UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO FACULDADE DE MEDICINA DE RIBEIRÃO PRETO REPARO EM DEFEITO ÓSSEO DA PAREDE ALVEOLAR DO SEIO MAXILAR UTILIZANDO MEMBRANAS DE COLÁGENO E FÁSCIA TEMPORAL. AVALIAÇÃO HISTOLÓGICA EM MACACOS ADALBERTO NOVAES SILVA Ribeirão Preto 2006
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REPARO EM DEFEITO ÓSSEO DA PAREDE ALVEOLAR DO SEIO …coimplante.odo.br/Biblioteca/Seio maxilar/sinus lift surgery/tese... · Dr. Joel De Franck, Por ter me recebido em seu serviço
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UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
FACULDADE DE MEDICINA DE RIBEIRÃO PRETO
REPARO EM DEFEITO ÓSSEO DA PAREDE
ALVEOLAR DO SEIO MAXILAR UTILIZANDO
MEMBRANAS DE COLÁGENO E FÁSCIA TEMPORAL.
AVALIAÇÃO HISTOLÓGICA EM MACACOS
ADALBERTO NOVAES SILVA
Ribeirão Preto
2006
UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO
FACULDADE DE MEDICINA DE RIBEIRÃO PRETO
REPARO EM DEFEITO ÓSSEO DA PAREDE
ALVEOLAR DO SEIO MAXILAR UTILIZANDO
MEMBRANAS DE COLÁGENO E FÁSCIA TEMPORAL.
AVALIAÇÃO HISTOLÓGICA EM MACACOS
Aluno: Adalberto Novaes Silva
Orientadora: Profa. Dra. Wilma T. Anselmo-Lima
Tese apresentada à Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto da Universidade de São Paulo, para a obtenção do título de Doutor em Medicina, Área de Morfofisiologia de Estruturas Faciais.
Ribeirão Preto
2006
Silva, Adalberto Novaes
Reparo em defeito ósseo da parede alveolar do seio maxilar utilizando
membranas de colágeno e fáscia temporal. Avaliação histológica em
macacos.
Ribeirão Preto, 2006.
93p.: il.; 30cm
Tese de Doutorado, apresentada à Faculdade de Medicina de Ribeirão
Preto/USP – Programa: Oftalmologia, Otorrinolaringologia e Cirurgia de
Cabeça e Pescoço – Depto. de Oftalmologia, Otorrinolaringologia e
Cirurgia de Cabeça e Pescoço. Orientadora: Anselmo-Lima, Wilma T.
1. dacriocistorrinostomia, 2. cirurgia das vias lacrimais a laser, 3.
estenose crônica das vias lacrimais
DEDICATÓRIA
Minha mãe Quita (Miguelina de Campos Silva – in memorian) Pela construção ética da minha família, Por ter-me ensinado mirar nas estrelas, Por tantas oportunidades pouco sonhadas pela maioria dos jovens, adolescentes e pais, Pela perseverança, Pelo legado de amor e de uma vida com o coração unido ao próximo. Patrícia, esposa, mãe, amante, companheira, guerreira, um conjunto que eu nem imaginava que uma mulher poderia se constituir, corajosa, maravilhosa. Isis, minha irmã, amiga de todos os momentos, comprometida com o bem, não a amo menos que ninguém. Meus filhos, Matheus, carinhoso, surpreendente, Rafaela, carinhosa, provocante, mais graças na minha vida, Rumos para o meu crescimento espiritual e profissional. Minha mãe Milu (Vó Emília Curado de Campos – in memorian) e meu pai Quinco (Vô Joaquim Coelho de Campos – in memorian) Pela educação nos momentos de ausência que o trabalho da minha mãe exigia, Pelos punhos de ferro e garantir-nos a sobrevivência digna em meio a tantas adversidades. Meu pai Osmar Novaes Silva (in memorian) Pelo legado de tantos amigos e de como fazer amigos, Apesar da oportunidade limitada de convivência, Apenas sete anos. Meu avô Odilon Novaes Silva (in memorian), minha avó Alvina Novaes Silva (in memorian) Apesar da pouca oportunidade de convivência, são minha história.
AGRADECIMENTOS
Tio Odilon, Pela referência paterna, Pelas lições cotidianas de desprendimento material, Pela leveza como vive a vida. À família do Sr. Delornel e Sra. Maria Cândida, Por terem oportunizado minha permanência no ensino salesiano no momento que cessou minha bolsa de estudos no segundo grau, financiando as mensalidades escolares de maneira descomprometida, sem nenhum conhecimento de minhas origens. Minha forma de agradecimento maior é com a tentativa de multiplicar a iniciativa dessa família. Meus professores do ensino fundamental, médio, superior e pós-graduação, Se eu pudesse agradeceria um a um, Missão nobre a de vocês, Quantos bons frutos fazem crescer. Dr. Joel De Franck, Por ter me recebido em seu serviço de Cirurgia Craniomaxilofacial na Bélgica, pela oportunidade de viver uma rica experiência técnico-científica em outro país e a oportunidade vivenciada junto com minha mulher e filhos no exterior. Dra. Wilma, Pela oportunidade de meu crescimento acadêmico, Por toda atenção dispensada. Todos os meus sobrinhos genéticos e não genéticos, Todos que dividem comigo e com minha irmã Isis o propósito da vida da minha mãe parte dos meus sonhos, que eu consiga ser um bom exemplo e guia. João Carlos Hauer, mais novo integrante da minha gente, amigo, fonte de equilíbrio e alegria em toda a família.
Prof. José Américo, por ter-me recebido no núcleo de procriação de macacos prego em Araçatuba, um encontro com o mestre 15 anos depois, uma continuidade de aprendizado maravilhoso. Junqueira, técnico em Anatomia e um dos coordenadores do núcleo de procriação de macacos prego em Araçatuba, em 20 anos vários reencontros, alguns projetos juntos, em Araçatuba e Cuiabá, sempre me ajudando, como lhe sou grato. Amélia, Rita e Cecília, do Departamento de Oftalmologia, Otorrinolaringologia e Cirurgia de Cabeça e Pescoço da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto -USP, hábeis em tornar dificuldades em trabalho agradável, energia que sempre me contagiou para cima, tornaram meus vários anos de Mestrado e Doutorado em Ribeirão bastante saborosos. As técnicas de laboratório Maria e Vani, da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto – USP, pela disposição em ajudar, sempre com um humor muito positivo. Professora Maria Célia Jamur, do Departamento de Biologia Celular e Molecular e Bioagentes Patogênicos da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto – USP, pela condução do meu experimento na fase laboratorial. Colegas Hermes Pretel e Daniele, Dispostos a auxiliar-me em momentos estressantes do projeto de pesquisa.
ÍNDICE LISTA DE ABREVIATURAS LISTA DE FIGURAS RESUMO SUMMARY 1. INTRODUÇÃO...................................................................................................................1 2- REVISÃO DE LITERATURA...........................................................................................7 3. OBJETIVOS .......................................................................................................................19 4. MATERIAIS E MÉTODOS.............................................................................................20
DFDBA- membrana absorvível de gelatina, enxerto de osso alógeno
e-PTFE- membrana não reabsorvível de politetrafluoretileno
P1- primeiro pré-molar superior
P3- terceiro pré-molar superior
PGA- ácido poliglicólico
ROG- regeneração óssea guiada
RTG- regeneração tecidual guiada
TMC- trimetil carbonato
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 - Corte histológico corado com hematoxilina-eosina mostrando a relação de ápice radicular de dente de macaco com o assoalho do seio maxilar (SM). Raiz dentária (seta verde); lâmina óssea separando raiz dentária do assoalho do seio maxilar (seta vermelha) ..................................................................... 23 Figura 2- Exodontia dos três pré-molares superiores.................................................. 24 Figura 3- Três meses após a primeira etapa cirúrgica – fase de reparo alveolar..... 26 Figura 4- Retalho mucoperiosteal................................................................................... 26 Figura 5- Perfurações comunicando-se com o seio maxilar ....................................... 27 Figura 6– Controle (seta verde); membrana de colágeno Pro-tape (seta amarela). 27 Figura 7 - Controle (seta verde); membrana de colágeno Pro-tape (seta amarela) 27 Figura 8– Membrana de colágeno Gen-derm (seta verde); membrana de fáscia temporal autógena (seta amarela).................................................................................. 28 Figura 9- Retalho mucoperiosteal reposicionado e suturado..................................... 28 Figura 10- Preparo da área doadora de fáscia temporal ............................................. 28 Figura 11- Exposição de fáscia temporal na região pré-auricular acima do arco zigomático.......................................................................................................................... 28 Figura 12- Remoção de fáscia temporal......................................................................... 29 Figura 13- Sutura do leito cirúrgico ............................................................................... 29 Figura 14– Segmento da maxila do lado D com a indicação dos locais onde foram realizados os defeitos cirúrgicos experimentais ............................................... 30 Figura 15- segmento da maxila do lado E com a indicação dos locais onde foram realizados os defeitos cirúrgicos experimentais ........................................................... 30 Figura 16- Imagem panorâmica de um corte da região estudada (corado com hematoxilina-eosina). Seio maxilar (SM); cavidade nasal (CN); processo alveolar (setas vermelhas); concha nasal (seta amarela); septo sinusal (seta verde) .................................................................................................................................. 31
Figura 17- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem utilização de método de barreira (corado com hematoxilina-eosina). Epitélio pavimentoso (EP); bordas ósseas (setas vermelhas); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (seta amarela); epitélio sinusal (ES) ...................................................................................................................................... 33 Figura 18– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem utilização de método de barreira (corado com hematoxilina-eosina). Borda óssea (BO), defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (setas amarelas) com presença de osteoblastos alinhados em torno da matriz óssea na área do defeito cirúrgico .................................................................................................. 33 Figura 19- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem utilização de método de barreira (corado com hematoxilina-eosina) Bordas ósseas (setas vermelhas); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (seta amarela); epitélio sinusal (ES) ............................................... 34 Figura 20- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Pro-tape (corado com hematoxilina-eosina)– Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); bordas ósseas (setas vermelhas); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (seta amarela); epitélio sinusal (ES); septo sinusal (SS) ............................ 35 Figura 21- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Pro-tape (corado com hematoxilina-eosina) – Borda óssea (BO) contendo osso lamelar; defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso ................................................................................ 35 Figura 22- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Gen-derm (corado com hematoxilina-eosina)- Defeito cirúrgico (DC) não preenchido totalmente por tecido ósseo. Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); bordas ósseas (BO); periósteo (PE); epitélio sinusal (ES)................................................................................................. 36 Figura 23- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Gen-Derm (corado com hematoxilina-eosina) – Defeito cirúrgico não preenchido totalmente por tecido ósseo. Tecido conjuntivo fibroso (TC); epitélio sinusal (ES); osso compacto (OC); borda óssea (BO); canal de havers (seta verde); osteócito (seta amarela) ..................................... 36 Figura 24- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de fáscia temporal (corado com hematoxilina-eosina)– Epitélio pavimentoso; afilamento da borda óssea (setas vermelhas) no local do defeito cirúrgico (DC), que está preenchido com tecido conjuntivo fibroso; epitélio sinusal (ES) ........................................................................................................................ 37
Figura 25- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de fáscia temporal (corado com hematoxilina-eosina)– Borda óssea (seta vermelha); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (setas amarelas); epitélio sinusal (ES) .......................................................... 38 Figura 26- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com hematoxilina-eosina). Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); periósteo (seta amarela); osso compacto – lamelar (OC); epitélio sinusal (ES) ............................................................................................... 39 Figura 27- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com hematoxilina-eosina). Osso compacto lamelar: ósteon (setas amarelas); canal de havers (CH); endósteo (seta verde); vaso sanguíneo (seta azul claro) osteócito (setas vermelhas); periósteo (PE)......... 40 Figura 28- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea, mostrando locais de regeneração óssea (corado com hematoxilina-eosina). Osso compacto (OC); osso medular (OM); epitélio pavimentoso (EP); epitélio sinusal (ES)......................................................................... 40 Figura 29- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea, mostrando locais de regeneração óssea (corado com hematoxilina-eosina). Células mesenquimais (seta verde); vaso sanguíneo (VS); osteoblastos (seta vermelha); matriz óssea (MO) ........................................................ 41 Figura 30- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea, mostrando locais de regeneração óssea (corado com hematoxilina-eosina). Osteoblastos (setas vermelhas); matriz osteóide (MO); osteócito (seta amarela); vaso sanguíneo (VS) ............................................................. 41 Figura 31– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com picro-sirius-red), visualizado com campo claro. Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); osso compacto (OC); epitélio sinusal (ES) .......................................................................................................... 43 Figura 32– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com picro-sirius-red), visualizado com microscopia de polarização, mostrando feixes densos e paralelos de colágeno onde as fibras apresentam birrefringência de cores vermelha, alaranjada e amarela, que sugerem a presença de colágeno tipo I, presente nesse campo principalmente no tecido ósseo. Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); osso compacto (OC); epitélio sinusal (ES) .................................................................... 43 Figura 33- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com campo claro. Tecido conjuntivo fibroso na área do defeito cirúrgico (DC);
epitélio sinusal (ES); periósteo (PE), bordas ósseas (setas verdes); lâmina propria (LP); epitélio pavimentoso (EP); bordas ósseas (setas verdes) .................... 44 Figura 34– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com microscopia de polarização. Tecido conjuntivo fibroso na área do defeito cirúrgico (DC); epitélio sinusal (ES); periósteo (PE); bordas ósseas (setas verdes); lâmina própria (LP); epitélio pavimentoso (EP) ........................................... 44 Figura 35 - Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com campo claro. Tecido conjuntivo fibroso na área do defeito cirúrgico (DC), onde predominam fibras de cores vermelha, alaranjada e amarela, indicativas de colágeno tipo I; epitélio sinusal (ES); periósteo (PE); bordas ósseas (setas verdes) ................................................................................................................................ 45 Figura 36- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com microscopia de polarização. Defeito cirúrgico (DC) com feixes densos e paralelos de colágeno onde as fibras apresentam birrefringência de cores vermelha, alaranjada e amarela, que sugerem a presença de colágeno tipo I; epitélio sinusal (ES); periósteo (PE); bordas ósseas (setas verdes) ........................... 45
RESUMO
Defeitos na parede óssea do seio maxilar ocasionando comunicação
buco-sinusal ocorrem por uma variedade de razões. Podem ser secundários a
procedimentos cirúrgicos odontológicos, tais como extração de dentes
Waldrop & Semba (1993) descreveram técnica para fechamento de
comunicação oro-antral usando RTG (membrana absorvível de gelatina, enxerto
de osso alógeno – (DFDBA) e membrana não reabsorvível de
politetrafluoretileno (e-PTFE).
Matisko et al. (1999) estudaram a capacidade de reparo ósseo em defeitos
cirúrgicos experimentais de 5mm na parede óssea do seio maxilar de coelhos,
com e sem o uso de membranas de colágeno (Colla-Tec). Um seio maxilar teve
17
uma membrana de colágeno posicionada sobre o sítio cirúrgico, enquanto o
outro seio maxilar serviu como controle. A análise histológica mostrou que o
defeito da parede óssea do seio maxilar onde foi utilizada barreira de colágeno
teve neoformação óssea mais completa quando comparada com o lado em que
o defeito ósseo não foi recoberto com a membrana. Os resultados
demonstraram que a barreira de membrana de colágeno obteve um efeito
benéfico após exposição do seio maxilar.
Haanes & Gilhuus-Moe (1972) em um estudo sobre comunicações oro-
antrais, selecionaram o macaco (Macaca irus) como animal experimental porque
esta espécie tem um seio maxilar bem definido, com forma bastante similar à do
homem. A membrana mucosa do seio maxilar em macacos, assim como no
homem, é um epitélio respiratório, ciliado, pseudoestratificado, com células
colunares. Células globosas são observadas em grande número, em distribuição
pouco menor na área da mucosa das conchas nasais. Numerosas glândulas
mucosas estão localizadas na parede medial do seio maxilar, principalmente na
área mais próxima do orifício de drenagem do seio maxilar.
Hanisch et al. (1997) analisaram a regeneração óssea e a osseointegração
de implantes de titânio no espaço subantral de macacos Cynomolgus, após a
utilização de proteína morfogenética recombinante humana (rbBMP-2). Schou
et al. (2003) avaliaram o efeito de osso anorgânico bovino (BIO-OSS) e o e-PTFE
no tratamento de peri-implante em macacos (Macaca fascicularis). Fritz et al.
(2000) descreveram o estudo de ROG em defeitos na mandíbula de primatas
(Macaca mullata).
18
Hurzeler et al. (1977) consideraram que os macacos oferecem um cenário
de pesquisa rigoroso para avaliar o reparo tecidual seguindo o uso de diferentes
materiais durante a realização de cirurgias para elevação do assoalho do seio
maxilar. Esses autores descrevem que as similaridades entre o crânio, os seios
maxilares, a maxila, a mandíbula e os dentes do macaco Rhesus e dos humanos
permitem uma análise controlada de diferentes procedimentos terapêuticos
dentais e maxilo-faciais neste primata não humano.
Na opinião de Schmitz & Hollinger (1986) pouca consistência tem sido
manifestada entre investigadores na escolha do modelo experimental
apropriado para pesquisa óssea maxilofacial.
Os macacos são, dos animais utilizados em experimentos, os que mais se
aproximam dos humanos. Apresentam a anátomo-fisiologia do seu aparelho
estomatognático (maxila e mandíbula) e do aparelho respiratório superior
(cavidades paranasais, fossas nasais e faringe) muito parecida com a do homem.
Esta similaridade pode possibilitar um modelo experimental apropriado para a
aplicação de ROG em comunicação buco-sinusal.
19
OBJETIVOS
O presente trabalho tem por objetivos:
1. Avaliar histologicamente o processo de reparo da parede alveolar do
seio maxilar após comunicação com a cavidade sinusal;
2. Comparar histologicamente esse processo de reparo utilizando três
diferentes materiais no defeito ósseo experimental:
- Membrana de colágeno Pro-tape (Proline);
- Membrana de colágeno Gen-derm (Genius Baumer);
- Fáscia temporal.
20
MATERIAIS E MÉTODOS
O presente estudo foi elaborado seguindo as seguintes etapas:
• Cirurgias experimentais;
• Obtenção e preparo das peças para avaliação histológica;
• Avaliação histológica.
O estudo foi desenvolvido junto ao Núcleo de Procriação de Macacos
Prego (Cebbus apella) da Faculdade de Odontologia do “Campus” de
Araçatuba – UNESP e no Departamento de Oftalmologia, Otorrinolaringologia
e Cirurgia de Cabeça e Pescoço da Faculdade de Medicina de Ribeirão Preto-
USP.
4.1. Cirurgias Experimentais
Foram utilizados neste estudo quatro primatas da espécie Cebus apella,
do Núcleo de Procriação de Macacos Prego, da Faculdade de Odontologia da
Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” – UNESP, “Campus”
de Araçatuba.
Os animais foram mantidos em observação por 40 dias antes do início
dos procedimentos experimentais. Durante os períodos pré-operatório e pós-
operatório tardio, os macacos receberam alimentação e água sem restrições,
exceto no pós-operatório imediato, quando a alimentação passou a ter
consistência líquida (gatorade, iogurte de frutas). Os animais foram operados e
21
mantidos até o final do experimento no próprio Núcleo, em gaiolas individuais,
acompanhados de cuidados quanto à higiene. O peso médio dos animais foi de
2,4kg, com idade entre 6 e 7 anos, considerados adultos jovens, de acordo com o
critério de Gilmore (1943).
Em cada etapa cirúrgica, os animais passaram por um processo inicial de
inalação de éter sulfúrico em uma câmara apropriada, para obter sedação. Em
seguida, através da via intraperitoneal, injetou-se solução barbitúrica à base de
tiopental sódico (30mg/kg de peso) e aplicação intramuscular de
benzodiazepínico (diazepam - 0,3mg/kg de peso). Antes do início dos
procedimentos cirúrgicos os locais operados na maxila receberam infiltração de
xyloxaína 2% associada com epinefrina (1: 200.000), utilizando-se seringa
carpule. Para a cirurgia foram utilizados campos e materiais esterilizados para a
manutenção da assepsia cirúrgica.
O animal foi posicionado em decúbito lateral sobre um campo cirúrgico.
A antissepsia da face foi realizada com álcool iodado e a cavidade bucal limpa
com uma gaze embebida com solução de clorhexidine 0,12%. A seguir, o corpo
do animal foi totalmente coberto com outro campo cirúrgico estéril, deixando
exposta somente a face. Cálculos dentários presentes foram removidos
previamente ao início das incisões cirúrgicas. Como não foi realizada intubação
oro-traqueal, tivemos que manter sucção cuidadosa da orofaringe do animal,
para evitar aspiração. A boca foi mantida aberta por um abridor interposto
entre os dentes caninos do animal do lado contralateral ao que estava sendo
operado.
22
Na primeira fase cirúrgica, foram extraídos os três dentes pré-molares
superiores bilateralmente (Figuras 1 e 2). Para a exodontia verificou-se a
necessidade de osteotomias vestibulares (alveolectomias parciais) com brocas
cirúrgicas nº 702 acionadas com motor de alta rotação. Foi realizada irrigação
constante e abundante com soro fisiológico 0,9%. Para melhor exposição do
campo operatório foram realizadas incisões interpapilares e intra-sulculares do
primeiro pré-molar superior (P1) ao terceiro pré-molar superior (P3) e duas
incisões verticais relaxantes, de 0,5cm de extensão cada uma, na mesial de P1 e
na distal de P3. O retalho foi descolado com espátula Molt (quinelato) e
afastado com espátula de Minesota (quinelato). As exodontias foram realizadas
com alavancas e fórceps pediátricos similares aos utilizados em humanos. Em
alguns sítios operatórios ocorreu exposição da membrana sinusal e até
pequenas perfurações da mesma. Foi realizada mobilização do retalho, com
incisão do periósteo e sutura oclusiva. Para sutura utilizou-se fio absorvível de
poliglactina 910 nº 4.0 (Polivicryl – Johnson & Johnson Ltda).
No pré e no pós-operatório imediato os animais receberam
antibioticoterapia à base de cefalotina intramuscular (100mg/kg). Após a
finalização do ato operatório cada animal recebeu 0,5ml de diclofenaco e 0,5ml
de dipirona sódica intramuscular. Após o despertar do animal iniciou-se
acetaminofen e nimesulida gotas, misturad s à dieta dos animais, por 48 horas.
o
23
SM
7mm
Figura 1 – Corte histológico corado com hematoxilina-eosina mostrando a relação de ápice radicular de dente de macaco com o assoalho do seio maxilar (SM). Raiz dentária (seta verde); lâmina óssea separando raiz dentária do assoalho do seio maxilar (seta vermelha)
24
Figura 2- Exodontia dos três pré-molares superiores
Esperamos por 90 dias para se estabelecer o processo de reparo alveolar
(Figura 3). Os animais foram novamente anestesiados, como descrito acima,
para a realização da segunda etapa cirúrgica. Nessa segunda fase, após o
mesmo processo de anestesia e antissepsia descritos anteriormente, realizamos
uma incisão no rebordo alveolar no local das ausências dentárias (de mesial de
P1 à distal de P3), com descolamento mucoperiosteal no sentido do sulco
gêngivo-jugal, para exposição do tecido ósseo na crista do rebordo alveolar
(Figura 4). Nesse momento cirúrgico não foi verificada nenhuma fenestração
óssea, mesmo na área em que ocorreram pequenas exposições ou perfurações
25
da membrana sinusal, decorrentes do processo de extrações dentárias. Em cada
lado da maxila foram realizadas duas perfurações na parede óssea alveolar do
seio maxilar, incluindo a mucosa sinusal, penetrando no interior do antro
maxilar, de diâmetro padronizado, utilizando broca de implante de 3,3mm de
diâmetro (Figura 5). A espessura do osso medida da superfície do rebordo
alveolar até o assoalho do seio maxilar variou de 3 a 4mm. Uma primeira
perfuração foi realizada anteriormente (distalmente ao dente canino superior) e
uma segunda perfuração foi realizada posteriormente (mesialmente ao primeiro
molar superior). No lado esquerdo da maxila, a perfuração anterior foi usada
como controle, não sendo utilizado nenhum material para ROG. A perfuração
posterior foi recoberta por uma barreira de membrana de colágeno Pro-tape
(Proline) (Figuras 6 e 7). Do lado direito da maxila, a perfuração anterior foi
recoberta com barreira de colágeno Gen-derm (Genius Baumer) e a perfuração
posterior recoberta com barreira de fáscia temporal do próprio animal (Figura
8). O diâmetro dos materiais utilizados como barreira foi de aproximadamente
6mm, suficiente para cobertura de todas as bordas das perfurações. Os retalhos
foram reaproximados e suturados com fio poliglactina 910 nº 4.0 (Polivicryl -
Johnson & Johnson Ltda) (Figura 9). As incisões foram realizadas no rebordo
alveolar ligeiramente por palatino, de forma que quando os retalhos fossem
reposicionados, a linha de sutura não ficasse sobre as perfurações ósseas
realizadas. O fragmento de fáscia temporal utilizado foi removido utilizando-se
uma pequena incisão anterior à orelha e superior ao arco zigomático, do lado
direito da face do animal. A pele foi suturada com fio mononylon 5.0 (Johnson
26
& Johnson Ltda) (Figuras 10, 11, 12 e 13). Os medicamentos e os cuidados pós-
operatórios foram os mesmos utilizados e descritos na primeira etapa cirúrgica.
Figura 3- Três meses após a primeira etapa cirúrgica – fase de reparo alveolar
Figura 4- Retalho mucoperiosteal
27
Figura 5- Perfurações comunicando-se com o seio maxilar
Figura 6– Controle (seta verde); membrana de colágeno Pro-tape (seta amarela)
Figura 7 - Controle (seta verde); membrana de colágeno Pro-tape (seta amarela)
28
Figura 8– Membrana de colágeno Gen-derm (seta verde); membrana de fáscia temporal autógena (seta amarela)
Figura 9- Retalho mucoperiosteal reposicionado e suturado
Figura 10- Preparo da área doadora de fáscia temporal
Figura 11- Exposição de fáscia temporal na região pré-auricular acima do arco zigomático
29
Figura 13- Sutura do leito cirúrgico Figura 12- Remoção de fáscia temporal
4.2. Obtenção e Preparo das Peças para Avaliação Histológica
Após 180 dias de pós-operatório da segunda etapa cirúrgica, os animais
foram sedados e anestesiados de forma semelhante ao preparo pré-cirúrgico.
Em seguida, foram perfundidos via aorta ascendente com solução salina 0.9% e
pH 7.0, seguido de dois litros de paraformoldeído 4% em tampão borato de
sódio 0,1 molar e finalmente com dois litros de paraformoldeído 4% em tampão
borato de sódio 0,1 molar, seguindo o protocolo de perfusão sistêmica com
fixação tecidual completa, realizada pelo Núcleo de Procriação de Macacos
Prego do “Campus” da Faculdade de Odontologia de Araçatuba – UNESP.
Os animais foram então decapitados, suas maxilas direita e esquerda
removidas (Figuras 14 e 15) e fixadas em solução de formalina a 10% em
tampão fostato 0,1 molar. Em seguida foram submetidas à descalcificação em
solução de ácido tricloroacético 10% em 60 dias.
30
Figura 14– Segmento da maxila do lado D com a indicação dos locais onde foram realizados os defeitos cirúrgicos experimentais
Figura 15- Segmento da maxila do lado E com a indicação dos locais onde foram realizados os defeitos cirúrgicos experimentais
4.3. Avaliação Histológica
Finalizado o processo de descalcificação, as peças receberam
processamento laboratorial de rotina (neutralização com sulfato de sódio a 5%
por 15 minutos, lavagem em água corrente e água destilada respectivamente,
desidratação em cadeia crescente de álcoois, diafanização em benzol) para
inclusão em parafina, possibilitando a obtenção de cortes histológicos de 06 µm
de espessura. Os cortes foram semi-seriados, com intervalos de 60µm, no plano
frontal, a partir da distal do canino superior e da mesial do primeiro molar
superior. Para cada defeito experimental estudado foram realizados 30 cortes,
os quais foram corados pela hematoxilina-eosina e com picro sirius red. Os cortes
foram submetidos à avaliação histológica qualitativa com microscopia óptica
convencional e com luz polarizada (Figura 16).
31
Todas as lâminas foram analisadas pelos examinadores sem o
conhecimento prévio da técnica cirúrgica utilizada.
7mm
SM
7mm
CN
Figura 16- Imagem panorâmica de um corte da região estudada (corado com hematoxilina-eosina). Seio maxilar (SM); cavidade nasal (CN); processo alveolar (setas vermelhas); conchas nasal (seta amarela); septo sinusal (seta verde)
32
RESULTADOS
Quando do sacrifício dos animais, não foi observado nas áreas operadas,
clinicamente, nenhum sinal de fístula buco-sinusal ou alteração na superfície da
mucosa.
Nos defeitos experimentais em que não foram utilizados métodos de
barreira, considerados como controle (as perfurações ósseas não foram
recobertas com membranas), as áreas operadas foram totalmente preenchidas
por proliferação óssea em dois animais. Em outros dois animais observou-se
tecido fibroso presente no defeito cirúrgico, caracterizado por presença de fibras
colágenas formando feixes densos dispostos entre as bordas ósseas, separando
o mucoperiósteo bucal do mucoperiósteo sinusal. Nessa área, a disposição das
fibras colágenas era paralela e não foram vistas ilhas de formação óssea no
interior do tecido fibroso (Figuras 17, 18 e 19) (Tabela 1).
33
EP
ES
DC
Figura 17- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem utilização de método de barreira (corado com hematoxilina-eosina). Epitélio pavimentoso (EP); bordas ósseas (setas vermelhas); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (seta amarela); epitélio sinusal (ES) BO DC Figura 18– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem utilização de método de barreira (corado com hematoxilina-eosina). Borda óssea (BO), defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (setas amarelas) com presença de osteoblastos alinhados em torno da matriz óssea na área do defeito cirúrgico.
34
DC
ES
Figura 19- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem utilização de método de barreira (corado com hematoxilina-eosina). Bordas ósseas (setas vermelhas); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (seta amarela); epitélio sinusal (ES).
Nos defeitos experimentais em que foram utilizadas membranas de
colágeno Pro-tape e Gen-derm, houve total neoformação óssea nas áreas
operadas em três animais. Em um animal observou-se tecido conjuntivo fibroso
presente no defeito ósseo, caracterizado por presença de fibras colágenas
densamente dispostas entre as bordas ósseas, separando o mucoperiósteo bucal
do mucoperiósteo sinusal. Nessa área, as disposições das fibras colágenas eram
paralelas e não foram vistas ilhas de formação óssea na intimidade do tecido
fibroso (Figuras 20, 21, 22 e 23) (Tabela 1).
35
SS
EP LP
DC
ES
Figura 20- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Pro-tape (corado com hematoxilina-eosina)– Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); bordas ósseas (setas vermelhas); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (seta amarela); epitélio sinusal (ES); septo sinusal (SS).
BO
DC
Figura 21- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Pro-tape (corado com hematoxilina-eosina) – Borda óssea (BO) contendo osso lamelar; defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso.
36
BO
DC EP
ES LP
BO PE Figura 22- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Gen-derm (corado com hematoxilina-eosina)- Defeito cirúrgico (DC) não preenchido totalmente por tecido ósseo. Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); bordas ósseas (BO); periósteo (PE); epitélio sinusal (ES)
OC
TC
BO
ES
Figura 23- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de membrana de colágeno Gen-Derm (corado com hematoxilina-eosina) – Defeito cirúrgico não preenchido totalmente por tecido ósseo. Tecido conjuntivo fibroso (TC); epitélio sinusal (ES); osso compacto (OC); borda óssea (BO); canal de havers (seta verde); osteócito (seta amarela)
37
Nos defeitos experimentais em que foi utilizada fáscia temporal como
método de barreira, as áreas operadas foram totalmente preenchidas por
neoformação óssea somente em um animal. Em três animais observou-se tecido
conjuntivo fibroso presente no defeito cirúrgico, caracterizado por presença de
fibras colágenas entre as bordas ósseas, separando o mucoperiósteo bucal do
mucoperiósteo sinusal. Nessa área, a disposição das fibras colágenas era
paralela e não foram vistas ilhas de formação óssea na intimidade do tecido
fibroso (Figuras 24 e 25) (Tabela 1).
ES EP
DC
Figura 24- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de fáscia temporal (corado com hematoxilina-eosina)– Epitélio pavimentoso; afilamento da borda óssea (setas vermelhas) no local do defeito cirúrgico (DC), que está preenchido com tecido conjuntivo fibroso; epitélio sinusal (ES).
38
DC
ES
Figura 25- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental com utilização de fáscia temporal (corado com hematoxilina-eosina)– Borda óssea (seta vermelha); defeito cirúrgico (DC) contendo tecido conjuntivo fibroso; periósteo (setas amarelas); epitélio sinusal (ES).
Um dos animais apresentou todos os defeitos cirúrgicos experimentais
(controle, com utilização de membranas de colágeno Gen-derm, Pro-tape e
fáscia temporal) preenchidos com tecido conjuntivo fibroso, caracterizado por
presença de fibras colágenas entre as bordas ósseas, separando o mucoperiósteo
bucal do mucoperiósteo sinusal.
Nos animais onde os defeitos cirúrgicos foram ocupados totalmente por
tecido ósseo, houve regeneração das paredes ósseas dos locais operados, sendo
muito difícil identificar a transição do osso neoformado do osso adjacente aos
locais operados. Nos locais da cirurgia foram observadas trabéculas ósseas bem
definidas, algumas vezes com sistema haversiano formado. Em alguns raros
campos foi possível identificar locais de regeneração óssea apresentando
39
vascularização abundante e tecido conjuntivo do tipo embrionário com
presença de células mesenquimais. Também foram observados locais com
presença de osteoblastos adjacentes às trabéculas de matriz óssea formando
fileiras, os quais apresentavam citoplasma fortemente basófilo, indicando
atividade de síntese de proteína nestas células, principalmente colágeno tipo I
(Figuras 26, 27, 28, 29 e 30).
LP ES
EP
OC
Figura 26- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com hematoxilina-eosina). Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); periósteo (seta amarela); osso compacto – lamelar (OC); epitélio sinusal (ES).
40
PE
CH
Figura 27- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com hematoxilina-eosina). Osso compacto lamelar: ósteon (setas amarelas); canal de havers (CH); endósteo (seta verde); vaso sanguíneo (seta azul claro) osteócito (setas vermelhas); periósteo (PE).
EP
OC ES OM
Figura 28- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea, mostrando locais de regeneração óssea (corado com hematoxilina-eosina). Osso compacto (OC); osso medular (OM); epitélio pavimentoso (EP); epitélio sinusal (ES)
41
VS
MO
Figura 29- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea, mostrando locais de regeneração óssea (corado com hematoxilina-eosina). Células mesenquimais (seta verde); vaso sanguíneo (VS); osteoblastos (seta vermelha); matriz óssea (MO).
MO
VS
Figura 30- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea, mostrando locais de regeneração óssea (corado com hematoxilina-eosina). Osteoblastos (setas vermelhas); matriz osteóide (MO); osteócito (seta amarela); vaso sanguíneo (VS)
42
Decorridos 180 dias de pós-operatório, a regeneração da mucosa sinusal
foi uma constante nas imagens analisadas. Os campos avaliados não
apresentavam tecido inflamatório. Também não foram visualizados restos dos
materiais (membranas de colágeno e fáscia temporal) utilizados como barreiras
para RTG.
Nos vários grupos estudados (sem utilização de barreira, membrana Pro-
tape, membrana Gen-derm, fáscia temporal), nos defeitos cirúrgicos
experimentais que foram totalmente preenchidos com neoformação óssea,
comparativamente, não se observou diferenças histológicas significativas.
Nos grupos que apresentaram persistência de tecido conjuntivo fibroso
no local da perfuração óssea após 180 dias, quando cortes corados com picro
sirius red foram analisados com microscopia de polarização e com campo claro,
observamos a presença, a distinção e a organização das fibras colágenas nesse
local. Com campo claro observou-se em vermelho o colágeno presente nas
regiões onde não ocorreu o preenchimento total do defeito cirúrgico com tecido
ósseo. Através de microscopia de polarização foram observados feixes densos e
paralelos de colágeno onde as fibras apresentavam birrefringência de cores
vermelha, alaranjada e amarela, que sugerem a presença de colágeno tipo I.
Observou-se também que as fibras colágenas estavam localizadas no tecido
conjuntivo da lâmina própria e formavam uma camada subjacente ao epitélio
de revestimento estratificado pavimentoso queratinizado. Não foi observada
birrefringência verde, que indica presença de colágeno tipo III (Figuras 31, 32,
33, 34, 35 e 36).
43
LP EP
OC
ES
Figura 31– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com picro-sirius-red), visualizado com campo claro. Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); osso compacto (OC); epitélio sinusal (ES)
EP LP
OC
ES .20mm
Figura 32– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental sem descontinuidade óssea (corado com picro-sirius-red), visualizado com microscopia de polarização, mostrando feixes densos e paralelos de colágeno onde as fibras apresentam birrefringência de cores vermelha, alaranjada e amarela, que sugerem a presença de colágeno tipo I, presente nesse campo principalmente no tecido ósseo. Epitélio pavimentoso (EP); lâmina própria (LP); osso compacto (OC); epitélio sinusal (ES).
44
EP
DC
PE
LP ES
Figura 33- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com campo claro. Tecido conjuntivo fibroso na área do defeito cirúrgico (DC); epitélio sinusal (ES); periósteo (PE), bordas ósseas (setas verdes); lâmina propria (LP); epitélio pavimentoso (EP); bordas ósseas (setas verdes)
LP
PE
EP
DC
ES
Figura 34- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com microscopia de polarização. Tecido conjuntivo fibroso na área do defeito cirúrgico (DC); epitélio sinusal (ES); periósteo (PE); bordas ósseas (setas verdes); lâmina própria (LP); epitélio pavimentoso (EP)
45
PE
DC
ES
Figura 35– Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com campo claro. Tecido conjuntivo fibroso na área do defeito cirúrgico (DC), onde predominam fibras de cores vermelha, alaranjada e amarela, indicativas de colágeno tipo I; epitélio sinusal (ES); periósteo (PE); bordas ósseas (setas verdes)
DC
ES
PE
Figura 36- Corte histológico de área com defeito cirúrgico experimental não preenchido totalmente por tecido ósseo (corado com picro sirius red), avaliado com microscopia de polarização. Defeito cirúrgico (DC) com feixes densos e paralelos de colágeno onde as fibras apresentam birrefringência de cores vermelha, alaranjada e amarela, que sugerem a presença de colágeno tipo I; epitélio sinusal (ES); periósteo (PE); bordas ósseas (setas verdes)
46
Tabela 1 – Relação dos defeitos cirúrgicos experimentais (controle, com utilização de membranas de colágeno Pro-tape, Gen-derm e fáscia temporal) com o tipo de reparo ocorrido (com completa neoformação óssea e com tecido conjuntivo fibroso)
Reparo com completa neoformação óssea
Reparo com tecido conjuntivo fibroso
Defeito experimental controle
02 animais
02 animais
Defeito experimental com uso de membrana Pro-Tape
03 animais
01 animal
Defeito experimental com uso de membrana Gen-Derm
03 animais
01 animal
Defeito experimental com uso de fáscia temporal autógena
01 animal
03 animais
47
DISCUSSÃO
O estudo da comunicação oro-antral é relevante para os campos
odontológico e médico.
A utilização do macaco como modelo experimental deveu-se à
semelhança dos aspectos anatômico e funcional da área operada nesse animal
com a humana.
De acordo com Neto & Volpon (1984), embora a união fibrosa seja uma
complicação freqüente de cirurgias ósseas, não tem sido fácil estabelecê-la
experimentalmente em animais.
Pelo fato da taxa de reparo ósseo provavelmente variar inversamente
com a escala filogenética, os resultados obtidos de modelos animais têm sido
difíceis para se comparar (ENNEKING & MORRIS, 1972). A qualidade do
reparo ósseo experimental é influenciada marcadamente por cinco variáveis: 1)
espécie animal, 2) idade do animal, 3) localização do defeito experimental, 4)
tamanho do defeito e 5) condições do periósteo (PROLO et al., 1982; SCHMITZ
& HOLLINGER, 1986).
No nosso estudo escolhemos macacos prego (Cebus apella) com idade
entre 6 e 7 anos, considerados animais adultos jovens (GILMORE, 1943). Os
animais imaturos de uma respectiva espécie têm potencial para reparar um
defeito ósseo mais ativamente do que os animais mais velhos. Portanto, um
48
estudo envolvendo reparo ósseo e biomateriais deveria envolver
preferencialmente um animal adulto (PROLO et al., 1982).
O menor defeito ósseo experimental que não sofre processo de reparo
ósseo espontâneo, resultando na formação de tecido fibroso e não em novo
osso, é chamado de defeito com tamanho crítico (FRAME, 1980; SCHMITZ &
HOLLINGER, 1986). Esses autores não definem claramente o defeito
experimental com tamanho crítico na calvária ou mandíbula de macacos. Não
fazem menção à maxila de primatas não humanos.
No nosso estudo o defeito cirúrgico experimental na parede alveolar do
seio maxilar do macaco foi realizado três meses após exodontias dos pré-
molares superiores. Portanto, o reparo ósseo se fez sem a participação do
ligamento periodontal, diferente do que ocorreria na prática clínica, no caso de
uma comunicação buco-sinusal decorrente de exodontias. Quando temos uma
comunicação buco-sinusal após exodontia, o alvéolo dentário mantém o seu
ligamento periodontal, que desempenha um papel importante no reparo ósseo
da região.
O processo de reparo em feridas de extração dentária é caracterizado por
eventos biológicos dinâmicos, que ocorrem em diferentes períodos após a
exodontia. Sob o ponto de vista didático, este processo pode ser dividido em
quatro fases, após a formação e estabilização do coágulo sanguíneo. Seriam as
fases de proliferação celular, de desenvolvimento do tecido conjuntivo, de
maturação do tecido conjuntivo e de diferenciação óssea ou de mineralização
(PERRI DE CARVALHO & OKAMOTO, 1987). O coágulo sanguíneo que
49
preenche o alvéolo é inicialmente reabsorvido por macrófagos permitindo a
proliferação de células adventiciais e fibroblastos advindos do ligamento
periodontal e espaços medulares do osso alveolar.
O processo de reparo alveolar, após feridas de extração dental, ocorre
por volta do 21º dia no rato (HADDAD et al., 1965; OKAMOTO & RUSSO,
1973), 48º dia no cão (SANTOS PINTO, 1964), 58ºdia no macaco, e 64o dia no
homem (AMLER, 1969).
É desejável, do ponto de vista biológico e clínico, que um defeito ósseo
preferivelmente seja reparado com osso ao invés de tecido conjuntivo fibroso
(MATISKO et al., 1999). Na ocorrência de uma comunicação buco-sinusal, a
regeneração óssea na área, com qualidade e quantidade, será de fundamental
importância se considerarmos a indicação de implantes osseointegrados. De
outra forma, teríamos que reabilitar a área desdentada com a utilização de
próteses convencionais.
No nosso trabalho, nos defeitos cirúrgicos experimentais onde não
utilizou-se método de barreira, houve predomínio de proliferação óssea em
dois animais. Nos outros dois, houve predominância de tecido conjuntivo
fibroso entre as bordas ósseas, separando o mucoperiósteo bucal do
mucoperiósteo sinusal. O potencial do periósteo na formação e regeneração de
tecido ósseo tem sido demonstrado em vários estudos (REIDE et al., 1981;
LEMPERLE et al., 1998), e alguns trabalhos definem que novo osso pode ser
formado pelo periósteo sem a manutenção de espaço (ELBESHIR, 1990). No
50
entanto, para alguns autores a limitação do uso do periósteo é a sua inabilidade
para manter espaço (HARDWICK et al., 1994).
Awang (1988) considera que comunicações oro-antrais menores que
5mm de diâmetro podem fechar espontaneamente e que comunicações maiores
podem requerer procedimentos cirúrgicos para o fechamento da mesma. No
entanto, não discute se o fechamento do tecido mole (do mucoperiósteo bucal)
acompanha-se de total neoformação óssea ou se há cicatrização da área óssea
com substituição por tecido fibroso.
Hanazawa et al. (1995) avaliaram o uso de retalho pediculado de coxim
adiposo bucal para o fechamento de fístula oro-antral. Concluíram que o
procedimento tem uma larga aplicação e alto grau de sucesso. Porém não
discutiram se o procedimento pode favorecer a formação óssea no local do
defeito.
Haanes (1972) realizou experimentalmente comunicações oro-antrais em
onze macacos (Macaca irus). Para estabelecer a comunicação, um extrator reto
foi forçado para dentro do seio maxilar através do alvéolo palatino do primeiro
ou segundo molar superior, imediatamente após a exodontia. Fístula oro-antral
não ocorreu em nenhum animal. Não mencionou, porém, no seu trabalho, o
diâmetro do extrator reto. Não deixou claro se o tamanho da perfuração oro-
antral pode influenciar no resultado do reparo.
Rangel (2000) estudou o processo de reparo ósseo em defeitos cirúrgicos
realizados na parede anterior do seio maxilar de macacos prego após
osteotomias horizontais semelhantes ao tipo Le Fort I, criando um defeito
51
horizontal na maxila, de 20mm de extensão por 5mm de largura. Análises
histológica e histométrica realizadas aos 145 dias de pós-operatório mostraram
que houve prevalência de neoformação conjuntiva no defeito ósseo. Ocorreu
reparo por tecido conjuntivo em cerca de 58,5% da área estudada e por tecido
ósseo em 41,5%. No trabalho de Rangel, o defeito experimental era mais largo e
extenso (5mm de largura e 20mm de extensão) que o realizado no nosso
trabalho (perfuração de 3,3mm de diâmetro). Por conseguinte, podemos dizer
que o defeito cirúrgico criado no trabalho de Rangel era de duas paredes e o
defeito cirúrgico criado no nosso trabalho era de quatro paredes, o que
facilitaria o processo de reparo ósseo no nosso modelo experimental.
O conhecimento profundo sobre os mecanismos de formação e
neoformação óssea interfere diretamente sobre as formas de manipulação
clínica dos biomateriais. Os maiores exemplos são as proteínas morfogenéticas
do osso, o plasma rico em plaquetas, a ROG, matrizes ósseas homógenas e
heterógenas, que trouxeram grandes avanços na substituição e manutenção do
tecido ósseo e desenvolveram propriedades de estimulação sobre o reparo
ósseo, induzindo ou conduzindo o processo de osteogênese (OLDER, 1967;