Top Banner
STEM CELLS 2014;00:0000 www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 TISSUESPECIFIC STEM CELLS 1 Karlsruhe Institute of Technology, Institute of Toxicology and Genetics, Karlsruhe, Germany; 2 Institute of Neurobiology A. Fessard, CNRS UPR3294, GifsurYvette, France 6 correspondence: Uwe Strähle, Karlsruhe Institute of Technology, Institute of Toxicology and Genetics, Eggenstein, Germany, [email protected]; 3 current address: Centre for Pulmonary Hypertension Thoraxclinic and Institute of Human Genetics, University of Heidelberg, Im Neuenheimer Feld 366, Germany; 4 current address: Laboratoire de Biochimie et Génétique Moléculaire, Groupe d'Etude sur l'Inflammation Chronique et l'Obésité, Plateforme CYROI, Université de La Réunion, 97715 Saint Denis de La Réunion Cedex 09, France; 5 current address: Department of Pediatrics, Medical Faculty Mannheim, Heidelberg University, TheodorKutzerUfer 13, 68167 Mannheim, Germany Received May 21, 2014; accepted for publication September 27, 2014; available online without subscription through the open access option. ©AlphaMed Press 10665099/2014/$30.00/0 This article has been accepted for publication and undergone full peer review but has not been through the copyediting, typesetting, pagination and proofreading process which may lead to differences between this version and the Version of Record. Please cite this article as doi: 10.1002/stem.1883 The HelixLoopHelix Protein Id1 Controls Stem Cell Proliferation During Regenerative Neurogenesis in the Adult Zebrafish Telencephalon Rebecca Rodriguez Viales 1, 3 , Nicolas Diotel 1, 4 , Marco Ferg 1 , Olivier Armant 1 , Julia Eich 1 , Alessandro Alunni 2 , Martin März 1,5 , Laure BallyCuif 2 , Sepand Rastegar 1, 6 and Uwe Strähle 1, 6 Key words. id1 transcription regulators reactive neurogenesis expression atlas telencephalon zebrafish ABSTRACT The teleost brain has the remarkable ability to generate new neurons and to repair injuries during adult life stages. Maintaining lifelong neurogenesis requires careful management of neural stem cell pools. In a genomewide expression screen for transcription regulators (TRs), the id1 gene, encoding a negative regulator of Eproteins, was found to be upregulated in response to injury. id1 expression was mapped to quiescent type I neural stem cells in the adult telencephalic stem cell niche. Gain and loss of id1 function in vivo demonstrated that Id1 promotes stem cell quiescence. The increased id1 expression observed in neural stem cells in response to injury appeared independent of inflammatory signals, suggesting multiple antagonistic pathways in the regulation of reactive neurogenesis. Together, we propose that Id1 acts to maintain the neural stem cell pool by counteracting neurogenesispromoting signals. STEM CELLS 2014; 00:000–000 INTRODUCTION While the adult mammalian brain has a rather limited ability to generate new neurons and to repair injured nervous tissue, adult zebrafish form new neurons abundantly and repair brain lesions most effectively [1– 3]. Many regions of the adult zebrafish brain harbor neurogenic niches. In the adult telencephalon, for example, the entire ventricular zone produces new neurons that integrate into existing neural tissue [4–9]. A wound inflicted to the telencephalon leads to increased cell proliferation in the ventricular region within 2 to 3 days. The wound is healed in three weeks without remaining traces of the traumatic impact [10–12]. Although limited proliferation of oligodendrocytes and invading immune cells can be observed at the site of lesion [10, 12], new neurons are born distantly at the periventricular domain of the telencephalon [11]. These regions are occupied by the cell bodies of radial glial cells (RGCs), which extend long processes, reaching
19

The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

May 13, 2023

Download

Documents

Welcome message from author
This document is posted to help you gain knowledge. Please leave a comment to let me know what you think about it! Share it to your friends and learn new things together.
Transcript
Page 1: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

STEM CELLS 2014;00:00‐00 www.StemCells.com  ©AlphaMed Press 2014 

 

TISSUE‐SPECIFIC STEM CELLS  1Karlsruhe  Institute  of  Technology, Institute  of  Toxicology  and  Genetics, Karlsruhe, Germany; 2 Institute of Neu‐robiology  A.  Fessard,  CNRS  UPR3294, Gif‐sur‐Yvette, France  6correspondence:  Uwe  Strähle, Karlsruhe Institute of Technology, Insti‐tute  of  Toxicology  and  Genetics,  Eg‐genstein,  Germany, [email protected];  3current  ad‐dress: Centre for Pulmonary Hyperten‐sion  Thoraxclinic  and  Institute  of  Hu‐man  Genetics,  University  of  Heidel‐berg,  Im Neuenheimer  Feld  366, Ger‐many; 4current address: Laboratoire de Biochimie  et  Génétique  Moléculaire, Groupe  d'Etude  sur  l'Inflammation Chronique  et  l'Obésité,  Plateforme CYROI,  Université  de  La  Réunion, 97715 Saint Denis de La Réunion Cedex 09,  France;  5current  address:  Depart‐ment  of  Pediatrics,  Medical  Faculty Mannheim,  Heidelberg  University, Theodor‐Kutzer‐Ufer  1‐3,  68167 Mannheim, Germany  Received May  21,  2014;  accepted  for publication  September  27,  2014; available  online  without  subscription through the open access option.   ©AlphaMed Press  1066‐5099/2014/$30.00/0  This  article  has  been  accepted  for publication  and  undergone  full  peer review  but  has  not  been  through  the copyediting,  typesetting,  pagination and  proofreading  process  which  may lead  to  differences  between  this version  and  the  Version  of  Record. Please  cite  this  article  as  doi: 10.1002/stem.1883 

The Helix‐Loop‐Helix Protein Id1 Controls Stem Cell Proliferation During Regenerative Neuro‐genesis in the Adult Zebrafish Telencephalon 

 Rebecca Rodriguez Viales1, 3, Nicolas Diotel1, 4, Marco Ferg1, 

Olivier Armant1, Julia Eich1, Alessandro Alunni2, Martin März1,5, Laure Bally‐Cuif2, Sepand Rastegar1, 6 and Uwe Strähle1, 6  

Key words. id1 • transcription regulators • reactive neurogenesis • expres‐sion atlas • telencephalon • zebrafish 

 ABSTRACT 

 The teleost brain has the remarkable ability to generate new neurons and to repair injuries during adult life stages. Maintaining life‐long neurogene‐sis  requires  careful management of neural  stem  cell pools.  In a genome‐wide  expression  screen  for  transcription  regulators  (TRs),  the  id1  gene, encoding a negative regulator of E‐proteins, was found to be up‐regulated in response to injury. id1 expression was mapped to quiescent type I neu‐ral stem cells in the adult telencephalic stem cell niche. Gain and loss of id1 function in vivo demonstrated that Id1 promotes stem cell quiescence. The increased id1 expression observed in neural stem cells in response to injury appeared  independent  of  inflammatory  signals,  suggesting multiple  an‐tagonistic pathways  in  the  regulation of  reactive neurogenesis. Together, we propose that Id1 acts to maintain the neural stem cell pool by counter‐acting neurogenesis‐promoting signals. STEM CELLS 2014; 00:000–000 

  INTRODUCTION 

 While  the adult mammalian brain has a  rather  limited ability  to  generate  new  neurons  and  to  repair  injured nervous  tissue,  adult  zebrafish  form  new  neurons abundantly and repair brain lesions most effectively [1–3]. Many  regions  of  the  adult  zebrafish  brain  harbor neurogenic  niches.  In  the  adult  telencephalon,  for  ex‐ample,  the  entire  ventricular  zone produces new neu‐rons  that  integrate  into  existing neural  tissue  [4–9]. A 

wound inflicted to the telencephalon leads to increased cell proliferation  in the ventricular region within 2 to 3 days. The wound  is healed  in  three weeks without  re‐maining traces of the traumatic impact [10–12].  Although  limited proliferation of oligodendrocytes and invading  immune  cells  can  be  observed  at  the  site  of lesion  [10, 12], new neurons are born distantly at  the periventricular domain of the telencephalon [11]. These regions  are  occupied  by  the  cell  bodies  of  radial  glial cells  (RGCs),  which  extend  long  processes,  reaching 

Page 2: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

2

through  the parenchyma  to  the pial  surface. RGCs ex‐press  markers  such  as  Glial  acidic  fibrillary  protein (GFAP), Nestin and S100β, which are well‐known mark‐ers for neural stem cells in the murine telencephalon [6, 9,  13,  14]. Most  of  the  RGCs  are  normally  quiescent (type  I  cells). During  constitutive neurogenesis  a  small proportion of  these RGCs  (type  II  cells)  express  prolif‐eration markers  such as proliferating  cell nuclear anti‐gen (PCNA) and incorporate desoxythymidine analogues [6,  7,  9,  13,  15–17].  They  can  divide  symmetrically  or asymmetrically [18], thereby self‐renew and give rise to neuronal precursors (type III cells) [4, 7, 8]. Upon injury, many  RGCs  enter  the  cell  cycle  [10–12,  19].  Reactive neurogenesis in the zebrafish telencephalon can also be induced by  inflammatory  signals  such as  cysteinyl  leu‐kotrienes  [20],  accompanied  by  up‐regulation  of  the zinc finger transcription factor Gata3 [21].  Maintaining the neural stem cell pool during adulthood requires  a  fine‐tuned  balance  between  differentiation and self‐renewal. Activation of the Notch pathway con‐fers quiescence to RGCs during constitutive neurogene‐sis [15, 22]. Notch signaling has also been  implicated  in the  retention  of  neural  stem  cells  in  the mouse  brain [19,  23–25].  In  the  adult mouse,  several  lines  of  evi‐dence suggest that  Id genes also play a role  in mainte‐nance of the neural stem cell pool  [26–28].  Id proteins contain  a  helix‐loop‐helix  domain  and  are  negative regulators of basic helix‐loop‐helix transcription factors (bHLH). They bind  to  the HLH domain of  E  class bHLH proteins and prevent heterodimer  formation with Tcf3 (E12/47, E2A)  [29]. Mouse  Id1,  Id2,  Id3 proteins  regu‐late redundantly Rap1GAP and thereby control the ad‐hesive architecture of the stem cell niche [28]. Whether zebrafish  constitutive  and  reactive  neurogenesis  differ mechanistically  remains  to  be  thoroughly  examined. Chemical  inhibition of Notch signaling causes  increased proliferation  of  RGCs  in  the  pallium  of  the  uninjured brain  [15].  In  contrast Notch  signalling  is up‐regulated concomitantly with  cell proliferation  in  the  subpallium of the wounded telencephalon [30] suggesting opposite functions of Notch signaling in constitutive and reactive neurogenesis. Also, Gata3  is not  required  for  constitu‐tive neurogenesis [21].  Little  is  known  about  how  stem  cells  are maintained after  injury. We systematically analysed the expression of transcription regulators (TR) in the intact and injured telencephalon. We  identified  279  TR  genes whose  ex‐pression is altered by injury, providing a comprehensive expression map  of  the  injured  telencephalon.  Among these  genes,  id1  was  up‐regulated  specifically  in  the ventricular zone of injured brains, and functional analy‐sis of  id1 suggested a role  in maintaining the stem cell pool  in this context. The elevation of  id1  levels  is  inde‐pendent of  inflammatory signals. Our  results argue  for multiple  and  antagonistic  pathways  in  the  control  of reactive neurogenesis.     

MATERIAL AND METHODS  Fish maintenance and surgery Fish were bred and maintained as described  [31]. The data  were  acquired  from  analysis  of  the  wild‐type zebrafish  strain  AB2O2.Stab  wounds  were  intro‐duced as described by [10]. All zebrafish husbandry and experimental  procedures  were  performed  in  accor‐dance with  the German  law on Animal Protection and were approved by Regierungspräsidium Karlsruhe.   Cloning, protein‐DNA Interaction and RNA sequencing Standard procedures were used for cloning and protein DNA  interaction  studies  [32,  33]  (suppl. Material  and Methods). RNA  sequencing and  transcriptome analysis was carried out as described [32].   In situ analysis In  situ hybridization on 50  μm vibratome  sections was performed  as  described  [4,  34].  In  situ  hybridization with  digoxigenin  and  dinitrophenol‐11‐UTP  (DNP‐11‐UTP)  labeled  probes  was  performed  using  tyramide amplification (TSA Plus Cyanine 3 System, Perkin Elmer, Boston, MA) [10, 13]. Immunostainings were performed on  free‐floating  vibratome‐sections  [4].  Primary  anti‐bodies:  chicken  anti‐GFP  (1:1,000,  Aves  Labs), mouse anti‐PCNA  (1:250,  DAKO),  rabbit  anti‐S100  (1:500, DAKO),  rat  anti‐BrdU  (1:400,  Serotec),  mouse  anti‐glutamine‐synthase  (1:500, Millipore), mouse anti‐PSA‐NCAM  (1:500,  Chemicon,  Temecula,  CA).  Secondary antibodies: anti‐mouse,  ‐rat,  ‐rabbit and  ‐chicken Alexa 488 or 594 conjugated antibodies (,1:1000, Invitrogen).  Pictures were  acquired with  a  Leica  compound micro‐scope  (DM5000B)  or  a  laser  scanning  confocal micro‐scope Leica TCS2 SP5.For quantifications, 3 sections per brain were analysed. Cells were counted  in 3 different areas of each section, the dorso‐medial, the dorsal and the  dorsolateral  ventricular  zone.  Mean  fluorescent signal intensities of id1:EGFP expression were measured in the region of interest using ImageJ 1.44a. A paired t‐test of two datasets was performed to calculate the p‐value  (equal variances). Significance  is  indicated  in  the figures by asterisks: *: 0.01  ≤ p < 0.05, **: 0,01  ≤ p < 0,001, ***: p < 0,001.   Lipofection, injections and chemical treat‐ments Fish were  anesthetized with  Tricaine.  Using  a  syringe needle (30 G) a hole was introduced into the skull at the telecephalic‐diencephalic‐junction.  The  solution  was injected  into the ventricular fluid with a glass capillary. For  Lipofection  a mix  of  5  μl OptiMem medium,  5  μl Lipofectamine 2000 (Invitrogen) and 10 µl 1 µg/µl DNA diluted in OptiMem medium were used. In knock‐down experiments,  500  nl  of  vivo‐morpholinos  (Genetools, Ltd)  were  injected  at  250  μM.  Id1  morpholino: 

Page 3: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

3

TAGGTCCCACAACTTTCATTTTGGC;5  bp  mismatch  mor‐pholino: TAGCTGCCAGAACTTTGATTTTCGC.  For Zymosan A  induction, 100 nl 10 mg/ml Zymosan A Bioparticles  (Alexa‐488  conjugate,  Invitrogen,  Cat. No: Z‐23373) were  injected  [20]. BrdU was  injected  intrap‐eritoneally  [35]  4,  5,  6  and  7  days  after  the  vivo‐morpholino  injection  followed by a 3 weeks  chase be‐fore fish were killed and further processed as described [13].  Fish were treated with 10 μM LY‐411575 or 0.1% DMSO in the swimming water at 28°C.  Fish  were  kept  in  15  mg/L  dexamethasone  or  0.1% methanol alone  for 7 days. Stab wounds were  inflicted after 2 d treatment followed by expression analysis 5 d after injury.   RESULTS 

 Transcription regulatory genes regulated by injury of the telencephalon Differential expression of  transcription  regulators  (TRs) is  a  hallmark  of  neurogenesis  during  early  life  stages [32, 36]. We reasoned that this may also be the case for adult  regenerative  neurogenesis.  We  employed  in‐depth RNASeq  to  identify TR genes  regulated by  injury in  the  adult  telencephalon. Wounds were  inflicted  by inserting a needle through the skull into the right hemi‐sphere of the telencephalon [10]. Brains were prepared 5 days post‐lesion  (dpl), when the proliferation marker PCNA was maximally expressed [10]. Since the prolifera‐tive response was previously shown to be confined en‐tirely to the injured hemisphere [10], we used the unin‐jured side to determine the baseline of RNA expression. In each of the 3 sequencing repeats, 3 wounded hemi‐spheres  and  3  uninjured  hemispheres were  pooled  in test  and  control  samples,  respectively. We  generated more  than  800 Million  100  nt  paired‐end  reads  from wild  type  and  regenerating  adult  telencephala  (suppl. Tab. 1) and assessed  the expression of 28391 genes  in control  and  wounded  hemispheres,  providing  a  com‐prehensive view  into the transcriptome of the regener‐ating  zebrafish  brain.  Among  the misregulated  genes, 279  are  TR  genes  based  on  InterPro  protein  domain predictions [32]. We found that most of these TR genes were  induced upon  injury  (252 TR) while expression of 27  TR  genes was  decreased  compared  to  the  control hemisphere  (suppl.  Tab.  2). We  searched  for  signaling pathways and cellular processes known to converge on the 279 TR genes. The most prominent ones were  im‐mune response (jun, runx3, nfatc2, stat4, gata3, nfkb2, stat6,  stat1b),  apoptosis  (irf3,  pkz,  ddit3,  tp53,  nfkb2, atf3,  mych)  and  Wnt  signaling  (tcf7l2,  vim,  pparda, tcf7l1b, dvl2, dvl3).  To identify factors specifically expressed at the ventricu‐lar zone that may thus have a role  in the regulation of neural  stem  cells,  we  investigated  the  expression  of these  TR  genes  by  ISH  on  cross‐sections  through  the telencephalon  5  dpl  on  the  left  telencephalic  hemi‐

sphere. As a  source of TR cDNA probes  for expression mapping,  we  used  a  collection  of  2200  zebrafish  TR cDNAs  [32].  In  the  in  situ  analysis,  we  included  also probes of genes that were not significantly regulated in the RNASeq analysis but had an expression  in  the em‐bryonic telencephalon. More than 60 TR genes were up‐regulated  and  1  gene  (neurod6b) was  down‐regulated at  the  ventricular  zone  upon  injury  (suppl.  Tab.  3). Amongst those, we identified inhibitor of DNA binding 1 (id1), doublesex and mab‐3  related  transcription  factor like  family A2  (dmrta2),  leucine  zipper, putative  tumor suppressor  2a  (lzts2a),  notch  homolog  3  (notch3),  the bHLH  domain‐encoding  hairy‐related  4.5  (her4.5), achaete‐scute complex‐like 1a (ascl1a), MAD homolog 5 (smad5),  POU  class  3  homeobox  3a  (pou3f3a),  empty spiracles homeobox 3  (emx3), SRY‐box containing gene 2  (sox2),  9a  (sox9a)  and19b  (sox19b)  genes  to  be  up‐regulated  only  at  the  ventricular  zone  upon  lesioning (Fig. 1, suppl. Tab. 3). The expression of the  remaining genes was also affected  in other  regions  in addition  to the ventricular zone (suppl. Tab. 3). The injury‐regulated genes are enriched for particular classes of TRs such as the HMG  box  containing  Sox  (sox3,  sox9a,  sox19b)  or bHLH  domain  containg  factors  (IPR011598;  mycn, ascl1a,  tfeb,  her4.3,  id1,  nhlh2,  tal2,  neurod6b, BX088691.1).  A  number  of  genes  are  linked  to Notch signaling. These include the Notch receptor 3 as well as downstream  bHLH  genes  known  to  be  regulated  by Notch signaling (her4.3, her 4.5, ascl1a).   Id1 is maximally expressed at 5 days post‐lesion In mammals,  Id1  interacts with Hes bHLH proteins and is involved in maintenance of adult neural stem cells as opposed  to neurogenesis  [27, 37]. Thus,  the measured up‐regulation of id1 in the injured zebrafish telencepha‐lon, under conditions where neurogenesis is stimulated, was  rather  unexpected.  We  focused  our  subsequent analysis on id1. With the exception of the rostral migra‐tory stream (arrows, Fig. 2A),  id1 mRNA was expressed throughout  the ventricular domains of  the  telencepha‐lon  (Fig.  2A‐F):  High  levels were  detected  in  the  dor‐somedial  (Dm,  Fig.  2A,  D)  as well  as  the  dorsolateral ventricular  zone  (Dl, Fig. 2A, F) of  the pallium. Expres‐sion of id1 in the ventricular zone of the subpallium (Vv, Fig. 2A, B) and the dorsal region of the pallium (Dd, Fig. 2A, E) was less abundant.  To assess the kinetics of  increased  id1 expression upon injury, we performed  ISH with  id1 antisense probe on wounded brains at different  time points. No change  in expression was detected at 1 dpl  in comparison to  the uninjured site  (Fig. 2G). At 3 dpl, a slight up‐regulation of  id1  was  detectable  on  the  injured  side  (Fig.  2H), which became clearly obvious by 5 dpl (Fig. 2I).  id1 ex‐pression  then decreased at 7 dpl  (Fig. 2J) and  reached baseline levels at 14 dpl relative to the uninjured hemi‐sphere  (Fig.  2K).  Thus,  in  comparison  to Gata3  induc‐tion, which  is  up‐regulated  already  at  1  dpl  [21],  the 

Page 4: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

4

kinetics of id1 induction is slower and follows the profile of PCNA activation in RGCs [10, 12, 30].   Id1 is predominantly expressed in quiescent type I stem cells We next asked which cells express  id1 along the telen‐cephalic  ventricular  zone. We  performed  ISH with  id1 antisense RNA probe  in  combination with  immunohis‐tochemical staining for the stem cell marker S100β and PCNA  labeling  cells  in  cycle,  thereby distinguishing be‐tween  type  I  (PCNA‐,  S100β+)  and  type  II  stem  cells (PCNA+, S100β+)  [6].  id1  is predominantly expressed  in S100β+/PCNA‐ type  I cells  (85.1% ± 4.9%, n=7 animals), while  only  14.9%  ±  4.9%  of  the  S100β+/PCNA+  type  II cells are positive  for  id1 mRNA  (Fig. 3A‐E). We did not detect  id1  expression  in  PCNA+  and  S100β‐  type  III neuroblasts  (data  not  shown).  Thus,  id1  expression  in the  ventricular  zone  of  the  telencephalon  is  predomi‐nantly associated with non‐proliferating RGCs.  We  next  asked whether  this  pattern  of  expression  is changed  in response to  injury. To this end, we  inflicted a wound  in  the  telencephalon  and  stained  sections  5 dpI  with  id1  antisense  probe  and  antibodies  against S100β and PCNA. Overall, there were more id1‐positive cells  in  the  injured hemisphere  (suppl. Fig 1G)  in com‐parison  to  the  control  side  (suppl.  Fig  1B).  id1‐expressing  cells  co‐expressed  S100β  but  few  of  the id1+/S100β+ cells expressed also PCNA (suppl. Fig 1B‐J). Thus,  id1  was  predominantly  expressed  in  PCNA‐

/S100β+ non‐cycling RGCs also  in the  injured brain (Fig. 3E, suppl. Fig 1F). These results suggest that injury leads to  a  transient  expansion  of  quiescent  (S100β+/PCNA‐) stem cells. The proportion of id1+ cycling and quiescent RGCs  remains, however,  constant  in  injured  and unin‐jured hemispheres (compare Fig. 3E with suppl. Fig 1F).  To  confirm  these  observations, we  generated  a  trans‐genic  line  (Tg(id1:EGFP))  using  a BAC  clone  of  the  id1 locus  to  drive  enhanced  green  fluorescent  protein (EGFP) expression. EGFP faithfully reports expression of the endogenous id1 gene in the ventricular zone of the telencephalon  (suppl.  Fig.  2).  Immunohistochemistry showed  that  96.4%  ±  2.2%  of  the  EGFP‐positive  cells express  S100β  while  only  7.4%  ±  2.4%  of  the  EGFP‐positive  cells  express  PCNA  (Fig.  3F‐J)  confirming  that id1  is  predominantly  expressed  in  quiescent  RGCs. Moreover,  injury  induced  an  up‐regulation  of  EGFP  in the  wounded  hemisphere  (Fig.  3K‐N)  and  did  not change the predominant expression of  id1  in quiescent S100β+/PCNA‐ RGCs (Fig. 3X). Expression of id1 was only found  at  a  low  level  in  a  small  proportion  of  dividing type  II  cells  (S100β+/PCNA+)  (yellow  arrow,  Fig.  3O‐R), while most  type  II  cells  lacked  id1  expression  (white arrows, Fig. 3O‐R, Fig. 3X). Taken  together,  these data fully  support  the  notion  that  id1  is  predominantly  ex‐pressed  in  quiescent  type  I  (S100β+/PCNA‐)  stem  cells during both constitutive and reactive neurogenesis.  Another crucial question  is whether the  increase  in  id1 mRNA at  the ventricular zone  is only due to an overall 

increase in id1‐expressing cells or also to an increase of the expression  levels  in  individual cells. Type  I cells ex‐press higher levels of id1 mRNA in injured brains (suppl. Fig. 1A). We also found that injury induced higher levels of  id1:EGFP expression  in  individual cells of the  injured hemisphere  (Fig.  3W,  Z)  in  addition  to  the  significant increase  in  the number of EGFP‐positive  cells upon  in‐jury  (Fig. 3Y). These  results demonstrate  that both  the number of id1‐expressing cells as well as the level of id1 expression  in  individual  cells was higher  in  the  injured hemisphere.   id1 confers quiescence to stem cells The  selective  expression of  id1  in  type  I  cells  suggests that  it may confer quiescence to RGCs. To test this hy‐pothesis,  an  id1  expression  construct  (CMV:id1‐T2A‐EGFP)  was  lipofected  into  the  cells  lining  the  telen‐cephalic  ventricle. The  id1  coding  sequence was  fused to a self‐cleaving T2A peptide  [38, 39] and EGFP under the control of the CMV promoter. The cycling activity of transfected RGCs was analyzed 24 h later by co‐staining with EGFP, S100β and PCNA antibodies  (Fig. 4A–D’). A more  than  10‐fold  lower  proportion  of  PCNA‐positive cells was observed among S100β/Id1‐T2A‐EGFP double positive  cells  (0.4%  ±  0.6,  n=8  animals)  compared  to cells  transfected with GFP  alone  (4.4%  ± 1.6, n=8  ani‐mals; Fig. 4O). This  suggests  that  id1  increases  the oc‐currence of quiescent cells within the RGC population.   Knock‐down of id1 induces proliferation of RGCs and increases neurogenesis To determine whether  Id1 could be necessary  for RGC quiescence,  we  asked  whether  loss  of  id1  function would  lead  to  increased  proliferation  of  RGCs.  We knocked‐down  id1  by  ventricular  injection  of  a  vivo‐morpholino targeting  id1 (id1 MO). The knock‐down of id1 led to an overall increase of PCNA‐positive cells (557 ± 44 cells per section, n=6 animals; Fig. 5A‐C, G) in com‐parison  to  a  control  morpholino  (Ctrl  MO;  320  ±  57 cells, n=6 animals; Fig. 5D‐F, G) and to uninjected con‐trols (305 ± 37 cells, n=6 animals; Fig. 5G) at 5 dpl. Also, we  could  detect  a  1.9‐fold  higher  number  of  PCNA‐positive  type  II cells, while  the overall RGC number  re‐mained  unchanged  (Fig.  5G).  Thus,  it  appears  that knock‐down of  id1  shifts RGC  from  a quiescent  into  a proliferating  state. Morpholinos  can  cause  cell  death unspecifically  [40].  Apoptotic  cell  death  was  not  in‐creased  after  ventricular  injection  of morpholinos,  as assessed by TUNEL  staining  (data not  shown).  In  sum‐mary, these data support the notion that  id1 promotes the quiescence of RGCs in the zebrafish telencephalon.  To  test  if  the activation of RGCs after  id1 knock‐down leads  to  increased  neurogenesis, we  first  investigated the  expression  of  PSA‐NCAM,  a  marker  for  neuronal precursors  (type  III cells). We detected a significant  in‐crease of PSA‐NCAM in the periventricular region 5 days after  id1  knock‐down  (suppl.  Fig.  3A,  B).  To  assess whether  this  leads  also  to  an  increased  production  of 

Page 5: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

5

new  neurons,  we  performed  BrdU  lineage‐tracing  to‐gether  with  HuC/D  staining  specific  for  differentiated neurons. We  injected BrdU  intraperitoneally at 4, 5, 6 and 7 days after id1 MO injection and sacrificed the fish 3 weeks  later. More BrdU+/HuC/D+ cells were detected in id1 MO injected brains (43.7 ± 4.9 cells, n=6 animals) in comparison to the Ctrl MO (27.5 ± 3.3 cells, n=6 ani‐mals) and PBS  injected brains  (25.0 ± 3.0 cells; Fig. 5H and suppl. Fig. 3C‐H). Thus, knock‐down of  id1  leads to a net increase in neurogenesis.  Together,  these  results  indicate  that  id1  is  involved  in maintaining quiescence of RGCs. Thus, the  induction of id1  in  response  to  injury may  serve  to  limit  the prolif‐erative  response of RGCs  in  the  repair process. To ad‐dress this, the  id1 MO was injected into the ventricular fluid at 3 dpI. At 6 dpI,  the proliferation  state of RGCs was assessed by immunohistochemistry with PCNA and S100β antibodies. The percentage of type II cells among the total RGC number (41.9% ± 7.0% cells, n=6 animals) was 2.4‐fold higher  in  the  id1 knock‐down  in compari‐son to the Ctrl MO injected animals (16.5% ± 1.5%, n=6 animals,  Fig.  5I,  suppl.  Fig.  3I‐N)  or  PBS  injection  con‐trols (17.7% ± 5.0%, n=6 animals, Fig. 5I). These results show  that  id1 also  limits  the activation of RGCs during reactive neurogenesis.   Id1 and Gata3 are induced by distinct path‐ways in response to injury Inflammatory signals  induce  reactive neurogenesis and activation of Gata3  in  the zebrafish  telencephalon  [20, 21].  We  thus  tested  whether  id1  expression  is  con‐trolled by inflammatory signals upon injury. To this aim, we assessed id1 expression following injection of Zymo‐san A. id1 levels were not altered in Zymosan A‐injected brains (n=6 animals, Fig. 6A, B) relative to solvent injec‐tion (n=6 animals, Fig. 6C, D), as visualized using  in situ hybridization.  In  contrast,  gata3  mRNA  levels  were clearly  elevated  (Fig.  6E‐H).  Suppression  of  an  inflam‐matory  response by exposure  to dexamethasone abol‐ished  the  induction  of  gata3  after  lesion  [20].  Dexa‐methasone  treatment,  however,  did  not  reduce  the increase of  id1 expression  in the wounded hemisphere (n=6  animals,  Fig.  6I,  J).  In  contrast,  injury‐induced gata3 expression  (n=5 animals) was almost completely abolished by dexamethasone treatment (Fig. 6K, L). The effectiveness  of  dexamethasone  treatment  was  con‐firmed  by  qPCR  of  gata3  (3  dpl)  and  the  dexa‐methasone‐inducible  FKBP5  mRNA  (5  dpl)  (data  not shown)  [41, 42]. Hence,  increased expression of  id1  in type  I stem cells  in response to  injury does not rely on inflammatory signals.  Activation of the Notch pathway  induces quiescence  in the  uninjured  brain  [15].  Hence,  we  tested  whether chemical  inhibition  of  Notch  signaling with  LY‐411575 (LY)  [15,  18] would  affect  id1  expression.  Bath  treat‐ment  of  Tg(id1:EGFP)  zebrafish  in  10  µM  LY  did  not change  the  number  of  id1:EGFP‐positive  cells  in  com‐parison to DMSO controls (Fig. 6M). Also, its restriction to quiescent type I cells is not changed in LY‐treated fish 

(Fig. 6M). However, the same treatment led to a strong down‐regulation  of  her4.1 mRNA,  demonstrating  that the LY treatment was efficient (Fig. 6N, O, arrows). The same  unresponsiveness  was  noted  for  expression  of endogenous id1 mRNA after 48 h treatment (suppl. Fig. 4A‐D).  id1  mRNA  expression,  however,  appeared  de‐creased  after  5  days  of  treatment  (suppl.  Fig.  4A‐D), likely as a secondary consequence of RGC activation or division. As expected, LY triggered a massive increase in the number of proliferating  type  II and a  reduction of quiescent  type  I  cells  after  48  hours  and  5  days  of treatment  (suppl.  Fig.  4E‐P)  [22].  We  also  tested whether  the  induction  of  id1:gfp  upon  injury  of  the brain  involves Notch  signalling.  Inhibition of Notch did not alter the  induction of  id1:gfp 5 days after  injury of the  telencephalon  (data not  shown). Thus,  id1 expres‐sion appears  to be  controlled only  indirectly by Notch signalling.  Together,  the  results  suggest multiple,  dis‐tinct pathways  in the regulation of regenerative neuro‐genesis.   Interaction of id1 with bHLH transcription factors Id1  is a negative regulator of basic helix‐loop‐helix pro‐teins by forming heteroduplexes, preventing their bind‐ing to target DNA. We selected potential Id1 interaction partners  using  the  data  generated  by  the  ISH  screen (suppl.  Tab.  3)  [43].  bHLH  factors  her6,  her9,  her4.1, her4.5  and  ascl1a  were  expressed  in  the  ventricular zone  of  the  telencephalon,  while  neuroD  expression was mainly detected  in the pallium,  in the parenchyma and  along  the  periventricular  layer.  Tcf3,  an E12/47/E2A‐like  protein  known  to  interact with  bHLH factors  is  ubiquitously  expressed.  We  investigated whether  Id1 protein  can  interact with  these  transcrip‐tional  regulators by pull‐down studies. We synthesized Id1‐GFP protein and the bHLH transcriptional regulators fused to GST in vitro. Id1‐GFP was strongly pulled down by Tcf3, Her4.1, Her4.5, Her6 and Her9  (Fig. 7A). How‐ever,  Ascl1a  and  NeuroD  interacted  only  very weakly with  Id1‐GFP,  and  β‐Actin  as  negative  control  did  not pull down  Id1‐GFP at all (Fig. 7A). The GFP tag was not responsible  for  the  pull‐down,  as  it  did  not  reveal  an interaction with  the bHLH proteins  (Fig. 7B). Thus,  Id1 interacts  with  Her4.1,  Her4.5,  Her6,  Her9,  and  most strongly  with  Tcf3.  However,  only  very  weak  interac‐tions  were  observed  with  the  neuronal  specification proteins Ascl1 and NeuroD.   DISCUSSION 

 Changes in the expression of TR genes are a hallmark of neurogenesis  during  early  life  stages.  Here,  we  ana‐lysed,  at  a  transcriptome  level,  the  response  of  TR genes to injury of the telencephalon in the adult zebraf‐ish. We identified 279 TR genes that responded to injury by changes in expression levels, representing about one tenth of all TR genes encoded  in the zebrafish genome 

Page 6: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

6

[32]. Among  these,  64  TR  genes were  altered  in  their expression at  the  ventricular  zone and are  thus  candi‐date  regulators  of  stem  cell  function  in  response  to wounding  and  subsequent  regeneration.  We  focused our  further  analysis  on  one  of  these  factors,  the HLH factor  Id1.  We  provide  evidence  that  Id1  limits  the number  of  stem  cells  entering  the  cell  cycle  and  thus indirectly also  the number of new‐born neurons  in  re‐sponse to injury. We also show that id1 induction upon injury  is  independent  of  inflammation, which was  re‐cently  identified as a major driver of  the neurogenesis response  in  this  context. Thus,  instead of a  simple  re‐orientation  of  progenitors  towards  regeneration  upon injury,  our  data  rather  suggest  that  the  balance  be‐tween  multiple  and  antagonistic  regulatory  inputs, which  are  controlled  by  independent  pathways,  fine‐tunes stem cell proliferation and  fate during  regenera‐tion.   Transcriptional regulatory programmes of constitutive and reactive neurogenesis Given  the  substantial  injury  caused  by  stabbing  the brain with a syringe needle,  it is not too surprising that this triggers a massive immune response [20, 44], which is reflected  in the type of TR genes  induced by wound‐ing.  In  addition,  inflammatory  signals  activate  reactive neurogenesis [20]. We also observed linkage of some of the  induced TR genes  to  the Wnt and PDGF pathways. With  a Wnt  reporter  line  [45], Wnt  signaling was  de‐tected  in  blood  vessels  in  the  injured  and  uninjured brain but could not be  linked  to neurogenesis  (unpub‐lished). Another pathway over‐represented among  the identified TR genes is indicated by genes linked to Notch signaling. These genes  include the up‐regulation of the Notch3 receptor and genes downstream of it.   The role of id1 in the ventricular zone of the adult zebrafish telencephalon In  the  injured  telencephalon,  the  time  course  of  in‐crease of  id1 expression  succeeded  induction of gata3 [21] and roughly accompanied the described increase in proliferation  at  the  ventricular  zone  [10–12,  30].  This suggests that the response of  id1, unlike that of gata3, is not an immediate early response. In constitutive neu‐rogenesis,  id1  is almost exclusively expressed  in quies‐cent type I (S100β+, PCNA‐) and at low level in few type II RGCs (S100β+, PCNA+). Intriguingly, this specificity was maintained with a similar ratio upon injury in spite of an increase  in  the  number  of  RGCs.  Our  results  indicate that the increase of type I cells after injury is the result of  type  II  cells  being  pushed  back  by  Id1  into  quies‐cence. This  suggests  the existence of effective mecha‐nisms to retain this ratio during reactive neurogenesis.  Our gain‐ and  loss‐of‐function experiments argue  for a role  of  id1  in maintaining  this  balance  by  promoting RGC quiescence.  In  addition, upon  Id1  abrogation, we observed  an  increase  of  newly  born  post‐mitotic  neu‐rons which was roughly proportional to the number of 

reactivated RGCs. This strongly supports a specific  role for  Id1  in  the  control  of  the  neural  stem  cell  quies‐cence/activation  cycle.  Taken  together  these  results indicate  that  Id1  limits  the  proliferative  response  of RGCs both during constitutive and  regenerative neuro‐genesis. It has been suggested  in mouse that  increased neural  stem  cell  division  was  eventually  followed  by exhaustion  [46,  47].  Thus,  it  is  tempting  to  speculate that  the  function  of  Id1  may  overall  be  relevant  to maintaining a neural stem cell pool and homeostasis of the telencephalic germinal zone.   Multiple signals contribute to reactive neuro‐genesis A  central  question  is  how  stem  cells  are  regulated  to endow  the  zebrafish brain with  the  remarkable  ability to  completely  regenerate  lesions.  Acute  inflammatory signals  like  cysteinyl  leukotriene  or  Zymosan  A  were sufficient  for  the  initiation  of  proliferation  in  reactive neurogenesis  [20]. Suppression of an  inflammatory  re‐sponse by glucocorticoids blocked proliferation of RGCs and expression of Gata3, an  immediate early  response gene  in  regeneration  [20,  21].  To our  surprise,  id1  in‐duction  in  response  to  injury  could not be  suppressed by  anti‐inflammatory drugs. Also  in  contrast  to gata3, id1 was not  induced by sterile  inflammation. Thus,  the increase of id1 expression upon wounding> is regulated by distinct mechanisms.  Notch  signaling via  the Notch  receptor 3 has been  im‐plicated  in  the  induction of quiescence  in RGCs during constitutive neurogenesis in the telencephalon [15, 22]. This  function seems conserved  in  the regenerating spi‐nal cord  [48]. We observed up‐regulation of Notch sig‐naling  components  in  the  injured  telencephalic  hemi‐sphere  such  as  notch3,  and  her4  [22]. Notch  signaling was shown in different contexts to regulate id1 expres‐sion  [49–51],  and  a  simple  explanation  could  thus  be that  id1  expression  and  function  are  downstream  of Notch  signaling.  Upon  treatment  with  a  gamma‐secretase inhibitor for 48 h, id1 expression was however unaffected, while  the known Notch  target gene her4.1 was  strongly  suppressed  and NSC  activation was mas‐sive. After 5 days of Notch inhibition id1 expression was reduced. However,  this  is most  likely  the  indirect  con‐sequence  of  the  many  RGCs  having  entered  the  cell cycle  in  the  inhibitor  treated  animals.  Thus,  Id1  and Notch3 appear to belong to independent pathways con‐trolling  the  proliferative  state  of  RGCs  in  the  telen‐cephalon.  They may nevertheless  converge on  the  ex‐pression  or  function  of  Her  factors.  In  the  search  for alternative  inducers  of  id1  expression  in  the  injured telencephalon,  we  tested  BMP  [52,  53],  and  pros‐taglandin E2  [54], known  inducers of  id1 expression  in other  tissues. None  of  these  signals  appeared  to  con‐tribute  to  the  activation  of  id1  in  the  injured  telen‐cephalon (unpublished).  Irrespective of  the precise signals, our data are consis‐tent with  at  least  three  pathways  being  implicated  in the  regulation  of  RGCs,  comprising  one  stimulatory 

Page 7: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

7

pathway  (inflammation)  and  two  inhibitory  pathways (Notch,  Id1). Thus, rather than a  linear series of events activated upon  injury to stimulate neural stem cells for brain  repair,  our  data  suggest  the  existence  of  inde‐pendent  negative  feedback  loops  that  moderate  the neural  stem cell  response and may protect  them  from exhaustion. The  relevance of  these  loops  in vertebrate species where adult neurogenesis and regeneration are less efficient will be an interesting issue to address.   Mechanism of Id1 action A central question  is the mechanism by which  Id1 pro‐motes neural  stem  cell quiescence.  Triple  knock‐down of  the  Id1,  Id2 and  Id3 genes  in  the mouse  resulted  in loss  of  anchorage  of  neural  stem  cells  to  their  niche, loss of stemness and premature differentiation of neu‐ral  stem  cells  [28].  It  remains  to be  seen whether  the stem cell niches are under similar control under reactive neurogenesis in the injured zebrafish telencephalon.  Our  in vitro binding studies show that zebrafish  Id1  in‐teracts  with  Her  factors  and  the  ubiquitous  co‐factor Tcf3. Although zebrafish Id1 interacted only very weakly with  the proneural protein Ascl1a or  the neural differ‐entiation  protein  NeuroD,  it  can  still  block  activity  of these  proteins  by  binding  to  their  common  co‐factor Tcf3.  Our  data  support  the  notion  that  zebrafish  Id1 blocks  the activity of bHLH proneural proteins and  the bHLH neurogenesis  inhibitors of  the Her/Hes  class  ex‐pressed in the ventricular zone [37]. The function of Her factors  in  the  adult  zebrafish  telencephalon  has  not been  tested.  In mouse  fibroblasts  in culture, Hes1  is a key component of the core quiescence programme [55, 56].  In  the  zebrafish  adult  telencephalon,  her4  and her15  expression  are  downstream  of Notch3  signaling ([22]  and  unpub.).  Although  these  observations  may seem  at  odds with  the  function  of  Id1  demonstrated here, we note  that  the  interaction of  Id1 with Hes1  in 

mouse neural stem cells specifically affects the negative auto‐regulation of Hes1 on  its own promoter, but not its  interaction  with  other  targets  [37].  It  is  possible, therefore,  that  Id1 enhances  the  function of some Her factors  in  the  adult  zebrafish  telencephalon.  At  these high levels of Id1 in RGCs in the injured hemisphere, Id1 could alternatively exert a general block of bHLH factors overriding all Notch signalling.   ACKNOWLEDGMENTS 

 We  thank N. Borel, M. Rastegar, C.  Lederer,  T. Beil,  I. Baader, I. Foucher, M. Coolen, T. Dickmeis for technical support, advice or discussion.   FINANCIAL DISCLOSURE 

 This work was  supported  by  EU‐IP  ZF‐Health, NeuroX‐sys, Interreg NSB‐Upper Rhine and EraSysBioPLUS to US, and by ERC AdG 322936 to LBC. The funders had no role in study design, data collection and analysis, decision to publish or in the preparation of the manuscript.   COMPETING INTEREST 

 The authors declare no competing financial interests.   AUTHOR CONTRIBUTIONS 

 S.R.: and U.S.: designed the experiments and supervised the work; R.R.V., N.D., M.F.,  J.E., A.A.  and M.M.:  con‐ducted the experiments; R.R.V., N.D., L.B., S.R. and U.S.: analyzed  the data; O.A.: provided  the RNA  sequencing data and performed  the bioinformatic analysis; R.R.V., S.R.: and U.S.: wrote the manuscript.  

  REFERENCES 

 1  Schmidt  R,  Strähle  U,  Scholpp  S. 

Neurogenesis in zebrafish ‐‐ from embryo to  adult.  NEURAL  DEV  2013;8(1):3. Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23433260. Accessed February 28, 2013.  

2  Kizil  C,  Dudczig  S,  Kyritsis  N,  et  al.  The chemokine  receptor  cxcr5  regulates  the regenerative  neurogenesis  response  in the  adult  zebrafish  brain.  NEURAL  DEV 2012;7:27.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3441421&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed March 11, 2013.  

3  Zupanc  GKH,  Sîrbulescu  RF.  Adult neurogenesis and neuronal  regeneration in  the  central nervous  system of  teleost fish. EUR J NEUROSCI 2011;34(6):917–29. Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21929625. Accessed October 16, 2012.  

4  Adolf  B,  Chapouton  P,  Lam  CS,  et  al. Conserved and acquired features of adult neurogenesis  in  the  zebrafish telencephalon.  DEV  BIOL 2006;295(1):278–93.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16828638. Accessed July 14, 2012.  

5  Lindsey  BW,  Darabie  A,  Tropepe  V.  The cellular  composition  of  neurogenic periventricular  zones  in  the  adult zebrafish  forebrain.  J  COMP  NEUROL 2012;520(10):2275–316.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22318736. Accessed September 13, 2012.  

6  März  M,  Chapouton  P,  Diotel  N,  et  al. Heterogeneity in progenitor cell subtypes in  the  ventricular  zone  of  the  zebrafish adult  telencephalon.  GLIA 2010;58(7):870–88.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20155821. Accessed August 2, 2012.  

7  Pellegrini  E,  Mouriec  K,  Anglade  I,  et  al. Identification  of  aromatase‐positive radial glial cells as progenitor cells  in the ventricular  layer  of  the  forebrain  in 

zebrafish.  J  COMP  NEUROL 2007;501(1):150–67.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17206614. Accessed July 2, 2013.  

8  Grandel  H,  Kaslin  J,  Ganz  J,  et  al.  Neural stem cells and neurogenesis  in  the adult zebrafish  brain:  origin,  proliferation dynamics,  migration  and  cell  fate.  DEV BIOL  2006;295(1):263–77.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/16682018. Accessed July 21, 2012.  

9  Ganz  J,  Kaslin  J,  Hochmann  S,  et  al. Heterogeneity  and  Fgf  dependence  of adult neural progenitors  in  the zebrafish telencephalon.  GLIA  2010;58(11):1345–63.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20607866. Accessed October 12, 2012.  

10  März  M,  Schmidt  R,  Rastegar  S,  et  al. Regenerative  response  following  stab injury  in  the  adult  zebrafish telencephalon.  DEV  DYN 2011;240(9):2221–31.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22016188. Accessed September 13, 2012.  

Page 8: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

8

11 Kroehne V, Freudenreich D, Hans S, et al. Regeneration of the adult zebrafish brain from  neurogenic  radial  glia‐type progenitors.  DEVELOPMENT 2011;138(22):4831–41.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22007133. Accessed July 13, 2012.  

12 Baumgart EV, Barbosa JS, Bally‐Cuif L, et al. Stab  wound  injury  of  the  zebrafish telencephalon:  a model  for  comparative analysis  of  reactive  gliosis.  GLIA 2012;60(3):343–57.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22105794. Accessed September 13, 2012.  

13  Lam  CS,  März  M,  Strähle  U.  Gfap  and Nestin  Reporter  Lines  Reveal Characteristics  of  Neural  Progenitors  in the  Adult  Zebrafish  Brain.  DEV  DYN 2009;238(2):475–86.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19161226. Accessed September 3, 2012.  

14  Ludwin  SK,  Kosek  JC,  Eng  LF.  The topographical  distribution  of  S‐100  and GFA  proteins  in  the  adult  rat  brain:  an immunohistochemical  study  using horseradish  peroxidase‐labelled antibodies.  J  COMP  NEUROL 1976;165(2):197–207.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1107363. Accessed August 12, 2013.  

15  Chapouton  P,  Skupien  P,  Hesl  B,  et  al. Notch activity  levels  control  the balance between  quiescence  and  recruitment  of adult  neural  stem  cells.  J  NEUROSCI 2010;30(23):7961–74.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20534844. Accessed July 30, 2012.  

16 Topp S, Stigloher C, Komisarczuk AZ, et al. Fgf signaling  in the zebrafish adult brain: association of Fgf activity with ventricular zones but not  cell proliferation.  J COMP NEUROL  2008;510(4):422–39.  Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18666124. Accessed August 1, 2013.  

17  Diotel  N,  Page  Y  Le,  Mouriec  K,  et  al. Aromatase  in  the  brain  of  teleost  fish: expression,  regulation  and  putative functions.  FRONT  NEUROENDOCR. 2010;31(2):172–92.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20116395. Accessed October 6, 2012.  

18 Rothenaigner I, Krecsmarik M, Hayes J a, et al. Clonal analysis by distinct viral vectors identifies  bona  fide  neural  stem  cells  in the  adult  zebrafish  telencephalon  and characterizes  their  division  properties and  fate.  DEVELOPMENT 2011;138(8):1459–69.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21367818. Accessed July 13, 2012.  

19  Imayoshi I, Sakamoto M, Yamaguchi M, et al.  Essential  roles  of  Notch  signaling  in maintenance  of  neural  stem  cells  in developing and adult brains. J NEUROSCI 2010;30(9):3489–98.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20203209. Accessed August 10, 2012.  

20  Kyritsis  N,  Kizil  C,  Zocher  S,  et  al.  Acute inflammation  initiates  the  regenerative response  in  the  adult  zebrafish  brain. SCIENCE  2012;338(6112):1353–6. Available  at: 

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23138980. Accessed March 21, 2014.  

21  Kizil  C,  Kyritsis  N,  Dudczig  S,  et  al. Regenerative  Neurogenesis  from  Neural Progenitor  Cells  Requires  Injury‐Induced Expression of Gata3. DEVCELL 2012:1–8. Available  at: http://linkinghub.elsevier.com/retrieve/pii/S1534580712004777.  Accessed November 16, 2012.  

22  Alunni  A,  Krecsmarik M,  Bosco  A,  et  al. Notch3  signaling  gates  cell  cycle  entry and  limits  neural  stem  cell  amplification in  the  adult  pallium.  DEVELOPMENT 2013;140(16):3335–47.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23863484. Accessed July 31, 2013.  

23  Basak  O,  Giachino  C,  Fiorini  E,  et  al. Neurogenic  subventricular  zone stem/progenitor  cells  are  Notch1‐dependent  in  their  active  but  not quiescent  state.  J  NEUROSCI 2012;32(16):5654–66.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22514327. Accessed March 6, 2013.  

24 Ables JL, Decarolis NA, Johnson MA, et al. Notch1  is  required  for  maintenance  of the  reservoir of adult hippocampal  stem cells. J NEUROSCI 2010;30(31):10484–92. Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=2935844&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed February 28, 2013.  

25  Ehm  O,  Göritz  C,  Covic  M,  et  al. RBPJkappa‐dependent  signaling  is essential  for  long‐term  maintenance  of neural  stem  cells  in  the  adult hippocampus.  J  NEUROSCI 2010;30(41):13794–807.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20943920. Accessed August 10, 2013.  

26  Jung S, Park R‐H, Kim S, et al.  Id proteins facilitate self‐renewal and proliferation of neural  stem  cells.  STEM  CELLS  DEV 2010;19(6):831–41.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19757990. Accessed April 23, 2013.  

27  Nam  H,  Benezra  R.  High  levels  of  Id1 expression  define  B1  type  adult  neural stem  cells.  CELL  STEM  CELL 2009;5(5):515–26.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=2775820&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed October 16, 2012.  

28 Niola F, Zhao X, Singh D, et al.  Id proteins synchronize  stemness  and  anchorage  to the niche of neural stem cells. NAT CELL BIOL  2012;14(5):477–87.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22522171. Accessed October 9, 2012.  

29 Gribble  SL, Kim H‐S, Bonner  J,  et  al.  Tcf3 inhibits  spinal  cord  neurogenesis  by regulating  sox4a  expression. DEVELOPMENT  2009;136(5):781–9. Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=2685945&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed August 13, 2013.  

30  Kishimoto  N,  Shimizu  K,  Sawamoto  K. Neuronal  regeneration  in  a  zebrafish model  of  adult  brain  injury. DIS MODEL 

MECH  2012;5(2):200–9.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3291641&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed October 9, 2012.  

31  Westerfield  M.  The  Zebrafish  Book.  A guide  for  the  laboratory use of  zebrafish (Danio  rerio).  5th  ed.  Univ.  of  Oregon Press, Eugene; 2007.  

32  Armant  O,  März  M,  Schmidt  R,  et  al. Genome‐wide,  whole  mount  in  situ analysis  of  transcriptional  regulators  in zebrafish  embryos.  DEV  BIOL 2013;380(2):351–362.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/23684812. Accessed May 21, 2013.  

33 Green M, Sambrook  J. Molecular Cloning: A  Laboratory  Manual.  4the  editi.  Cold Spring Harbor Laboratory; 2012:2028.  

34  Schmidt  R,  Beil  T,  Strähle  U,  et  al.  Stab wound  injury  of  the  zebrafish  adult telencephalon:  a  method  to  investigate vertebrate  brain  neurogenesis  and regeneration.  J  VIS  EXP  2014;(90). Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25146302. Accessed September 10, 2014.  

35 Chapouton P, Adolf B, Leucht C, et al. Her5 Expression Reveals a Pool of Neural Stem Cells  in  the  Adult  Zebrafish  Midbrain. DEVELOPMENT  2006;133(21):4293–303. Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17038515. Accessed September 13, 2012.  

36  Ferg  M,  Armant  O,  Yang  L,  et  al.  Gene transcription  in  the  zebrafish  embryo: regulators  and  networks.  BR.  FUNCT GENOMICS 2014;13(2):131–43. Available at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/24152666. Accessed March 24, 2014.  

37  Bai  G,  Sheng  N,  Xie  Z,  et  al.  Id  sustains Hes1  expression  to  inhibit  precocious neurogenesis  by  releasing  negative autoregulation  of  Hes1.  DEV  CELL 2007;13(2):283–97.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17681138. Accessed October 16, 2012.  

38  Provost  E,  Rhee  J,  Leach  SD.  Viral  2A peptides  allow  expression  of  multiple proteins  from a  single ORF  in  transgenic zebrafish  embryos.  GENESIS 2007;45(10):625–9.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17941043. Accessed August 12, 2013.  

39 Hans S, Freudenreich D, Geffarth M, et al. Generation  of  a  non‐leaky  heat  shock‐inducible Cre  line  for conditional Cre/lox strategies  in  zebrafish.  DEV  DYN 2011;240(1):108–15.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21117149. Accessed October 12, 2012.  

40  Robu ME,  Larson  JD, Nasevicius  A,  et  al. p53  activation  by  knockdown technologies. PLOS GENET 2007;3(5):e78. Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=1877875&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed March 1, 2013.  

41 Weger  BD, Weger M, Nusser M,  et  al. A chemical  screening  system  for glucocorticoid  stress  hormone  signaling in  an  intact  vertebrate. ACS CHEM BIOL 

Page 9: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

9

2012;7(7):1178–83.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3401037&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed April 24, 2013.  

42  Scharf  SH,  Liebl  C,  Binder  EB,  et  al. Expression  and  regulation  of  the  Fkbp5 gene in the adult mouse brain. PLOS ONE 2011;6(2):e16883.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3036725&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed April 4, 2013.  

43 Chapouton P, Webb KJ, Stigloher C, et al. Expression  of  hairy/enhancer  of  split genes  in  neural  progenitors  and neurogenesis  domains  of  the  adult zebrafish  brain.  J  COMP  NEUROL 2011;519(9):1748–69.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21452233. Accessed September 13, 2012.  

44  März  M,  Schmidt  R,  Rastegar  S,  et  al. Expression  of  the  transcription  factor Olig2  in  proliferating  cells  in  the  adult zebrafish  telencephalon.  DEV  DYN 2010;239(12):3336–49.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20981834. Accessed July 24, 2012.  

45 Moro E, Ozhan‐Kizil G, Mongera A, et al. In vivo  Wnt  signaling  tracing  through  a transgenic  biosensor  fish  reveals  novel activity  domains.  DEV  BIOL 2012;366(2):327–40.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22546689. Accessed August 7, 2013.  

46  Encinas  JM,  Sierra  A.  Neural  stem  cell deforestation  as  the main  force  driving the  age‐related  decline  in  adult hippocampal  neurogenesis.  BEHAV BRAIN RES. 2012;227(2):433–9. Available at: 

http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22019362. Accessed February 25, 2014.  

47 Encinas JM, Michurina T V, Peunova N, et al.  Division‐coupled  astrocytic differentiation and age‐related depletion of  neural  stem  cells  in  the  adult hippocampus.  CELL  STEM  CELL 2011;8(5):566–79.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3286186&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed February 25, 2014.  

48  Dias  TB,  Yang  Y‐J,  Ogai  K,  et  al.  Notch signaling  controls  generation  of  motor neurons  in  the  lesioned  spinal  cord  of adult  zebrafish.  J  NEUROSCI 2012;32(9):3245–52.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22378895. Accessed October 15, 2012.  

49 Wang H‐C, Peng V, Zhao Y, et al. Enhanced Notch activation is advantageous but not essential  for  T  cell  lymphomagenesis  in Id1  transgenic  mice.  PLOS  ONE 2012;7(2):e32944.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=3290631&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed May 14, 2013.  

50 Reynaud‐Deonauth S, Zhang H, Afouda A, et  al.  Notch  signaling  is  involved  in  the regulation  of  Id3  gene  transcription during  Xenopus  embryogenesis. DIFFERENTIATION  2002;69(4‐5):198–208.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/11841478. Accessed May 14, 2013.  

51  Wang  H‐C,  Perry  SS,  Sun  X‐H.  Id1 attenuates Notch signaling and impairs T‐cell  commitment  by  elevating  Deltex1 expression.  MOL  CELL  BIOL 2009;29(17):4640–52.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/artic

lerender.fcgi?artid=2725715&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed April 22, 2013.  

52 Hollnagel A, Oehlmann V, Heymer J, et al. Id  genes  are  direct  targets  of  bone morphogenetic  protein  induction  in embryonic  stem  cells.  J  BIOL  CHEM 1999;274(28):19838–45.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/10391928. Accessed May 14, 2013.  

53  Katagiri  T,  Imada  M,  Yanai  T,  et  al. Identification  of  a  BMP‐responsive element  in Id1, the gene for  inhibition of myogenesis.  GENES  CELLS 2002;7(9):949–60.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/12296825. Accessed May 14, 2013.  

54 Subbaramaiah K, Benezra R, Hudis C, et al. Cyclooxygenase‐2‐derived  prostaglandin E2  stimulates  Id‐1  transcription.  J  BIOL CHEM  2008;283(49):33955–68. Available at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=2662219&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed February 22, 2013.  

55  Sang  L, Coller HA, Roberts  JM. Control of the reversibility of cellular quiescence by the  transcriptional  repressor  HES1. SCIENCE  (80‐.  ).  2008;321(5892):1095–100.  Available  at: http://www.pubmedcentral.nih.gov/articlerender.fcgi?artid=2721335&tool=pmcentrez&rendertype=abstract.  Accessed February 4, 2014.  

56  Sang  L,  Coller  HA.  Fear  of  commitment: Hes1 protects quiescent  fibroblasts  from irreversible  cellular  fates.  CELL  CYCLE 2009;8(14):2161–7.  Available  at: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19587546. Accessed February 25, 2014.  

 

See www.StemCells.com for supporting information available online. STEM 

CELLS ; 00:000–000 

 

Page 10: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

10

Figure 1. In situ hybridization on sections of the adult zebrafish telencephalon 5 days after stab injury. (A) inhibitor of DNA binding 1 (id1), (B) doublesex and mab‐3 related transcription factor like family A2 (dmrta2), (C) leucine zipper, putative tumor suppressor 2a (lzts2a), (D) notch homolog 3 (notch3), (E) hairy‐related 4.3 (her4.3), (F) achaete‐scute complex‐like 1a  (ascl1a),  (G) MAD homolog 5  (smad5),  (H) POU class 3 homeobox 3a  (pou3f3a),  (I) empty spiracles homeobox 3(emx3),  (J‐L)  SRY‐box  containing gene  sox2  (J),  sox19b  (K),  sox9a  (L). Arrows  indicate up‐regulation of gene expression. Injury always in left hemisphere. Scale bar: 100 μm.  

 

Page 11: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

11

Figure 2. Expression of id1during adult constitutive and regenerative neurogenesis (A)  Id1  is expressed at  the ventricular zone except  in the  region of the  rostral migratory stream  (arrows).  (B‐F)  Id1 expression at the ventricular zone of Vv (B), rostral migratory stream (C, box) Dm (D), Dd (E) and Dl (F). The ventricu‐lar region next to the rostral migratory stream is devoid of id1mRNA (box).  (G‐K)  In situ hybridization to  id1 mRNA at different times after  injury  (lesion  left hemisphere). Up‐regulation of  id1 mRNA is indicated by arrowheads. The strongest up‐regulation was observed at 5 dpl (I).  Abbreviations: Dd: Dorsal zone of the dorsal telencephalic area; Dl: lateral zone of the dorsal telencephalic area; Dm: medial zone of the dorsal telencephalic area; Vv: ventral nucleus of the ventral telencephalic area; Vd: dorsal nucleus of the ventral telencephalic area.  Scale bar: 50 μm, A; 15 μm, B‐F; 120 μm, G‐K. n=10 animals for (A‐F), n=3 animals (G‐K).  

 

Page 12: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

12

Figure 3. Id1 is predominantly expressed in type I RGCs.  (A‐D) Cross‐sections through the telencephalon were stained by  fluorescent  in situ hybridization with  id1 antisense probe and immunostaining against PCNA and S100β. id1 is predominantly expressed in non‐proliferating type I cells (S100β+/PCNA‐, yellow arrow) and is mostly absent in proliferating type II cells (S100β+/PCNA+, white arrows).  (E) Quantification of id1 expression in type I and type II cells in unlesioned brains.  (F‐I, K‐W):  Immunohistochemistry on Tg(id1:EGFP) brains  revealing GFP, PCNA and S100β.  (F‐I) The  transgenic  line confirms that  id1 is predominantly expressed in quiescent type I cells. (J) Quantification of PCNA and S100β expres‐sion in id1:EGFP‐positive cells.  (K‐N) id1 is up‐regulated upon injury in the lesioned hemisphere (left).  (O‐V) High magnification images of (K‐N). The lesioned hemisphere (O‐R) shows an up‐regulation of EGFP, PCNA and S100β in comparison to the unlesioned hemisphere (S‐V).  (O‐R) After  stab wounding,  id1  is predominantly expressed  in  type  I cells. Only very  few PCNA expressing cells co‐express EGFP (yellow arrow), while most of them are EGFP‐ (white arrows).  (W) High magnification of (K). Cells in lesioned hemisphere (left) have higher EGFP expression (white arrow) in com‐parison to cells in the unlesioned hemisphere (yellow arrow).  (X) Quantification of id1expression in type I and type II cells in the control and the lesioned hemisphere. The propor‐tion of  id1+/S100β+/PCNA‐ type  I and  id1+/S100β+/PCNA+ type  II stem cells  is not altered  in the  injured hemisphere relative to the control hemisphere of the telencephalon.  (Y‐Z) Quantification of EGFP‐positive cells upon  injury. The number of EGFP‐expressing cells (Y) and the  intensity of EGFP in single cells (Z) are both increased following injury. Bars: average ± standard deviation (for details see Material and Methods). P‐values: (Y) p = 0.00075; (Z) p = 0.01. Scale bar: 10 μm, A‐D; 30 μm, F‐I, O‐V; 90 μm, K‐N; 40 μm, W. n=7 (E) and n=4 animals (J, X‐Z).  

Page 13: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

13

 

Page 14: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

14

Figure 4. Expression of id1 pushes radial glial cells into quiescence.  (A‐D’) An id1‐EGFP expression construct (A‐ D) or a GFP control vector (A’‐D’) was lipofected into cells lining the ven‐tricle. Immunohistochemistry against EGFP (A, A’), PCNA (B, B’) and S100β (C, C’) and merged panels A to C (D) and merged panels A’ to C’  (D’). Type  II cells are  less  frequent within the population of RGCs expressing  id1‐EGFP than among RGCs expressing EGFP alone (D, D’, yellow arrow). (O) Quantification of the proportion of PCNA‐positive cells within lipofected RGCs. Scale bar: 25 µm. n=8 animals for each transfection (O). Columns: average ± standard devia‐tion. P‐value: p= 0.00087. 

Page 15: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

15

 

Page 16: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

16

Figure 5. Knock‐down of id1 leads to increased proliferation of RGCs and birth of neurons.  (A‐F) More RGCs proliferate after injection of the vivo‐morpholino targeting id1 (Id1 MO) (A‐C) in comparison to the 5 base pair mismatch control injection (Ctrl MO) (D‐F). Immunohistochemistry of telencephalic cross‐sections with an‐tibodies against PCNA  (A, D) and S100β  (B, E)  (merged panels: C, F).  (G) Quantification of knock‐down experiment shows that there are more proliferating cells (PCNA+) overall and more S100β/PCNA double positive type II cells when id1  is knocked‐down  in  comparison  to controls. The overall number of RGCs  (S100β+/Draq5+)  is not  increased.  (H) BrdU lineage tracing shows that there are significantly more BrdU+/HuC/D+ double positive neurons three weeks after Id1 MO injection (3 wpi) in comparison to the Ctrl MO and the PBS control. Thus, knock‐down of id1 leads to the gen‐eration of an increased number of neurons. (I) Id1 knock down upon injury leads to an increased proportion of type II cells among the RGC population at 6 dpl in comparison to the Ctrl MO and PBS control. Injections were performed at 3 dpl and fish were sacrificed at 6 dpl. Scale bar: 25 µm. n=6 animals (G‐I). Columns: average ± standard deviation. P‐values:  (G)  PCNA  columns:  for  uninjected  vs.  id1 MO  injected  p  =  0.00028;  for  ctrl. MO  vs.  id1 MO  injected  p  = 0.00043;  for uninjected vs ctrl. MO  injected p = 0,6. PCNA + S100 columns:  for uninjected vs.  id1 MO  injected p = 0.000027; for ctrl. MO vs. id1 MO injected p = 0.00017; for uninjected vs ctrl. MO injected p = 0,4. (H) For PBS vs. id1 MO injected p = 0.00045; for ctrl. MO vs. id1 MO injected p = 0.00034; for PBS vs ctrl. MO injected p = 0,22. (I) For PBS vs. id1 MO injected p = 0.016; for ctrl. MO vs. id1 MO injected p = 0.0088; for PBS vs ctrl. MO injected p = 0,17.  

 

Page 17: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

17

Figure 6. Inflammation does not induce increased id1 expression.  Sterile  infection by zymosan A  injection does not  induce  id1 expression  (A–D), but  leads to  increased expression of the control gene gata3  (E–H).  (A, B, E, F) Zymosan A;  (C, D, G, H) PBS  injection. Anti‐inflammatory  treatment with dexamethasone does not decrease the up‐regulation of id1expression upon injury (J) in comparison to the methanol control (I). The expression of the control gene gata3 is decreased upon dexamethasone treatment (K, L).  (M‐O) Inhibition of Notch signaling does not alter id1 expression.  (M) Quantification of id1:EGFP+ cells and id1:EGFP+/PCNA+ cells upon LY‐411575 treatment. No change in cell number was observed  in comparison  to  the 0.3%  (v/v) DMSO control.  (N‐O) Expression of  the Notch  target her4.1  is com‐pletely abolished upon Notch inhibition (arrows).  Scale bar: 180 μm in A, C, E, G, I, J, K, L, N, O; 50 μm in B, D, F, H. n = 6 animals for (A‐J), 5 for (K), 4 for (L). Data are represented as average ± standard deviation. n = 3 animals for DMSO control and LY411575 treatment. 

Page 18: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

18

 

Page 19: The helix-loop-helix protein Id1 controls stem cell proliferation during regenerative neurogenesis in the adult zebrafish telencephalon

Id1 controls neural stem cell proliferation

www.StemCells.com ©AlphaMed Press 2014 

19

Figure 7. Id1 protein  interacts with Her4.1, Her4.5, Tcf3, Her6 and Her9. In vitro pull‐down assay showing that GST‐Her4.1 (lane 1), ‐Her4.5 (lane 2), ‐Tcf3 (lane 5), ‐Her6 (lane 6) and ‐Her9 (lane 7) interact with Id1‐GFP (A) but not with GFP alone (B). GST‐β‐Actin (lane 4) does not pull down Id1‐GFP, and GST‐Ascl1a (lane 3) and GST‐NeuroD (lane 8) re‐sults in a weak Id1‐GFP pull‐down. The input proteins Id1‐GFP (A) and GFP (B) were loaded as reference in lanes 9. M: molecular weight marker in kDa (left side).