Rendimiento de biomasa y contenido de lípidos de Tetraselmis suecica utilizando diferentes concentraciones de efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales en condiciones

UNIVERSIDAD NACIONAL DEL SANTA

FACULTAD DE CIENCIAS

ESCUELA ACADÉMICO PROFESIONAL DE BIOLOGÍA EN ACUICULTURA

RENDIMIENTO DE BIOMASA Y CONTENIDO DE LÍPIDOS DE

Tetraselmis suecica UTILIZANDO DIFERENTES

CONCENTRACIONES DE EFLUENTES DE BODEGAS DE

EMBARCACIONES ANCHOVETERAS INDUSTRIALES EN

CONDICIONES DE LABORATORIO

TESIS PARA OPTAR EL TÍTULO DE BIÓLOGO ACUICULTOR

AUTORES:

BACH. JOSÉ ARTURO GONZÁLEZ FERRER

BACH. LINCOL ROLLER POLO BORDONABE

ASESOR:

BLGO. PESQ. JUAN FERNANDO MERINO MOYA M.SC.

NUEVO CHIMBOTE - 2013

ii

iii

iv

ÍNDICE DE CONTENIDOS

ÍNDICE DE CONTENIDOS ................................................................................ iv

DEDICATORIA .................................................................................................. vi

AGRADECIMIENTOS ....................................................................................... vii

ÍNDICE DE TABLAS ........................................................................................ viii

ÍNDICE DE FIGURAS ........................................................................................ ix

RESUMEN .......................................................................................................... x

ABSTRACT ........................................................................................................ xi

I. INTRODUCCIÓN ............................................................................................ 1

Objetivo General ........................................................................................... 5

Objetivos Específicos .................................................................................... 5

Hipótesis ....................................................................................................... 5

II. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................... 6

2.1. Localización del experimento ...................................................................... 6

2.2. Material experimental .................................................................................. 6

2.2.1. Material biológico .................................................................................. 6

2.2.2. Tratamiento del agua de cultivo ............................................................ 6

2.2.3. Preparación de los inóculos de T. suecica ............................................ 6

2.3. Preparación de los medios de cultivo .......................................................... 7

2.3.1. Medio Guillard f/2 .................................................................................. 7

2.3.2. Preparación del medio de cultivo con efluentes de las cámaras no

refrigeradas de las embarcaciones anchoveteras .......................................... 7

2.4. Acondicionamiento de las unidades experimentales ................................... 8

2.5. Determinación del crecimiento poblacional de T. Suecica .........................10

2.6. Determinación de la biomasa de T. suecica...............................................11

2.7. Determinación de los lípidoS de T. suecica ...............................................11

2.8. Análisis estadístico de los datos ................................................................15

III. RESULTADOS .............................................................................................16

3.1. Parámetros ambientales del cultivo de T. suecica .....................................16

3.1.1. Temperatura ........................................................................................16

3.1.2. pH .......................................................................................................17

3.2. Crecimiento poblacional de T. suecica .......................................................18

3.2.1. Curvas de crecimiento poblacional ......................................................18

v

3.2.2. Tasa de crecimiento y tiempo de duplicación poblacional ...................20

3.3. Contenido de lípidos en T. suecica ............................................................21

3.4. Rendimiento de biomasa total y lípidos en T. suecica ...............................22

IV. DISCUSIÓN .................................................................................................26

V. CONCLUSIONES .........................................................................................33

VI. RECOMENDACIONES ................................................................................34

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ...........................................................35

VIII. ANEXOS ....................................................................................................42

vi

DEDICATORIA

Con todo mi cariño y amor para todas las

personas que hicieron todo en la vida para que

pudiera lograr mis sueños, especialmente a mis

abuelitos Rosario y Faustina, que me vieron como

su hijo, motivándome y dándome la mano cuando

sentía que el camino se me terminaba, a ustedes

por siempre mi corazón y mi agradecimiento.

Lincol

Dedico este esfuerzo a nuestro supremo creador,

nuestro señor Jehová por aceptarme en su camino,

por no desampararme en ningún momento, por

darme las fuerzas para perseverar y seguir

adelante, porque cuando el mundo me dijo que no

Él me dijo que sí, que mis anhelos se realizarían y

por bendecir mi vida y la de aquellos que amo. Hoy

doy testimonio que ÉL es fiel y su promesa eterna.

Gracias Señor.

Arturo

vii

AGRADECIMIENTOS

Agradezco a mis padres, hermanos y demás familiares, especialmente a mi

abuelita Faustina que Dios la tenga en su gloria, quien me apoyó

incondicionalmente y me enseñó como sobresalir adelante.

A tu paciencia y comprensión, preferiste sacrificar tu tiempo para que yo pudiera

cumplir con el mío. Por tu bondad y sacrificio me inspiraste a ser mejor para ti.

Ahora puedo decir que esta tesis lleva mucho de ti. Gracias por estar siempre a

mi lado, te amo Sheila.

Lincol

Agradezco a mi familia especialmente a mi mamita Berthita por su sacrificio y

entrega gracias a lo cual pude estudiar aún a costa de postergar sus propios

sueños para que cumpliera los míos, a mi hermanita Celia por su apoyo y

motivación y a mis hermanos José Luis y Antarqui por su cariño. Los amo.

También necesito agradecer de manera muy especial a aquella personita que

siempre está a mi lado en las buenas y malas aconsejándome, apoyándome y

entregándome su amor incondicional en cada momento, gracias Andreita linda,

mi esposita, gracias por ser como eres, por llenar mi vida de ilusión y ternura,

haciéndome comprender que el amor es la fuerza más poderosa sobre la Tierra

y por ser testimonio vivo de la promesa de Dios siendo siempre la ayuda idónea

que ÉL prometió para mí, siendo ese ángel que siempre acampa alrededor de

mi para ayudarme a vencer . Te amo.

Arturo

Agradecemos a nuestros profesores de la Universidad Nacional del Santa, por

sus enseñanzas y consejos, en especial a nuestro asesor el Prof. Juan Fernando

Merino Moya por sus enseñanzas, amistad y apoyo incondicional en cada

momento; a nuestros compañeros y amigos.

viii

ÍNDICE DE TABLAS

Tabla 1. Composición química del medio de cultivo Guillard f/2. ....................... 7

Tabla 2. Tratamientos utilizados en los cultivos de T. suecica .......................... 9

Tabla 3. Valores de las concentraciones de los principales parámetros de los

efluentes de las embarcaciones anchoveteras industriales ..............................10

Tabla 4. Tasa de crecimiento (µ) y Tiempo de duplicación diaria (TD) poblacional

de T. suecica en los tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard

f/2 (control). .......................................................................................................20

Tabla 5. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica, en los

tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA. ....................................................23

Tabla 6. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica en relación a

la dosificación de EEA, en los tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA. ....24

ix

ÍNDICE DE FIGURAS

Fig. 1. Flujo de la preparación de los efluentes como medio para el cultivo de T.

suecica. .............................................................................................................. 8

Fig. 2. Unidades experimentales al inicio del experimento de los cultivos

microalgales de T. suecica. ................................................................................ 9

Fig. 3. Flujograma para determinar los lípidos totales de T. suecica en todos los

tratamientos. Metodología de Blight & Dyer (1959) y Marsh & Weinsteinn (1966)..

..........................................................................................................................13

Fig. 4. Curvas de calibración para la determinación de lípidos en T. suecica ..14

Fig. 5. Variación de la temperatura promedio (°C) en los cultivos de T. suecica

de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). ..............................16

Fig. 6. Variación del pH promedio en los cultivos de T. suecica de los

tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). .........................................17

Fig. 7. Variación de la densidad poblacional (x106 cél. mL-1) en los cultivos de T.

suecica de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). .................19

Fig. 8. Unidades experimentales al quinto día de cultivo de T. suecica en los

tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control). .........................................21

Fig. 9. Contenido de lípidos en porcentaje de T. suecica en los tratamientos con

medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control). ....................................................22

Fig. 10. Rendimiento de biomasa total y lípidos de T. suecica en los tratamientos

dosificados con EEA .........................................................................................23

Fig. 11. Rendimiento de biomasa total y de lípidos en relación a la dosificación

de EEA para T. suecica en los tratamientos con medio de cultivo EEA. ...........24

x

RESUMEN

El presente estudio tuvo como objetivos, determinar el rendimiento de biomasa

y el contenido de lípidos de Tetraselmis suecica, utilizando concentraciones de

1, 2 y 5 % de efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales

(EEA). Las mayores densidades poblacionales de T. suecica al quinto día se

obtuvieron con 2 y 5 % de EEA con 2,65 y 2,78 x106 cél. mL-1, respectivamente.

El mayor contenido en porcentaje de lípidos para T. suecica al quinto día de

cultivo, se obtuvo en el tratamiento dosificado con 1 % de EEA con 26,73 %,

mientras que los mayores rendimientos en biomasa de lípidos, se obtuvieron en

los tratamientos dosificados con 2 y 5 % de EEA, con 133,1 y 140,6 mg L-1,

respectivamente. Asimismo, los mayores valores de velocidad de crecimiento (µ)

para T. suecica al quinto día se obtuvieron con 2 y 5 % de EEA con 0,54 y 0,55

día-1, respectivamente. Comparando el rendimiento de biomasa total (BT) y

lípidos (BL) entre los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, el dosificado con 2 % de

EEA presentó un mayor rendimiento para BT y BL con 28,47 y 6,65 g / L de EEA,

respectivamente; mientras que con 5 % de EEA, se obtuvieron 12,14 y 2,81 g /

L de EEA, para BT y BL, respectivamente. Se concluye que el mejor tratamiento

para el rendimiento de biomasa y contenido de lípidos fue obtenido con 2 % de

EEA.

Palabras Clave: Tetraselmis suecica, efluentes, biomasa, lípidos.

xi

ABSTRACT

This study aimed, determine biomass yield and lipid content of Tetraselmis

suecica, using concentrations of 1, 2 and 5 % of effluents from industrial

anchoveteras vessel holds (EAV). The highest population densities of T. suecica

on the fifth day were obtained with 2 and 5 % of EAV with 2,65 and 2,78 x106 cel.

mL-1, respectively. The higher percentage of lipid content for T. suecica the fifth

day of culture, was obtained dosed treatment with 1 % of EAV with 26,73%, while

the highest lipid biomass yields were obtained in treatments dosed with 2 and 5

% of EAV, with 133,1 and 140,6 mg L-1, respectively. The highest values of μ for

T. suecica on the fifth day were obtained with 2 and 5 % of EAV with 0,54 and

0,55 day-1, respectively. Comparing the yield of total biomass (TB) and lipids (LB)

between treatments with 2 and 5 % of EAV, the dosed with 2 % of EAV showed

higher performance for TB and LB with 28,47 and 6,65 g / L of EAV, respectively;

while 5 % of EAV, were obtained 12,14 and 2,81 g / L of EAV, for BT and BL,

respectively. It is concluded that the best treatment for biomass yield and lipid

content with 2 % of EAV.

Key Words: Tetraselmis suecica, effluents, biomass, lipids.

1

I. INTRODUCCIÓN

Las microalgas son utilizadas desde mucho tiempo atrás en la alimentación

humana y animal así como, para las investigaciones genéticas, morfológicas,

fisiológicas, nutricionales y bioquímicas (Blanco, 1991; Alveal et al., 1995;

Bertoldo et al., 2006). También, son consideradas alimentos funcionales capaces

de elevar el contenido nutricional de los alimentos tradicionales y mejorar la salud

de animales y humanos, debido a que contienen cantidades apreciables de

proteínas, vitaminas y ácidos grasos poliinsaturados (Quevedo et al., 2008).

Las microalgas también son utilizadas eficientemente en el tratamiento de las

aguas residuales (Romero et al., 2009) considerándose de gran importancia a

nivel mundial para la disponibilidad de agua de calidad y en cantidad suficiente

a fin de mejorar del ambiente, la salud y la calidad de vida, asimismo, por su alta

sensibilidad a los efluentes industriales, pueden ser utilizados como indicadores

biológicos de contaminación respecto a la calidad de las aguas (Gómez &

Ramírez, 2004).

Tetraselmis suecica es una microalga marina unicelular de color verde, con

forma oval y 4 flagelos isodinámicos (Ulloa, 2011), presenta un tamaño celular

con alrededor de 10 um de diámetro (Morineau et al., 2001), la misma que puede

utilizar diferentes fuentes nitrogenadas inorgánicas como urea, fosfato

diamónico, nitratos, nitritos, etc.; aunque en cultivos heterotróficos utilizando

residuos orgánicos, puede metabolizar diversos aminoácidos y vitaminas

produciendo cambios importantes en su crecimiento y composición bioquímica

(Merino et al., 2003).

Cuando se utilizan aguas residuales en el cultivo de microalgas, es

recomendable, según Silva (2008), realizar un tratamiento preliminar conducente

a mejorar la disponibilidad de la materia orgánica y todos los sólidos

suspendidos, a la vez que se disminuye una posible interferencia por la carga

bacteriana.

2

En el departamento de Ancash, la industria pesquera es una de las principales

actividades que genera ingentes cantidades de desechos sólidos y líquidos cuyo

destino final es el ambiente marino aledaño a las costa de la provincia del Santa.

Según información extraoficial se estima en miles de toneladas de desechos que

se generan cada año (considerando que se produce de 0,05 a 2 TM de sanguaza

por TM de pescado crudo) (Cabrera, 2002; TASA, 2013).

En la ciudad de Chimbote, por la gran riqueza de su ambiente marino, funcionan

gran número de fábricas pesqueras produciendo harina y aceite de pescado

aprovechando las alta productividad de sus aguas que sustentan la pesquería

de Engraulis ringens. Por las características de consistencia, tamaño y

almacenamiento de estos peces en las bodegas de embarcaciones

anchoveteras se producen inevitablemente líquidos orgánicos constituidos de

sangre, escamas, vísceras y agua marina de faena, que al verterse en el mar

ocasionarán problemas de contaminación.

El abastecimiento de anchoveta, materia prima de la industria pesquera, generan

continuamente residuos líquidos susceptibles de ser aprovechado en la

producción de biomasa microalgal que al minimizar la contaminación marina

sería una interesante alternativa de solución a los problemas derivados de la

contaminación ambiental. Por otro lado, la producción de T. suecica, mediante la

utilización de los desechos líquidos de las bodegas en las embarcaciones

anchoveteras implicaría la producción económica de biomasa microalgal

conjuntamente con la reducción de impactos ambientales negativos (Fábregas

et al., 1984; Cano & Pisfil, 2007; Gómez et al., 2008), y la generación de

sustancias químicas (proteínas, pigmentos, lípidos, etc.) de interés económico y

gran demanda.

Por su nutrición heterotrófica, T. suecica aprovecha eficientemente los

nutrientes, orgánicos e inorgánicos, presentes en las aguas residuales de las

bodegas de las embarcaciones pesqueras posibilitando la obtención de biomasa

microalgal y lípidos, asimismo, permitirá reducir los efectos negativos de la

contaminación que actualmente ocasionan los vertidos directos al mar. Por

ejemplo ensayos realizados por Romero (2011) cultivando la microalga Chlorella

3

sp. con residuos industriales líquidos orgánicos pesqueros logran disminuir la

demanda bioquímica de oxígeno (DBO) hasta un 85 % sin separar la microalga,

y separando esta última se removió hasta un 95 %, ambos comparados con el

control que no contenía Chlorella sp.

Méndez et al. (2010), estudiaron la creciente problemática del tratamiento de

aguas residuales y su posible reuso mediante ensayos de biorremediación

utilizando la clorofita Scenedesmus quadricauda en efluentes cloacales diluidos

al 25, 50 y 75 % y cuyos resultados demuestran una disminución respecto al

valor inicial del amoníaco (63,7 mg L-1), nitrato (2,5 mg L-1), fosfato (16,725 mg

L-1), fósforo total (5,464 mg L-1), del orden de 94, 40, 94 y 94 %, respectivamente;

del mismo modo los sulfuros disminuyeron un 99% respecto al valor inicial (1,645

mg L-1) del agua residual, asimismo la DBO disminuyó de 236 a 31 mg L-1 al

finalizar el ensayo (remoción de 86,8 % respecto al inicial), confirmando que una

microalga tiene la efectividad en la remoción de nutrientes en aguas residuales

de naturaleza orgánica. También se ha demostrado, según Zhang (2012), la

efectividad de Chlorella para eliminar completamente el amonio y fostatos

presentes en los efluentes domésticos secundarios.

Silva et al. (2011), trabajaron concentraciones de sanguaza entre el 2 y 9 % como

medio de cultivo para T. suecica, encontrando que un 3,5 % y 4,56 % presentan

los crecimientos máximos. Lo que sirve de base al presente trabajo que por

ensayos previos entre 2 y 20 % de efluentes de las bodegas de las

embarcaciones pesqueras, se obtienen los mejores crecimientos en un rango de

2 y 5 %, de efluentes, siendo desestimado concentraciones superiores a este

rango, sobre todo por la alta producción de espuma dado su alto contenido de

proteínas (3,71 %) y sólidos totales (8,74 %).

Los lípidos se encuentran presentes en la biomasa de las células microalgales,

y su composición puede ser regulada mediante la adición o restricción de

algunos componentes como el nitrógeno en el medio de cultivo (Alsull & Wan,

2012). El contenido de lípidos en las microalgas puede variar desde 1 % hasta

90 % del peso seco, dependiendo de la especie y de las condiciones de cultivo

y cuando estas se someten a condiciones de estrés impuestas por estímulos

4

químicos o físicos, ocurre síntesis y acumulación de grandes cantidades de

triglicéridos, acompañada por considerables alteraciones en la composición de

los lípidos y ácidos grasos.

Actualmente existe gran interés en producir biomasa microalgal para la

obtención de biocombustible a fin de paliar la alta demanda energética mundial

agravada por el agotamiento de los combustibles fósiles, por lo que las

microalgas son una excelente alternativa por no competir con los cultivos

tradicionales, fuente actual de alimentos para la humanidad (Donohue & Codgell,

2006; Meng et al., 2009; Rodolfi et al., 2009). Es así que la microalga T. suecica

es una clorofita marina capacitada para crecer exitosamente en diferentes

medios de cultivo y metabolizar diversas fuentes nitrogenadas orgánicas e

inorgánicas (Fernández & Paredes, 2006; Ipanaqué & Paredes, 2010).

Las microalgas con elevadas productividades lipídicas son deseables para la

elaboración de biodiesel como lo es T. suecica, razón por la cual la cantidad de

lípidos contenidos en la biomasa y la velocidad de crecimiento, son parámetros

relevantes para su selección (Chisti, 2007; Rosenberg et al., 2008), En base a

los ensayos realizados con residuos pesqueros (Fernández & Paredes, 2007) la

utilización de los residuos de las bodegas de embarcaciones pesqueras en la

producción de biomasa permitiría transformar eficientemente tales residuos en

biomasa microalgal y lípidos. Por lo que consideramos que la biotransformación

de los efluentes líquidos de las bodegas de embarcaciones anchoveteras

industriales en biomasa microalgal reducirá la contaminación marina y el

desarrollo de una nueva metodología para la producción de microalgas, lo que

justifica plenamente la ejecución del presente trabajo.

La producción masiva de T. suecica mediante el uso de medio de cultivos

alternativos formulados en base a sustancias residuales pesqueras o de las

bodegas de embarcaciones anchoveteras permitirá disminuir los costos de

producción y mitigar el impacto negativo en el ambiente acuático de tales

residuos. Adicionalmente, T. suecica representa importante microalga para la

producción de biodiesel por su alto contenido de lípidos, alta productividad

celular y facilidad de su cultivo en diversos sistemas (Rodolfi et al., 2009).

5

La importancia del presente trabajo de investigación radica en la

biotransformación de los efluentes pesqueros en biomasa microalgal de T.

suecica susceptible de ser utilizado para diversos fines (alimento,

biocombustible, etc.) que a la vez de reducir la contaminación del ambiente

marino mediante el reciclaje a los desechos posibilita el desarrollo de nuevas

metodologías en la producción de microalgas.

Por tales motivos se plantea el siguiente problema ¿Cuál es el rendimiento de

biomasa y contenido de lípidos de Tetraselmis suecica utilizando diferentes

concentraciones de efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras

industriales en condiciones de laboratorio?

El objetivo general fue evaluar el rendimiento de biomasa y contenido de lípidos

de Tetraselmis suecica utilizando diferentes concentraciones de efluentes de

bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales en condiciones de

laboratorio.

A su vez, se plantearon los siguientes objetivos específicos: 1) Determinar el

rendimiento de biomasa y velocidad de crecimiento de T. suecica utilizando

diferentes concentraciones de efluentes de bodegas de embarcaciones

anchoveteras industriales (EEA) en condiciones de laboratorio; y 2) Determinar

el contenido de lípidos de T. suecica utilizando diferentes concentraciones de

EEA en condiciones de laboratorio.

Se planteó la hipótesis, Si utilizamos concentraciones de 1, 2 y 5 % de efluentes

de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales (EEA) se obtendrá

mayor rendimiento de biomasa y contenido de lípidos de Tetraselmis suecica con

la concentración de 2 % de EEA.

6

II. MATERIALES Y MÉTODOS

2.1. Localización del experimento

El trabajo experimental fue realizado en el Laboratorio de Evaluación de

Recursos Acuáticos y Cultivos de Especies Auxiliares de la Facultad de Ciencias,

Universidad Nacional del Santa, Nuevo Chimbote, Perú.

2.2. Material experimental

2.2.1. Material biológico

La microalga T. suecica fue obtenida del Laboratorio de Evaluación de

Recursos Acuáticos y Cultivos de Especies Auxiliares de la Facultad de

Ciencias en la Universidad Nacional del Santa, los que se mantuvieron en

suspensión con medio Guillard f/2 en tubos de ensayo de 20 mL e

iluminados con un fluorescente de 40 w, con agitación diaria.

2.2.2. Tratamiento del agua de cultivo

El agua de mar utilizada para las diluciones en el cultivo procedió de la

playa “El Dorado” ubicada en la bahía de Samanco (09º 12’ S y 78º 30’

W), distrito de Nuevo Chimbote, Perú. Se transportó en dos recipientes de

100 L cada uno. Una vez en el laboratorio, el agua de mar se dejó

sedimentar por 48 h y se filtró a 10 µm con malla de Nytal, seguido se

agregó 1 mL de hipoclorito de sodio (5,25 %) por 1 L de agua de mar

dejándolo actuar por 24 h. Después se neutralizó con tiosulfato de sodio

al 15 % a razón de 1 mL por 1 L de agua de mar y se colocó abundante

aireación (5 L min-1) por espacio de 1 h para eliminar el cloro residual.

2.2.3. Preparación de los inóculos de T. suecica

Los inóculos microalgales fueron preparados en matraces de 250 mL (100

mL volumen efectivo de cultivo), utilizando agua de mar esterilizada para

el medio Guillard f/2. Estos inóculos de T. suecica se mantuvieron por 5

días con iluminación constante (2000 lux) y agitados manualmente dos

veces al día. Luego se llevaron a matraces con un volumen efectivo de

600 mL con iluminación (2000 lux) y aireación constante (50 mL min-1) los

que sirvieron como inóculos para iniciar la experiencia.

7

El escalamiento se realizó en la fase de crecimiento exponencial (quinto

día de cultivo) para asegurar que las microalgas se encuentran en su

máximo valor de crecimiento poblacional.

2.3. Preparación de los medios de cultivo

2.3.1. Medio Guillard f/2

El medio de cultivo Guillard f/2 (Tabla 1) que se utilizó para el

mantenimiento de los inóculos de T. suecica y el control con medio

Guillard f/2 durante la experiencia, se preparó según lo propuesto por

Guillard (1975).

Tabla 1. Composición química del medio de cultivo Guillard f/2.

COMPUESTO CONCENTRACIÓN

(mg L-1)

Nutrientes Mayores NaNO3 NaH2PO4H2O

75,0 5,0

Micronutrientes Na2EDTA FeCl3.6H2O CuSO4.5H2O ZnSO4.7H2O CoCl2.6H2O MnCl2.4H2O Na2MnO4.2H2O

4,36 3,15 0,01 0,022 0,01 0,18 0,006

Vitaminas Tiamina Biotina Cianocobalamina

0,1 0,5 0,5

2.3.2. Preparación del medio de cultivo con efluentes de las cámaras

no refrigeradas de las embarcaciones anchoveteras

El efluente de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales

(EEA) procedió de tres embarcaciones elegidas al azar, colectado en

recipientes plásticos de 1 L de capacidad cada una y transportado al

Laboratorio de Microbiología y Bioquímica de la Facultad de Ciencias de

la Universidad Nacional del Santa para su mezclado y esterilización en

autoclave por 15 min a 121°C y 15 lb de presión.

8

Después de la esterilización se realizó las respectivas diluciones (Tabla

2) utilizando agua de mar previamente filtrado con tamiz de 10 um. El pH

de todos los tratamientos fue llevado a 7 mediante la dosificación de

hidróxido de sodio (10 %) o ácido clorhídrico (1 %), según el caso para

subir o bajar el pH, respectivamente (Fig. 1).

Fig. 1. Flujo de la preparación de los efluentes como medio para el cultivo de T.suecica.

2.4. Acondicionamiento de las unidades experimentales

Se utilizaron 12 botellas plásticas de 3000 mL de volumen total y de 2200 mL de

volumen efectivo de cultivo, iniciándose los cultivos microalgales con un

promedio de 0,18 x106 cél. mL-1 (Fig. 2).

Se empleó el diseño estímulo creciente (Steel &Torrie, 1988), con tres

tratamientos y un grupo control (Guillard f/2), con tres repeticiones cada uno

(Tabla 2).

Obtención de EEA en las

embarcaciones anchoveteras

Homogenizar el EEA en una

licuadora y filtrar a 20 um con malla

de nytal

Autoclavar a 121 °C x 15', licuar y filtrar con papel

Whatman 41

Realizar las diluciones según

la Tabla 2

Neutralizar a pH 7, con NaOH o

HCl

Almacenar a 5 °C en las botellas

hasta el inicio del experimento

9

Tabla 2. Tratamientos utilizados en los cultivos de T. suecica.

Fig. 2. Unidades experimentales al inicio del experimento de los cultivos

microalgales de T. suecica.

Los tratamientos fueron determinados de acuerdo a un cultivo previo en

laboratorio. La composición química del EEA fue analizada, según metodología

de la AOAC (2007) para la humedad, proteínas, lípidos y cenizas, y APHA (2005)

para los sólidos totales, nitratos, nitritos, fosfatos y amonio, cuyos resultados se

muestran en la Tabla 3.

Tratamientos Especificaciones

T0 Cultivo de T. suecica con medio de cultivo Guillard f/2 (Control).

T1 Cultivo de T. suecica con efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales con una concentración de 1 % de EEA.

T2 Cultivo de T. suecica con efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales con una concentración de 2 % de EEA.

T3

Cultivo de T. suecica con efluentes de bodegas de embarcaciones anchoveteras industriales con una concentración de 5 % de EEA.

10

Tabla 3. Valores de las concentraciones de los principales parámetros de los

efluentes de las embarcaciones anchoveteras industriales.

PARÁMETROS CONCENTRACIÓN

Humedad (%)* 91,26

Proteínas (%)** 3,71

Lípidos (%)** 0,14

Cenizas (%)* 3,38

Sólidos Totales (g L-1)* 87,44

Nitratos (mg L-1)* 1,52

Nitritos (mg L-1)* 0,02

Fosfatos (mg L-1)* 1,17

Amonio (mg L-1)* 8,23

*Laboratorio de Biología y Ecología de la Universidad Nacional del Santa.

**Laboratorio de Investigación de Productos Agroindustriales de la Escuela de Agroindustrias de la Universidad Nacional del Santa.

Diariamente se registró el pH y la temperatura, haciendo uso de un pHmetro

digital marca Hanna (±0,01 unidades) y un termómetro digital marca Hanna (±0,1

ºC).

La aireación fue constante, provista por un Blower de 1/2 HP y conducida a

través de tubos de PVC, con un flujo de aire de 500 mL min-1. El flujo de aire se

determinó con un flujómetro Cole Parmer (±10 mL min-1).

La iluminación continua fue suministrada con un fluorescente de luz blanca de

40 w y se colocaron a una distancia aproximada de 10 cm de las botellas de

cultivos microalgales, irradiando a una intensidad luminosa promedio de 2100

lux medidos con un luxómetro digital Hanna (±0,1 lux).

2.5. Determinación del crecimiento poblacional de T. suecica

El crecimiento poblacional en los cultivos se determinó por conteos diarios del

número de células en alícuotas por triplicado. Para ello se colocó una muestra

de la suspensión microalgal en una cámara Neubauer con una micropipeta

11

Pasteur para ser observado en un microscopio binocular marca Olympus a un

aumento de 100X.

Se graficaron las curvas de variación de la densidad poblacional, y se

determinaron la velocidad de crecimiento poblacional por día (µ) y el tiempo de

duplicación diaria (TD) al quinto día de cultivo, según Guillard (1975).

μ =ln(𝑁𝑓/𝑁0)

𝑇𝑓 − 𝑇0

𝑻𝑫 =ln (2)

μ

Donde:

N0 y Nf corresponden al número de células por mL al inicio

y al quinto día (T0 y Tf), respectivamente.

2.6. Determinación de la biomasa de T. suecica

Para determinar la biomasa, inicialmente se pesó el papel filtro Whatman N° 42,

se colocó en un embudo Büchner con matraz Kitasato y con ayuda de una bomba

de vacío se filtró 50 mL de suspensión microalgal por cada unidad experimental,

se llevó a la estufa a 60 ºC por 8 h y seguido a una temperatura de 105 ºC por

10 min. Se dejó enfriar en un secador de campana por 1 h y se pesó cada uno

de ellos, utilizando una balanza analítica Hanna. Los datos obtenidos se

reemplazaron en la siguiente fórmula:

Biomasa (mg L-1) = ((P2 – P1) / 50) x 1000

Donde: P1: Peso inicial (papel) (mg). P2: Peso final (papel + muestra) (mg).

2.7. Determinación de los lípidos de T. suecica

Cuando los cultivos de T. suecica alcanzaron el final de la fase exponencial (día

5) se procedió a obtener las muestras para el análisis de lípidos.

12

De cada unidad experimental se centrifugó 10 mL del cultivo microalgal a 10000

rpm por 10 min, eliminándose el sobrenadante y dejando la pasta de microalga

que luego fue secada en estufa a 60 ºC por 3 h.

Para la extracción de lípidos de las muestras secas de microalgas se siguió la

metodología de Blight & Dyer (1959) y la determinación de la concentración de

lípidos según metodología de Marsh & Weinsteinn (1966) (Fig. 3).

A cada una de las muestras centrifugadas secas, se añadió 3 mL de una solución

de metanol:cloroformo (2:1) en tubos de ensayo debidamente rotulados de cada

unidad experimental, se agitó y se mantuvieron en refrigeración a 5 ºC por 24 h

protegidas de la luz.

Luego se adicionó 3 mL de agua destilada a cada tubo de ensayo, se centrifugó

a 10000 rpm durante 10 min; se extrajo la capa superior y se evaporó lo restante

por secado a 80 ºC aproximadamente. Se agregó 2 mL de ácido sulfúrico

concentrado (98 %) y se llevó a calor a una temperatura de 200 ºC por 1 h; luego

se enfrió con agua potable a temperatura ambiente. Posteriormente se realizaron

las lecturas en el espectrofotómetro Turner Barstearnd Internacional con celdas

de cuarzo a una longitud de onda de 375 nm. Las curvas de calibración (Fig. 4)

se efectuaron previamente con Colesterol (A) y aceite de oliva (B) (Olea

europea).

13

Fig. 3. Flujograma para determinar los lípidos totales de T. suecica en todos los

tratamientos. Metodología de Blight & Dyer (1959) y Marsh & Weinsteinn (1966).

Agregar 2 mL de H2SO4 concentrado

Muestra centrifugada (10 mL)

Agregar 3 mL de metanol:cloroformo (2:1)

Centrifugar 10000 rpm por 10 min.

Agregar 3 mL de agua y extraer la capa

superior

Evaporación de gases y secado con calor

Calentar a 200 ºC x 60´

Enfriar a temperatura ambiente

Lectura espectrofotométrica a 375 nm

(longitud de onda)

Dejar reposar por 24 horas a 5 ºC

14

Fig. 4. Curvas de calibración para la determinación de lípidos en T. suecica.

Se promediaron las pendientes de las dos ecuaciones de las curvas de

calibración dando como ecuación general para determinar los lípidos (Blight &

Dyer, 1959; Marsh & Weinsteinn, 1966) la siguiente:

𝐿 (%) =

((𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎

1,7256) 𝑥 𝑉 )

𝑀𝑥 100

Donde:

V: Volumen final de muestra analizada (ml).

M: Peso equivalente al peso seco (mg) en 10 mL de cultivo.

Para determinar el contenido de lípidos (LT) en biomasa para cada tratamiento,

se utilizó la siguiente ecuación:

𝐿𝑇 (𝑚𝑔 𝐿−1) =𝐿 𝑥 𝐵

100

Donde:

L: Porcentaje de lípidos (%).

B: Biomasa seca total por litro (mg).

y = 1,7635xR² = 0,9982

y = 1,6876xR² = 0,9934

0,0

0,1

0,3

0,4

0,5

0,6

0,8

0,9

1,0

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5

Abso

rba

ncia

Lípidos (mg mL-1)

A

B

Lineal (A)

Lineal (B)

15

2.8. Análisis estadístico de los datos

Los tratamientos fueron sometidos al análisis de varianza (ANOVA) para

establecer diferencias entre sus promedios. Luego se aplicó la prueba de Tukey

HSD para establecer el mejor promedio. Todos los casos fueron analizados con

un nivel de significancia de 0,05. El tratamiento estadístico fue desarrollado

utilizando los programas, Microsoft Office Excel 2010 y SPSS 20.0 para Microsoft

Windows 7.

16

III. RESULTADOS

3.1. Parámetros ambientales del cultivo de T. suecica

3.1.1. Temperatura

La variación de la temperatura en los cultivos se muestra en la Fig. 5, y

Anexos 1 y 2.

La temperatura de los cultivos de T. suecica en todos los tratamientos

varió entre los 22,1 y 24,3 °C durante el experimento. Los mismos fueron

estadísticamente similares (p>0,05) en cada día de cultivo.

Fig. 5. Variación de la temperatura promedio (°C) en los cultivos de T. suecica

de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).

17

3.1.2. pH

Las variaciones del pH en los cultivos durante el experimento son

mostrados en la Fig. 6, y Anexos 3 y 4.

El pH de los cultivos de T. suecica en todos los tratamientos varió entre

los 7,81 al inicio del experimento, y 9,26 en el cuarto y quinto día de cultivo.

Fig. 6. Variación del pH promedio en los cultivos de T. suecica de los

tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).

Al segundo día de cultivo, el valor de pH fue significativamente mayor

(p<0,05) en el control (Guillard f/2) que los dosificados con 1, 2 y 5 % de

EEA con valores de 8,54, 8,24, 8,15 y 8,15, respectivamente.

18

Para el quinto día de cultivo, los mayores valores significativos (p<0,05)

de pH se encontraron en los dosificados con 1, 2 y 5 % de EEA con valores

de 9,12, 9,19 y 9,12, respectivamente; mientras que el menor valor

(p<0,05) se presentó en el control (Guillard f/2) con 9,02.

Al final del experimento (día 11) los mayores valores promedio

significativos (p<0,05) se presentaron en los cultivados con 2 y 5 % de

EEA con 8,44 y 8,52, respectivamente; y los menores valores

significativos (p<0,05) para este mismo día se presentaron en el control

(Guillard f/2) y 1 % de EEA con 8,14 y 8,13, respectivamente.

3.2. Crecimiento poblacional de T. suecica

3.2.1. Curvas de crecimiento poblacional

En la Fig. 7 y anexos 5 y 6, son presentados las densidades poblacionales

en los cultivos de T. suecica en todos los tratamientos.

Las densidades poblacionales de T. suecica se iniciaron con valores

promedio significativamente similares (p<0,05) en todos los tratamientos

de 0,18 x106 cél. mL-1, y variaron hasta valores promedio máximos de 3,24

x106 cél. mL-1 (día 7) en el tratamiento con 2 % de EEA y 3,61 x106 cél.

mL-1 (día 8) en el tratamiento con 5 % de EEA.

19

Fig. 7. Variación de la densidad poblacional (x106 cél. mL-1) en los cultivos de T.

suecica de los tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).

Al tercer día de cultivo, la mayor densidad poblacional significativa

(p<0,05) de T. suecica se observó en el cultivo control (Guillard f/2) con

un valor promedio de 0,94 x106 cél. mL-1, y los menores valores

significativos promedio (p<0,05) se encontraron en los dosificados con 1,

2 y 5 % de EEA con 0,82 x106 cél. mL-1, 0,77 x106 cél. mL-1 y 0,80 x106

cél. mL-1, respectivamente.

En el quinto día de cultivo, los mayores valores significativos (p<0,05) de

las densidades poblacionales promedio de T. suecica se encontraron en

los cultivos dosificados con 2 y 5 % de EEA con 2,65 x106 cél. mL-1 y 2,78

x106 cél. mL-1, respectivamente; mientras que los menores valores

significativos (p<0,05) fueron encontrados en los dosificados con 1 % de

EEA y el control (Guillard f/2) con 2,13 y 2,33 x106 cél. mL-1,

respectivamente.

20

Al final del experimento (día 11) el mayor valor promedio significativo

(p<0,05) de la densidad poblacional de T. suecica se encontró en el cultivo

dosificado con 5 % de EEA con 3,38 x106 cél. mL-1, seguido por el

dosificado con 2 % EEA con un valor de 3,07 x106 cél. mL-1; y el menor

promedio significativo (p<0,05) se obtuvo con el 1 % de EEA con 1,13 x106

cél. mL-1.

3.2.2. Tasa de crecimiento y tiempo de duplicación poblacional

En la Tabla 4, se observa la tasa de crecimiento (µ) y el tiempo de

duplicación diaria (TD) poblacional en los cultivos de T. suecica con medio

EEA y control (Guillard f/2), determinado en el quinto día de cultivo (Fig.

8) durante la fase final del crecimiento exponencial.

Tabla 4. Tasa de crecimiento (µ) y Tiempo de duplicación diaria (TD) poblacional

de T. suecica en los tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard

f/2 (control).

PARÁMETRO EEA (%)

CONTROL 1 2 5

µ (día-1) 0,51 ±0,01b 0,49 ±0,01b 0,54 ±0,01a 0,55 ±0,01a

TD (día) 1,35 ±0,03b 1,40 ±0,03b 1,29 ±0,01a 1,27 ±0,02a

Letras diferentes en una misma fila indica diferencia significativa (α=0,05).

La tasa de crecimiento (µ) en el quinto día de cultivo de T. suecica (Tabla

5) presentaron los mayores valores significativos (p<0,05) en los

tratamientos con 2 y 5 % de EEA con valores de 0,54 y 0,55 día-1,

respectivamente; mientras los menores valores significativos (p<0,05) se

obtuvieron en los tratamientos con 1 % de EEA y el medio Guillard f/2

(control) con 0,49 y 0,51 día-1, respectivamente.

21

En cuanto al tiempo de duplicación diaria (TD), los mayores valores

significativos (p<0,05) al quinto día de cultivo de T. suecica se obtuvieron

con el control (Guillard f/2) y con el 1 % de EEA, con 1,35 y 1,40 día,

respectivamente. Los menores valores significativos para el TD se

encontraron en los tratamientos de 2 y 5 % de EEA con 1,29 y 1,27 día,

respectivamente.

Fig. 8. Unidades experimentales al quinto día de cultivo de T. suecica en los

tratamientos con medio EEA y Guillard f/2 (control).

3.3. Contenido de lípidos en T. suecica

En la Fig. 9, se observan los valores del contenido de lípidos de T. suecica al

quinto día de cultivo en el final de la fase exponencial en todos los tratamientos.

22

Fig. 9. Contenido de lípidos en porcentaje de T. suecica en los tratamientos

con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control). Letras diferentes indican diferencia

significativa (α=0,05).

El contenido de lípidos expresado en porcentaje (Fig. 9) al quinto día de cultivo,

presentó el mayor significativo (p<0,05) en el tratamiento dosificado con el 1 %

de EEA con 26,73 % de lípidos. Los tratamientos con 2 y 5 % de EEA presentaron

valores intermedios para el porcentaje de lípidos con valores significativos

promedio (p<0,05) de 23,39 y 23,18 %, respectivamente. El menor valor

significativo promedio (p<0,05) del porcentaje de lípidos se obtuvo en el grupo

control (Guillard f/2) con 21,09 %.

3.4. Rendimiento de biomasa total y lípidos en T. suecica

En la Tabla 5 y Fig. 10, se observan los valores de biomasa total y de lípidos en

T. suecica al quinto día de cultivo, en el final de la fase exponencial en los

tratamientos dosificados con EEA.

a

b b c

0

23

Tabla 5. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica, en los

tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA.

PARÁMETROS EEA (%)

1 2 5

Biomasa Total (BT) (mg L-1)

434,66 ±22,85b 569,49 ±22,63a 607,13 ±18,18a

Biomasa Lípidos (BL) (mg L-1)

116,09 ±4,12b 133,09 ±2,17a 140,63 ±2,61a


Fig. 10. Rendimiento de biomasa total y lípidos de T. suecica en los tratamientos

dosificados con EEA. Letras diferentes indica diferencia significativa (α=0,05).

El rendimiento de biomasa total (mg L-1) de T. suecica (Tabla 5, Fig. 10) al quinto

día de cultivo, en los tratamientos con 2 y 5 % de EEA presentaron los mayores

valores significativos (p<0,05) con 569,49 y 607,13 mg L-1 de lípidos. El

tratamiento dosificado 1 % de EEA, presentó un menor promedio significativo

(p<0,05) a los demás tratamientos con 434,66 mg L-1 de lípidos.

En cuanto al rendimiento de biomasa en lípidos (mg L-1) de T. suecica (Tabla 5,

Fig. 10) al quinto día de cultivo, los tratamientos con 2 y 5 % de EEA presentaron

los mayores valores significativos (p<0,05) con 133,09 y 140,63 mg L-1 de lípidos.

434,66

569,49

607,13

116,09133,09 140,63

0

100

200

300

400

500

600

700

10 20 50

mg L

-1

EEA (mL L-1)

BIOMASA TOTAL BIOMASA LÍPIDOS

(2 %) (5 %)(1 %)

b

b

a

a

a

a

1 2 5 EEA (%)

24

El tratamiento dosificado 1 % de EEA, presentó un menor promedio significativo

(p<0,05) a los demás tratamientos con un valor de 116,09 mg L-1 de lípidos.

En la Tabla 6 y Fig. 11, se observan los valores del rendimiento de biomasa total

y lípidos en relación a la dosificación del EEA para T. suecica al quinto día de

cultivo en el final de la fase exponencial en todos los tratamientos.

Tabla 6. Rendimiento en biomasa total y de lípidos de T. suecica, en relación a

la dosificación de EEA, en los tratamientos cultivados con 2 y 5 % de EEA.

PARÁMETROS EEA (%)

1 2 5

Rendimiento BT (mg BT / mL EEA)

43,47 ±2,28a 28,47 ±1,13b 12,14 ±0,36c

Rendimiento BL (mg BL / mL EEA)

11,61 ±0,41a 6,65 ±0,11b 2,81 ±0,05c


Fig. 11. Rendimiento de biomasa total y de lípidos en relación a la dosificación

de EEA para T. suecica en los tratamientos con medio de cultivo EEA.

R² = 0,9834

R² = 0,9969

0

10

20

30

40

50

0 10 20 30 40 50 60

Ren

dim

ien

to (

mg

/ m

L E

EA

)

EEA (mL L-1)

R BIOMASA TOTAL R BIOMASA LÍPIDOS

1 2 5 EEA (%)

25

Se compararon los rendimientos de la biomasa total en relación a las

dosificaciones de EEA (g BT / L de EEA) para T. suecica (Tabla 7, Fig. 11), al

quinto día de cultivo en los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, presentando el

primero el mayor valor con 28,47 g de biomasa por cada L de EEA utilizado,

mientras que con 5 % de EEA se obtuvo una menor cantidad con 12,14 g por

cada L de EEA.

En el caso de los rendimientos de la biomasa de lípidos en relación a las

dosificaciones de EEA (g BL / L de EEA) para T. suecica (Tabla 7, Fig. 11), al

quinto día de cultivo, comparando los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, el

primero presentó el mayor valor con 6,65 g de lípidos por cada L de EEA

utilizado, mientras que con 5 % de EEA se obtuvo una menor cantidad con 2,81

g por cada L de EEA.

26

IV. DISCUSIÓN

Los cultivos microalgales están influenciadas por las características ambientales,

las mismas que condicionarían su composición química de acuerdo a sus

variaciones o rangos de estos, ya sea por niveles de luminosidad, concentración

de nutrientes, pH y temperatura (Laing & Helm, 1981; Richmond & Becker, 1986;

Millán-Núñez et al., 2010).

Abalde et al. (1995), mencionan que las microalgas pueden ser cultivadas en un

rango de temperatura la que varía según la especie, existiendo especies que no

soportan temperaturas superiores a 25 °C, mientras que otras crecen bien hasta

los 36 °C. Así, Laing & Helm (1981), mencionan que la productividad de T.

suecica no es afectada por temperatura entre los 18 y 22 ºC. En el trabajo

experimental las temperaturas variaron entre los 22,1 y 24,3, cercanos al rango

mencionado por Laing & Helm (1981) y menores a los mencionados por Abalde

et al. (1995), y más aún estos fueron significativamente iguales en cada día de

cultivo, por lo que no serían condicionantes para la obtención de los resultados.

El pH es un parámetro a tener en cuenta en los cultivos microalgales, ya que

estas requieren estar en un rango óptimo para su cultivo, un descenso brusco

del pH suele ser letal, pero suelen soportar mejor los incrementos del pH hasta

un cierto límite (Richmond & Becker, 1986), presentando un rango óptimo entre

los 7 y 8. Millán-Núñez et al. (2010), cultivan sin inconvenientes T. suecica en

intervalos de pH de 7,3 y 8,5, mientras que Silva et al. (2011), cultivaron de

manera óptima entre los 7,13 y 8,69 y con una temperatura de 21 a 24 °C. En el

experimento con T. suecica los cultivos presentaron un rango de pH entre 7,81

y 9,26, el que está próximo a los encontrados por Silva et al. (2011), y Millán-

Núñez et al. (2010), no siendo un factor determinante para la obtención de los

resultados en este experimento.

El crecimiento poblacional es un parámetro que indica la asimilación de los

nutrientes, y en cultivos autotróficos T. suecica puede utilizar diferentes fuentes

nitrogenadas como úrea, fosfato diamónico, nitratos y nitritos; y en cultivo

heterotrófico como ensilado de pescado puede metabolizar diversos

27

aminoácidos y vitaminas, sintetizar ácidos grasos poliinsaturados (Bold &

Wynne, 1985), los mismos que se encuentran contenidos en el medio a base de

EEA, compuestos básicamente por los residuos de anchoveta dado por el

almacenamiento en las embarcaciones pesqueras. En teoría, cualquier

compuesto nitrogenado que pasa a la membrana plasmática y entra en la vía

bioquímica de las microalgas podría ser considerado como una fuente de

nitrógeno; sin embargo, los procesos de ingresar a la célula y ser incorporado

deben ser con la mayor rapidez (Flynn & Butler, 1986) para ser asimilables, como

sucede con el EEA.

Andrade et al. (2009), evaluan el crecimiento, remoción de nutrientes y materia

orgánica de Scenedesmus sp en aguas residuales provenientes de restos de

pescadería, reportando eficiencias de remoción de 94,44% para nitrógeno

amoniacal, de 77,54% para fosfatos y de 35,59% para materia orgánica.

Demostrando que estos nutrientes son asimilables por una microalga, como en

el caso del experimento, todos los dosificados con EEA presentaron incrementos

en las densidades poblacionales a lo largo de los días de cultivo.

Ipanaqué & paredes (2010), utilizan extracto de ensilado de residuos de concha

de abanico en el cultivo de T. suecica, encontraron que las mayores densidades

poblacionales se encontraron con 60 y 80 mL L-1 de extracto de ensilado con

valores de 6,38 y 6,88 x106 cél. mL-1, respectivamente, y fueron mayores que

aquellos obtenidos con medio de cultivo f/2 de Guillard (3,67 x106 cél. mL-1)

reconocido medio estandarizado para el cultivo de la mayoría de microalgas

marinas, entre estás T. suecica.

En el experimento, al quinto día de cultivo se encontró que las mayores

densidades microalgales estuvieron en los dosificados al 2 y 5 % de EEA con

promedios significativamente iguales de 2,65 y 2,78 x106 cél. mL-1, mientras que

el menor promedio se encontró en el dosificado con 1 % de EEA, con 2,13 x106

cél. mL-1. De esto Alsull & Wan (2012), observaron que en condiciones de

limitación de nitrógeno en el cultivo de Tetraselmis sp., el crecimiento fue

controlado por la deficiencia en el nitrógeno. Así, el tratamiento con menor

contenido de nutrientes como el dosificado al 1 % de EEA, presentó una menor

28

densidad poblacional, comparado con las mayores densidades de los

dosificados al 2 y 5 % de EEA, teniendo estos últimos mayores concentraciones

de nutrientes, obtuvieron mayores densidades poblacionales.

Las densidades microalgales están en función a la velocidad de crecimiento en

la cual se producen más células por lo que mayores velocidades indica una

mayor densidad. Alsull & Wan (2012), trabajaron con Tetraselmis sp aislada de

las aguas costeras del Parque Nacional de Penang en Malaysia, cultivadas bajo

condiciones de laboratorio combinando varios factores como la salinidad, luz y

limitación de nitrógeno, obtuvieron una alta tasa de crecimiento de 0,86 día-1,

3,18 ug mL-1 de contenido de clorofila α y 228 mg L-1 en peso seco para

Tetraselmis sp y que fueron mantenidas bajo un régimen de 24 h luz sin

restricción de nitrógeno.

También Silva et al. (2011), evaluan el crecimiento de T. suecica con pH y

concentración sanguaza/agua de mar, obteniendo que un pH de 8,71 y una

concentración de sanguaza/agua de mar de 4,56 %, que permiten obtener una

tasa de crecimiento máximo de 0,659 día-1, asimismo, concluyen que el uso de

agua de mar con sanguaza, ha demostrado ser una buena alternativa para la

producción de biomasa de T. suecica, considerando que la sanguaza es un

residuo, cuyo costo será menor que el medio EM-Bokashi y el medio Yashima.

Lo que se confirma con el trabajo de Montoya & Acosta (2011), que utilizaron un

medio “Agua de mar enriquecida” para el cultivo de Tetraselmis sp, encontrando

que las mayores tasas específicas de crecimiento para cultivos son con

bicarbonato, mientras que en el medio fertilizante comercial Crecilizer (N, P2O5,

K2O) se obtienen mayores tasas de crecimiento cuando el cultivo es aireado,

siendo la tasa específica de crecimiento de 0,65 día-1. Similares valores son

reportados al quinto día de cultivo, con tasas de crecimiento de 0,54 y 0,55 día-

1, en los cultivos al 2 y 5 % de EEA, respectivamente.

La deficiencia de nitrógeno influye en la densidad poblacional de Isochrysis

galbana y también reduce la tasa de crecimiento (Fábregas et al., 1985). Esto

podría haber sucedido en el tratamiento con el 1 % de EEA, dado la menor

concentración de nutrientes que los demás tratamientos con EEA.

29

Al considerar la tasa de crecimiento también se debe tener en cuenta, que el

tiempo de duplicación diaria (TD) está relacionada con esta; el incremento de la

tasa de crecimiento implica una mayor densidad microalgal, así Sheehan et al.

(1998), determinaron que T. suecica cultivada con medio Guillard f/2, presenta

un tiempo de duplicación de 1,50 día. Siendo este valor mayor a los mejores

tratamientos del experimento con EEA, que al ser dosificados con 2 y 5 % de

EEA se obtuvieron 1,29 y 1,27 día, respectivamente, lo que se debería a que los

nutrientes presentes en el EEA son posiblemente mejor asimilados, permitiendo

incrementar la densidad microalgal en un menor tiempo, y también puede

deberse a lo mencionado por Molina et al. (1991), que el crecimiento poblacional

de Tetraselmis sp es influenciado cuando la relación N/P se encuentra por debajo

de 20, siendo importante el balance de nutrientes en el medio de cultivo.

Respecto al rendimiento de lípidos para T. suecica, Thompson (1996), menciona

que en las microalgas pueden aumentar hasta el doble, bajo condiciones de

limitación de nutrientes, cuando el crecimiento disminuye y no hay requerimiento

para la síntesis de nuevos compuestos de membrana. En el caso del

experimento, se obtuvo el mayor porcentaje de lípidos con el tratamiento con

menor cantidad de nutrientes (1 % de EEA) con 26,73 % en peso seco, mientras

con mayores dosis de nutrientes (2 y 5 % de EEA) el porcentaje de lípidos fue

de 23,39 y 23,18 %, respectivamente.

Del mismo modo, Chiu et al. (2009), mencionan que la acumulación de lípidos

en las células microalgales están asociadas con el crecimiento poblacional, ellos

encontraron que los contenidos de lípidos en células de Nannochloropsis

oculata, con un medio limitado en nitrógeno durante las fases de crecimiento

logarítmica, estacionaria temprana y estacionaria final, fueron de 30,8, 39,7, y

50,4 %, respectivamente; notándose que los mayores porcentajes de lípidos se

encuentran en relación con la fase de cultivo; esto es complementado por

Beopoulos et al. (2009), mencionando que el agotamiento de nitrógeno en el

medio puede causar la detención de la división celular, por lo mismo la densidad

microalgal, pero el metabolismo del carbono continúa, lo que da como resultado

una mayor producción de lípidos. Es así que con una baja concentración de

30

nutrientes, sobre todo de nitrógeno, como en el tratamiento con 1 % de EEA, se

encontró un mayor porcentaje de lípidos al quinto día de cultivo.

También Alsull & Wan (2012), trabajando con Tetraselmis sp incrementaron

significativamente los contenidos de lípidos desde 13,29 % en condiciones de

limitación de nitrógeno, hasta los 29,51 % en condiciones de restricción total. Por

lo que una deficiencia de nutrientes, sobre todo minerales, típicamente causa

una tasa de crecimiento cada vez menor, pero sorprendentemente, bajo estas

circunstancias muchas especies de microalgas continúan sintetizando

activamente ácidos grasos (Cohen, 1999).

Loera-Quezada & Olguín (2010), mencionan que la deficiencia de nitrógeno es

el factor que más afecta el metabolismo de los lípidos. Entonces la limitación de

nitrógeno es considerada como la estrategia más eficiente para incrementar el

contenido de lípidos neutros en las microalgas, en particular el de triglicéridos

conformados por ácidos grados con un elevado grado de saturación (Garibay et

al., 2009).

Para el caso de exceso de nitrógeno, Fábregas et al. (1996), mencionan que en

cultivos saturados de nitrógeno se disminuye la concentración celular y producen

un aumento del peso de cada célula, con inhibición del crecimiento celular y

aumento del porcentaje de proteína ya que se sigue incorporando nitrógeno aun

presentándose el bloqueo de la división celular. Es probable que esto sucediera

al quinto día de cultivo en el tratamiento con 5 % de EEA (2,65 x106 cél mL-1),

presentando valores cercanos a los encontrados con el 2 % de EEA (2,78 x106

cél mL-1), debido probablemente a que ya se ha saturado el medio con nutrientes

(N, P) por lo que el aumentar dichas concentraciones ya no significa un

incremento significativo de la densidad poblacional y el rendimiento en biomasa

total y de lípidos.

Fernández & paredes (2007), obtuvieron incrementos del 85,8 % y 154 % de

carbohidratos y lípidos, respectivamente en cultivos dosificados con 40 mL L-1

de extracto de ensilado de pescado; mientras que Ipanaqué & paredes (2010),

utilizando residuos de la maricultura en cultivos de T. suecica, sus resultados

31

demostraron que al quinto día de cultivo, en la concentración de 80 mL L-1 las

concentraciones de lípidos no muestran diferencias significativas (p>0,05) entre

los cultivos dosificados con ensilado de residuos de concha de abanico,

presentando promedios entre los 22,63 y 23,88 %; siendo estos menores a los

encontrados en los tratamientos del presente experimento, ya que se obtuvieron

porcentajes de lípidos entre 23,18 y 26,73 %, y mayores que el control con medio

Guillard f/2 que presentó un valor de 21,09 %. Similarmente Sheehan et al.

(1998), halló en T. suecica cultivada con medio Guillard f/2, una concentración

lipídica de 22 % en peso seco. Entonces puede ser una tendencia que los medios

de cultivo de origen orgánico (residuos de pescado y concha de abanico)

incrementen el contenido de lípidos en microalgas, en las concentraciones

mencionadas.

Se ha demostrado que la composición bioquímica de las microalgas puede ser

manipulado mediante el cambio de los parámetros físicos y químicos del medio

de cultivo (Huang et al., 2012). Esto hace que en medios de cultivo con suficiente

nitrógeno las células sintetizan principalmente proteínas para mantener el

crecimiento y la división, pero ante condiciones de limitación de nitrógeno no hay

nutrientes suficientes para mantener el crecimiento celular por lo que aumentan

las sustancias de reserva, hidratos de carbono y lípidos de reserva, a expensas

de la síntesis proteica (Sukenik et al., 1993). Lo que en el experimento queda

demostrado que al aumentar la concentración de nutrientes (EEA) la densidad

poblacional de las microalgas y la producción de biomasa aumenta, pero también

que a menor concentración de nutrientes (EEA) se ha producido un mayor

porcentaje de lípidos.

Cohen (1999), menciona que cuando el crecimiento poblacional se retarda en

respuesta a un factor limitante como la luz, consumo de nutrientes, pH,

temperatura o salinidad, la mayor síntesis de lípidos y carbohidratos, estos son

incrementados a expensas de la síntesis de proteínas. Esto explicaría los

resultados en los tratamientos con mayores concentraciones de nutrientes (2 y

5 % de EEA) que presentan mayores valores de biomasa total y lípidos en peso,

dado que en estas se han presentado altos rendimientos de 569,49 y 607,13 mg

L-1 para biomasa total, y de 133,09 y 140,63 mg L-1 de biomasa de lípidos.

32

Entonces por todo lo mencionado, los mejores resultados se obtuvieron en los

tratamientos con 2 y 5 % de EEA, destacando el dosificado con el 2 % de EEA.

El tratamiento con 1 % no aseguraría la producción óptima de biomasa y lípidos,

mientras que con 5 % de EEA se estaría sobre dosificando a los cultivos, por lo

que el tratamiento con el 2 % de EEA se encontraría en un punto óptimo entre la

concentración de nutrientes y la producción de biomasa y lípidos; y que de

acuerdo a Alsull & Wan (2012), el principal factor limitante es el contenido de

nitrógeno (nitratos, nitritos, proteínas) en el medio de cultivo de microalgas, por

lo que se convierte como el macronutriente más importante; y su menor

concentración daría lugar a un menor rendimiento de biomasa total o lipídico.

En la región Ancash, los efluentes pesqueros de las embarcaciones

anchoveteras se producen en grandes cantidades que no son tomadas en cuenta

como fuente de contaminación y menos utilizadas o tratadas, y dado la intensa

actividad de la industria pesquera, la provisión de EEA sería constante mientras

exista la pesca industrial, por lo que se estaría asegurado la producción de

biomasa total y de lípidos; quedando demostrado que es posible obtener buenos

crecimientos poblacionales, biomasa y concentraciones de lípidos, de manera

optimizada, utilizando la concentración de 2 % de EEA por T. suecica.

33

V. CONCLUSIONES

Los mayores valores de µ para T. suecica al quinto de cultivo se presentaron

en los tratamientos dosificados con 2 y 5 % de EEA, con 0,54 y 0,55 día-1,

respectivamente; y el menor valor se presentó en el tratamiento dosificado con

1 % de EEA, con 0,49 día-1.

El mayor valor de TD para T. suecica en el quinto día de cultivo, se obtuvo en

el tratamiento con 1 % de EEA, con 1,40 día; mientras que los menores

valores se presentaron en los tratamientos con 2 y 5 % de EEA, con 1,29 y

1,27 día, respectivamente.

El mayor contenido en porcentaje de lípidos para T. suecica al quinto día de

cultivo, se obtuvo en el tratamiento dosificado con 1 % de EEA con 26,73 %;

y con dosificaciones de 2 y 5 % de EEA se obtuvieron menores porcentajes

con el 23,39 y 23,18 %, respectivamente.

Los mayores rendimientos en biomasa de lípidos para T. suecica al quinto día

de cultivo, se obtuvieron en los tratamientos dosificados con 2 y 5 % de EEA,

con 133,1 y 140,6 mg L-1, respectivamente; y con el 1 % de EEA se obtuvo

una menor biomasa de lípidos con 116,1 mg L-1.

34

VI. RECOMENDACIONES

Evaluar el contenido de carbohidratos y proteínas de los cultivos de T. suecica

con diferentes concentraciones de EEA.

Evaluar el efecto del número de dosificaciones de EEA en el crecimiento y

contenido de lípidos, carbohidratos y proteínas de T. suecica cultivado con

diferentes concentraciones de EEA.

Determinar el efecto de diferentes concentraciones de EEA en el escalamiento

de resultados del crecimiento poblacional y contenido de lípidos en cultivos

masivos de T. suecica cultivados en tanques de 100 L.

Evaluar con diferentes concentraciones de EEA, los costos de producción de

biomasa y lípidos a escala piloto de T. suecica.

Evaluar económicamente el escalamiento de los resultados a fin de proponer

la instalación de una Planta de producción de biocombustible a partir de EEA.

35

VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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42

VIII. ANEXOS

43

Anexo 1. Temperatura (°C) en los cultivos de T. suecica de las unidades

experimentales en los tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2

(control).

DÍA DE CULTIVO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3

0 22,7 22,8 22,8 22,8 22,7 22,7 22,8 22,9 22,8 22,8 22,8 22,7

1 23,1 23,4 23,2 23,2 23,3 23,1 23,1 23,4 23,4 23,1 23,4 23,2

2 23,7 23,8 23,3 23,4 23,1 23,9 24,1 23,6 23,7 23,4 23,6 23,1

3 24,1 24,3 23,8 24,0 23,8 24,2 23,9 24,3 23,8 23,7 23,9 24,0

4 23,2 23,7 23,6 23,6 23,4 23,8 23,8 23,4 23,2 23,4 23,6 23,5

5 23,2 23,8 23,9 23,3 23,5 23,4 23,9 23,5 23,2 23,6 23,7 23,4

6 24,1 23,8 23,7 23,6 24,0 23,7 23,6 24,1 23,5 24,1 23,4 23,6

7 23,4 23,6 23,7 23,8 24,1 23,6 23,4 23,6 23,9 23,4 23,5 23,7

8 23,1 23,4 23,2 23,6 23,1 23,4 23,0 23,2 23,1 23,8 23,4 23,3

9 23,8 23,4 23,7 23,6 23,9 23,8 23,2 23,7 23,9 23,6 23,5 23,1

10 22,4 22,7 22,1 22,6 22,3 22,7 23,1 22,8 22,6 22,4 23,1 22,6

11 23,9 23,7 23,1 23,8 23,5 23,7 23,8 23,7 23,2 23,8 23,6 23,4

44

Anexo 2. Temperatura promedio (°C) en los cultivos de T. suecica de los

tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).

DÍA DE CULTIVO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

0 22,8 ±0,1a 22,7 ±0,1a 22,8 ±0,1a 22,8 ±0,1a

1 23,2 ±0,2a 23,2 ±0,1a 23,3 ±0,2a 23,2 ±0,2a

2 23,6 ±0,3a 23,5 ±0,4a 23,8 ±0,3a 23,4 ±0,3a

3 24,1 ±0,3a 24,0 ±0,2a 24,0 ±0,3a 23,9 ±0,2a

4 23,5 ±0,3a 23,6 ±0,2a 23,5 ±0,3a 23,5 ±0,1a

5 23,6 ±0,4a 23,4 ±0,1a 23,5 ±0,4a 23,6 ±0,2a

6 23,9 ±0,2a 23,8 ±0,2a 23,7 ±0,3a 23,7 ±0,4a

7 23,6 ±0,2a 23,8 ±0,3a 23,6 ±0,3a 23,5 ±0,2a

8 23,2 ±0,2a 23,4 ±0,3a 23,1 ±0,1a 23,5 ±0,3a

9 23,6 ±0,2a 23,8 ±0,2a 23,6 ±0,4a 23,4 ±0,3a

10 22,4 ±0,3a 22,5 ±0,2a 22,8 ±0,3a 22,7 ±0,4a

11 23,6 ±0,4a 23,7 ±0,2a 23,6 ±0,3a 23,6 ±0,2a


45

Anexo 3. Valores de pH en los cultivos de T. suecica de las unidades

experimentales en los tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2

(control).

DÍA DE CULTIVO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3

0 7,81 7,89 7,86 7,84 7,83 7,79 7,85 7,86 7,84 7,91 7,83 7,86

1 8,01 8,07 8,10 8,07 8,01 7,86 7,97 8,03 8,02 8,02 8,06 7,95

2 8,43 8,47 8,72 8,21 8,32 8,19 8,12 8,24 8,09 8,18 8,27 8,31

3 9,02 9,04 9,16 8,91 8,87 8,98 8,72 8,56 8,74 8,86 8,71 8,92

4 9,14 9,21 9,18 9,07 9,11 9,14 9,19 9,24 9,26 9,23 9,17 9,26

5 9,01 9,02 9,03 9,09 9,10 9,17 9,26 9,21 9,11 9,17 9,23 9,22

6 8,86 8,93 8,76 8,83 8,77 8,89 9,12 9,03 9,06 9,16 9,20 9,11

7 8,79 8,83 8,76 8,63 8,79 8,85 8,74 8,94 8,87 8,97 8,84 8,86

8 8,76 8,74 8,64 8,62 8,42 8,36 8,62 8,71 8,58 8,72 8,84 8,61

9 8,46 8,52 8,61 8,23 8,19 8,33 8,78 8,61 8,83 8,92 8,97 8,81

10 8,42 8,19 8,22 8,21 8,19 8,07 8,62 8,37 8,29 8,56 8,82 8,67

11 8,17 8,23 8,03 8,07 8,10 8,21 8,31 8,42 8,58 8,68 8,51 8,36

46

Anexo 4. Valores de pH promedio en los cultivos de T. suecica en los

tratamientos con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).

DÍA DE CULTIVO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

0 7,85 ±0,04a 7,82 ±0,03a 7,85 ±0,01a 7,87 ±0,04a

1 8,06 ±0,05a 7,98 ±0,11a 8,01 ±0,03a 8,01 ±0,06a

2 8,54 ±0,16a 8,24 ±0,07b 8,15 ±0,08b 8,25 ±0,07b

3 9,07 ±0,08a 8,92 ±0,06ab 8,67 ±0,10c 8,83 ±0,11bc

4 9,18 ±0,04ab 9,11 ±0,04b 9,23 ±0,04a 9,22 ±0,05a

5 9,02 ±0,01b 9,12 ±0,04ab 9,19 ±0,08a 9,21 ±0,03a

6 8,85 ±0,09b 8,83 ±0,06b 9,07 ±0,05a 9,16 ±0,05a

7 8,79 ±0,04a 8,76 ±0,11a 8,85 ±0,10a 8,89 ±0,07a

8 8,71 ±0,06a 8,47 ±0,14a 8,64 ±0,07a 8,72 ±0,12a

9 8,53 ±0,08b 8,25 ±0,07c 8,74 ±0,12ab 8,90 ±0,08a

10 8,28 ±0,13b 8,16 ±0,08b 8,43 ±0,17ab 8,68 ±0,13a

11 8,14 ±0,10b 8,13 ±0,07b 8,44 ±0,14ab 8,52 ±0,16a


47

Anexo 5. Densidad poblacional (x106 cél. mL-1) de T. suecica en las unidades

experimentales de los tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y

Guillard f/2 (control).

DÍA DE CULTIVO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3

0 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18

1 0,25 0,26 0,26 0,20 0,20 0,22 0,20 0,20 0,21 0,20 0,20 0,21

2 0,39 0,43 0,43 0,33 0,32 0,37 0,30 0,30 0,33 0,34 0,29 0,33

3 0,98 0,91 0,93 0,81 0,80 0,84 0,75 0,78 0,78 0,82 0,78 0,81

4 1,64 1,78 1,83 1,54 1,66 1,72 1,99 1,86 1,79 1,97 1,88 1,94

5 2,46 2,33 2,21 2,03 2,11 2,24 2,56 2,66 2,72 2,68 2,79 2,86

6 2,69 2,63 2,77 2,06 2,23 2,18 2,94 2,81 2,98 2,99 3,15 3,02

7 2,71 2,61 2,84 1,96 2,14 2,02 3,21 3,10 3,42 3,49 3,27 3,56

8 2,54 2,51 2,73 2,04 1,88 1,79 3,30 3,04 3,31 3,53 3,62 3,68

9 2,49 2,31 2,41 1,68 1,73 1,85 3,06 3,13 3,26 3,23 3,44 3,36

10 2,44 2,24 2,39 1,52 1,31 1,36 3,01 3,32 3,22 3,33 3,41 3,52

11 1,99 1,91 1,76 1,21 1,09 1,10 2,95 3,04 3,23 3,24 3,47 3,43

48

Anexo 6. Densidad poblacional promedio (x106 cél. mL-1) de T. suecica

cultivados con medio EEA y Guillard f/2 (control).

DÍA DE CULTIVO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

0 0,18 ±0,00a 0,18 ±0,00a 0,18 ±0,00a 0,18 ±0,00a

1 0,26 ±0,01a 0,21 ±0,01b 0,20 ±0,01b 0,20 ±0,01b

2 0,42 ±0,02a 0,34 ±0,03b 0,31 ±0,02b 0,32 ±0,02b

3 0,94 ±0,04a 0,82 ±0,02b 0,77 ±0,02b 0,80 ±0,02b

4 1,75 ±0,10ab 1,64 ±0,09b 1,88 ±0,10a 1,93 ±0,05a

5 2,33 ±0,13b 2,13 ±0,11b 2,65 ±0,08a 2,78 ±0,09a

6 2,70 ±0,07b 2,16 ±0,09c 2,91 ±0,09ab 3,05 ±0,09a

7 2,72 ±0,12b 2,04 ±0,09c 3,24 ±0,16a 3,44 ±0,15a

8 2,59 ±0,12c 1,90 ±0,13d 3,22 ±0,15b 3,61 ±0,08a

9 2,40 ±0,09b 1,75 ±0,09c 3,15 ±0,10a 3,34 ±0,11a

10 2,36 ±0,10b 1,40 ±0,11c 3,18 ±0,16a 3,42 ±0,10a

11 1,89 ±0,12c 1,13 ±0,07d 3,07 ±0,14b 3,38 ±0,12a


49

Anexo 7. Valores de la Tasa de crecimiento (µ) y Tiempo de duplicación diaria

(TD) poblacional de T. suecica en las unidades experimentales de los

tratamientos cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).

PARÁMETRO

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3 R1 R2 R3

N0 (x106 cél. mL-1) 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18 0,18

Nf (x106 cél. mL-1) 2,46 2,33 2,21 2,03 2,11 2,24 2,56 2,66 2,72 2,68 2,79 2,86

Día 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5 5

µ (día-1) 0,52 0,51 0,50 0,48 0,49 0,50 0,53 0,54 0,54 0,54 0,55 0,55

TD (día) 1,33 1,35 1,38 1,43 1,41 1,37 1,31 1,29 1,28 1,28 1,26 1,25

50

Anexo 8. Valores de la Biomasa, Absorbancia, Porcentaje de lípidos y Biomasa

de lípidos de T. suecica en las unidades experimentales de los tratamientos

cultivados con medio de cultivo EEA y Guillard f/2 (control).

PARÁMETROS

EEA (%)

CONTROL 1 2 5

Biomasa (mg L-1) 507,5 480,2 460,6 412,7 433,0 458,3 545,5 572,4 590,5 587,7 609,9 623,8

Absorbancia (λ) 0,355 0,360 0,338 0,391 0,394 0,417 0,452 0,459 0,467 0,494 0,476 0,486

Lípidos (%) 20,27 21,72 21,26 27,45 26,37 26,36 24,01 23,23 22,91 24,35 22,61 22,58

Lípidos (mg L-1) 102,9 104,3 97,9 113,3 114,2 120,8 131,0 133,0 135,3 143,1 137,9 140,8