1 UNIVERSIDADE TECNÓLGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO ACADÊMICO DE QUÍMICA E BIOLOGIA CURSO DE BACHARELADO E LICENCIATURA EM QUÍMICA TECNOLÓGICA COM ÊNFASE AMBIENTAL AMANDA FIGUEIREDO PEREIRA FERNANDA GHENOV LARISSA RICHTER THAYS H. RIBAS BRITO RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS DE BROMATOLOGIA RELATÓRIO ACADÊMICO CURITIBA 2012
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UNIVERSIDADE TECNÓLGICA FEDERAL DO PARANÁ DEPARTAMENTO ACADÊMICO DE QUÍMICA E BIOLOGIA
CURSO DE BACHARELADO E LICENCIATURA EM QUÍMICA TECNOLÓGICA COM ÊNFASE AMBIENTAL
Relatório acadêmico, apresentado à disciplina de Bromatologia, do Curso de Bacharelado e Licenciatura em Química Tecnológica com Ênfase Ambiental do Departamento Acadêmico de Química e Biologia – DAQBI – da Universidade Tecnológica Federal do Paraná – UTFPR, como requisito parcial para a obtenção do título de Bacharel e Licenciado. Professora: Lucia Regina Martins
CURITIBA 2012
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SUMÁRIO
1 PRÁTICA 1: DETERMINAÇÃO DE UMIDADE E DE RESÍDUO MINERAL FIXO (CINZAS) ........................................................................................................................ 5
Usando a equação 4.1 e os dados da Tabela 14 foi possível determinar a
concentração de proteína da clara do ovo, que foi 0,426 mg/mL, e o seu teor foi de
8,27g / 100g de clara.
4.5 DISCUSSÃO
4.5.1 Determinação de proteínas – Método do Biureto
O método por Biureto foi proposto por Riegler em 1914, baseado na informação
de que substâncias que contém duas ou mais ligações peptídicas formam um
complexo de cor roxo com sais de cobre em solução alcalina. A intensidade da cor
formada é proporcional à quantidade de proteína, e a medida é feita num colorímetro.
Esse método é bastante específico por não apresentar problemas de
interferentes, sendo simples, rápido e barato. Porém possuí duas desvantagens: a
necessidade de uma curva de calibração tomada com um padrão conhecido de
proteína, por exemplo, uma proteína determinada por Kjeldahl, e a cor formada no
complexo não é idêntica para todas as proteínas, porém os desvios são menores do
que em outros métodos colorimétricos. (CECCHI, 2003)
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4.5.2 Análise da mistura alimentícia:
A comparação da mistura alimentícia com os demais grupos se apresenta na
Tabela 15:
Tabela 15 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra.
Grupo
Concentração (mg/mL)
Massa de proteína (g)
em 5 g de amostra
Teor de proteína em 100 g de amostra
(g)
3 0,365 0,0365 0,73
2 0,294 0,0294 0,58
5 0,192 0,0192 0,38
1 1,014 0,1014 2,03
4 0,202 0,0202 0,40
Usando a equação 6 e 7 para os valores de teor encontrados pelos grupos,
pode-se achar à média e o desvio padrão:
(6)
(7)
A média dos valores, em relação ao teor, e o seu desvio padrão foi de 0,824 g ±
0,689 g. Dando um erro grande, porque a um grupo com um teor muito alto (1) e outro
com um teor muito baixo (5) A equipe 3 ficou perto da média, tendo um teor de 0,73g.
4.5.3 Análise de amostra de clara de ovo:
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A comparação da amostra de clara de ovo com os demais grupos se apresenta
na Tabela 16:
Tabela 16 - Dados dos grupos em relação à concentração, massa e teor de proteína na amostra.
Grupo
Concentração (mg/mL)
Massa de proteína (g)
em 5 g de amostra
Teor de proteína em 100 g de amostra
(g)
3 0,426 0,0426 8,27
2 0,602 0,0602 11,14
5 3,42 0,342 68,4
1 0,452 0,0452 10,84
4 0,554 0,0554 11,08
Usando as equações 6 e 7, pode-se achar a média e o desvio padrão que foi de
21,946 g ± 25,996 g do teor de proteína na amostra da clara de ovo. O erro foi alto,
porque o grupo do Carlos apresentou uma concentração muito mais elevada do que os
demais grupos, tendo o teor de proteína elevado. Procurando em dados da literatura, o
teor médio de proteína da clara de um ovo de galinha está próximo de 10%-13%. O
nosso grupo apresentou um teor abaixo do esperado, talvez por causa do biureto, que
não reagiu completamente com a amostra, dando um valor abaixo da literatura. Desse
modo, para melhores resultados, é indicado que se efetue um outro método de
determinação de proteínas, podendo um outro método (Método de Kjhedahl) ser
verificado no anexo I.
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5 PRÁTICA 5 DETERMINAÇÃO DE AÇÚCARES REDUTORES E NÃO-REDUTORES
5.1 OBJETIVOS
Os objetivos do procedimento experimental são de se determinar os teores de
açúcares redutores e não-redutores em amostras da mistura alimentícia.
5.2 MATERIAIS UTILIZADOS
Os materiais utilizados foram: barra magnética para agitação, funil de Buchner,
Kitassato, Bico de Bunsen, tripé e tela de amianto, pêra, Erlenmeyer de 250 mL,
pipetas graduadas de 5 mL, pipetas graduadas de 10 mL, bureta de 50 mL, Béquers de
50, 100 e 500 mL, proveta de 50 mL, bastão de vidro, balões volumétricos de 100 mL,
espátula, pissete de água deionizada, pipeta Pasteur e bulbo, vidro de relógio, papel de
filtro qualitativo, pipetas volumétricas de 10 mL e luvas.
Os equipamentos utilizados foram: balança analítica, chapa de aquecimento
com agitação magnética, banho-maria, Sistema de Filtração a Vácuo e um Mixer.
Os reagentes utilizados foram as soluções de Fehling, Solução de glucose
1000%, Solução saturada de Acetato de Chumbo, Sulfato de Sódio anidro PA, Ácido
Clorídrico concentrado, Carbonato de Sódio PA e a solução indicadora de Azul de
Metileno 1%.
5.3 METODOLOGIA
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Transferiu-se, para erlenmeyer de 250mL, 10 mL de cada uma das soluções A e
B de Fehling; adicionou-se 40 mL de água;em seguida aqueceu-se até ebulição (em
Bico de Bunsen); Transferiu-se a solução-padrão de glucose 1% m/v para bureta de
50mL; Adicionou-se, gota a gota, à solução de glucose ao líquido sob fervura (mantido
sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até a solução tornar-se
incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no fundo,adicionou-
se 1mL de solução indicadora de azul de metileno e continou-se a titulação até o
completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir do volume
consumido da solução de glucose, calculou-se a massa equivalente de glucose para a
redução dos íons cúpricos do reagente de Fehling.
5.3.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento
Pesou-se 5,00g de amostra em béquer de 50mL e transferiu-se para béquer de
500mL; em seguida adicionou-se 50mL de água deionizada e o homogenizou em
mixer. Aqueceu-se em BM por 20 minutos, esfriou-se e o transferiu para um balão de
100mL; Adicionou-se 2mL de solução saturada de acetato de chumbo (para
precipitação de interferentes), o homogenizou e completou-se o volume com água.
Filtrou-se, adicionou-se sulfato de sódio seco (para precipitar o excesso de chumbo) e
novamente filtrou-se; Transferiu-se o filtrado para bureta de 50mL; Em erlenmeyer de
250mL adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B de Fehling e 40 mL de
água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de Bunsen);
Adicionou-se, gota a gota, o filtrado contido na bureta ao líquido sob fervura
(mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até que a
solução ficou incolor. . Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso no
fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-se a
titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução. A partir dos
dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares redutores (expressos em glucose).
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5.3.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento:
Transferiu-se, para balão de 100mL, uma alíquota de 30mL do filtrado preparado
para a determinação de açúcares redutores; adicionou-se 5mL de ácido clorídrico
concentrado e aqueceu-se em banho-maria fervente por 15 minutos;
Esfriou-se e o neutralizzou com carbonato de sódio, até que não houvesse
desprendimento do CO2; completou-se o volume para 100 mL com água deionizada e
o homogeneizou; Transferiu-se o hidrolisado para uma bureta de 50mL;
Em erlenmeyer de 250mL: adicionou-se 10 mL de cada uma das soluções A e B
de Fehling e 40 mL de água; em seguida aqueceu-se até ebulição (em Bico de
Bunsen); Adicionou-se, gota a gota, o hidrolisado contido na bureta ao líquido sob
fervura (mantido sob fervura na chapa de aquecimento), sob agitação constante, até
que a solução ficou incolor. Após o aparecimento de um precipitado de óxido cuproso
no fundo,adicionou-se 1mL de solução indicadora de azul de metileno 1% e continou-
se a titulação até o completo desaparecimento da coloração azul da solução.
A partir dos dados obtidos, calculou-se o teor de açúcares não-redutores (expressos
em sacarose).
5.4 RESULTADOS
Os experimentos se realizados tiveram como base os experimentos utilizando o
método de Fehling. Sabendo-se que a solução de glucose utilizada era de 1% e que o
volume obtido para a titulação dessa foi de 9,35 mL, tem-se que o título da solução é
de 0,0935% de glucose.
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5.4.1 Determinação de Açúcares Redutores na Amostra de Alimento
Durante a execução dos experimentos de açúcares redutores nas amostras
alimentícias ocorreu o fato de que não foi efetuada solução suficiente para a completa
titulação dos açúcares redutores.
5.4.2 Determinação de açúcares não-redutores na amostra de alimento
Nos experimentos de determinação de açúcares não-redutores na amostra de
alimento encontrou-se o volume da titulação de 54,0 mL. Sabendo-se que para que se
encontre o valor de açúcares totais da solução utiliza-se a equação X e através do
valor encontrado nessa pode-se encontrar o valor de açúcares não redutores, tem-se:
𝐴𝑅𝑇(%) =100∗𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑜 ∗𝑉𝑜𝑙𝐵𝑎𝑙 ã𝑜∗ 0,95
𝑉𝑜𝑙𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑎 çã𝑜∗𝑃 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 ∙∗0,3 (Equação 8)
Onde:
T= Título de Fehling (0,0935 g);
Volbalão= Volume do balão de diluição da amostra (100 mL)
Voltitulação= Volume de amostra gasto na titulação (54,0 mL)
Pamostra= Peso da amostra (5,0128 g)
Os valores 0,95 e 0,3 são, respectivamente, o fator de correção entre a diferença
e a soma das massas moleculares de glucose+frutose com a sacarose e o fator de
correção da diluição da amostra. Aplicando-se os valores tem-se:
𝐴𝑅𝑇 % =100 ∗ 𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑜 ∗ 𝑉𝑜𝑙𝐵𝑎𝑙ã𝑜 ∗ 0,95
𝑉𝑜𝑙𝑇𝑖𝑡𝑢𝑙𝑎 çã𝑜 ∗ 𝑃 𝑎𝑚𝑜𝑠𝑡𝑟𝑎 ∙∗ 0,3=
100 ∗ 0,0935 𝑔 ∗ 100𝑚𝐿 ∗ 0,95
54,0 𝑚𝐿 ∗ 5,0128𝑔 ∗ 0,3= 10,938 %
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5.5 DISCUSSÃO
` Fazendo-se uma comparação entre os resultados obtidos pela equipe e pelos
demais grupos do laboratório, podem ser verificadas diversas discrepâncias (Tabela
17). As equipes 1, 3 e 4 realizaram experimentos simplificados apenas, logo, não se
torna possível calcular o desvio padrão dessas. Com relação a determinação do teor de
açúcares redutores, as equipes 1, 3 e 4 tiveram problemas com relação ao volume de
amostra produzido, visto que aquele disponível não foi o suficiente para promover a
total oxidação da solução de Fehling a óxido cuproso, logo, não se tem resultados para
esses. Além disso, verificou-se grandes variações nos valores dos teores de açúcares
não-redutores, o que sugere incertezas pro método.
Tabela 17 - Valores obtidos para as titulações dos diferentes grupos
Equipe
Volume Titulação Glucose (média)
Desvio-padrão
Volume Titulação Açúcares redutores
Desvio-padrão
Volume Titulação
Açúcares não-redutores
Desvio-padrão
1 22,1 mL - - - 28,5 - 2 17,5 mL 2,758 78,4 - 31,2 - 3 9,35 - - - 54,0 - 4 23,0 mL - - - 54,0 - 5 18,8 mL 1,39 73,2 - 29,0 -
Média 20,35 2,27 75,5 2,16 39,34 12,0
Durante os experimentos obteve-se na titulação com a solução de glucose o
volume de 9, 35 mL, o que destoa totalmente dos demais e ocasiona em um teor de
açúcares totais diferenciado dos demais (10,938%). Logo, podem-se sugerir erros
experimentais nesses dados, o que torna necessário uma nova análise da amostra
alimentícia para que se possam garantir esses. Possíveis fontes dos erros são as
chapas de aquecimento, que ao não manter a solução de Fehling em ebulição
possibilitam a oxidação do cobre pelo oxigênio do ar (DEMIATE et al, 2002), pelo
tempo de titulação superior a 3 minutos, o que ocasiona a decomposição dos açúcares
em função do calor (DEMIATE et al, 2002).
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6 COMPOSIÇÃO CENTESIMAL DA MISTURA ALIMENTÍCIA
Através das análises realizadas pode-se então calcular a composição centesimal
da mistura, visto que se encontraram os dados dos principais componentes dessa
(tabela 18). Para o cálculo do valor calórico da mistura considera-se:
1 g de proteína = 4 kcal
1 g de Lipídeo = 9 kcal
1 g de carboidrato = 4 kcal
Sendo o valor energético total o somatório desses.
Tabela 18 - Composição da mistura alimentícia por 100 g de amostra.
Unidade Valor
Umidade (%) 33,135 Energia (kcal) 199,752 Proteínas g 0,73 Lipídeos g 17,00 Carboidratos g 10,938 Cinzas g 3,973 Cloreto de sódio g 2,87715
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7 CONCLUSÃO
Com os experimentos foi possível determinar a umidade, os cloretos e fosfatos
em cinzas, os lipídeos totais, o índice de iodo, as proteínas os açúcares não redutores,
com os mais diversos métodos de análise, desde o método de Fehling até o método de
Biureto. Os métodos utilizados nos experimentos são simples, rápidos e baratos,
porém, alguns desses métodos, podem apresentar problemas como, por exemplo,
interferentes, dando um valor no qual não era esperado. Pode-se perceber isso durante
alguns experimentos, no qual o teor deu acima ou abaixo do esperado.
Através destas composições calculou-se o valor energético da amostra, cujo
valor foi considerado bastante calórico, principalmente devido a grande porção lipídica
da receita vindo principalmente da quantidade de óleo utilizada. Ainda nota-se um
baixo teor de proteínas.
Assim conclui-se que os métodos clássicos para análise de alimentos possuem
uma boa margem de aplicação.
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REFERÊNCIAS
ARAÚJO, A.A.S; MERCURI, L.P.; SEIXAS, S.R.S; STORPIRTIS, S; MATOS, J.R.M.; Determinação dos teores de umidade e cinzas de amostras comerciais de guaraná utilizando métodos convencionais e análise térmica. Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences. Vol. 42, n. 2, abr./jun., 2006 CECCHI, H. M.. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2 ª edição. São Paulo, Editora da Unicamp, 2003. DEMIATE, I.M.; WOSIACKI, G.; CZELUSNIAK, C.; NOGUEIRA, A.; Determinação de açúcares redutores totais em alimentos. Comparação entre Método Colorimétrico e Titulométrico. Exact and Soil Sciences, Agrarian S. and Engineering, 8 (1): 65 – 78, 2002 INSTITUTO ADOLFO LUTZ, São Paulo. Normas analíticas do Instituto Adolfo Lutz. São Paulo, 2005. PARK, K.J; ANTONIO, G.C.; ANÁLISES DE MATERIAIS BIOLÓGICOS. Apostila. Universidade Estadual De Campinas - Faculdade De Engenharia Agrícola. 2006. Disponível em <http://www.feagri.unicamp.br/ctea/manuais/analise_matbiologico.pdf>. Acesso em 01 de Julho de 2012.’ DEMIATE, I.M; WOSIACHI, G; CZELUSNIAK, C; NOGUEIRA, A. Determinação de açúcares redutores e totais em alimentos. Comparação entre método colorimétricos e titulométricos. Disponível no site <http://www.revistas2.uepg.br/index.php/exatas/article/viewFile/772/677>, acessado no dia 29 de junho de 2012. SEBRAE; Regulamento da inspeção industrial e sanitária de produtos de origem animal – RIISPOA. Disponível no site <http://www.sebrae.com.br/setor/leite-e-derivados/o-setor/legislacao/RIISPOA-Dec.30691-52.pdf> acessado no dia 29 de junho de 2012. CAMPESTRE IND; Especificações técnicas do óleo de canola. Disponível no site <http://www.campestre.com.br/especificacao_canola.shtml> acessado no dia 29 de junho de 2012.
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HEALTH & SAFETY; Iodine clock reaction. Novembro de 2006, disponível no site <http://www.nuffieldfoundation.org/practical-chemistry/iodine-clock-reaction> acessado no dia 29 de junho de 2012.
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ANEXOS
Anexo I
MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE LIPÍDEOS EM ALIMENTOS:
MÈTODO SOXHLET
Soxhlet é um método de extração a quente que trabalha com um refluxo
descontínuo e intermitente de solvente com a vantagem de evitar a temperatura alta de
ebulição do solvente, pois a amostra não fica em contato direto com o solvente quente,
evitando assim a decomposição da gordura na amostra. Os dois solventes mais
utilizados são o éter de petróleo e o éter etílico (Cecchi, 2003).
MATERIAIS:
Aparelho Soxhlet;
Condensador de refluxo;
Rotaevaporador;
Cartucho;
Manta de aquecimento;
Balança Analítica de Pesagem ( 0,001 g)
REAGENTES:
Amostra ;
Éter de petróleo
PROCEDIMENTO EXPERIMENTAL:
Pesar uma porção da amostra e adicioná-la a um cartucho extrator já tarado.
Feito isso, pesar um balão previamente seco à elevada temperatura e previamente
mantido no dessecador. Em seguida adicionar um pequeno volume do éter de petróleo
ao balão, e conectar ao equipamento Soxhlet, montado sobre a manta de aquecimento.
A amostra contida no cartucho extrator deve ser inserida no equipamento Soxhlet.
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Posteriormente, adicionar 100 mL de éter de petróleo, acrescentar pérolas de
vidro ao balão. Em seguida, conectar ao sistema um condensador de refluxo e as
mangueiras para a passagem de água, adicionar também uma quantidade a mais de
solvente, o suficiente para encher o extrator.Logo em seguida ligar a chapa, e fixar a
uma temperatura que satisfaça uma extração controlada, mudar durante o tempo a fim
de melhor controlar a ebulição.
Manter o sistema até que se passe 10 sifonadas, assim que atingir este ponto,
desligar o sistema e deixar em descanso por um pequeno período. Após isso, leva o
balão ao rotava por durante 30 minutos para recuperação da maior parte possível do
solvente, objetivando uma maior pureza. Por fim, levar o balão para estufa para
eliminação do que sobrar de solvente, e então resfriar e levar ao dessecador para
posteriormente realizar-se a pesagem.
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Anexo II
1 MÉTODO ALTERNATIVO PARA DETERMINAÇÃO DE PROTEÍNAS –
MÉTODO KJELDAHL
O método de Kjeldahl determina o teor de nitrogênio de origem orgânica. Como
o teor de nitrogênio dos diferentes tipos de proteína é aproximadamente o mesmo (em
torno de 16%), pode-se multiplicar a porcentagem de nitrogênio total encontrado pelo
fator de 6,25 para obter a porcentagem de proteína na amostra. (CECCHI, 2003)
1.1 MATERIAIS
Balões microkjeldahl de 100 mL
Buretas de 50 mL com suporte
Erlenmeyers de 250 mL, 125 mL e 50 mL
Frascos comuns de 1L
Digestores
Balão volumétrico de 100 mL
Pipeta volumétrica de 25 mL
Bureta com ponta larga para H2SO4 concentrado
Destiladores
1.2 REAGENTES
Carbonato de Sódio
Alaranjado de metila 0,1%
HCl 0,1 M
NaOH 0,02
NaOH concentrado
Ácido bórico 2,0%
Fenolftaleína
Verde de bromocresol 0,1% em álcool
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HCl concentrado
Mistura de catalisadores: 96% K2SO4, 4% CuSO4.5H2O bem moídos e
misturados
Ácido sulfúrico concentrado
1.3 DIGESTÃO
Juntar num balão microkjeldahl de 100 mL, 200 mg de amostra (pesada em
balança analítica até 0,1 mg), 1,5 g de mistura de catalisadores e 3,0 mL de H2SO4
concentrado. Fazendo com que a amostra e os reagentes caiam no fundo do balão
sem tocar nas paredes.
Colocar o balão no digestor e digerir por 20 minutos. Tirar o balão e deixar
resfriar até a temperatura ambiente. Coloque 5 mL de água oxigenada com uma
proveta. Repor o balão no digestor e aquecer devagar. Se não se tornar translúcido em
15 minutos, resfriar novamente e adicionar mais 5 mL de água oxigenada. Aquecer até
tornar-se translúcido e não haver mais resíduos carbonizados. Deixar resfriar por 15 a
20 minutos à temperatura ambiente e a seguir resfriar em água de torneira. Colocar
vagarosamente, com agitação, 40 mL de água destilada.
1.4 DESTILAÇÃO
Pesar aproximadamente 7,0 mg de NaOH e colocar em um erlenmeyer de 50
mL. Juntar 11 mL de água destilada ao frasco e agitar até que o NaOH esteja
dissolvido. Esfriar sob água corrente.
Colocar aproximadamente 10 mL de ácido bórico em um erlenmeyer. Adicionar
4 gotas de vermelho de metila e 6 gotas de verde de bromocresol. Colocar o frasco
com ácido bórico e a mistura de indicadores na saída do destilador. Colocar a amostra
digerida no destilador e em seguida a solução de soda. Proceder à destilação até que
cerca de 2/3 do líquido contendo a amostra tenha sido recolhido no erlenmeyer com
ácido bórico.
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Deixar destilando durante alguns minutos para permitir que a água destilada lave
a superfície interna do condensador e do tubo de saída. Usar um pissete para a parte
externa do tubo.
1.5 TITULAÇÃO
Utilizar solução padrão de ácido clorídrico 0,1 N com o titulante até a viragem do