlenen 250 köpekten serum örneği alınarak
L.infantum antikorları için indirekt floresan antikor testi (IFAT) uygulandı.
Köpek kan örnekleri Altındağ, Çankaya, Etimesgut, Gölbaşı, Mamak, Sincan,
Yenimahalle gibi farklı ilçelerinden toplandı.
Bu çalışmada, amaç Ankara’daki köpek leishmaniasis’in
seroprevalansının belirlenmesidir. Yapılan inceleme sonunda bir köpek (%0,4)
L. infantum için seropozitif olarak bulundu. Seropozitif kan örneği Yenimahalle
ilçesinden alınmıştır.
Ankara yöresindeki 250 köpekten bir tanesi L. infantum için seropozitif
olarak bulundu. Bu sonuç bize Ankara yöresinde köpek leishmaniosisin
seroprevalansının düşük olduğunu gösterdi. Köpeklerde L.infantum’un
seroprevalansının düşük olmasına rağmen asemptomatik hayvanların
hastalığın yayılması için bir rezervuar olduğu göz önünde bulundurulmalıdır.
Anahtar Kelimeler: Ankara, Köpek, Leishmania infantum, IFAT
Page 63
53
SUMMARY
Detection of Canine Leishmaniosis Seroprevalance by Indirect
Fluorescent Antibody Test (IFAT) in Ankara Region
Canine leishmaniosis (CanL) is a zoonotic disease caused by Leishmania
infantum, a protozoan parasite transmitted by phlebotomine sandflies. In
present study A total number of 250 dog sera, which were collected from
apperantly healthy dogs, were tested for L. İnfantum antibodies by IFAT. The
blood samples were collected in different districts of Ankara such as Altındağ,
Çankaya, Etimesgut, Gölbaşı, Mamak, Sincan, Yenimahalle.
In this study, our aim was the detection of the seroprevalance of canine
leishmaniosis in Ankara. At the end of the examination, one of the dogs
(0,4%) was found to be seropositive for L.infantum. In particular, the
seropositive blood sample was collected from Yenimahalle district.
This result pointed out the low seroprevalance of canine leishmaniosis in
Ankara region. Although the seroprevalance of L.infantum in dogs is low, it
should be considered that the asymptomatic animals are a reservoir for the
spread of the disease
Key Words: Ankara, Dog, Leishmania infantum, IFAT
Page 64
54
KAYNAKLAR
.
ABRANCHES, P., SILVA-PERERIA, M.C., CONCEICAO-SILVA, F.M.,
SANTOS-GOMES, G.M., JANZ, J.G. (1991). Canine leishmaniasis:
pathological and ecological factors influencing transmission of infection. J.
Parasitol. 77: 557-561.
AK, M. (1997) .Enzyme linked immunosorbent assay (ELISA) Parazit
Hastalıklarnda Tanı. Ed: m. A. Özcel, N. Altıntaş. Türkiye Parazitol. Dern.
Yayın. No:15, 241-259.
AK, M., ÖZBEL, Y., ÖZENSOY, S.,TURGAY,N. (1995). Visceral Leishmaniosis.
İmmun Yetmezlikte Önemi Artan Parazit Hastalıkları. (Ed.)M. Ali Özcel.
Türkiye Parazitoloji Derneği Yayınları No:12. p:69-119.
AKOVA, M. (1993). Sistemik fungal enfeksiyonların tedavisinde amfoterisin B ve
liposomal amfoterisin B kullanımı. ANKEM Dergisi; 7, p:179-184
ALINE de ANDRADE R., REİS A.B., GONTİJO C. M. F., BRAGA L. B., ROCHA
R. D. R., ARAÚJO M. S. S., VİANNA L. R., MARTİNS- FİLHO O.A. (2007).
Clinical value of anti- Leishmania ( Leishmania) chagasi IgG titers
detected by flow cytometry to distinguish infected from vaccinated dogs.
Veterinary Immunology and Immunopathology, 116: 85- 97.
ALKAN, Z., ÖZBEL,Y., ÖZENSOY,S., ATAMBAY, M.(1997) Moleküler biyolojik
yöntemler. Parazit Hastalıklarnda Tanı. Ed: m. A. Özcel, N. Altıntaş.
Türkiye Parazitol. Dern. Yayın. No:15, 373-411.
ALTINTAŞ, N. (1995). Leishmania’ların Sınıflandırılması ve Tarihçesi. GAP
Projesini Tehdit Eden Parazit Hastalıkları (Ed) Prof. Dr. M. Ali Özcel.
T.Parazitoloji Derneği Yayını. p:97-131.
ANON. (2002a). Canine Leishmaniasis. Vetstream Limited Leishmaniasis Web
Site http://www.leishmaniasis.info/leishmaniasis_2.htm Erişim:06.10.2005
ANON. (2002b). Phlebotomine sand flies. Vetstream Web Site.
http://www.leishmaniasis.info/sandfly_2.htm. Erişim Tarihi: 06.10.2005.
Page 65
55
ANON. (2010). Sun Yat-Sen University. Bilingual Teaching Courses. Medical
Parasitology http://www.jpkc.sysu.edu.cn/jscx/textbook/six-4.html Erişim
Tarihi:08.06.2010
ARCARİ, M., BAXENDİNE, A., BENNETT, C.,E. (2006). Babesia,
Trypanosoma,& Leishmania. Volume 11, p:1-6
ASLANTAŞ,Ö., ÖZDEMİR,V., KİLİÇ,S., BABÜR,C. (2005). Seroepidemiology of
leptospirosis, toxoplasmosis and leishmaniosis among dogs in Ankara,
Turkey. Vet Parasitol;129: 187-191.
ASSAD, P. (2006).Leishmaniasis.http://www.the-travel-
doctor.com/leishmaniasis.htm Erişim Tarihi: 11.10.2006.
ATASOY, A., PASA, S., OZENSOY TOZ, S., ERTABAKLAR, H. (2010)
Seroprevalance of canine visceral leishmaniasis around the aegean cost
of Turkey. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 16: 1-6.
ATTAR,Z.J., CHANCE,M.L., El- SAFİ, S., CARNEY,J., AZAZY,A., El- HADİ,M.,
DOURADO, C.,HOMMEL,M. (2001). Latex agglutination test for the
detection of urinary antigens in visceral leishmaniasis. Acta Tropica., 78,
Issue 1,p: 11-16.
AYDENİZÖZ, M., YAĞCI, B. B., TAYLAN ÖZKAN,A., YASA DURU, S.,
GAZYAĞCI, A.N. (2010) Kırıkkale’deki köpeklerde mikrokültür yöntemi ve
IFAT ile visceral leismaniosisin prevalansının araştırılması. Türkiye
Parazitol. Derg., 34: 1-5.
BABÜR, C., ALTAŞ, G.M., ÇELEBİ, B., SEVGİLİ, M., TAYLAN ÖZKAN, A.,
GÖKÇEN, A.( 2007) Şanlıurfa yöresi sokak köpeklerinde toxoplazmosis,
leishmaniosis ve listeriosis’in seroprevalansı. Türk. Hij. Den. Biyol. Derg.,
64 (3): 11-16.
BAĞIROVA, M.İ., FARAMAZOV, A.Z., QARAYEV, Z.Ö. (2005). Azerbaycan’da
Leishmaniosis.XIV. Ulusal Parazitoloji Kongresi İzmir. Özet Kitabı. p:249-
251.
BECTHИK (2006). News of Infectology and Parasitology
http://www.infectology.ru/nosology/infectious/viral/pappataschi.aspx
BIGLINO,A., BOLLA,C., CONCIALDI,E., TRISCIUOGLIO,A., ROMANO,A.,
FERROGLIO,E. (2010). Asymptomatic Leishmania infantum in an area of
Page 66
56
northwestern Italy (Piedmont Region) where such infections are
traditionally nonendemic. J.Clinic. Microbiol; 48: 131-136.
CARDOSO, L., SCHALLING, H.D.F.H., CORDEIRO- DA- SILVA, A., CABRAL,
M., ALUNDA J.M., RODRIGUES M. (2007). Anti- Leishmania humoral and
cellular immune responses in naturally infected symptomatic and
asymptomatic dogs. Vet. Immun. Immunopathol., 117: 35-41.
CDC (2006b). Two case of visceral leishmaniasis in U.S. military personel
Afghanistan, 2002—2004. MMWR. Weekly./53(12); 265-268.
http:/www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a5.htm Erişim
tarihi:01.03.2006
CDC (2010). Leishmania amastigotes in monocytes.
http:/www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a7.htm Erişim
tarihi:12.06.2010
CDC.(2006a) Cutaneous leishmaniasis in U.S. military personel southwest
/Central Asia,2002--2004.MMWR Weekly./ 53 (12); 264-265.
http:/www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a4.htm Erişim
tarihi:01.03.2006.
CHAMAILLE,L., TRAN,A., MEUNIER, A., BOURDOISEAU, G., READY,
P.,DEDET, J.P. (2010). Environmental risk mapping of canine
leishmaniasis in France. Parasites& vectors, 3, p:1-24.
CHAMIZO, C., MORENO, J., ALVAR, J. (2005). Semi-quantitative analysis of
cytokine expression in asymptomatic canine leishmaniasis. Vet. Immun.
and Immunopathol; 103: 67-75.
ÇANAKÇI, T. (2007) Kuzey Kıbrıs Türk Cumhuriyeti’nde Köpeklerde Visseral
Leishmaniasis’in Klinik ve Serolojik Olarak Araştırılması. Doktora Tezi.
Ankara Üniv. Sağlık Bil. Enst.
ÇİÇEK, H., YAMAN, M., YAĞCI, Ş., KARAER, Z., (2005) Afyon yöresi
Phlebotomus (Diptera: Psychodidae) türleri. Ankara Üniv. Vet. Fak. Derg.,
52: 49-51.
DALDAL, N., ÖZBEL,Y. (1997). Phlebotomus spp. vektörlükleri ve kontrolu.
Artropod Hastalıklar ve Vektörler. M.A., Özcel; N. Daldal (Ed) Türkiye
Parazitol. Dern. Yayın; No:13,47-56
Page 67
57
DALDAL, N., ÖZENSOY, S., AKSOY, Ü., AKISÜ, Ç. (1997). Besiyerleri ve
hayvan inokulasyonları. Parazit Hastalıklarında Tanı. (Ed) M.A. Özcel,
N.Altıntaş. Türkiye Parazitol. Dern. Yayın., No: 15. 149-182.
DANTAS- TORRES, F., FELINTO DE BRITO, M.E., BRANDÃO- FILHO, S.P.
(2006). Seroepidemiological survey on canine leishmaniasis among dogs
from an urban area of Brazil. Vet. Parasitol.,140: 54-60.
DANTAS-TORRES, F. (2008). Canine vector-borne diseases in Brazil.
Parasites & Vectors, 1: 25 p:1-17
DANTAS-TORRES, F. (2009). Canine leishmaniosis in South America.
Parasites & Vectors, 1:25,p:1-17
DAY,M.J. (2007). Immunoglobulin G subclass distribution in canine
leishmaniosis: A review and analysis of pitfalls in interpretation. Vet.
Parasitol., 147: 2-7.
DEĞER, S., YAMAN, M. (2005). Van yöresi Phlebotominae
(Diptera:Psychodidae) türleri .YYÜ.Vet.Fak.Der,16: 55-59.
DEREURE, J., PRATLONG, F., DEDET, J. P. (1999). Geographical distribution
and the identification of parasites causing canine leishmaniasis in the
Mediterranean Basin. Proceedings of the International Canine
Leishmaniasis Forum. Barcelona. Spain. p:18–25
DESJEUX, P. (2002). Urbanization an increasing risk factor for leishmaniasis.
Weekly Epidemiol. Rec., 44, 365-371.
DIAKOU, A., PAPADFOPOULOS, E., LAZARIDES, K. (2009). Spesific anti-
Leishmania spp. antibodies in stray cats in Greece. J. Feline Med. Surg.,
11: 728-730.
DOĞAN, F. (1981). Leishmania enfeksiyonlarının epidemiyolojisi,
leyişmanya’ların rezervuar ve vektörleri. Leishmaniasis. (Ed) Ş. Yaşarol,
Türkiye Parazitol. Dern. Yayın No:2 ;25-50.
Erişim Tarihi: 12.11.2006.
FERRER, L. M. (1999). Clinical aspects of canine leishmaniasis. Proceedings of
a Canine Leishmaniasis Forum, Barcelona (Sitges) ,pp 6-10.
FISA, R., GALLEGO, M., CASTİLLEJO, S., AİSA, MJ., SERRA, T., RİERA, C.,
CARRİO, J.,GALLEGO, J., PORTUS, M. (1999). Epidemiology of canine
Page 68
58
leishmaniasis in Catalonia (Spain) the example of the Priorat focus. Vet.
Parasitol. 83(2): 87-97.
GODDARD, J. (1999). Bug Vectors. Leishmaniasis. Infect Med 16(9):566-569
GRADONI, L. (1999). Epizootiology of canine leishmaniasis in southern Europe.
Canine Leishmaniasis: an update. Proceedings of the International Canine
Leishmaniasis Forum. Barcelona. Spain. p:32 -39.
GÜLANBER, A., ARUN, S. S., ESATGİL ULUTAŞ, M. (2001). İstanbul’da Bir
Köpekte Visceral Leishmaniosis Olgusu. İ. Ü.Vet. Fak. Der., 2:20
ErişimTarihi:15.06.2006.http://www.istanbul.edu.tr/fakulteler/veteriner/vetfa
kdergi/yayinlar/2001-2/Makale-
GÜNEŞ,A. M., SEVİNİR, B., BAYTAN, B., GÜNAY, Ü., ÇALIŞKAN-AYNACI,D.
(2004). Kala-azar ve lipozomal amfoterisin B ile tedavi. Çocuk Sağlığı ve
Hastalıkları Dergi., 47: 103-106.
HANDEMİR,E., ÖNCEL, T.,KAMBURGİL K. (2004) İstanbul sokak köpeklerinde
visseral leishmaniasis seroprevalansı. Türkiye Parazitol. Derg., 28: 123-
125.
HARMS- ZWINGENBERGER, G., BIENZLE, U. (2007). Leishmaniasis in
Germany. Dtsch Arztebl; 104 (45): 3108-13.
HASSAN, M.M., OSMANO, F., EL-RABA’A, F.MA., SCHALLİNG H.DFH.,
ELNAİEM D.A. (2009). Role of the domestic dog as a reservoir host of
Leishmania donovani in eastern Sudan. Parasites & Vectors , 2: 26, p:1-7
HIRSCH, M., PANTCHEV, N. (2008). Vorkommenshäufigkeit der
Reisekrankheiten Leishmaniose, Ehrlichiose, Babesiose und Dirofilariose
bei in Deutschland lebenden Hunden. Kleintierpraxis 53, p:154-165.
IDEXX LABORATORİES. (2010). Reisekarnkheiten in Europa. Verbreitung,
Nachweismöglichkeiten, Prophylaxe und Therapia. Leishmaiose. IDEXX
Vet Med Labor. www.idexx.de Erişim Tarihi: 08.03.2010.
İÇA, A. (2007). Köpek Leishmaniosis’inde İmmunite. Tıbbi ve Veteriner
İmmunoparazitoloji. M. Ali Özcel, Abdullah İnci, Nevin Turgay, Ergun
Köroğlu (Ed).Türkiye Parazitol Dern Yayın No: 21. 468-473.
İÇEN, H., BABÜR, C., BADEMKIRAN, S., ÇELEBİ, B., ŞİMŞEK, A.,
ÖZYURTLU, N. (2010) Diyarbakır bölgesinde sahipsiz köpeklerde
Page 69
59
toxoplazmosis, leishmaniasis ve listeriozisin seroprevalansı. Türkiye
Parazitol. Derg., 34: 6-10.
KAMBURGİL, K., DİK, B.(1998) Köpeklerde visseral leishmaniosis’in indirekt
fluoresan antikor testi ( IFAT) ile tespiti. Türkiye Parazitol. Derg., 22: 348-
353.
KILLICK-KENDRICK,R., KILLICK-KENDRICK,M. (1999). Biology of sand fly
vectors of Mediterranean canine leishmaniasis. Proceedings of a Canine
Leishmaniasis Forum, Barcelona, Spain, p: 26-31.
KIT (2005). Biomedical Research. KIT (Royal Tropical Institute) Leishmaniasis.
http:/www.kit.nl/biomedical_research/html/leishmaniasi.aspn Erişim
tarihi:13.10.2005.
LEISHMANIA, ORG. (2006). Mappa leishmaniosi. http://www.leishmania.it/
Erişim tarihi:17.09.2006
LEVINE, N. (1985). Veterinary Protozoology. Genus Leishmania, First Edition.
p:48-53
LÓPEZ- PEÑA, M., ALEMAÑ, N., MUÑOZ, F., FODEVİLA, D., SUÁREZ, M. L.,
GOİCOA, A., NİETO, J. M. (2009). Visceral leishmaniasis with cardiac
involvement in a dog: a case. Acta Vet. Scan., 51, p:1-3.
LOPEZ-VELEZ, R. (2003). The impact of highly active antiretroviral therapy
(HAART) on visceral leishmaniasisi in Spanish patients who are co-
infected with HIV. Ann. Trop. Med. Parasitol., 97: (suppl.1) 143-147.
MAROLI, M. (2005). General perspective of control and protective measure in
leishmaniasis. 14. Ulusal Parazitoloji Kongresi.İzmir.Özet Kitabı.p:36-42.
MEGAT ABD RANI, P.A., IRWIN, P.J., GATNE, M., COLEMAN, G.T., TRAUB,
R.J. (2010). Canine vector-borne diseases in India: a review of the
literature and identification of existing knowledge gaps. Parasites &
Vectors, 3, p:1- 28.
MEHLHORN, H. (2001). Encyclopedic Reference of Parasitology. Biology,
Structure, Function Second Edition..p: 334-336.
MENN, B., LORENTZ, S., NAUCKE, T.J. (2010). Imported and travelling dogs
as carriers of canine vector-borne pathogens in Germany. Parasites &
Vectors, 3, p:1-5.
Page 70
60
METTLER,M., GRIMM,F., CAPELLI,G., CAMP,H., DEPLAZES,P. (2005).
Evaluation of enzyme- linked immunosorbent assay, an
immunofluorescent- antibody test, Two Rapid Tests
(Immunochromatographic- Dipstick of symptomatic and asymptomatic
Leishmania infections in dogs. J. Clin. Microbiol., 43: 5515-5519.
MİMİOĞLU,M.,GÖKSU,K.,SAYIN,F. (1968). Veteriner ve Tıbbi Protozooloji.
Ankara Üniv. Vet. Fak. Yayın, 232, Ders Kitabı:13,349-379.
NASAREDDIN, A., SALANT, H., ABDEEN, Z. (2008). Feline leishmaniasis in
Jarusalem: Serological investigation. Vet. Parasitol., 158: 364- 369.
NAUCKE, T.J., MENN, B., MASSBERG, D., LORENTZ, S. (2009). Sandflies
and leishmaniasis in Germany. Parasitol. Res, (Suppl. 1) 103: 65- 68.
NOLI, C., (1999). Canine leishmaniosis. Waltham Focus; 9, p:16-24.
OIE (Office International des Epizooties) (2004). Leishmanasis (cutaneus and
visceral) The Center for Food Security & Public Health . Last
Updated:Jun.2004
OK, Ü. Z., BALCIOĞLU, İ. C., ÖZKAN ,T. A., ÖZENSOY, S., ÖZBEL, Y. (2002).
Leishmaniasis in Turkey. Acta Tropica, 84: 43-48.
ONUL, B. (1974). İnfeksiyon Hastalıkları. Beşinci Baskı Ankara. Üniv. Tıp Fak.
Yayın:309, 910-916.
OPPERDOES, F. (2006). The Leishmaniasis.
http:/www.icp.ucl.ac.be/~opperd/parasites/leish5.htm Erişim tarihi:
25.06.2006
ORHAN,V.,YAŞAROL,Ş. (1981). Leishmania’ların Morfolojisi, Fizyolojisi ve
Evrimi. Ş. Yaşarol. (Ed) Leishmaniasis. Türkiye Parazitol. Dern. Yayın
No:2, 11-24.
OSHAGHI, M.A., RAVASAB, N.M., JAVADIAN, E., MOHABALI, M., HAJJARAN
H., ZARE Z., MOHTARAMI, F., RASSI, Y. (2009). Vektor incrimination of
sand flies in the most important visceral leishmaniasis focus in Iran. Am. J.
Trop. Med. Hyg., 81, p: 572-577.
OTRANTO, D., DANTAS-TORRES, F. (2010). Canine and feline vector-borne
diseases in Italy: current situation and perspectives. Parasites & Vectors .
3: 2, p:1-12
Page 71
61
OTRANTO, D., PARADIES, P., CAPRARIIS, D.D., STANNECK, D., TESTINI,
G., GRIMM, F., DEPLAZES, P., CAPELLI, G. (2009). Toward diagnosing
Leishmania infantum infection in asymptomatic dogs in an area where
leishmaniasis is endemic. Clin. Vac. Immunol.,16: 337-343.
ÖZBEL,Y., OSKAM,L., OZENSOY,S.,TURGAY,N., ALKAN,M.Z., JAFFE,C.L.,
ÖZCEL,M.A. (2000). A survey on canine leishmaniasis in western Turkey
by parasite, DNA and antibody detection assays. Acta Tropica, 74: 1-6.
ÖZCEL,M.A., ÜNER, A., ERTUĞ, S.(1997) Immunofloresans yöntem. Parazit
Hastalıklarnda Tanı. Ed: m. A. Özcel, N. Altıntaş. Türkiye Parazitol. Dern.
Yayın. No:15, 373-411.
ÖZENSOY, S., ÖZBEL, Y., TURGAY, N., ALKAN. M. Z., GÜL., K., GILMAN-
SACHS, A.,CHANG, REED, S. G., ÖZCEL, M.A. (1998). Serodiagnosis
and epidemiology of visceral leishmaniasis in Turkey. Am. J. Med. Hyg.,
59: 363-369.
ÖZENSOY, TÖZ,S., (2005). Pentavalan Antimoniyaller. Tıbbi Parazitolojide
Tanı. Ed: Ç. Akısü, M. Korkmaz. Koordinatör: M. A. Özcel. Türkiye
Parazitol. Dern. Yayın. No:20, 209-218.
ÖZENSOY, TÖZ,S., ERTABAKLAR,H., ÖZBEL,Y., BALCIOĞLU,C.İ.,
YILDIZLI,N., ALKAN,M.Z. (2005a). Seroprevalance of canine visceral
leishmaniasis in Kuşadası, Turkey. Turk J. Vet Anim. Sci., 29: 23-26.
ÖZENSOY, TÖZ,S., ERTABAKLAR,H., RASTGELDİ,S., AKTOLGALI,K.,
KORUDAĞ,E., ÖZBEL,Y. (2005c). Kuzey Kıbrıs’ta köpeklerde
leishmaniasis araştırması. XIV. Ulusal Parazitoloji Kongresi. İzmir.Özet
Kitabı, p:251.
ÖZENSOY, TÖZ,S., ÖZBEL,Y., ERTABAKLAR, H., YILDIZLI,N., KORKMAZ,M.,
ALKAN,M.Z. (2005b). Comparisons of clinical findings and serological
data in the diagnosis of canine leishmaniosis. Turk J. Vet. Anim. Sci., 29:
269-273.
PAPADOPOULOU, C., KOTOULA, A., DIMITRIOU, D., PANAGIOU, A.,
BOBOJIANNİ, C., ANTONIADES, G. (2005). Human and canine
leishmaniasis in asymptomatic and symptomatic population in
Northwestern Greece. J. Infect., 50, p:53-60.
Page 72
62
PARADIES, P., CAPELLI, G., CAFARCHIA, C., CAPRARIIS, D.D., SASANELLI,
M., OTRANTO, D. (2006). Incidences of canine leishmaniasis in an
endemic area of southern Italy. J. Vet. Med., 53: 295-298.
PEARSON, R.D., JERONIMO,S.M.B., SOUSA, A. Q., (2001). Principles and
Practice of Clinical Parasitology. Leishmaniasis. Edited by Gillespie, S.H.,
Pearson, R.D., 287-313.
READY, P.D. (2010). Leishmaniasis emergence in Europe. Eurosurveillance,15:
11
REITHINGER, R., QUINNELL, R. J., ALEXANDER, B., DAVIES, C. R. (2002).
Rapid detection of Leishmania infantum infection in dog: comparative
study using an immunochromatographic dipstick test, enzyme- linked
immunosobent assay, and PCR. J. Clini. Microbiol., 40: 2352-2356.
ROBERTS,L. S., JANOVY, J.,JR., (1996). Foundatıons of Parasitology. Gerald
d. Schmidt & Larry s. Roberts. Fifth Edition p:68-76.
ROSENTHAL, E., MARTY, P. (2003). Recent understanding in the treatment of
visceral leishmaniasis. J. Postgraduate Med.(JPGM)., 49: 61-68.
ROSSI, E., BONGIORNO, G., CIOLLI, E., DI MUCCIO, T., SCALONE, A.,
GRAMICCIA, M., GRADONI, L., MAROLI, M. (2008). Seasonal
phenology, host- blood feding preferences and natural Leishmania
infection of Phlebotomus perniciosus (Diptera, Psychodidae) in a high-
endemic focus of canine leishmaniasis in Rome province, Italy. Acta
Tropica, 105: 158-165.
SCHALLIG, H. D. F. H., CARDOSO, L., HOMMERS, M., KROON, N., BELLING,
G., RODRIGUES, M., SEMIĂ-SANTOS, S. J. AND VETTER,H. (2004).
Development of a dipstick assay for detection of Leishmania –specific
canine antibodies. J.Clin. Microbiol., 42 :193-197.
SCOTT, P. (2010). Cell and Molecular Biology. Immunology.Description of
Research Expertise.
http://www.med.upenn.edu/apps/faculty/index.php/g20000320/p4382139.
Erişim Tarihi: 08.06.2010
SHARMA, N. L., SOOD, A., ARORA, S.K., KANGA, A., MAHAJAN V.K., NEGI,
A.K., SHARMA A.K. (2009). Characteristics of Leishmania spp. isolated
Page 73
63
from a mixed focus of cutaneous and visceral Leishmaniasis in Himachal
Pradesh (India) . The Internet Journal of Third World Medicine., 7 :2-4.
SÖNMEZ TAMER,G., POLAT,E., ÖZENSOY TÖZ, S., ALTAŞ,K.(2008) Kozaeli
okak köpeklerinde visseral leishmaniasis seroprevalansı. Türkiye
Parazitol. Derg., 32: 183-186.
STANFORD EDU. (2006). Classification and Morphology.
http://www.stanford.edu/class/humbio103/ParaSites2003/Leishmania/Clas
s520and%... Erişim Tarihi: 29.03.2006.
STRAUSS-AYALI,D., BANETH,G. (2001). Canine visceral leishmaniosis. L.
Carmichael, (Ed),Recent Advences in Canine Infectious Diseases. Ithaca:
International Veterinary Information Service. http://www.ivis.org/,
Document No.A0107.0300.
TABAR, M-D., FRANCINO, O., ALTET, L., SÁNCHEZ, A., FERRER, L.,
ROURA, X. (2009). PCR survey of vectorborne pathogens in dogs living in
and around Barcelona an area endemic for leishmaniosis. Vet. Rec.,164:
112-116.
TAYLAN ÖZKAN,A., BABÜR, C., KILIÇ, S., ÖRGEV, C., ÖZENSOY TÖZ, S. (
2003) Sakarya sokak köpeklerinde visseral leishmaniasis’in indirekt
fluoresan antikor (IFAT) yöntemi ile araştırılması. Türkiye Parazitol. Derg.,
27: 97- 101.
TAYLOR, M.A., COOP, R.L., WALL, R.L. (2007). Leishmania donovani
infantum. Parasites of dogs and cats.. Veterinary Parasitology.Third
Edition. p:407-409.
TENTER, T., SCHNIEDER (2006). Erreger von Parasitosen: Taxonomie,
Systematik und allgemeine Merkmale. In: Veterinarmedizinsche
Parasitologie. Begründet von Josef Boch und Rudolf Supperer. Ed: T
Schnieder. 6., vollst�ndig überarbeitete und erweiterte Aulage, Parey,
Stuttgart. p: 26-72.
TESKE, E., VAN KNAPEN, F., BEIJER E. G. M., SLAPPENDEL, R. J. (2002).
Risk of infection with Leishmania spp. in the canine population in the
Netherland. Acta Vet. Scan.,43, p:195- 201.
TOK, H., SEVİL,N., ÖZENSOY TÖZ, S., ERTABAKLAR, H., BALCIOĞLU İ. C.,
DEMİR, S., ÖZBEL, Y., COŞKUN,M.( 2009) Çanakkale ili Ayvacık
Page 74
64
bölgesinde zoonotik visseral leishmaniasisin serolojik ve entomolojik
olarak araştırılması. Türkiye Parazitol. Derg., 33: 109-113.
UNAT, E. K. (1981). Leyişmanyazların Tarihçesi. Leishmaniasis. (Ed): Ş.
Yaşarol Türkiye Parazitol. Dern. Yayın no:2, 1-10.
VATANSEVER, Z., İÇA, A. (2005). Köpek ve kedilerin parazit hastalıklarında
tedavi. Burgu, A., Karaer, Z. Türkiye Parazitol. Dern. Yayın No:19 ,113-
117.
VERCAMMEN, F., BERKVENS, D., LE RAY, D., JACQUET, D., VERVOORT,
T. (1997). Development of a slide ELISA for canine leishmaniasis and
comparison with four serological tests. Vet Rec., 141: 328–330.
VOLF,P., OZBEL,Y., AKKAFA,F., SVOBODOVA,M., VOTYPKA,J., CHANG,K.P
(2000). Sand Flies (diptera: Phlebotominae) in Sanliurfa, Turkey:
relationship of phlebotomus sergenti with the epidemic of anthroponotic
cutaneous leishmaniasis. J. Med. Entomol.,39: 12-15.
WARD, D. E. (2003). Study of leishmania parasite may lead to vaccine, new
treatment. http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/mm5312a4.htm
ErişimTarihi:01.03.06.
YAŞAROL, Ş.(1981). Leishmaniasis. T. Parazitol. Dern. Yayın. Yayın No:2
Page 75
65
ÖZGEÇMİŞ I- Bireysel Bilgiler
Adı : Asiye Soyadı : KOÇAK Doğum yeri ve tarihi :Kızılcahamam,23/04/1979 Uyruğu : T.C. Medeni durumu : Bekar İletişim adresi ve telefonu :Hasankadı Tarım Merkezi Hasankadı Beldesi BARTIN GSM: 0 532 2209280
II- Eğitimi
Kayseri Erciyes Üniversitesi Veteriner Fakültesi (2002) Ankara KeçiörenFatih Sultan Mehmet Lisesi (1996) Ankara Keçiören Hüseyin Güllüoğlu Ortaokulu (1993) Ankara Altındağ Taşça İlkokulu (1990) Yabanci dil: İngilizce (ÜDS: 50)
III- Ünvanları
Veteriner Hekim (2002) IV- Mesleki Deneyimi
Onur Veteriner Kliniği (2005) Meliha Yılmaz Doğal Hayatı Koruma Vakfı (2003-2004) Ankara Büyükşehir Belediyesi Kurtuluş Evcil Hayvan Sağlık Merkezi (2004-2005) Ankara Büyükşehir Belediyesi Sokak Hayvanları Kısırlaştırma Projesi (2005-2006) Fourvet Hayvan Hastanesi (2006-2008) Tarım ve Köyişleri Bakanlığı Hasankadı Tarım Merkezi (2010)
V- Üye Olduğu Bilimsel Kuruluşlar
Türkiye Parazitoloji Derneği
Page 76
66
VI- Bilimsel İlgi Alanları
Yayınlar
Dergilerde yayınlanan makaleler: 1-Karaer, Z., Pınar, Z., Kar, S., Güven, E., Çakmak, A., Nalbantoğlu, S., Koçak, A., Alçığır, G., Emre, Z. (2009). Kanatlı coccidiosisine karşı oocystlerin irradiye edilmesi esasına dayalı aşı üretimi I-Tavuk coccidiosisinde altlıklardaki dışkılarda bulunan oocystlerin kantitatif olarak belirlenmesi ve sporlandırılması ile ilgili çalışmalar. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 15 (5): 795-800. 2-Kar Z., Karaer Z., Güven E., Nalbantoğlu S., Çakmak A., Ekdal K., Koçak, A. (2010). Kanatlı Coccidiosisine Karşı Oocystlerin İrradiye Edilmesi Esasına Dayalı Aşı Üretimi III- Eimeria spp. ve Eimeria maxima ile Enfekte Edilen Civcivlerde Oocystlerin Atılım Karakteristiği. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 16 (1): 91-96. 3-Güven, E., Nalbantoğlu, S., Orkun, Ö., Akçay, A., Koçak, A. (2010). Kırşehir İli Mucur Yöresinde Sığırlarda Görülen Eimeria Türlerinin Yaygınlığı. Kafkas Univ. Vet. Fak. Derg., 16 (3): 483-486.
Sözlü Bildiriler: 1-Karaer, Z., Güven, E., Kar, S., Nalbantoğlu, S., Koçak, A., Çakmak, A., Akçay, A. (2009). Ankara’da Kırım-Kongo Kanamalı Ateşi hastalığı ile ilgili olarak, 01.03.2008-.01.03.2009 tarihleri arasında insanlardan kan emen kenelerin farklı yönlerden yapılan değerlendirmeleri. 16. Ulusal Parazitoloji Kongresi, Adana. 2-Koçak, A., Nalbantoğlu, S., Güven, E., Ekdal, K., Orkun, Ö., Karaer, Z., Çakmak, A. (2009). Ankara’da evcil hayvan parkı ve hayvanat bahçesindeki çeşitli hayvanlarda coccidia türlerinin araştırılması. 16. Ulusal Parazitoloji Kongresi, Adana.
VII- Bilimsel Etkinlikleri
Katıldığı Sempozyumlar ve Kongreler 1-16. Ulusal Parazitoloji Kongresi, 1 -7 Kasım 2009, ADANA 2-II. Türkiye Zoonotik Hastalıklar (Kene Kaynaklı Enfeksiyonlar) Sempozyumu 27-28 Kasım 2008, Ankara 3- 15. Ulusal Parazitoloji Kongresi, 18-23 Kasım, 2007, KAYSERI
VIII- Diğer Bilgiler
Ankara Bölgesi Veteriner Hekimler Odası