Relatório dos alunos

Índice

Introdução......................................................................................................... 1 Protocolo do Relatório..................................................................................... 2

1. Spartina ................................................................................................... 2 1.1 O que é? ............................................................................................... 2 1.2 Onde se encontra?................................................................................ 3 1.3 Aplicações?........................................................................................... 3

2. Extracções .................................................................................................. 4 2.1 Soxhlet .................................................................................................. 4 2.2 A frio...................................................................................................... 5

3. Concentração dos extractos ....................................................................... 6 3.1 Evaporador rotativo ............................................................................... 6 3.2 Corrente de azoto.................................................................................. 6

4. Filtração e descoloração............................................................................. 7 4.1 Filtração por algodão............................................................................. 7 4.2 Descoloração com carvão activado....................................................... 7

5. Purificação dos extractos............................................................................ 9 5.1 Extracção em fase sólida com sílica ..................................................... 9 5.2 Extracção líquido-líquido de etanol ..................................................... 10

6. Cromatografia ........................................................................................... 13 6.1 Cromatografia gasosa ou GCMS ........................................................ 13 6.2 Cromatografia líquida ou HPLC .......................................................... 14

7. Absorção electrónica ............................................................................. 15 7.1 Transições electrónicas....................................................................... 15 7.2 Determinação da actividade antioxidante............................................ 16

Actividade experimental ................................................................................ 17 HPLC ............................................................................................................ 17 Determinação da actividade antioxidante ..................................................... 18

Apresentação de resultados ......................................................................... 19 Cromatografia líquida ................................................................................... 19 Cromatografia gasosa .................................................................................. 25 Determinação da actividade anti radicalar do extracto de Spartina maritima (fase aquosa) através do método do DPPH ................................................. 27

Discussão de resultados ............................................................................... 29

UNIVERSIDADE NOVA DE LISBOA

Unidade de Biotecnologia Ambiental – Faculdade de Ciências e Tecnologia, Monte de Caparica

Estágio no âmbito do programa Ciência Viva 1

Introdução

Este relatório foi desenvolvido no âmbito dos estágios “Extracção de

compostos bioactivos nas plantas silvestres portuguesas” e ”Caracterização

nutricional das plantas silvestres portuguesas”, pertencentes ao projecto de

Ocupação Científica dos Jovens nas Férias (por parte da Ciência Viva),

compreendidos entre 24 de Julho de 2006 e 04 de Agosto de 2006, com vista a

dar a conhecer os resultados das análises efectuadas a uma planta de águas

paradas e salinas (Spartina maritima).

Todo o processo (incluindo a feitura do relatório) realizou-se na

UNIVERSIDADE NOVA DE LISBOA, Unidade de Biotecnologia Ambiental –

Faculdade de Ciências e Tecnologia, Monte de Caparica – (UNL/FCT), tendo

como orientadores, os seguintes:

• Doutor Paulo Renato Costa Figueiredo; Professor associado da

Universidade Lusófona de Humanidades e Tecnologias (ULHT) e Investigador

da Unidade de Biotecnologia Ambiental

• Doutora Margarida Gonçalves; Professora auxiliar da Faculdade

de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa e Investigadora da

Unidade de Biotecnologia Ambiental

• Doutor Fernando Reboredo; Professor auxiliar da Faculdade de

Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa e Investigadora da

Unidade de Biotecnologia Ambiental

Os alunos envolvidos no projecto, por sua vez, foram:

• Ana Rita Neves Teixeira1

• Inês Alexandra Manata Antunes Valente2

• Joana Pais Macara Abrantes Cardoso3

• Marlon Eduardo dos Santos Martins Francisco4

1 Escola Secundária da Lourinhã

2 Escola Secundária da Portela

3 Escola Técnica e Liceal Salesiana Santo António (Estoril)

4 Escola Secundária Moinho de Maré




Protocolo do Relatório

1. Spartina

1.1 O que é?

Classificação:

Reino – Plantae

Sub-reino – Tracheobionta

Superdivisão – Spermatophyta

Divisão – Magnoliophyta

Classe – Commelinidae

Ordem – Cyperales

Família – Poaceae

Género – Spartina

Espécie – Spartina marítima

Desenvolvendo-se em zonas frequentemente alagadas, a Spartina

martitima é uma planta cujo tamanho normalmente oscila entre 20-70 cm,

acima da superfície. Relativamente à cor, tende a situar-se na gama dos

verdes na Primavera e no Verão e nos castanhos-claros no Outono. As folhas

em geral são finas e compridas, com cerca de 10-40 cm e 0.5-1 cm de

espessura na base e confluindo num ponto. Produz flores e sementes, sendo

estas primeiras de cor esverdeada, tornando-se castanho no Inverno.

O ciclo haplo-diplonte da S. maritima leva a que esta tenha uma grande

variabilidade genética devido à reprodução sexuada que esta executa.

Depois da sua fixação no lodo (geralmente em sapais), os rizomas

tendem a crescer centrifugalmente formando áreas redondas que servem como

armadilhas de sedimentos, tornando-se côncava devido à acumulação de

sedimentos na direcção da sua zona central.

O tamanho da planta nas áreas redondas aumenta dos limites para o

centro, enquanto que a sua distribuição caracteriza-se por um conjunto de

circunferências concêntricas de diferentes densidades, sendo que a de maior

encontra-se no limite e a de menor no centro. Contudo e apesar da menor




densidade e maior altura da S. maritima no centro, mais nenhuma espécie

vegetal foi aí encontrada.

Relativamente às flores da S. maritima, estas incluem-se no grupo de

hermafroditas, sendo que apresentam uma fluorescência de 5-15 cm cilíndrica

e geralmente formada por duas a quatro espigas de 4-10 cm. Estas comportam

numerosas espiguinhas uniformes, sendo que cada uma das quais tem glumas

desiguais e pelosas. Cada flor tem três estames com anteras de 4-6 mm e um

ovário unilateral com apenas uma vesícula seminal primordial e três estigmas

plumosos.

A reprodução efectua-se essencialmente por sementes ou fragmentação

dos rizomas.

1.2 Onde se encontra?

A S. maritima é uma espécie nativa das costas ocidentais e do Sul da

Europa (assim como do Oeste de África), desde os Países Baixos até à costa

atlântica de Marrocos, passando por Inglaterra e Irlanda, e encontrando-se,

também, nas margens mediterrânicas. Existe também uma população disjunta

nas costas atlânticas da Namíbia e da África do Sul.

Preferencialmente a S. maritima fixa-se em zonas pantanosas, ou

compostas por lodo (como sapais, por exemplo) e bastante salgadas.

1.3 Aplicações?

A S. maritima é essencialmente usada para bioremediação, uma vez

que ela absorve os metais pesados existentes na água. Assim sendo, esta

serve, ou poderá vir servir, como um agente de limpeza dos locais onde se

encontra.




2. Extracções

2.1 Soxhlet

O extractor Soxhlet é uma peça de material de vidro de laboratório

inventada em 1879 por Franz Von Soxhlet. Foi criado especialmente para a

extracção de lípidos a partir de um material sólido e quaisquer outros

compostos difíceis de extrair a partir de material sólido.

Esta técnica inicia-se colocando a amostra num papel de filtro (forma

cilíndrica) dentro do Soxhlet. O solvente é aquecido num balão de fundo

redondo, originando vapor. O vapor proveniente do solvente aquecido passa

para o condensador onde é refrigerado passando ao estado líquido e enchendo

o extractor até ao nível do tubo lateral. Ao longo do tempo, o solvente vai

arrastando compostos solúveis presentes na amostra e após vários ciclos

obtém-se e extracto final.

Saída de água

Condensador

Entrada de água

Soxhlet

Placa de aquecimento

Fig. 1 – Método de extracção Soxhlet

Amostra no papel de filtro

Solvente




2.2 A frio

A técnica de extracção a frio é feita através da utilização de um agitador

magnético. Utilizando como solventes:

• Etanol

• Clorofórmio

• Hexano

• 70% Metanol: 30% água




3. Concentração dos extractos

3.1 Evaporador rotativo

Aparelho que permite evaporar solventes a baixa temperatura e

recorrendo a baixa pressão (T=30ºC).

Fig. 2 – Evaporador rotativo

3.2 Corrente de azoto

Trata-se de um processo que permite evaporar solventes a baixas

temperaturas, utilizando-se na concentração de pequenos volumes de solução

entre 5-10 mL. Funciona usando o princípio de diferença de pressões, ou seja,

o azoto presente na garrafa está a uma pressão muito mais elevada do que a

exterior. Assim sendo, quando se permite a circulação do gás para o exterior,

este vai conseguir evaporar o solvente devido à enorme pressão e rapidez com

que sai.

Emprega-se o azoto por ser um gás inerte e de baixo custo.

Balão da amostra

(spartina)

Banho de aquecimento

Balão de recolha

Condensador




4. Filtração e descoloração

4.1 Filtração por algodão

A filtração é uma operação simples que consiste em separar líquidos e

sólidos, através de papel (papel de filtro), algodão ou ainda algodão de vidro.

Usa-se algodão comum quando se deseja evitar a perda de material por

dispersão através do papel.

Para que uma boa filtração ocorra, as seguintes condições devem ser

satisfeitas:

– O corpo sólido não deve passar através do filtro ou penetrar nos poros,

obstruindo-os;

– O líquido não deve reagir com o papel, com o algodão ou com o

algodão de vidro, nem o deve dissolver, mesmo que parcialmente (líquidos

dissolventes de celulose);

No primeiro caso, a adição de produtos coadjuvantes à mistura que

agem como absorventes da parte sólida (geralmente coloidal) favorece a

filtração. Como produtos coadjuvantes empregam-se terras de diatomáceas

(terras de infusórios), que absorvem não só os produtos coloidais, mas também

o carvão activado usado nas filtrações como descorante e que, não raramente,

passa através do papel.

4.2 Descoloração com carvão activado

O carvão activado é um pó preto muito fino e leve. Não tem odor e/ou

sabor e é praticamente insolúvel em todos os solventes.

O carvão activado é uma substância com elevada capacidade de

adsorção (a adesão de moléculas de um fluido, o adsorvido, a uma superfície

sólida, o adsorvente; o grau de adsorção depende da temperatura, da pressão

e da área da superfície) de vários tipos de compostos. Quando administrado

por via oral reduz a absorção sistémica de substâncias tóxicas no tracto

gastrointestinal por adsorção das mesmas e quando administrado por via

tópica adsorve moléculas voláteis que se libertam do metabolismo microbiano.




O carvão activado tem uma elevada capacidade de adsorção de substâncias

orgânicas e de algumas substâncias inorgânicas entre as quais alguns

fármacos como barbitúricos, antidepressivos tricílicos e paracetamol.

Não tem grande capacidade de absorção de ácidos fortes, bases fortes

e de outros agentes corrosivos e a sua actividade é limitada na presença de

alguns sais inorgânicos entre os quais sais de ferro e lítio e de alguns solventes

orgânicos como o etanol e o metanol.

Sendo assim, e devido à polaridade presente no carvão activado, este

adsorve moléculas também elas polares que normalmente são de grandes

dimensões e que, para o estudo em causa, não nos interessava. Essas

moléculas podem ser, por exemplo, a clorofila e os carotenóides, ou, mais

especificamente, pigmentos. Contudo, certos corantes, devido às suas

propriedades químicas, como a (pequena) dimensão que possuem e fraca

polaridade não são adsorvidos pelo carvão activado (ou pelo menos são-no em

menor quantidade).




5. Purificação dos extractos

5.1 Extracção em fase sólida com sílica

Protocolo Experimental:

Passo 1 – Coloca-se uma coluna de sílica (com 400 mg do respectivo

composto) numa garra, sendo que esta estava previamente colocada num

suporte universal. Debaixo da coluna de extracção coloca-se um balão de

Erlenmeyer onde vai ser recolhido primeiramente o hexano.

Passo 2 – Condiciona-se a coluna (saturando-se a sílica) com cerca de 10 mL

de hexano com a ajuda de uma pipeta Pasteur e uma pompete.

Passo 3 – Espera-se até que o solvente atinja a superfície da sílica.

Passo 4 – Novamente com a ajuda de uma pipeta Pasteur e uma pompete,

coloca-se um pouco da amostra em questão na coluna. Substitui-se o balão de

Erlenmeyer por um frasco de amostra de dimensões reduzidas.

Passo 5 – Após um tempo curto de espera, coloca-se novamente hexano na

coluna (cerca de 5-7 mL) que começará a gotejar, substituindo-se o frasco de

amostra usado, por um outro não usado. Paralelamente capsula-se (e rotula-

-se) o usado.

Passo 6 – Após o hexano atingir a superfície da sílica, colocam-se cerca de 5-7

mL na coluna de dicolorometano + hexano (1:1), substituindo-se o frasco de

amostra e capsulando o usado.

Passo 7 – Repete-se o mesmo processo (passo 6) para o mesmo valor de

volume de diclorometano.

Este protocolo foi aplicado aos extractos a frio, concentrados em

evaporador rotativo e corrente de azoto, descolorados com carvão activado e

filtrados em algodão de clorofórmio, hexano, diclorometano e etanol.




5.1.1 Extracção de clorofórmio concentrado (Imagem 1)

Imagem 1

5.1.2 Extracção de clorofórmio diluído (Imagem 2)

Imagem 2

5.1.3 Extracção do produto de diclorometano (Imagem 3)

Imagem 3




5.2 Extracção líquido-líquido de etanol

5.2.1 Extracção com hexano

Coloca-se o extracto de etanol numa ampola de decantação adiciona-se

hexano e agitam-se as fases para promover a sua mistura. Após a agitação

deixa-se a ampola em repouso para ocorrer a separação das fases. Como o

hexano é menos denso que o etanol vai localizar-se no topo ficando o etanol

em baixo. Retira-se a fase de etanol para um Erlenmeyer e a fase de hexano

para outro. A fase de etanol é recolocada na ampola de decantação para se

efectuar a extracção seguinte. A fase de hexano foi analisada por

cromatografia gasosa e espectrometria de massa.

Fig.3 – Extracção líquido-líquido de etanol com recurso a hexano

Hexano

Etanol

Hexano




5.2.2 Extracção com diclorometano

Repete-se o procedimento descrito acima mas utilizando desta vez o

diclorometano como solvente de extracção. Sendo o diclorometano mais denso

que o etanol vai localizar-se por baixo. Seguidamente ao processo de

extracção recolheu-se o diclorometano e colocou-se num frasco de amostra até

ser analisado por cromatografia gasosa e espectrometria de massa.

Fig. 4 – Extracção líquido-líquido de etanol com recurso a diclorometano

Diclorometano

Etanol

Diclorometano




6. Cromatografia

A cromatografia é um processo de separação físico-químico, cuja

aplicação permite a análise qualitativa (mais comummente) ou quantitativa de

uma amostra. A cromatografia permite separar constituintes de uma mistura

através de sua distribuição por duas fases: uma estacionária (fixa) e outra

móvel.

Condições cromatográficas (predefinidas):

• O fluxo (velocidade de passagem dos solventes ao longo do tempo)

• A percentagem de diluentes

6.1 Cromatografia gasosa ou GCMS (Gas Chromatography to Mass

Spectrometry)

A amostra é injectada (no injector) e arrastada pela fase móvel (gás de

arraste) através da coluna que contém a fase estacionária (coluna

cromatográfica aquecida), que tem a função de reter os componentes da

mistura. As substâncias separadas saem da coluna dissolvidas na fase móvel e

passam por um detector que gera um sinal eléctrico proporcional à quantidade

de material separado.

Fig. 5 – Técnica de cromatografia gasosa e espectrometria de massa




6.2 Cromatografia líquida ou HPLC (High Performance Liquid

Chromatography)

É uma técnica cromatográfica que utiliza como fase móvel um solvente

ou mistura de solventes e como fase estacionária um material polimérico. A

amostra é injectada sob a forma de uma solução concentrada. Os

componentes dessa solução (analitos) adsorvem na fase estacionária que os

retém. A fase móvel é então bombeada a alta pressão para o interior da coluna

onde se processa a eluição dos analitos. A separação cromatográfica ocorre

porque diferentes moléculas têm diferente solubilidade na fase móvel e

diferente afinidade para a fase estacionária. Assim, serão eluídas em primeiro

lugar as moléculas com mais afinidade para a fase móvel e em último lugar as

moléculas com mais afinidade para a fase estacionária.

Fig. 6 – Diagrama de HPLC




7. Absorção electrónica

Muitas moléculas absorvem radiação Ultravioleta e visível. A

absorvância da solução aumenta proporcionalmente ao acréscimo da

intensidade da radiação. A absorvância é directamente proporcional ao

percurso óptico (b) e à concentração (c) do composto absorvente. A lei de Beer

traduz-se em:

• A = εbc, em que ε é uma constante de proporcionalidade, chamada

coeficiente de extinção molar.

Diferentes moléculas absorvem moléculas de diferentes comprimentos

de onda. Assim sendo, um espectro de absorção revelará um número de

bandas correspondentes aos grupos estruturais constituintes da molécula. Por

exemplo, a absorção que é observada na região UV por um grupo carbonilo da

acetona tem o mesmo comprimento de onda que absorção de um grupo

carbonilo de qualquer outra molécula.

7.1 Transições electrónicas

A absorção de radiação UV ou visível corresponde à excitação dos

electrões de valência. São considerados três tipos de transições electrónicas:

• Transições envolvendo π, σ e n electrões

• Transições envolvendo electrões de transferência de carga

• Transições envolvendo electrões de orbitais d e f

Quando um átomo ou uma

molécula absorvem energia, passam de

um estado fundamental para um estado

excitado. Numa molécula, cada átomo

vibra e roda relativamente aos




restantes. Estas vibrações e rotações também têm níveis discretos de energia,

que podem ser considerados como adjacentes a cada nível electrónico.

7.2 Determinação da actividade antioxidante

Para verificar se um dado composto possui actividade antioxidante

podemos testar a sua reactividade com o radical estável DPPH em soluções

homogéneas ou em meios simulando as interfaces lipido-água dos sistemas

biológicos.

A estequiometria da reacção do DPPH com um composto antioxidante

pode ser descrita pelas seguintes equações:

DPPH. +aox + H. � DPPH(H) + R

. (1)

DPPH(H) + R. � DPPH

. + aox + H

. (2)

DPPH. + R

. � produto (3)

R. + R

. � produto (4)

R. + R

. � produto + aox (5)

(1) envolve a abstracção de hidrogénio do antioxidante presente na

sua forma protenada, ou transferência electrónica entre o DPPH e antioxidante

ligada à captura de um protão, sendo esta a hipótese mais provável.

(2) tem em conta a reversibilidade do passo inicial.




Actividade experimental

HPLC

Todas as amostras obtidas após a extracção e purificação foram

analisadas num aparelho de HPLC, Spectra Systems com detector de vector

de iodos UV6000LP (Grupo Thermo Electron). A recolha de dados e a sua

análise foi efectuada utilizando o software Finnigan Xcalibur 1.4. A coluna

utilizada foi uma C18 5 µ ODB (250x4.6mm, tamanho de partícula 5µm,

Interchim Uptisphere, Montluçon, France). Foi usada uma fase móvel binária

para eluir as amostras injectadas. No programa I a fase móvel A é constituída

por água e a fase móvel B por acetonitrilo. O gradiente de eluição usado foi: em

0minutos 95% de A, em 75minutos 25% de A e em 80minutos 95% de A. O

fluxo utilizado foi de 1mL/min. As amostras foram filtradas antes das injecções.

A fase móvel A do programa II é constituída por água/ácido acético

(99:1, v/v) e a fase móvel B por água/ácido acético (90:10, v/v). O gradiente de

eluição usado foi: em 15minutos 0-78% de B e em 45minutos 78-100% de B. O

fluxo utilizado foi de 0.7mL/min. As amostras foram filtradas antes das

injecções.

A fase móvel A do programa III é constituída por água/ácido acético

(99:1, v/v) e a fase móvel B por água/ácido acético (90:10, v/v). O gradiente de

eluição usado foi: em 45minutos 0-67% de B, em 10minutos 67-83% de B e em

20minutos 83-100%. O fluxo utilizado foi de 1mL/min. As amostras foram

filtradas antes das injecções.

Imagem 4 – Exemplo de um aparelho de HPLC




Determinação da actividade antioxidante

A capacidade de abstracção de radicais livres da fase aquosa do

extracto de Spartina maritima foi determinada de acordo com um método

descrito na literatura. A absorção foi medida num espectro de absorção

electrónica Cecil 9000. 0.1mL da amostra a analisar foi adicionada a uma

cuvette contendo 2.9mL de uma solução 6x10-5M de DPPH em metanol. A

mistura é agitada e a absorção é imediatamente medida. Em intervalos de

15segundos são feitas medições até se atingir um patamar. A percentagem de

abstracção de radicais livres é determinada de acordo com a equação:

% de inibição = x100A

A1

branco516nm,

amostra516nm,

−




Catechin

Rt=15.72 min; λmax=279 nm

0

100000

200000

300000

400000

500000

250 300 350 400 450 500

λλλλ/nm

Abs

Apresentação de resultados

Tab. 1 – Determinação do teor de humidade da Spartina

Cromatografia líquida

Fig. 7 – Tempos de retenção dos compostos padrão nos três sistemas cromatográficos

utilizados e o espectro exemplificativo de um desses compostos (catequina)

Amostra

Peso

cx.

Petri/g

Cx. +

amostra/g

Amostra

fresca/g

Cx. +

amostra

seca/g

Amostra

seca/g %

%

humidade

%

humidade

média

1 104,275 109,261 4,986 106,136 1,861 37,32451 62,67549138

2 114,491 118,467 3,976 115,925 1,434 36,0664 63,93360161 63,24797108

3 108,858 113,371 4,513 110,525 1,667 36,93774 63,06226457

4 101,255 104,979 3,724 102,646 1,391 37,35231 62,64769066

5 103,421 110,069 6,648 105,839 2,418 36,37184 63,62815884

6 101,693 113,811 12,118 109,95 8,257 68,13831 31,86169335

7 100,03 103,983 3,953 101,441 1,411 35,69441 64,30559069

8 101,954 107,101 5,147 103,885 1,931 37,517 62,48299981

Rt/min

Padrões Resv. Mono. Poli.

(+)-catequina 15.72 30.15 44.85

(-)-epicatequina 18.48 51.55 68.78

(-)-epigalocatequina 14.13 30.70 47.15

(-)-epigalocatequina galato

19.18 43.18 60.90

(-)-epicatequina

galato 23.97 51.73

Procianidina B1 13.35 24.17 38.82

Procianidina B2 16.83 35.35 55.15




Programa estilbenóides

285 nm

0

500000

1000000

1500000

2000000

2500000

0 10 20 30 40 50 60 70 80

t/min

Int. (u. a.)

aq

org

Fig. 8 – Cromatogramas das fases aquosa e orgânica de extractos em metanol/água de

Spartina maritima usando o programa I, com detecção a 285 nm

Programa estilbenóides

307 nm

0

500000

1000000

1500000

2000000

2500000

0 10 20 30 40 50 60 70 80

t/min

Int. (u. a.)

aq

org


Spartina maritima usando o programa I, com detecção a 307 nm




Programa Flavan-3-ol mono.

280 nm

0

100000

200000

300000

400000

500000

600000

700000

800000

0 10 20 30 40 50 60

t/min

Int (u. a.)

aq

org


Spartina maritima usando o programa II, com detecção a 280 nm

Programa Flavan-3-ol Poliméricos

0

100000

200000

300000

400000

500000

600000

0 10 20 30 40 50 60 70 80 90

t/min

Int. (u. a.)

aq

org


Spartina maritima usando o programa III, com detecção a 280 nm




0

500000

1000000

1500000

2000000

2500000

250 350 450 550

λλλλ/nm

Abs (u. a.)

3.11

3.49

3.94

19.58

21.10

26.55

28.27

29.74

32.11

Fig. 12 – Espectros de absorção relativos ao cromatograma da fase aquosa da figura 8

0

200000

400000

600000

800000

1000000

1200000

1400000

1600000

1800000

2000000

250 350 450 550

λλλλ/nm

Abs (u. a.)

21.22

22.56

22.96

39.67

41.17

Fig. 13 – Espectros de absorção relativos ao cromatograma da fase orgânica da figura 8




0

20000

40000

60000

80000

100000

120000

140000

160000

180000

200000

250 350 450 550

λλλλ/nm

Abs (u. a.)

37.08

Fig. 14 – Espectro de absorção relativo ao cromatograma da fase orgânica da figura 9

0

200000

400000

600000

800000

1000000

1200000

1400000

1600000

1800000

250 350 450 550

λλλλ/nm

Abs (u. a.)

6.22

12.97

30.67

36.44

39.10

40.24





0

200000

400000

600000

800000

1000000

1200000

250 350 450 550

λλλλ/nm

Abs (u. a.)

28.11

38.50

44.13

45.84

51.70

53.73

63.87





Cromatografia gasosa RT: 0.00 - 52.03

0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50Time (min)

0

200000

400000

600000

800000

1000000

1200000

1400000

1600000

1800000

Rel

ative

Abu

ndan

ce

2.29 4.03

41.17

9.76

48.58

47.548.83

47.166.29

33.52

10.6112.47

36.88

31.7623.3815.73 29.99

NL:1.81E7TIC F: MS hexanofrioconc1

Fig. 17 – Cromatograma do extracto de hexano a frio concentrado

RT: 1.85 - 16.30

2 4 6 8 10 12 14 16Time (min)

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

Rel

ativ

e A

bund

ance

2.29 4.03

9.762.95

8.83

6.299.02

10.6112.473.29 6.914.10 15.2513.498.60 11.464.63 6.09

14.437.785.91 15.73

NL:1.81E7TIC F: MS hexanofrioconc1

Fig. 18 – Cromatograma do extracto de hexano a frio concentrado ampliado entre os 2 e 16

minutos




Tempo Nome

2,29 1,2,3 - trimetilciclohexano

2,58 3 - metil - 1 - pentanol

4,03 1,3,5 - cicloheptatrieno

3,95 3,5,5 - trimetil - 1 - hexeno

4,21 1 - etil - 2 - metil - ciclohexano

6,29 1,2 - dimetilbenzeno

8,83 (1 - metiletil) benzeno

9,76 1 - etil - 3 - metilbenzeno

10,61 1,2,3 - trimetilbenzeno

11,68 p. cimeno. (1 - metil - 4 - (1 - metiletil)) benzeno

12,47 1 - etil - 2,3 - dimetilbenzeno

15,25 butanodienoato de etilo

41,17 adipato de diciclohexilo

42,79 hexadecamoato de ciclohexilo

43,53 ftalato de diciclohexilo

47,16 ftalato de isodecilo e octilo

48,58 tetrapentacontano

47,9 ftalato de dinonilo

Tab. 2 – Resultados da injecção directa de hexano a frio concentrado




Determinação da actividade anti radicalar do extracto de Spartina

maritima (fase aquosa) através do método do DPPH (1,1 – difenil – 2 –

picrilhidrazilo)

Actividade anti radicalar vs. DPPH

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 20 40 60 80 100 120 140 160

t/seg

% Inibição DPPH

Fig. 20 – Determinação da percentagem de inibição do DDPH (primeira replicada)

Tab. 3 – Determinação da percentagem de inibição de DPPH com o extracto de Spartina

maritima (fase aquosa), com recurso à fórmula I na primeira replicada

t/seg Abs (516 nm) % DPPH Restante % Inibição DPPH

0 0,591 100

5 0,405 68,52791878

15 0,328 55,49915398

30 0,238 40,27072758

45 0,183 30,96446701

60 0,148 25,04230118

75 0,121 20,47377327

90 0,106 17,9357022

105 0,102 17,25888325

120 0,085 14,38240271 85,61759729

135 0,078 13,19796954

150 0,07 11,84433164




Actividade anti radicalar vs. DPPH

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

0 20 40 60 80 100 120 140 160

t/seg

% Inibição DPPH

Fig. 21 – Determinação da percentagem de inibição do DDPH (segunda replicada)

t/seg Abs (516 nm) % DPPH Restante % Inibição DPPH

0 0,594 100

5 0,439 73,90572391

15 0,363 61,11111111

30 0,309 52,02020202

45 0,221 37,20538721

60 0,193 32,49158249

75 0,155 26,09427609

90 0,132 22,22222222

105 0,12 20,2020202

120 0,105 17,67676768 82,32323232

135 0,1 16,83501684

150 0,087 14,64646465

Tab 4 – Determinação da percentagem de inibição de DPPH com o extracto de Spartina

maritima (fase aquosa), com recurso à fórmula I na segunda replicada

% Inibição DPPH (média) – 83,97041481




Discussão de resultados

Devido às propriedades químicas observadas na Spartina maritima,

pode-se concluir que esta poderá vir a ter imensas utilizações num futuro

próximo. Senão veja-se:

• Tendo em conta que ela provoca uma grande inibição no DPPH (cerca

de 84%), pode-se então afirmar que esta apresenta um grande conteúdo de

compostos antioxidantes, ou um composto antioxidante bastante abundante.

Esta propriedade, quando devidamente utilizada, pode ter aplicações na

medicina (como agente de prevenção de envelhecimento das células) ou até

mesmo nas biotecnologias.

• Observando os cromatogramas obtidos através da cromatografia

gasosa (principalmente o de hexano a frio concentrado), poder-se-á constatar

que esta possui compostos poluentes e altamente tóxicos, como por exemplo,

ftalatos e compostos clorados. Assim sendo, pode-se auferir que esta planta

tem uma tendência natural para absorver os poluidores de origem

antropogénica, o que lhe confere um estatuto de bio-remediadora. Esta

característica, por sua vez, convém ser explorada de modo a que se possa dar

uso à Spartina maritima para tratamento de águas (principalmente paradas e

salinas).

Relatório dos alunos

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