VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON Année 2014 - Thèse n° LA CONTENTION ET LA REALISATION DE PRELEVEMENTS EN VUE D’EXAMENS COMPLEMENTAIRES CHEZ LES REPTILES : REALISATION D’UN CD-ROM INTERACTIF THESE Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I (Médecine - Pharmacie) et soutenue publiquement le 19 Décembre 2014 pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire par PETIT Xavier Né le 28 mai 1987 à TROYES
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VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2014 - Thèse n°
LA CONTENTION ET LA REALISATION DE
PRELEVEMENTS EN VUE D’EXAMENS
COMPLEMENTAIRES CHEZ LES REPTILES :
REALISATION D’UN CD-ROM INTERACTIF
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I
(Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 19 Décembre 2014
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
PETIT Xavier
Né le 28 mai 1987
à TROYES
VETAGRO SUP CAMPUS VETERINAIRE DE LYON
Année 2014 - Thèse n°
LA CONTENTION ET LA REALISATION DE
PRELEVEMENTS EN VUE D’EXAMENS
COMPLEMENTAIRES CHEZ LES REPTILES :
REALISATION D’UN CD-ROM INTERACTIF
THESE
Présentée à l’UNIVERSITE CLAUDE-BERNARD - LYON I
(Médecine - Pharmacie)
et soutenue publiquement le 19 Décembre 2014
pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire
par
PETIT Xavier
Né le 28 mai 1987
à TROYES
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Liste des Enseignants du Campus Vétérinaire de Lyon
Civilité Nom Prénom Unités pédagogiques Grade
M. ALOGNINOUWA Théodore Pathologie du bétail Professeur
M. ALVES-DE-OLIVEIRA Laurent Gestion des élevages Maître de conférences
Mme ARCANGIOLI Marie-Anne Pathologie du bétail Maître de conférences
M. ARTOIS Marc Santé Publique et Vétérinaire Professeur
M. BARTHELEMY Anthony Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Contractuel Mme BECKER Claire Pathologie du bétail Maître de conférences
M. BELLI Patrick Pathologie morphologique et clinique des animaux de compagnie
Maître de conférences Contractuel Mme BENAMOU-SMITH Agnès Equine Maître de conférences
M. BENOIT Etienne Biologie fonctionnelle Professeur
M. BERNY Philippe Biologie fonctionnelle Professeur
Mme BERTHELET Marie-Anne Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Mme BOULOCHER Caroline Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. BOURDOISEAU Gilles Santé Publique et Vétérinaire Professeur
M. BOURGOIN Gilles Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. BRUYERE Pierre Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences
Stagiaire M. BUFF Samuel Biotechnologies et pathologie de la reproduction Maître de conférences
M. BURONFOSSE Thierry Biologie fonctionnelle Maître de conférences
M. CACHON Thibaut Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences Stagiaire M. CADORE Jean-Luc Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur
Mme CALLAIT-CARDINAL Marie-Pierre Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
M. CAROZZO Claude Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
M. CHABANNE Luc Pathologie médicale des animaux de compagnie Professeur
M. ROGER Thierry Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur
M. SABATIER Philippe Biologie fonctionnelle Professeur
M. SAWAYA Serge Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Mme SEGARD Emilie Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Contractuel Mme SERGENTET Delphine Santé Publique et Vétérinaire Maître de conférences
Mme SONET Juliette Anatomie Chirurgie (ACSAI) Maître de conférences
Contractuel M. THIEBAULT Jean-Jacques Biologie fonctionnelle Maître de conférences
M. VIGUIER Eric Anatomie Chirurgie (ACSAI) Professeur
Mme VIRIEUX-WATRELOT Dorothée Pathologie morphologique et clinique des animaux de
compagnie
Maître de conférences
Contractuel M. ZENNER Lionel Santé Publique et Vétérinaire Professeur
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REMERCIEMENTS :
A Monsieur le Professeur Dominique PEYRAMOND,
De la Faculté de Médecine de Lyon,
Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de mon jury de thèse,
Avec toute ma gratitude et mes hommages respectueux.
A Monsieur le Professeur Lionel ZENNER,
De VetAgro-Sup, Campus Vétérinaire de Lyon,
Qui m’a fait l’honneur d’accepter d’encadrer et de corriger ce travail,
Veuillez trouver ici l’expression de ma gratitude et le témoignage de mon profond respect.
A Monsieur le Maitre de Conférences Pierre BRUYERE,
De VetAgro-sup, Campus Vétérinaire de Lyon,
Qui m’a fait l’honneur d’accepter de faire partie de mon jury et de juger mon travail,
Sincères remerciements.
A Monsieur le Docteur Vétérinaire Pierre RONOT,
Praticien NAC exclusif de la clinique Languedocia à Montpellier,
Qui m’a fait l’honneur d’accepter et de participer à mon projet,
D’avoir pris sur son temps pour m’encadrer dans la réalisation des vidéos,
Veuillez trouver ici l’expression de ma profonde gratitude.
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Aux Docteurs Vétérinaires Bruno SERRURIER et Guillaume BOIN,
Praticiens mixtes à Bort-les-Orgues,
Ainsi qu’à leurs ASV Magali et Murielle,
Qui m’ont guidé dans mes premiers pas de vétérinaire,
Et qui m’ont donné la chance de m’accomplir dans leur clientèle,
Grâce à leur confiance et leur soutien.
Veuillez trouver ici l’expression de ma profonde amitié.
Au Docteur Eduard COX et à son épouse Myriam,
Praticien à RANCE en Belgique,
Pour m’avoir accueilli comme un membre de la famille,
Et pour m’avoir guidé dans la réalisation de nombreuses césariennes.
Veuillez trouver l’expression de mes sentiments les plus sincères.
A mes parents,
Pour votre soutien inconditionnel, malgré mon caractère pas toujours facile, pour m’avoir offert la chance de me réaliser et d’arriver jusqu’ici, pour avoir toujours été présents pour vos enfants, je ne vous remercierai jamais assez. Je vous aime profondément.
A mon frère,
Pour toutes les étapes de notre vie franchies à deux, pour nos coups de gueules, pour notre complicité, je te souhaite beaucoup de bonheur et de t’épanouir dans ton domaine.
Je t’aime très fort.
A mon cousin,
Pour ton soutien et ta maturité, pour les bons conseils et pour toujours avoir été juste, pour notre complicité toujours grandissante, je te souhaite de réussir dans tes hautes ambitions.
Je t’aime comme un frère.
A mes grands-parents,
Pour nous avoir tant apporté, pour avoir su garder un œil protecteur et pour nous avoir poussés à toujours faire les bons choix. Merci de votre patience et de votre sagesse. Vos conseils et votre soutien participent grandement à notre réussite. Je vous aime.
A mes oncles et tantes,
Pour nous avoir offert le meilleur et bien plus, pour nous avoir fait grandir sans ne jamais manquer de rien, pour m’avoir apporté votre expérience de vie enrichissante, et pour la tendresse avec laquelle vous vous êtes toujours occupés de nous. Je vous aime.
A Florian,
Mon meilleur ami, mon frère, mon confident, mon soutien, on a grandi ensemble, on s’est construit ensemble et on vieillira ensemble. Je t’aime comme un frère.
A tous mes camarades d’école, devenus mes amis,
Pour tous ces souvenirs, passés et à venir, que cette amitié dure et qu’elle nous offre encore tellement de bons moments à partager tous ensemble. Vous ferez toujours partie de ma vie.
I. CLASSIFICATION ET RAPPELS ANATOMIQUES ........................................................................................ 13
A. CLASSIFICATION DES REPTILES ................................................................................................................. 13 1. Préambule............................................................................................................................................ 13 2. Classification ........................................................................................................................................ 14
B. RAPPELS ANATOMIQUES.......................................................................................................................... 18 1. Le système cardio-pulmonaire ............................................................................................................. 18 a) Le cœur ................................................................................................................................................ 18 b) Le poumon ........................................................................................................................................... 22 c) La veine ventrale abdominale .............................................................................................................. 26 2. Le système digestif............................................................................................................................... 28 a) L’estomac ............................................................................................................................................. 28 b) Le cloaque ............................................................................................................................................ 30 3. Le système rénal très particulier chez les reptiles ................................................................................ 31
II. CONTENTION ET EXAMEN CLINIQUE DES REPTILES ................................................................................ 34
A. LA CONTENTION DES REPTILES ................................................................................................................. 34 1. Règles générales .................................................................................................................................. 34 a) Préambule............................................................................................................................................ 34 b) Matériel de contention ........................................................................................................................ 36 c) Protocole pour les espèces venimeuses ............................................................................................... 37 2. La contention ....................................................................................................................................... 39 a) Contention des Chéloniens................................................................................................................... 39
i. Danger de l’espèce ........................................................................................................................................... 39 ii. Tortues de petite taille ..................................................................................................................................... 39 iii. Tortues de grande taille ou agressives ............................................................................................................. 40
b) Contention des Ophidiens .................................................................................................................... 41 i. Danger de l’espèce ........................................................................................................................................... 41 ii. Serpents de petite taille non venimeux ........................................................................................................... 42 iii. Serpents de grande taille non venimeux .......................................................................................................... 43 iv. Serpents agressifs ou venimeux ....................................................................................................................... 44
c) Contention des Sauriens ...................................................................................................................... 45 i. Danger de l’espèce ........................................................................................................................................... 45 ii. Lézard de petite taille ....................................................................................................................................... 46 iii. Lézard de grande taille ..................................................................................................................................... 47
B. L’EXAMEN CLINIQUE ................................................................................................................................ 48 1. Accueil de l’animal ............................................................................................................................... 48 2. Commémoratifs et Anamnèse ............................................................................................................. 48 3. Matériel en vue de la consultation et d’une possible hospitalisation .................................................. 51 4. Examen de l’animal à distance ............................................................................................................ 52 5. Examen physique de l’animal .............................................................................................................. 53 a) Rostre ................................................................................................................................................... 53 b) Narines, choanes ................................................................................................................................. 53 c) Mâchoires ............................................................................................................................................ 54 d) Bec ....................................................................................................................................................... 54 e) Cavité buccale ...................................................................................................................................... 54 f) Yeux ..................................................................................................................................................... 55 g) Tête ...................................................................................................................................................... 55 h) Gorge ................................................................................................................................................... 56
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i) Corps .................................................................................................................................................... 56 j) Membres .............................................................................................................................................. 57 k) Carapace .............................................................................................................................................. 57 l) Tégument ............................................................................................................................................. 57 m) Queue .................................................................................................................................................. 58 n) Cloaque ................................................................................................................................................ 58 o) Hémipénis ............................................................................................................................................ 58 p) Mue ...................................................................................................................................................... 58 q) Système nerveux .................................................................................................................................. 59 6. Limites de l’examen clinique ................................................................................................................ 59
III. LES PRELEVEMENTS NECESSAIRES A LA REALISATION D’EXAMENS COMPLEMENTAIRES CHEZ LES
A. LE PRELEVEMENT DE SANG ...................................................................................................................... 61 1. Matériel ............................................................................................................................................... 61 2. Anticoagulants ..................................................................................................................................... 62 3. Volume prélevé .................................................................................................................................... 62 4. Sites de prélèvement............................................................................................................................ 63 a) Chez les Chéloniens .............................................................................................................................. 64
i. Veine jugulaire @ ............................................................................................................................................. 64 ii. Cœur ................................................................................................................................................................ 64 iii. Veine caudale ventrale ..................................................................................................................................... 65 iv. Veine caudale dorsale @ .................................................................................................................................. 65 v. Plexus veineux post-occipital @ ....................................................................................................................... 66 vi. Sinus subcarapacial @ ...................................................................................................................................... 68 vii. Veine brachiale................................................................................................................................................. 69 viii. Sinus orbital ................................................................................................................................................. 69 ix. Coupe de griffe ................................................................................................................................................. 69
b) Chez les Ophidiens ............................................................................................................................... 70 i. Contention adaptée aux prélèvements sanguins ............................................................................................. 70 ii. Veine coccygienne ventrale @ ......................................................................................................................... 70 iii. Cœur @ ............................................................................................................................................................ 71 iv. Veine palatine .................................................................................................................................................. 72 v. Veine jugulaire ................................................................................................................................................. 73
c) Chez les Sauriens .................................................................................................................................. 73 i. Veine caudale ventrale @ ................................................................................................................................ 73 ii. Cœur ................................................................................................................................................................ 74 iii. Plexus axillaire .................................................................................................................................................. 75 iv. Sinus orbital ..................................................................................................................................................... 75 v. Veine abdominale @ ........................................................................................................................................ 75 vi. Veine jugulaire ................................................................................................................................................. 75 vii. Coupe de griffe ................................................................................................................................................. 75
5. Examen hématologique ....................................................................................................................... 76 a) Méthode et intérêt .............................................................................................................................. 76 b) Les cellules sanguines des reptiles ....................................................................................................... 78 6. L’hématocrite ....................................................................................................................................... 82 7. La biochimie ......................................................................................................................................... 82 a) Les protéines totales ............................................................................................................................ 84 b) Le glucose ............................................................................................................................................ 85 c) L’acide urique....................................................................................................................................... 86 d) Les ASAT ............................................................................................................................................... 87 e) Les LDH ................................................................................................................................................ 88 f) Les CK ................................................................................................................................................... 88 g) Le cholestérol ....................................................................................................................................... 88 h) Le calcium ............................................................................................................................................ 89
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i) Le phosphore ....................................................................................................................................... 90 j) Le sodium ............................................................................................................................................. 90 k) Le potassium ........................................................................................................................................ 91
B. LE LAVAGE BRONCHO-PULMONAIRE @ ................................................................................................... 92 1. Matériel ............................................................................................................................................... 92 2. Méthode .............................................................................................................................................. 92 3. Limites du lavage broncho-alvéolaire .................................................................................................. 94
C. LE LAVAGE GASTRIQUE @ ........................................................................................................................ 95 1. Matériel ............................................................................................................................................... 95 2. Méthode .............................................................................................................................................. 95 3. Limite du lavage gastrique .................................................................................................................. 96
D. LE PRELEVEMENT DE SELLES @ ................................................................................................................ 96 1. Matériel ............................................................................................................................................... 97 2. Méthode .............................................................................................................................................. 97
E. LE PRELEVEMENT D’URINE ....................................................................................................................... 98 F. LE PRELEVEMENT DE TISSU HEMATOPOIETIQUE ..................................................................................... 99
1. Le prélèvement de moelle osseuse ...................................................................................................... 99 2. Le prélèvement de rate ........................................................................................................................ 99
IV. REALISATION DU SUPPORT AUDIOVISUEL ....................................................................................... 101
A. ORGANISATION DU PROJET.................................................................................................................... 101 1. Qui filmer et quand filmer ? ............................................................................................................... 101 2. Préparation avant le tournage .......................................................................................................... 101 a) Le scénario ......................................................................................................................................... 101 b) Les droits à l’image ............................................................................................................................ 102 c) La salle de tournage .......................................................................................................................... 102 d) Les reptiles ......................................................................................................................................... 103
B. MATERIEL ............................................................................................................................................... 103 1. Matériel nécessaire aux prélèvements .............................................................................................. 103 2. Matériel nécessaire à la réalisation des vidéos ................................................................................. 103 3. Montage du film ................................................................................................................................ 105 4. Réalisation du DVD ............................................................................................................................ 106
Annexe 1: Normes hématologiques admises chez certaines tortues d’après DIETHELM et
SCHILLINGER in (10) ............................................................................................................................. 117
Annexe 2: Normes hématologiques admises chez certains lézards d’après DIETHELM, SCHILLINGER et
MADER in (10) ..................................................................................................................................... 117
Annexe 3: Normes hématologiques admises chez certains serpents d’après DIETHELM, SCHILLINGER
et MADER in (10) ................................................................................................................................. 117
Annexe 4: Evolution quantitative des différentes populations cellulaires en fonction de l'affection
d’après SCHILLINGER in (10) ................................................................................................................ 118
Annexe 5: Les 4 annexes de la législation européenne d'après (63) .................................................. 119
Annexe 6: Conditions d'autorisation de détention des reptiles en captivité régis par les arrêtés du
Figure 1: Le cœur des reptiles d'après (59) ........................................................................................... 19
Figure 2: Le cœur d’un lézard en section longitudinale, vue ventrale d’après PARKER et BELLAIRS 1979
in (12) .................................................................................................................................................... 19
Figure 3: L'anatomie du serpent d'après (65) ....................................................................................... 20
Figure 4: l'anatomie du Caméléon d’après (54) .................................................................................... 21
Figure 5: L'anatomie de la tortue d’après (54) ...................................................................................... 21
Figure 6 : L’orifice glottique chez la tortue, le lézard et le serpent d’après (55) .................................. 22
Figure 7: les différents types de poumon chez les reptiles d’après (8) ................................................. 24
Figure 8: Un poumon droit gonflé d’air chez un serpent d’après (55) .................................................. 25
Figure 9: La veine ventrale abdominale chez le lézard d’après (56). .................................................... 27
Figure 10: La veine abdominale ventrale située dans un mésovarum d’après (56) ............................. 27
Figure 11: L’œsophage chez le serpent d'après SCHLLINGER in (53) .................................................... 29
Figure 12: L'estomac chez le serpent d'après SCHILLINGER in (53) ...................................................... 29
Figure 13: La position du cloaque chez le lézard d’après (54) .............................................................. 30
Figure 14: L'anatomie du cloaque et ses différentes parties (chez une tortue femelle) d’après (55) .. 31
Figure 15: Le système port-rénal chez les reptiles d’après KENT 1987 in (24) ..................................... 32
Figure 16: La contention de la tête du serpent (d’après LAWTON (1991) et WAGNER (1996) in (13) . 43
Figure 17: Localisation de la veine dorsale caudale chez la tortue d’après (75) ................................... 65
Figure 18: Le sinus post-occipital de la tortue d’après (75) .................................................................. 67
Figure 19: Ponction du sinus post-occipital chez la tortue d’après (61) ............................................... 67
Figure 20: Le sinus subcaracpacial de la tortue, une anastomose de plusieurs vaisseaux, d’après (42)
Bordeaux et Toulouse), les numéros d’urgences sont accessibles sur internet, des médecins
répondent 24h/24h et guident la victime dans les démarches à effectuer. Ces centres anti-
poisons sont en relation directe avec les laboratoires qui possèdent les sérums anti-venins.
Dans tous les cas, il faut garder son calme, ne pas s’agiter sous peine d’augmenter la diffusion
du venin par augmentation du débit sanguin. Il ne faut pas se faire d’incision sur la zone de
morsure ni de saignée à un autre endroit, et ne pas essayer de succion car le venin est de toute
façon trop profond pour pouvoir être récupéré. Il ne faut pas mettre en place de garrot, il faut
enlever montres, bracelets et bagues afin d’éviter d’en créer un en cas d’œdème. On ne met
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pas de glace sur la morsure, seulement un désinfectant classique et un léger bandage non
serré qui diminue la circulation lymphatique par laquelle le venin progresse, mais qui laisse
intacte la circulation sanguine. Une bande crêpe sous laquelle on peut passer un doigt suffit.
Enfin on immobilise le membre atteint et on reste calme en attendant les secours.
2. La contention
a) Contention des Chéloniens
i. Danger de l’espèce
Les tortues terrestres sont globalement plus calmes, dociles et moins agressives que
les tortues aquatiques. Cependant toutes les tortues peuvent être dangereuses de par leur
morsure, car elles possèdent un bec corné très dur et parfois tranchant notamment pour
celles qui sont carnivores. Les griffes qu’elles possèdent sur les quatre pattes peuvent aussi
provoquer des abrasions pour la personne qui les manipule. Chez les tortues marines, à titre
de comparaison il faudra faire attention aux coups de nageoires qui sont très développées.
Enfin, il faut faire attention chez les tortues terrestres articulées comme les tortues boîtes (le
genre Terrapene de la famille des Emydidae), de la fermeture puissante du plastron articulé
où l’on peut se coincer un doigt. Pour éviter ce risque, on place dans l’articulation du plastron
le piston d’une seringue, rigide et non traumatisant afin de le bloquer (22, 27, 64).
ii. Tortues de petite taille
La tortue est principalement connue pour pouvoir échapper à la prédation par un
mouvement de recul de tous ses membres à l’intérieur de sa carapace. Le problème du
vétérinaire sera donc, d’une part, d’empêcher que la tortue ne se soustraie de cette manière
à la contention, mais d’autre part, si elle est déjà en position de défense, de réussir à extirper
ses membres doucement mais fermement avec des tractions continues sans à-coups.
On commence par saisir un postérieur, puis l’autre, que l’on plaquera avec une seule main sur
les faces latérales de la carapace tout en évitant les coups de griffes. Ensuite avec l’autre main,
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on place ses doigts derrière les mâchoires de l’animal, ou alors on utilise une pince en cœur
que l’on positionne derrière les condyles occipitaux. On exerce ensuite une force de traction
vers l’avant et dans le plan horizontal afin de sortir le cou de la tortue puis on place le pouce
et l’index en arrière des tempes pour éviter les mouvements de retrait. La traction doit être
continue et sans à-coups pour ne pas blesser l’animal. Si l’on n’est pas sûr de la force de
traction à exercer, on peut essayer de faire coopérer l’animal en lui proposant des aliments
devant le bec. Une autre méthode qui permet d’accéder à la tête consiste à pousser les pattes
postérieurs de la tortue à l’intérieur de la carapace ce qui provoque une compression de la
cavité cœlomique et l’empêche de bien respirer. Cela l’oblige à sortir la tête pour essayer de
déplier correctement ses poumons (pour rappel les tortues sont dépourvues de diaphragme,
la respiration est effectuée grâce aux mouvements de l’ensemble des muscles du corps) (22,
48).
Pour les tortues les plus agitées, on peut se prémunir des morsures en leur proposant un
morceau de tissu qu’elles attraperont avant de les saisir derrière les mâchoires.
Pour les tortues de taille modérée, on peut les tenir par le milieu de la carapace, une main de
chaque côté entre les membres antérieurs et les membres postérieurs (60).
iii. Tortues de grande taille ou agressives
Certaines tortues ne peuvent pas être manipulables de par leur poids qui ne permet
pas de les soulever. D’autres sont dangereuses de par leur caractère agressif, il s’agit des
tortues à carapace molle de la famille des Trionychidae (ex : Trionyx spp.), principalement
carnivore, des gros spécimens de la tortue de Floride (Trachemys scripta), des tortues
serpentines (Chelydra serpentina) qui ont un bec tranchant comme un rasoir et sont parfois
même cannibales, et les tortues alligator (Macroclemys temmincki) dont la tête est large,
lourde, et dont la mâchoire est réputée être la plus puissante des tortues aquatiques.
Certaines de ces espèces peuvent peser plusieurs dizaines de kg une fois adultes.
La carapace de ces tortues aquatiques est glissante, leur cou extrêmement long et flexible et
peut s’étendre sur toute la surface de leur corps hormis au niveau de la queue. Elles peuvent
donc sans difficultés nous mordre si on les tient par la carapace, et les lésions peuvent être
41
graves (section de doigt) car leur bec puissant peut broyer ou entailler facilement la main du
manipulateur. Pour ces tortues agressives, on utilise des gants en kevlar ou en cuir, afin de les
tenir à deux mains des deux côtés de la carapace, au-dessus et le plus près des membres
postérieurs. Pour les tortues alligators qui peuvent atteindre cet endroit avec leur mâchoire,
on ne peut les saisir que par la queue (27). Pour les petits gabarits, on peut les saisir par
l’arrière en maintenant les pattes postérieures rabattues le long de la carapace. (10, 64)
Pour immobiliser une tortue, on peut la placer sur une boite dont le diamètre est inférieur à
celui de son plastron. Les pattes de l’animal n’auront pas d’appui, ainsi bien positionnée en
équilibre elle ne pourra pas s’échapper.
b) Contention des Ophidiens
i. Danger de l’espèce
Les serpents peuvent attaquer en frappant les personnes faces à eux avec une extrême
rapidité. Ils mordent et peuvent serrer la victime, tout en s’enroulant autour de leur prise.
Leurs dents aiguisées permettent une bonne pénétration dans la peau et la chair et, si la
morsure est importante, le serpent peut rester accroché. Les constricteurs de grande taille
peuvent quant à eux saisir une extrémité du manipulateur, et la serrer avec force. Le risque
de constriction est à prendre au sérieux surtout pour les plus grands individus de type boas,
pythons, anacondas, car ils peuvent être à l’origine d’ischémies sévères.
Enfin, les serpents venimeux peuvent inoculer leur venin par morsure ou le projeter dans les
yeux du manipulateur pour les serpents cracheurs de venin de la famille des Elapidae
appartenant aux genres Naja ou Hemachatus (26, 34, 48).
42
Règles à suivre :
La contention doit se faire en gardant en mémoire les règles dictées dans le préambule.
Il faut toujours prendre ses précautions et ne jamais lâcher du regard la tête de l’animal qui
représente le plus gros du danger. Les mouvements du corps ou les réactions de défense du
serpent ne doivent pas déconcentrer le vétérinaire qui ne doit jamais relâcher la prise de la
tête de son patient. Il existe plusieurs méthodes de contention en fonction du poids, de la
taille de l’animal, et en fonction de sa dangerosité. La contention doit être de courte durée
car les manipulations trop longues augmentent les risques de morsure (63).
Il faut savoir que les serpents ne possèdent qu’un seul condyle occipital, il est donc nécessaire
de soutenir le corps lorsque la tête est immobilisée pour éviter toute lésion cervicale (risque
de fracture ou de luxation atlanto-axiale) (30, 31).
Il faut faire la distinction entre serpents arboricoles qui tolèrent diverses positions, et les
serpents aquatiques ou terrestres qui doivent être gardés à l’horizontal pour assurer une
bonne perfusion cérébrale et dont les déplacements doivent se faire lentement pour éviter
les risques d’hypotension orthostatique (baisse de la pression artérielle lors du passage de la
position couchée à la position debout). (7) Il ne faut pas manipuler un serpent dans les 48
heures suivant le repas au risque de le voir régurgiter sa proie.
Enfin, on peut noter que certains individus peuvent émettre des urines, des selles, ou vider
leurs glandes cloacales (Couleuvre à collier, Natrix natrix ; Couleuvre vipérine, Natrix maura)
pendant la manipulation sous l’effet de stress, dont l’odeur est très marquée et parfois tenace.
C’est pour cela qu’il est déconseillé de soutenir l’animal au niveau du cloaque (11, 12).
ii. Serpents de petite taille non venimeux
Il s’agit souvent de jeunes serpents appartenant aux Colubridés, Pythonidés et Boïdés.
La contention se fait seul, et manuellement (26, 29). On fera attention de ne pas appliquer de
43
pressions trop importantes sur les animaux (la colonne vertébrale d’un juvénile de
Pantherophis guttatus est aussi fine qu’une épingle). Le mieux est de laisser le serpent se
mouvoir librement sur la main en supination, les doigts écartés, afin de pouvoir l’observer.
Pour regarder plus précisément ses yeux, ses narines, l’intérieur de sa gueule, une légère
pression est exercée entre le pouce et l’index positionnés de part et d’autre de sa tête. Le
corps de l’animal sera toujours maintenu par l’autre main pour ne pas léser ses cervicales. (32,
48, 96)
iii. Serpents de grande taille non venimeux
Si l’animal mesure moins de 2 m, la contention se fait en tenant l’animal avec une main
derrière la tête et l’autre main maintenant le reste du corps. La tête du serpent est maintenue
et immobilisée entre le pouce et le majeur, l’index appuyant légèrement sur le crâne.
Figure 16: La contention de la tête du serpent (d’après LAWTON (1991) et WAGNER (1996) in (13)
Pour une contention plus ferme, on positionne directement le pouce sur la base du crâne de
l’animal et on le maintient avec les autres doigts placés sous son cou. S’il est peu coopératif,
on peut lui placer un morceau de tissu sur la tête avant de le saisir derrière les mâchoires.
Le serpent présente généralement un réflexe d’enroulement autour du bras dont il faudra se
méfier pour les individus de grand gabarit. Pour les gros spécimens dépassant les 2 m, il faut
un aide par mètre de serpent afin d’éviter ce risque. Pour les serpents géants tels que les
pythons réticulés ou les boas de très grande taille, on peut directement s’allonger le long de
leur corps pour les immobiliser sur le sol. La contention de leur tête se fera à deux mains, la
44
paume des mains et les pouces sur le dessus de la tête et de chaque côté, les autres doigts
maintenant la mandibule fermée (48).
iv. Serpents agressifs ou venimeux
Serpents venimeux :
Il est important de rappeler qu’il est strictement déconseillé aux vétérinaires non-
spécialistes de recevoir en consultation ce genre d’animaux. Leur contention ne peut être
assurée que par une personne possédant un certificat de capacité pour l’espèce concernée.
Il faut prévoir tout le matériel cité précédemment car la saisie du serpent venimeux ne se fera
pas directement à la main. Il faudra d’abord le bloquer avec le crochet derrière la tête, contre
le sol, et s’il est trop agité on utilisera en complément la pince de contention (50). Une fois
immobile, la saisie de la tête se fait comme pour les autres serpents. Si possible, le mieux est
de le faire rentrer dans un tube de PVC transparent afin de s’affranchir du risque de morsure
pendant le reste de la consultation. (5, 62)
Enfin, relâcher le serpent est l’étape la plus à risque, on replace d’abord le corps dans le sac
de transport ou la cage puis la tête est libérée rapidement en la projetant vers le fond (26).
Serpents très agressifs :
Dans certains cas, la contention physique seule ne suffit pas à conduire un bon examen
clinique. Il est donc nécessaire d’avoir recours à une contention chimique pour manipuler par
la suite l’animal sans danger. Il faut rappeler que, chez ces animaux poïkilothermes et
ectothermes, l’effet de l’anesthésie est variable selon la température (4). Il faut placer l’animal
à jeun 18 à 24 h pour les chéloniens et les sauriens, et de 72 à 96 h pour les ophidiens avant
l’induction (27). Pour le contrôle de l’anesthésie, le monitoring cardiaque est intéressant car
la fréquence cardiaque est un bon indicateur de l’analgésie et de la profondeur de
l’anesthésie. Chez les serpents, on positionne une électrode de part et d’autre du cœur (9).
45
Tableau 1: Protocoles d'anesthésie chez les reptiles d’après (10)
Midazolam Diazépam Kétamine
(en association
avec la
médétomidine)
Médétomidine
(en association
avec la
kétamine)
Propofol
(puis relais
gazeux)
Alfaxolone
(puis relais
gazeux)
TORTUE
0,1 mg/kg
IM
0,2-0,6
mg/kg IM
5-10 mg/kg IM
0,1 mg/kg IM
5-10
mg/kg IV
2-4 mg/kg
IV
LEZARD
SERPENT 10-50 mg/kg
IM
Remarque : la kétamine est très rarement utilisée seule. (56)
c) Contention des Sauriens
i. Danger de l’espèce
La majorité des lézards ne sont pas venimeux, à l’exception d’Heloderma horridum
(lézard perlé, héloderme granuleux, mexicain, horrible) et d’Heloderma suspectum (monstre
de Gila) de la famille des Helodermatidae qui possèdent un venin similaire à celui de certains
serpents.
Les lézards sont pourvus de trois armes : leurs mâchoires, leur queue et leurs griffes. (90)
Les plus gros d’entre eux, appartenant à la famille des Varanidae, qui sont pour la plupart
carnassiers ont une mâchoire puissante et des dents acérées. Leurs morsures sont redoutables
et peuvent entraîner une contamination bactérienne étant donné leur flore buccale
particulièrement riche. C’est là le principal danger (6).
Cependant tous les lézards peuvent mordre, même ceux qui ne se nourrissent que de
végétaux. (22)
Certains possèdent une queue très longue qui peut être utilisée comme un véritable fouet en
cas de défense et provoque de graves blessures, notamment si l’on reçoit le coup dans le
visage. C’est le cas de l’iguane vert Iguana iguana de la famille des Iguanidae qui peut
46
atteindre 2 mètres pour 5 kg et dont la queue ne représente pas moins des 2/3 de la longueur
totale, ou encore de l’Uromastyx (fouette-queue) de la famille des Agamidae qui possède une
queue pourvu d’écailles épineuses dont il se sert pour frapper ses prédateurs ou ses rivaux.
Enfin, les griffes peuvent être de redoutables outils de défense, certaines espèces les utilisent
facilement pour se battre. Chez d’autres, elles sont très aiguisées et peuvent facilement causer
des plaies pour le manipulateur. Certains auteurs conseillent de couper les griffes des plus
gros spécimens avant la consultation (5, 6).
La contention du lézard nécessite donc une vigilance de la gueule, des griffes et de la queue.
Cependant la majorité des lézards sont faciles à contenir de par leur petite taille. Il faudra donc
se méfier en particulier des varans qui restent les plus vifs et potentiellement les plus
dangereux.
ii. Lézard de petite taille
Il faut maintenir le patient fermement pour éviter qu’il ne s’échappe, ou qu’il ait des
mouvements de défense ou d’attaque. Cependant, il ne faut pas exercer de pression trop forte
sous peine de le blesser ou de l’empêcher de respirer correctement (absence de diaphragme).
De plus, certains lézards ont la capacité de perdre leur queue par autotomie. Il s’agit pour
l’animal de se séparer volontairement d’une partie de son corps, non vitale, afin d’échapper à
un prédateur. La queue qui reste agitée par des mouvements reflexes donne une illusion de
vie et occupe le prédateur pendant que le mutilé prend la fuite. La régénération de la queue
se fait lentement et elle ne retrouve jamais son aspect originel (taille, couleur, mobilité). Il ne
faut donc jamais tenir un lézard par la queue même si toutes les familles n’ont pas cette faculté
(19, 38). Lorsque la queue est malheureusement rompue, on peut appliquer un antiseptique
tel que de la chlorexidine solution.
D’autres petits lézards comme les geckos de l’infra-ordre des Gekkota sont très fragiles car
leur peau très fine peut se déchirer lors de la contention. Il faudra donc être très
précautionneux lors de toute manipulation (49).
47
Pour les petits sujets, on peut maintenir l’animal plaqué contre la table de consultation avec
une main, l’index et le majeur enserrant le cou, le pouce et l’auriculaire se plaçant juste avant
les antérieurs. La deuxième main complète la contention en le maintenant au niveau des
lombaires.
Les lézards apodes tels que les orvets de la famille des Anguidae sont maintenus comme les
serpents de petite taille.
Quant aux caméléons, il faudra travailler très calmement et en douceur car ce sont les sauriens
les plus sensibles au stress (changement de couleur) et les plus fragiles. Ils s’accrochent avec
leurs pattes en forme de pince à tout ce qu’ils peuvent agripper (blouse, lunettes, pince, etc..).
Dans ce cas, il ne faut pas tirer le caméléon vers soi au risque de provoquer des fractures mais
il faut détacher les pattes une à une avec précaution.
iii. Lézard de grande taille
Pour les plus gros sujets, on commence par plaquer les pattes le long du corps, les
antérieures avec une main, les postérieures avec l’autre. La queue est dirigée vers le bas de
façon à protéger le visage des coups de fouets éventuels. Elle peut éventuellement être placée
sous l’aisselle pour limiter ses mouvements. Il n’y a pas de risque d’autotomie car les grandes
espèces ne possèdent pas cette faculté. La main qui maintient les antérieurs doit servir aussi
à contrôler les mouvements de la tête. (5)
On peut utiliser une serviette et la placer autour de la tête du lézard, cela limite son champ de
vision et supprime les stimuli visuels. On peut également provoquer un réflexe oculo-vagal en
appliquant avec les doigts une pression sur les globes oculaires. Cela crée un effet calmant,
car la stimulation du système parasympathomimétique engendre une hypotension et une
bradycardie ce qui immobilise l’animal pendant quelques minutes sans conséquences pour
lui. On peut également lui appliquer une bande crêpe autour de la tête pour stimuler ce réflexe
en ayant protégé au préalable les deux yeux avec un morceau de compresse ou de coton. (31).
Le même bandage type Vetrap peut servir à immobiliser les membres antérieurs ou
postérieurs le long du corps. Cette technique est pratique lorsqu’on se retrouve tout seul pour
48
le manipuler, notamment pour une prise de sang ou une radiographie. Enfin chez certaines
espèces, telles que le dragon d’eau (Physignathus cocincinus) ou l’iguane vert (Iguana iguana),
il existe une méthode de contention par catalepsie, qui consiste à retourner l’animal sur le dos
puis le relâcher doucement. L’animal ne bouge plus, comme s’il était mort.
B. L’EXAMEN CLINIQUE
1. Accueil de l’animal
Il est important de renseigner le propriétaire sur les conditions de transport de son animal
avant sa venue en clinique.
Le serpent doit être placé dans un contenant isotherme dans lequel on place une bouillotte
d’eau tiède à 30°C afin de s’approcher de sa TMP. Un sac de toile placé dans un emballage de
type polystyrène ou glacière peut convenir pour le transport. Pour les petits sujets ou les
lézards, il faudra faire attention que la bouillotte ne puisse pas l’écraser, on placera l’animal
dans une petite boîte pour le protéger. Quant aux tortues, elles doivent être posées sur un
support horizontal, non lisse, pour éviter qu’elles ne se retournent pendant le trajet. Ce conseil
est à prendre en compte car sI la tortue reste en décubitus dorsale trop longtemps, elle peut
mourir par asphyxie. Dans cette position les organes abdominaux compriment les poumons
qui occupent la cavité cœlomique en position dorsale.
2. Commémoratifs et Anamnèse
En préambule, il est indispensable de rappeler au propriétaire qu’il existe une
réglementation stricte concernant la détention d’un reptile, qui répond à une triple
législation : nationale, européenne et internationale. Le rôle du vétérinaire n’est pas
d’endosser le rôle de la police mais d’alerter le propriétaire quant aux lois qui assurent une
protection aux espèces en voie de disparition. Elles sont notamment regroupées en trois
catégories dites « annexes » d’après la convention de Washington, selon leur degré de menace
d’extinction. La détention d’animaux de l’annexe 1, qui regroupe toutes les espèces menacées
d’extinction, nécessite l’obtention d’un certificat de capacité. Enfin, en France métropolitaine,
49
toutes les espèces de reptiles autochtones sont protégées depuis la loi du 10 juillet 1976 (voir
Annexes législation 5, 6, 7 et 8) (83).
Ensuite, un questionnaire préétabli concernant les conditions de vie, l’alimentation et le passé
médical pourra être donné à l’arrivée du client afin qu’il le renseigne en salle d’attente.
Ce questionnaire doit suivre trois axes importants, des questions sur l’animal lui-même, sur
son environnement et pour finir sur son alimentation. Il permet aussi de connaître le niveau
de technicité du propriétaire, car les débutants sont plus enclins à commettre des erreurs dans
l’aménagement du milieu de vie du reptile qui est à l’origine le plus souvent de futures
affections (12, 13, 19, 77).
L’animal :
Il faut demander de quelle espèce il s’agit, le sexe, l’âge, la provenance (naissance en captivité,
à la maison, chez un éleveur, acheté sur une bourse aux reptiles, capturé à l’état sauvage…)
Est-il élevé seul ou avec d’autres animaux ? Sont-ils en contact ?
De quand date son dernier repas, sa dernière mue, ses dernières selles ? Quelle est la
fréquence de ses prises de boisson ?
A-t-il un point d’eau et se baigne-t-il régulièrement ? Plus ou moins que d’habitude ?
A-t-il hiberné, et si oui, depuis combien de temps est-il sorti d’hibernation ?
Peut-il y avoir eu accouplement ? A-t-elle mis bas ou pondu récemment ?
Quels sont ses antécédents médicaux ? Etaient-ce des affections individuelles ou collectives ?
Quel traitement a-t-il reçu ? Est-il vermifugé et à quelle fréquence (molécule, dose…) ?
50
Son environnement :
De quelle matière est fait son terrarium et d’où provient-il ? Quelles sont ses dimensions ? Où
est-il situé dans la maison (abri du soleil, des courants d’air, beaucoup de passages, de
bruits…)?
De quelle nature est le substrat, à quel rythme est-il changé, avec ou sans désinfection de
l’habitat ?
Quels sont les paramètres d’ambiance (lumière, mode et durée de chauffage, gradient de
température, hygrométrie, présence d’un brumisateur, ventilation…) ?
Quelle est la nature du système de chauffage (cordon, plaque, ampoule…) et comment est-il
disposé (sous le substrat, à même le sol, à l’extérieur du terrarium…) ?
Quels sont les accessoires présents (présence d’une cachette obligatoire, décors en plastique,
gamelle d’eau, branchages, plantes…) ? Certains accessoires sont-ils directement prélevés
dans la nature (sable, plantes, mousses végétales…) ?
A-t-il été changé de terrarium récemment ? Sinon depuis combien de temps est-il dans le
même ?
Son alimentation :
Quel est son régime alimentaire (carnassier, herbivore, mixte…)? D’où viennent les aliments
consommés (élevage personnel, achat, prélèvement dans la nature…) ?
Les proies sont-elles vivantes, fraichement tuées, réchauffées ou décongelées ? Sont-elles
données à l’intérieur du terrarium ou dans une boîte à part ?
S’il s’agit de proies élevées chez le propriétaire, quel type d’alimentation reçoivent-elles ?
Quel est le rythme d’administration et quelle est la quantité donnée ? Est-ce qu’il y a des
refus ? Les proies vivantes ont elles mordu le reptile ?
Reçoit-il en plus de son alimentation une supplémentation ? Quelle en est la nature, comment
est-elle distribuée (quantité, fréquence…)?
51
Pendant ce temps, le praticien préparera la salle de consultation en vue de l’examen d’un
reptile, et devra prévoir les examens complémentaires à l’avance pour avoir une manipulation
la plus courte possible.
3. Matériel en vue de la consultation et d’une possible hospitalisation
Matériel nécessaire pour la consultation d’un reptile et pour son hospitalisation : (74, 79)
- Balance électronique nécessaire pour les plus petits individus afin de calculer les doses
de médicaments à administrer de façon à éviter les surdosages parfois létaux.
- Un thermomètre électronique spécifique
- Un ouvre-bec ou une spatule en plastique pour examiner la cavité buccale
- Des pinces, des ciseaux, des seringues de 1 et 2 mL ainsi que des aiguilles
- Des sondes urinaires pour chien et chat pour les sondages gastriques, cloacaux et
broncho-alvéolaires
- Un stéthoscope pédiatrique ou un Doppler pour l’examen cardiaque et le repérage du
cœur pour les ponctions cardiaques
- Tout le matériel de contention
- Un terrarium d’hospitalisation propre et désinfecté, équipé pour la maîtrise des
paramètres d’ambiance (température, hygrométrie), sans décor, sans substrat, avec
seulement du papier absorbant ou papier journal.
Avant de sortir l’animal de sa boîte de transport, le praticien devra s’enquérir du questionnaire
préalablement rempli par le propriétaire et prendre connaissance des conditions d’entretien
du reptile. Il se peut alors que des erreurs soient relevées parmi lesquelles se trouve
éventuellement l’étiologie de l’affection dont souffre le patient.
Le recueil des commémoratifs est très important car il peut d’emblée orienter le praticien vers
une étiologie. Des animaux sauvages sont plus prédisposés à souffrir de parasitose que des
animaux nés en captivité, les animaux sous traitement peuvent souffrir d’une posologie mal
52
adaptée (insuffisance rénale, trouble nerveux, abcès au niveau des sites d’injections…). Si des
animaux ont été changés récemment de terrarium ou s’ils ont un congénère depuis peu, cela
peut entraîner du stress et donc diminuer les défenses immunitaires et ouvrir la porte à une
infection opportuniste. Les femelles ayant mis bas peuvent souffrir de déshydratation,
d’amaigrissement, celles qui sont en gestation peuvent faire des rétentions d’œufs etc… (46,
49).
Pour finir, le praticien s’enquerra de l’anamnèse auprès du propriétaire, à savoir les signes
annonciateurs de l’affection, tels qu’une anorexie, une léthargie, une mauvaise mue, un
amaigrissement, une modification du phénotype, puis demandera la description des
symptômes l’ayant alerté, à savoir des difficultés respiratoires, des régurgitations, de la
diarrhée, du jetage, des postures anormales… La dernière question se penchera sur l’évolution
de l’état général de l’animal depuis le début de la maladie (52, 62).
4. Examen de l’animal à distance
On observe son comportement (animal curieux, alerte, abattu, stuporeux…), son allure
générale en examinant son port du corps et de la tête, son état d’embonpoint et
d’hydratation. Certaines tortues aquatiques souffrant de pneumonie, avec atteinte
asymétrique d’une zone pulmonaire modifiant la flottabilité de l’animal, nagent de travers
(74). Chez les reptiles, l’évaluation du pli de peau n’est pas pathognomonique d’une
déshydratation, des globes oculaires enfoncés, une sécheresse lacrymale ou une cavité
buccale sèche avec des muqueuses collantes sont des signes plus spécifiques. L’idéal restant
de l’objectiver par une analyse de sang (75, 79, 88).
On s’intéresse également à sa façon de se déplacer (immobile, absence de réflexe de
retournement, boiterie, parésie, ataxie, enroulé, ambulatoire, explore le milieu avec des
mouvements de langue…), à la coordination de ses mouvements. Il faut se rappeler que
l’activité des reptiles est directement liée à la température. Si un reptile est trop calme, on
demandera au propriétaire dans quelles conditions son animal a été transporté à la clinique
(sans bouillotte, sorti de son terrarium depuis longtemps…). Enfin, cet examen à distance
53
nécessite de connaître le comportement normal propre à chaque espèce rencontrée afin de
faire la différence entre une attitude normale et une attitude pathologique (64, 66).
5. Examen physique de l’animal
Il doit être le plus minutieux possible comme chez les carnivores domestiques. Il doit se
faire dans un ordre précis, appareil par appareil ou région par région. La technique la plus
courante reste l’examen du nez à la queue (11, 19, 22).
Cependant avant de commencer, on doit obligatoirement peser l’animal car cette étape
permet d’apprécier objectivement son état d’embonpoint, en comparant son poids au poids
moyen de l’espèce, et d’adapter les posologies des traitements éventuellement prescrits. Pour
les tortues, il existe des tables afin d’évaluer cet état en fonction de la longueur de la carapace
et du poids de l’animal (44).
Enfin, on peut s’aider d’une source de lumière froide au xénon afin d’éclairer les petits
individus et mettre en évidence les organes par transparence. Cette technique de
transillumination peut également être utilisée pour des reptiles de plus grande taille en
plaçant la source lumineuse dans l’œsophage ou le cloaque (41).
a) Rostre
Sa surface doit être lisse et intacte. Les abrasions dermiques peuvent traduire un milieu de vie
mal adapté avec des surfaces blessantes. Chez certaines espèces comme les agames
aquatiques (Physignatus cocincinus), les abrasions sont souvent le signe d’un terrarium trop
petit dans lequel ils cherchent à fuir en poussant contre les vitres. Des écoulements, une
décoloration, une ulcération peuvent être le signe d’une infection bactérienne.
b) Narines, choanes
Elles doivent être de taille identique et sans débris. Leur sténose est généralement due à un
traumatisme ou un défaut de mue. Une infection bactérienne se traduit par la présence d’un
exsudat séreux, muqueux ou caséeux.
54
c) Mâchoires
Une malocclusion résulte d’un traumatisme, d’un abcès, d’une stomatite ou d’une
malformation.
d) Bec
Il doit être rigide, symétrique. La respiration doit se faire à bec fermé. Une pression sur le bec
pourra mettre en évidence la présence de sérosités dans les narines, on peut aussi enfoncer
profondément la tête de la tortue sous la carapace, s’il y a rhinite, des bulles sortiront
également des narines.
e) Cavité buccale
On regarde en première intention l’extérieur de la gueule du reptile. Cela passe par
l’observation de toute déformation comme lors d’ostéofibrose avec des mandibules flasques,
et des écoulements au niveau des commissures des lèvres en cas de stomatite par exemple.
Ensuite, on ouvre la gueule du reptile avec un ouvre-bec, tout en exerçant une traction sur la
peau ou les écailles des mandibules. Les gencives doivent être roses, sans pétéchies ni débris
qui peuvent indiquer un choc septique ou toxinique. Il ne doit pas y avoir de ptyalisme, ni de
paralysie linguale qui peuvent orienter vers une stomatite. Une infection bactérienne se
traduit par une inflammation avec congestion généralisée, un exsudat mousseux ou une
ulcération dans les stades les plus avancés. Des dépôts d’acide urique peuvent orienter vers
une goutte viscérale. Il faut vérifier l’absence de débris au niveau des choanes. La glotte, située
sur le plancher de la cavité buccale doit être observée pendant plusieurs mouvements
respiratoires et ne pas présenter de mucus. Si l’animal respire la gueule ouverte et présente
des bulles sur les narines il peut souffrir d’une pneumonie. Enfin, la portion crâniale de
l’œsophage, visible au fond de la cavité orale est parfois naturellement pigmentée par de la
mélanine selon les espèces (27, 64).
55
f) Yeux
On regarde leur position, leur forme et leur taille (microphtalmie, cyclopie congénitale). Chez
les serpents chaque œil est recouvert par une écaille cornéenne appelée lunette qui doit être
translucide, excepté en période de mue. La pupille peut être soit verticale soit ronde en
fonction de l’espèce et du mode de vie (diurne ou nocturne). Une exophtalmie peut
correspondre à une infection oculaire, un abcès rétroorbitaire, une hypertension, une
obstruction des conduits naso-lacrymaux, tandis qu’une pseudo-exophtalmie peut être
provoquée par l’accumulation de larmes sous la lunette pré-cornéenne lorsqu’elle persiste
après la mue. Dans ce cas, il y a une opacification de l’œil. Il faut savoir que les paupières des
geckos et des serpents sont fixes, les réflexes palpébraux et cornéens ne sont donc pas
étudiables. Enfin, la lunette pré-cornéenne forme un écran imperméable à tout collyre ou tout
topique. Chez certaines tortues terrestres, de l’épiphora peut être normal (Geochelone
carbonaria et denticula, tortue charbonnière). Après l’hibernation, on peut rencontrer des
masses fibrineuses correspondant à un dépôt protéique sur la cornée appelé « chassie
mucoïde post-hibernal » qui doit être enlevé. Par contre, un œdème semble être le signe
d’une hypovitaminose A (27, 64).
Lors de conjonctivites ou de kératites, les signes cliniques les plus fréquents sont : œdème des
paupières, collection purulente dans les sacs palpébraux puis atteinte de l’œil avec ulcération,
perforation, panophtalmie.
Il faut être attentif aux corps étrangers, aux brûlures, aux morsures de proies.
Enfin, il existe certaines tumeurs telles que les fibromes et les papillomes d’origine virale ou
inflammatoire par réaction proliférative aux trématodes (Laraedius laraedii).
g) Tête
Elle doit être symétrique, dans le cas contraire on peut suspecter une infection (abcès) ou une
fracture, voire une tumeur. Chez les lézards, les membranes tympaniques peuvent être
translucides chez certaines espèces. D’autres possèdent des glandes nasales qui excrète
l’excédent de sel absorbé, ils peuvent donc présenter des excréta blancs autours des narines.
56
Chez les tortues, l’inspection des oreilles permet de noter la présence d’otite (gonflement au
niveau de l’écaille tympanique). Dans ce cas, il faut rechercher la présence de pus au niveau
de l’abouchement des trompes d’Eustache au fond de la cavité buccale.
h) Gorge
Chez les caméléons, on peut avoir des œdèmes notamment lors d’hypervitaminose D.
i) Corps
Il ne doit pas présenter d’angulation (fracture vertébrale), de colonne vertébrale apparente
sous les écailles (amaigrissement), ni de masse (abcès, cal de fracture). Sa face ventrale doit
être palpée avec les pouces entre les processus ventraux des côtes, afin de repérer une
éventuelle augmentation de taille d’un organe (néphromégalie, hépatomégalie chez les
reptiles obèses, vésicule biliaire augmentée lors de stases consécutives à une anorexie
prolongée), un corps étranger, une douleur, une ou plusieurs masses anormalement dures
dans le cas d’une rétention d’œufs au niveau des follicules ovariens, qui sont naturellement
en collier de perle dans le tiers caudal du corps.
Chez la tortue, la palpation des organes internes est quasiment impossible. Seuls certains
organes sont palpables au niveau de l’attache des membres (en arrière des membres
antérieurs et en avant des postérieurs). On bascule l’animal pour ramener ses organes
abdominaux vers les doigts du manipulateur, au niveau de la fosse pré-fémorale. Face à une
masse abdominale, on pourra penser à une rétention d’œufs, des abcès hépatiques, des
calculs, une accumulation de fèces…
Enfin, chez le caméléon, la palpation doit être très douce car il possède des côtes jusqu’au
pubis. Ces côtes sont aplaties latéro-latéralement ce qui leur confère une grande fragilité.
57
j) Membres
Les membres doivent être toniques et fonctionnels, ils ne doivent pas être déformés, gonflés
ou être douloureux à la manipulation. Ils permettent d’apprécier les masses musculaires. On
regarde les extrémités également. Des masses focales de tissus mous sont le plus souvent
révélatrices d’abcès ou de parasites cutanés, alors que des grosseurs plus diffuses autour des
os longs sont le signe plus probable de maladies métaboliques osseuses.
k) Carapace
Il faut vérifier la rigidité et l’intégrité de celle-ci (ulcération, fracture, déformation). Elle est un
très bon reflet de l’état général. Une carapace molle est le signe d’une carence en calcium,
une dossière déformée de façon pyramidale celui d’une ostéofibrose nutritionnelle. (64, 91)
Les ulcérations sont fréquentes chez les tortues à carapace molle et ont une origine
infectieuse ou fongique. Elles sont importantes lors de SCUD (Septicemic Cutaneous
Ulcerative Disease) qui est une maladie due à une bactérie de la flore digestive (Citrobacter
freundii) et qui contamine des plaies généralement (1).
l) Tégument
Il doit être attentivement examiné pour la recherche de lésions comme les brûlures liées le
plus souvent à de mauvaises conditions d’élevage (système de chauffage inadéquat), des
dermites (infectieuses, maladie des ampoules par excès d’humidité), ou de parasites, dont le
plus fréquent chez les serpents est Ophionyssus natricis, un parasite hématophage. Il se
présente sous la forme de petites taches noires entre les écailles d’environ 0,5 mm et est
porteur de certaines bactéries (Aeromonas hydrophila à l’origine de troubles digestifs et
respiratoires) et de protozoaires (hémogrégarines) (73). Il est responsable de mauvaises mues,
58
notamment de la persistance des lunettes pré cornéennes lorsqu’il est présent autour des
yeux. On peut rencontrer également des tiques dures (famille des Ixodidés) ou molles (famille
des Argasidés), des myiases notamment chez certaines tortues boîtes, des trombiculoses
(aoûtats), des annélides (sangsues parasites des tortues aquatiques), et enfin des helminthes
sous forme de nodules cutanés dus à la présence de larves de nématodes, d’acanthocéphales
ou de cestodes (genre Spirometra) (28).
m) Queue
Certaines espèces comme Eublepharius macularius stockent leur réserve à la base de la queue,
celle-ci permet d’évaluer de façon significative leur état corporel.
n) Cloaque
Il est important de l’examiner comme cavité commune à l’abouchement des voies urinaires,
digestives et génitales. Il ne doit pas être souillé. Il ne doit pas présenter de prolapsus ni
d’écoulement anormal. Il doit avoir un tonus lors de sa stimulation. On peut regarder
également les glandes cloacales (« musk glands ») chez les femelles.
o) Hémipénis
Si les hémipénis sont sortis de leurs loges cela peut être dû à une éversion rencontrée pendant
les périodes de reproduction, ou être dû à un paraphimosis.
p) Mue
Il s’agit d’un phénomène physiologique chez les reptiles. Elle se fait d’une seule pièce chez les
serpents et par lambeaux chez les lézards. Des anomalies de la ration, une déshydratation, un
défaut ou un excès d’humidité sont à l’origine de persistances de peau sur le corps de l’animal.
59
Lors de mauvaises mues chez les lézards, une rétention de peau au niveau des extrémités
digitées et de la queue peut être à l’origine de nécroses ischémiques (1).
q) Système nerveux
Son examen passe par l’étude de quelques réflexes :
- réflexe de retournement chez les ophidiens : l’animal placé sur le dos doit se retourner
rapidement et sans difficulté afin de se retrouver sur sa face ventrale.
- un serpent enroulé autour d’un support doit être capable de redresser sa tête
- les tortues soulevées de la table doivent se mettre à pédaler dans le vide
Un état neurologique dépressif, stuporeux ou comateux peut être lié à une déshydratation
sévère associée à une hypernatrémie.
Chez certains lézards, des fasciculations musculaires ou des tremblements sont plutôt associés
à une hypocalcémie. A l’inverse, une faiblesse musculaire importante peut être liée à une
hypokaliémie. (85)
6. Limites de l’examen clinique
Malgré un examen clinique du nez à la queue mené de la façon la plus attentive possible,
avec l’aide d’une bonne contention, les signes cliniques dans ces espèces étant généralement
frustes et peu spécifiques, il est souvent nécessaire de recourir à des examens
complémentaires pour connaître le réel statut médical de l’animal.
En dermatologie, on peut avoir recours à l’examen des écailles, au scotch test, au calque
cutané, à des biopsies cutanées.
60
En imagerie, la radiographie est l’examen le plus fréquent et souvent de choix car elle peut
apporter de nombreuses informations sur l’affection. La difficulté reste le positionnement de
l’animal, son immobilisation, ce qui n’est pas évident chez les ophidiens ou les sauriens.
Quant à l’échographie, elle est parfaitement utilisable pour certains organes tels que le cœur,
les poumons, le foie, les reins et l’appareil reproducteur. Cependant, cette technique est
limitée par la taille de l’animal et celle de la sonde par rapport aux diamètres des fenêtres
rendant possible l’examen.
L’endoscopie est aussi une technique largement utilisée en médecine des reptiles. Elle permet
notamment chez la tortue de s’affranchir de l’obstacle créé par la carapace. On peut
également réaliser des biopsies par célioscopie. Cependant, la majorité des espèces de
reptiles étant trop petites, l’examen de l’appareil gastro-intestinal ou de l’appareil respiratoire
est souvent illusoire.
Aujourd’hui, le scanner et l’IRM sont à la pointe de l’imagerie et permettent de réaliser des
diagnostics précis quant aux affections des reptiles.
Les examens les plus facilement réalisables au cours de la consultation sont les examens de
laboratoire, comme l’hématologie, la cytologie, la biochimie et les lavages : gastrique, du côlon
en vue d’une coproscopie, et broncho-pulmonaire.
61
III. LES PRELEVEMENTS NECESSAIRES A LA REALISATION D’EXAMENS
COMPLEMENTAIRES CHEZ LES REPTLES
Dans cette partie consacrée à la réalisation des prélèvements en vue d’examen
complémentaire, l’analyse des prélèvements n’est pas détaillée, étant donné qu’elle est
souvent réalisée par des laboratoires spécialisés qui fournissent les résultats, hormis le frotti
et la biochimie qui peuvent être faits à la clinique et directement analysés par le praticien.
L’intérêt majeur est d’expliquer comment réaliser un prélèvement qui apporte des
informations au clinicien, avec du matériel simple et peu coûteux. Les prélèvements plus
compliqués et réservés aux spécialistes sont seulement évoqués. Les prélèvements suivis d’un
« @ » figurent sur le CD-ROM interactif présenté dans la dernière partie.
A. LE PRELEVEMENT DE SANG
Les indications de la prise de sang chez les reptiles sont en majorité les mêmes que chez
les mammifères domestiques. Un frotti et une numération formule peuvent être réalisés afin
d’aider au diagnostic d’anémies, d’infections ou de parasitoses. Cependant, l’indication
principale reste que la prise de sang est le moyen incontournable de réaliser les mesures
biochimiques qui aident au diagnostic d’affections courantes comme l’insuffisance rénale, la
goutte viscérale ou les hépatites (2).
1. Matériel
Il faut des seringues de faible volume pour les petits animaux afin d’éviter les collapsus
veineux ou cardiaque en cas de trop forte aspiration (type seringue à insuline de 1 mL) et des
seringues de 5 mL pour les espèces les plus grandes pour lesquelles la seule nécessité est
d’obtenir un volume sanguin plus important (22, 44, 87).
62
On peut se munir de tubes à micro-hématocrite, des petits tubes additionnés d’anticoagulants
et des aiguilles de 25G (orange). Si ces tailles d’aiguilles provoquent des hémolyses, ou
s’émoussent au passage des écailles et de la peau, on peut utiliser des 23G (bleue).
2. Anticoagulants
Le choix de l’anticoagulant est très discuté. En effet, la plupart ont des effets sur la
morphologie des cellules et sur la biochimie.
Certains auteurs admettent que l’anticoagulant à utiliser chez les serpents et chez les tortues
est l’héparinate de lithium. En effet, chez ces espèces, l’EDTA est responsable d’hémolyse et
fausse donc l’analyse de la numération formule, mais fausse également la biochimie par
libération du contenue erythrocytaire dans le plasma, induisant une augmentation
plasmatique artificielle de certains paramètres telle qu’une hyperkaliémie (3). Pourtant,
d’autres auteurs suggèrent son emploi pour certaines espèces comme les lézards, car, dans
ces espèces, l’héparinate de lithium est responsable de la formation d’agrégats plaquettaires
et leucocytaires qui faussent leur comptage (10).
Les frottis sont réalisés à partir de sang frais avant son placement dans un tube contenant des
anticoagulants. Le reste du sang est placé, une fois l’aiguille démontée, dans un tube avec
anticoagulant, et les échantillons réservés pour la biochimie sont rapidement centrifugés afin
de récupérer le plasma qui sera séparé et transféré dans un tube sec. Cela permet d’éviter au
maximum les effets de l’anticoagulant sur les cellules sanguines.
3. Volume prélevé
Pour la prise de sang, on est limité par la quantité de sang à prélever. La volémie des
reptiles est de 7 % à 11 % de leur poids vif selon l’espèce, et on ne peut prélever que 10 % de
ce volume sans effet de spoliation. Cela représente 0,7 % à 1,1 % du poids total de l’animal,
soit 0,7 à 1,1 mL pour 100 grammes de poids vif (81).
Chez les tortues, il faut diminuer le volume prélevé compte tenu du poids de la carapace
constituée essentiellement de tissu corné très peu vascularisé. Le volume sanguin n’excède
63
pas 5 % du poids vif total. Sur une tortue de 1 kg, on ne prélèvera que 5 mL de sang au
maximum (23, 35, 69, 82).
Cependant, chez les animaux débilités, la quantité de sang prélevée doit être plus faible afin
de ne pas les fragiliser d’avantage.
Lors de la ponction de sang, le prélèvementne se fait pas aussi rapidement que chez les
carnivores domestiques. Il faut donc au préalable hépariner la seringue.
4. Sites de prélèvement
Les ponctions sanguines sont réalisables en de nombreux sites. Elles se font avec des
seringues de volume légèrement supérieur au volume de sang à prélever. Il faudra créer une
aspiration en tirant sur le piston afin d’obtenir l’arrivée du sang dans la seringue.
On évitera les tubes sous vide car les veines des reptiles ont un faible diamètre, des parois
fines, et pourront se collaber sous l’effet d’une trop forte aspiration. De plus, les globules
rouges passant à une vitesse trop élevée à travers l’aiguille puis dans la seringue subissent une
hémolyse.
Chez les reptiles, les pulsations cardiaques ont une faible fréquence par rapport aux carnivores
domestiques, il ne faut donc pas s’attendre à remplir la seringue aussi vite et aussi facilement :
l’aspiration doit être plus forte et le sang monte dans la seringue par à-coups.
Enfin, dans de nombreux cas, les veines ne sont pas apparentes, il faut donc se fier
uniquement à leur emplacement anatomique.
Il existe un certain risque de contamination de l’échantillon par de la lymphe, dont la plupart
des paramètres sont comparables à ceux du plasma ou du sérum, mais les protéines totales
et le potassium y sont moins concentrés (3, 56).
Chaque ponction nécessite une préparation et une antisepsie du site au préalable, pour éviter
les risques d’infection ou d’abcèdation. L’antisepsie peut être réalisée avec de la chlorexidine
solution par exemple.
64
a) Chez les Chéloniens
i. Veine jugulaire @
La veine jugulaire droite est mieux visible car elle est plus développée que la gauche
(85).
On tire la tête de l’animal vers l’avant afin que la veine se déplie car elle suit le trajet du cou
de la tortue et forme donc des angulations lorsque celle-ci rentre la tête dans sa carapace. Il
n’est pas nécessaire de faire une compression en amont du site de ponction car la veine est
suffisamment remplie. On désinfecte le site de ponction, puis la prise de sang s’effectue à mi-
hauteur du cou, en plaçant l’aiguille tangentiellement de l’avant vers l’arrière de l’animal. La
contention doit être bonne car les hématomes se forment facilement si l’aiguille traverse
plusieurs fois la veine.
ii. Cœur
Il faut prévoir le matériel de ponction et il doit être accessible tout de suite car on
commence par retourner l’animal sur le dos ce qui est une étape risquée si elle dure trop
longtemps (pressions des organes abdominaux sur les poumons). On réalise une désinfection
puis une perforation de la carapace au milieu du corps de l’animal à la jonction des deux
écailles pectorales et des deux écailles abdominales (ostéotomie temporaire). L’aiguille qui a
servi à perforer le plastron fait usage de trocart, dans lequel on introduit une aiguille plus fine,
perpendiculairement au plan de l’animal. On crée une aspiration en tirant sur le piston de la
seringue et on arrête d’enfoncer l’aiguille aussitôt que le sang apparait. Si la perforation de la
carapace est importante on peut la reboucher avec un morceau de résine (56).
Chez certaines espèces à carapace molle (Trionyx sp.), les juvéniles ou les sujets atteints
d’ostéofibrose avancée, une aiguille peut être insérée directement à travers le plastron sans
perforation préalable.
Cette technique est facile mais est la plus risquée.
65
iii. Veine caudale ventrale
La veine caudale ventrale, ou encore veine coccygienne ventrale est située dans le plan
médian et longe les corps vertébraux caudaux. Cette technique est plus évidente chez les
mâles qui ont une queue plus longue que les femelles.
On place la tortue sur le dos, puis on lui tire la queue au maximum, horizontalement. On
désinfecte la zone, puis on introduit l’aiguille à mi-distance entre la queue et le cloaque avec
un angle de 45° jusqu’à ce qu’elle bute contre un corps vertébral, puis on tire sur le piston
pour créer une aspiration et l’aiguille est ramenée vers la surface très lentement jusqu’à ce
que le sang soit prélevé.
iv. Veine caudale dorsale @
Chez tous les chéloniens, les vertèbres coccygiennes ne possèdent pas d’apophyses
épineuses, par conséquent la veine caudale dorsale suit un trajet sous-cutané assez
superficiel. (75)
Figure 17: Localisation de la veine dorsale caudale chez la tortue d’après (75)
On place la tortue sur le ventre et on la maintient de façon à ce qu’elle ne cherche pas à
s’enfuir (maintien des pattes ou tortue positionnée sur un bocal).
66
La queue est tendue au maximum dans le plan horizontal vers le manipulateur, tirée
légèrement vers le bas. La zone de prélèvement est désinfectée. L’aiguille est introduite
lentement avec un angle de 45° dans le plan médian et en face dorsale au premier tiers de la
longueur totale de la queue à partir de son extrémité. L’aspiration étant faite au préalable,
lorsque le sang monte dans l’aiguille on arrête de l’enfoncer. On peut également l’enfoncer
directement jusqu’en butée des corps vertébraux puis la remonter doucement jusqu’à
obtention du sang.
Cette technique est surtout utilisée chez les tortues terrestres qui possèdent une plus grosse
queue par rapport aux espèces aquatiques.
v. Plexus veineux post-occipital @
Ce plexus veineux est situé juste en arrière du crâne chez les espèces aquatiques et
terrestres, il correspond à une paire de sinus situés de part et d’autre du plan médian et sous
le ligament nucal. (75)
On rappelle que ce plexus est entouré de citernes lymphatiques notamment chez les espèces
aquatiques ce qui peut être une source de contamination pour le prélèvement par dilution
lymphatique.
67
Figure 18: Le sinus post-occipital de la tortue d’après (75)
La tortue est maintenue par un aide, la tête est maintenue et tirée au maximum vers l’avant
et légèrement fléchie vers le bas. La zone de prélèvement est désinfectée, puis l’aiguille est
enfoncée perpendiculairement au sinus ponctionné. Lorsque le sang arrive dans l’aiguille il
faut s’arrêter de l’enfoncer.
Figure 19: Ponction du sinus post-occipital chez la tortue d’après (61)
68
vi. Sinus subcarapacial @
Le sinus subcarapacial ou encore sinus cervical est formé par la communication entre
le vaisseau intercostal le plus crânial émergeant des veines azygos et l’anastomose cervicale
caudale des veines jugulaires droite et gauche. Il se situe sous l’écaille nucale de la dossière
de la carapace. (42)
Figure 20: Vue crâniodorsale de la circulation veineuse crâniale de la tortue (en décubitus dorsal tête vers le haut) avec la formation du sinus subcaracpacial : une anastomose de plusieurs vaisseaux, d’après (42)
Figure 21: Le sinus subcarapacial de la tortue, d’après (42)
69
Ce sinus est atteint tête sortie ou tête rentrée (plus facile à réaliser), l’aiguille est penchée
jusqu’à 60° et placée en position médiane, caudalement à l’insertion de la peau sur la partie
ventrale de la bordure de la dossière. L’aiguille est introduite en direction caudo-dorsale avec
une pression négative.
vii. Veine brachiale
Cette veine est utilisable seulement chez des espèces de moyenne ou grande taille.
Elle est ponctionnée en face ventromédiale de l’articulation huméroradiale, à proximité de
l’insertion du biceps branchial. Le système lymphatique est développé à ce niveau ce qui peut
contaminer le prélèvement.
viii. Sinus orbital
Il se situe médialement à l’orbite. On peut y introduire un tube à micro hématocrite
entre les paupières et on frotte la conjonctive pour léser les vaisseaux et le plexus. Le petit
volume de sang recueilli remonte le tube par capillarité
ix. Coupe de griffe
Cela permet de faire un frotti rapide mais un volume de sang important ne pourra pas
être prélevé de cette façon. La technique semble cependant obsolète car elle présente de
nombreux inconvénients : contaminations fécales, élévation des enzymes hépatiques,
hémogramme et électrolytes modifiés rendant non représentatif l’échantillon. De plus, elle
est douloureuse et donc, d’un point de vue éthique, elle ne doit être réalisée qu’en toute
dernière intention, pour le bien être de l’animal.
70
b) Chez les Ophidiens
i. Contention adaptée aux prélèvements sanguins
Les deux techniques utilisées préférentiellement pour réaliser le prélèvement sanguin
sont les ponctions à la veine coccygienne ventrale et par cardiosynthèse. Le serpent doit être
maintenu sur le dos par un ou plusieurs aides selon sa taille, qui maitriseront la tête et la partie
caudale de l’animal. Le vétérinaire maintient le serpent au niveau du site de prélèvement
d’une main, et réalise la ponction de l’autre. On peut laisser l’animal en décubitus ventral pour
le prélèvement à la veine coccygienne auquel cas le vétérinaire devra soulever la queue du
serpent et effectuer le prélèvement par-dessous, l’aiguille étant introduite entre deux écailles
au niveau de la ligne médiane, perpendiculairement au corps. Cette technique à l’avantage de
pouvoir être réaliser par une personne seule, par exemple si l’avant de l’animal est maintenu
dans un tube en PVC.
ii. Veine coccygienne ventrale @
Chez les serpents, la veine caudale ventrale ou encore veine ventrale coccygienne
passe à l’extrémité des apophyses ventrales des corps vertébraux coccygiens, on enfonce donc
moins profondément l’aiguille dans les tissus que chez les lézards. (75)
Figure 22: Localisation de la veine coccygienne ventrale chez les ophidiens d’après (75)
71
L’animal est maintenu en décubitus dorsal. On ponctionne médialement à environ un quart
de la distance cloaque-extrémité de la queue avec un angle de 45° en direction caudo-crâniale.
L’aiguille est enfoncée en biseau vers le haut entre deux écailles ventrales jusqu’au corps
vertébral puis est doucement retirée jusqu’à ce que le sang monte dans la seringue (13, 22,
25, 44, 66, 69).
Figure 23: Ponction sanguine à la veine coccygienne ventrale chez un serpent d'après (93)
De plus, il faut être vigilant à ne pas léser les poches hémipéniennes chez les mâles, ni les
glandes cloacales des femelles. Ce prélèvement est le plus sûr cependant en raison de la faible
taille de ce vaisseau. Il peut être difficilement réalisable sur les petites espèces et ne permet
que de récolter un faible volume sanguin (2, 13, 23, 39, 84).
iii. Cœur @
C’est la technique la plus facile à réaliser, avec laquelle on récoltera un plus grand
volume de sang pour analyse, car le cœur est plus gros que n’importe quelle veine. De plus,
elle évite toute contamination lymphatique (39, 44).
72
Elle ne doit être utilisée que chez des animaux de plus de 300 grammes afin de diminuer au
maximum les risques, même si certains auteurs signalent son utilisation chez des espèces de
100 grammes sans complication (22, 69, 82). Les risques sont d’une part le collapsus du cœur,
et d’autre part la tamponnade cardiaque (2, 39, 69).
Malgré tout, la fréquence cardiaque étant très faible chez les reptiles en général, et la pression
sanguine bien inférieure à celle des mammifères, les effusions de sang par la plaie de ponction
sont limitées. La paroi du ventricule se colmate rapidement si l’aiguille de ponction est fine.
Enfin, il est conseillé de limiter à deux les tentatives de ponction afin de ne pas causer de
lésions cardiaques (22).
L’animal est placé en décubitus dorsal, une contention physique suffit dans la majorité des
cas, cependant il est parfois nécessaire de sédater l’animal.
On repère le cœur grâce à ses battements visibles à travers les écailles, à un quart de la
distance tête-cloaque, ou par palpation en glissant le pouce le long du ventre jusqu’à sentir
une masse sphérique qui roule sous le doigt, située généralement au quart de la distance
tête/queue. On peut s’aider également d’un petit stéthoscope ou d’un mini doppler. Si le cœur
est trop mobile on peut le saisir entre deux doigts. Une autre technique consiste à le maintenir
caudalement en plaçant le pouce sous l’apex du ventricule afin de le maintenir en place.
L’aiguille est introduite médialement entre deux écailles ventrales avec un angle de 45° crânio-
dorsalement afin de pénétrer dans le cœur par le ventricule en évitant les parties crâniales les
plus fragiles (oreillettes, aorte) (25, 39, 44).
L’aspiration se fait doucement afin de minimiser le risque de collapsus cardiaque, car le sang
remplit la seringue au rythme des battements cardiaques (22, 69).
Une compression de 30 à 60 secondes doit être réalisée après le retrait de l’aiguille.
iv. Veine palatine
Elle est située sur la face dorsale du palais et n’est exploitable que chez les serpents de
grande taille uniquement. La veine palatine droite est plus volumineuse que la gauche, comme
73
la veine jugulaire droite par rapport à la veine jugulaire gauche. On peut difficilement réaliser
une compression à cet endroit pour diminuer la formation d’hématome. Cette veine nécessite
de maintenir la tête du serpent avec la gueule ouverte. La contention doit être parfaitement
maitrisée car cette veine est fragile et le biseau de l’aiguille peut facilement la sectionner. Cet
endroit ne doit pas être ponctionné chez les animaux atteints de stomatite par exemple, sans
quoi on peut provoquer une contamination du système vasculaire et entrainer une septicémie
(82).
v. Veine jugulaire
Cette technique se fait entièrement à l’aveugle. Elle permet d’éviter les
contaminations lymphatiques mais est très dure à réaliser. Certains auteurs évoquent la
possibilité de mettre en place un cathéter veineux dans cette veine, à neuf écailles ventrales
crânialement au cœur, mais elle reste peu mentionnée dans la bibliographie (32, 66).
c) Chez les Sauriens
i. Veine caudale ventrale @
La veine caudale ventrale ou veine ventrale coccygienne à un trajet rectiligne et court
dans un canal formé par les apophyses ventrales des vertèbres coccygiennes.
Figure 24: Localisation de la veine coccygienne ventrale chez le lézard d’après (75)
74
L’animal est placé en décubitus dorsal et est maintenu fermement. On ponctionne en arrière
du cloaque à environ un tiers de la distance cloaque-extrémité de la queue. La technique est
identique que celle décrite chez les ophidiens ou les chéloniens, sauf que l’aiguille est
introduite entre les corps vertébraux jusqu’à ponctionner la veine caudale ventrale.
Figure 25: Ponction sanguine à la veine coccygienne ventrale chez le lézard d’après (93)
Il faut également veiller à ne pas léser les hémipénis du mâle. De plus, chez les espèces douées
d’autotomie il est préférable de réaliser une sédation ou une légère anesthésie. On peut
également réaliser la ponction sur un animal maintenu en décubitus ventral avec la queue
relevée (44, 58).
ii. Cœur
Le cœur est plus difficilement localisable chez les lézards de par leur anatomie, et il ne
peut pas être stabilisé avec les doigts comme chez les serpents. La ponction est plus
compliquée que chez les serpents et les risques d’hémorragie sont augmentés. Cette voie est
à utiliser en dernier recours. (6)
75
iii. Plexus axillaire
Le plexus axillaire est situé caudalement à l’humérus, à proximité de l’articulation
scapulohumérale. Comme pour la ponction de la veine brachiale chez les chéloniens, il y a un
risque de contamination du prélèvement par la lymphe.
iv. Sinus orbital
Il s’agit de la même technique que celle réalisée chez les chéloniens.
v. Veine abdominale @
L’animal est placé en décubitus dorsal et est maintenu fermement, voire sédaté pour
éviter de léser la veine abdominale ventrale qui est de gros diamètre et qui peut entraîner une
hémorragie fatale pour le lézard. La compression est difficile à cet endroit, l’aiguille est insérée
délicatement dans le plan médian, à environ deux tiers de l’abdomen. L’aiguille est
positionnée biseau vers le haut sur la ligne ventrale et avancée en direction crânio-dorsale.
Des complications sont possibles telles qu’une perforation des anses digestives ou de la vessie
(10, 72, 75).
vi. Veine jugulaire
C’est un site possible mais rarement utilisé car il n’est ponctionné que chez les
iguanidés et les plus gros varans. La veine est latérale, profonde, et non visible même avec
compression. Chez les espèces précédemment citées, l’aiguille est introduite caudalement au
tympan en direction crâniodorsale avec un angle de 20° tangentiellement au coup.
vii. Coupe de griffe
On retrouve les mêmes contre-indications que chez les chéloniens.
76
Après le prélèvement de l’échantillon, on peut évaluer plusieurs paramètres hématologiques
et biochimiques.
En premier lieu, il convient de mesurer au minimum l’hématocrite, la concentration des
protéines plasmatiques et la glycémie, notamment pour avoir une idée sur le statut hydrique
des patients. L’évaluation du calcium, du phosphore et de l’acide urique est souvent très utile.
Enfin, un ionogramme peut être réalisé mais est rarement fait en routine.
-POINTS A RETENIR
Tableau 2: ce qu'il faut retenir sur les prélèvements de sang
Volume
sanguin
pélevé
Anticoagulants
utilisés
Sites de ponction privilégiés
TORTUES
5 mL/kg
Héparinate de
lithium
Veine coccygienne dosale
Veine jugulaire droite
Sinus subcarapacial
SERPENTS
10 mL/kg
coeur
Veine coccygienne ventrale
LEZARDS
EDTA Veine coccygienne ventrale
Veine abdominale ventrale
5. Examen hématologique
a) Méthode et intérêt
L’examen hématologique est le plus facilement réalisable parmi tous les examens
complémentaires, il est peu coûteux et rapide à interpréter. L’obtention d’un hémogramme,
à travers la réalisation d’un frotti sanguin doit donc occuper une place prépondérante.
77
Cet examen sanguin permet d’effectuer une formule leucocytaire, d’estimer le nombre de
cellules, de mettre en évidence des atypies, et est donc utile pour détecter une anémie, un
état de déshydratation, une maladie infectieuse bactérienne ou virale, une inflammation, une
parasitose sanguine, ou encore une hémopathie maligne (3, 10, 15, 21).
Les analyseurs humains ou vétérinaires ne permettent pas d’interpréter un prélèvement
hématologique de reptile car leur sang est constitué de cellules sanguines qui présentent des
particularités morphologiques et fonctionnelles. Un bon hémogramme doit donc être réalisé
manuellement. (10, 25, 56)
Un hémogramme manuel est réalisé avec un frotti sanguin de qualité, à savoir avec du sang
frais non additionné d’anticoagulant, et bien étalé afin d’avoir une unique couche de cellules
sur la lame. Pour cela on dépose une goutte de sang à une extrémité d’une lame de
microscope, qui sera étalée avec le bord d’une autre lame. Après le séchage le frotti subit une
coloration qui peut être rapide (RAL 555) mais entraîne plus d’artéfacts qu’une coloration plus
longue (May-Grûnwald-Giemsa de 20 minutes). Cependant, cette coloration rapide est plus
compatible avec une gestion du temps de travail en clientèle et son prix est moins élevé. La
lecture se fait au niveau de la queue du frotti où les cellules sont en monocouche et ne se
chevauchent pas. (10, 55, 84, 93)
Figure 26: frotti sanguin chez un lézard d’après (10)
78
b) Les cellules sanguines des reptiles
Chez les reptiles, les érythrocytes sont nucléés. Il s’agit de la particularité
morphologique essentielle à connaître, que l’on rencontre également chez les oiseaux. Ils sont
de taille plus importante (20*12µm) et de forme ovale. Leur noyau est rond et la taille diminue
en fonction du degré de maturité de la cellule (10, 55, 84).
Les leucocytes comprennent comme chez les autres espèces animales : les granulocytes, les
lymphocytes et les monocytes.
Les granulocytes regroupent les hétérophiles, les éosinophiles et les basophiles.
-Les hétérophiles se modifient en réponse aux agressions, leur cytoplasme se
vacuolise et prend un aspect bleuté autour de granulations rouges, tandis que le noyau peut
se segmenter. On dit alors qu’ils sont toxiques, et ce changement se rencontre lors
d’inflammations ou lors d’infections sévères (bactériennes ou parasitaires).
Figure 27: un hétérophile entouré de plusieurs thrombocytes d’après (10)
79
Figure 28: un hétérophile devenu toxique d’après (10)
-Les éosinophiles sont des cellules bien rondes et relativement grandes, avec des
granulations bien sphériques souvent colorées en bleu pâle. Ils sont présents lors de certaines
parasitoses et lors de stimulations antigéniques prolongées.
Figure 29: un éosinophile chez un boa d’après (97)
-Les basophiles se caractérisent par la coloration violette de leurs granulations. Ils sont
en nombre important par rapport aux mammifères et se rencontrent lors d’inflammations, de
nécroses tissulaires, d’hémoparasitisme et d’infections virales.
80
Figure 30: un basophile chez un boa d’après (97)
Les lymphocytes et les monocytes ne présentent pas de particularités avec ceux rencontrés
chez les mammifères. Les lymphocytes se reconnaissent par leur petite taille et par leur noyau
à chromatine très mottée (bien visible sous forme de petits agglomérats), ils ont un rôle
immunitaire semblable à ceux des mammifères. Les monocytes sont au contraire
reconnaissables étant les plus grandes cellules sanguines, avec un volumineux noyau
acidophile coloré en rose. Ces derniers peuvent se transformer en mélanomacrophages lors
d’inflammations, ils contiennent alors des pigments bruns foncés. On les rencontre lors de
foyers inflammatoires pyogranulomateux ou infectieux (10, 55, 84, 97).
Figure 31: Deux monocytes (M), un lymphocyte (L) et un trhrombocyte (T), d’après (10)
81
Figure 32: un lymphocyte entouré d'érythrocytes d’après (10)
Figure 33: un monocyte transformé en mélanomacrophage chez un boa d’après (97)
Les thrombocytes sont également nucléés, ils ressemblent aux érythrocytes malgré une forme
qui peut aller du simple fuseau jusqu’à l’ovale. Cependant, leur cytoplasme est très clair,
quasiment transparent, et leur noyau est ovalaire. Ils peuvent également se regrouper en
amas.
Les cellules sanguines varient quantitativement en fonction des affections dont souffre
l’animal, et certaines normes couramment admises sont consultables en annexe sur la partie
hématologie (Annexe 1, 2, 3 et 4).
82
6. L’hématocrite
L’hématocrite est variable selon les conditions environnementales, la saison,
l’alimentation, le sexe de l’animal.
Les valeurs de référence de l’hématocrite sont beaucoup moins rapprochées que celles des
mammifères domestiques.
En effet, les tortues qui ont un hématocrite plus bas que les lézards ou les serpents ont des
valeurs normales qui oscillent entre 20 et 40 %. Lorsque l’hématocrite dépasse les 50 %, on
peut suspecter fortement une déshydratation, une splénocontraction ou une érythrocytose
(polycythémie ou polyglobulie). Lorsqu’il est inférieur à 20 %, on est plutôt orienté vers une
anémie, ou alors vers une hémodilution par la lymphe lors de la ponction.
Les anémies se répartissent en trois catégories comme chez les mammifères, à savoir des
anémies liées aux pertes de sang, les anémies hémolytiques, et enfin les anémies d’origine
centrale. Les anémies hémorragiques sont le plus souvent liées à des hémorragies
traumatiques, des parasites hématophages, des ulcères digestifs ou des coagulopathies. Les
anémies hémolytiques sont constatées généralement en cas de septicémies, de parasitisme
ou de toxémies. Enfin, les anémies d’origine centrale peuvent avoir des causes infectieuses,
rénales, hépatiques ou néoplasiques. (15)
Enfin, chez certains animaux souffrant de déshydratation (hausse de l’hématocrite), associée
à une insuffisance rénale chronique, une insuffisance hépatique chronique ou un parasitisme
élevé, provoquant une anémie chronique (baisse de l’hématocrite), on peut avoir un
hématocrite faussement normal.
7. La biochimie
La biochimie est très intéressante car elle permet de connaître les principales variations
physiologiques et pathologiques des principaux analytes dosés. Certains paramètres sont plus
couramment dosés que d’autres car ils apportent plus d’informations quant au statut médical
de l’animal. Il est indispensable de recourir aux intervalles de référence de l’espèce concernée.
83
Les quantités de sang chez les petits reptiles sont souvent insuffisantes pour réaliser un bilan
complet, les protéines totales, le glucose, l’acide urique, les ASAT, les CK, le calcium et le
phosphore sont privilégiés avec un volume moyen de 0,5 mL de plasma, non hémolysé et non
lipémique (3, 10, 21, 23, 39, 47, 57, 69, 84).
Lorsque, dans la littérature, on manque de référence pour certaines espèces, il est conseillé
de faire une comparaison entre les valeurs obtenues sur l’individu malade et un individu sain
de la même espèce, si le propriétaire en possède différents spécimens.
Afin d’avoir une interprétation correcte des analyses biochimique, dans la pratique il faut
suivre quelques règles :
La qualité du prélèvement est importante car elle conditionne l’exactitude des résultats.
Il faut utiliser la même technique de prélèvement afin d’avoir une bonne répétabilité, puis
traiter le sang de la même manière (même matériel, même anticoagulant, même quantité de
sang dans le tube). L’idéal est de centrifuger le sang pour séparer le plasma immédiatement
après son prélèvement. Si l’analyse ne peut être effectuée que plus tard, on doit conserver
l’échantillon à - 80°C dans le meilleur des cas. Enfin, si l’on est amené à envoyer l’échantillon
pour analyse, il faut toujours choisir le même laboratoire, et rester prudent sur
l’interprétation, ce qui demande de connaître les valeurs de référence.
Après centrifugation, le plasma est souvent jaune orange ce qui est tout à fait normal pour les
reptiles et ne doit pas être confondu avec un plasma ictérique. Il peut aussi être jaune verdâtre
chez certains serpents et lézards sans que ce soit pathologique, cela étant dû à une
concentration importante en biliverdine.
Il existe de plus quelques différences physiologiques avec les mammifères domestiques qui
font que les paramètres explorés pour une même affection ne seront pas les mêmes.
Les reptiles terrestres sont excréteurs d’acide urique et non d’urée tandis que les reptiles
aquatiques excrètent plus d’ammoniaque et d’urée que d’acide urique. Ceci s’explique par le
fait que pour excréter de l’urée les reins ont besoin d’une quantité d’eau supérieure à celle
84
utilisée pour excréter de l’acide urique. En effet, l’acide urique est 40000 fois moins soluble
que l’urée, cela permet aux espèces terrestres de ne pas gaspiller trop d’eau dans la
production de leurs déchets métaboliques. De plus, leurs reins sont dépourvus d’anses de
Henlé, ils ne peuvent donc pas concentrer leur urine, par conséquent la production d’acide
urique est un moyen de palier à la perte d’une quantité d’eau dans l’urine plus importante
que dans celle des mammifères (55).
Ainsi, pour explorer la fonction rénale des reptiles, il faut doser essentiellement l’acide urique,
le phosphore, et le calcium. Malheureusement l’acide urique est un marqueur peu sensible,
car une hyper-uricémie n’apparaît que si plus de 60 % du rein est atteint, ou alors
physiologiquement en période post-prandiale chez les reptiles carnivores (29).
a) Les protéines totales
La concentration plasmatique normale en protéines totales chez les reptiles varie de
30 à 70 g/L. Les femelles ont une concentration plus forte pendant la folliculogénèse, ce qui
correspond à l’augmentation des globulines mais également à une perte d’eau nécessaire à la
formation des œufs.
Une hyperprotéinémie supérieure à 70 g/L est indicative d’une déshydratation (associée à une
élévation conjointe de l’hématocrite), ou de la présence de globulines secondaire à une
inflammation chronique par augmentation des gammaglobulines. On peut alors réaliser une
électrophorèse des protéines sériques pour s’en assurer.
Une hypoprotéinémie inférieure à 30 g/L est souvent associée à un défaut d’apports
(anorexie, sous-nutrition, malnutrition chronique). Cependant, elle peut être causée par des
hémorragies aiguës (perte directe des protéines), des entéropathies parasitaires ou non, des
insuffisances rénales (perte d’albumine) ou des insuffisances hépatiques sévères (diminution
de la synthèse d’albumine). (10, 23, 69)
85
b) Le glucose
Comme chez les mammifères, la glycémie est régulée par l’insuline, le glucagon et la
somatostatine synthétisés par les îlots de Langerhans, situés dans le pancréas, mais aussi dans
le foie ou les muqueuses intestinales pour certaines espèces.
La valeur en glucose pour un reptile en bonne santé oscille entre 0,6 et 1 g/L en fonction des
variations du milieu extérieur. Par exemple, une augmentation de la température déclenche
une variation des concentrations en insuline et en glucagon entraînant une hypoglycémie chez
la tortue. Comme pour d’autres paramètres sanguins, des études ont montré des variations
saisonnières des valeurs biochimiques chez les tortues terrestres du genre Testudo : un pic de
glycémie est constaté au réveil de l’hibernation pour chuter avant la reprise de la diurèse (64,
91).
Les causes les plus courantes entraînant une hypoglycémie sont des anorexies, de la
malnutrition, des insuffisances hépatiques sévères, des septicémies. Les signes cliniques
associés sont donc principalement des tremblements, la perte des réflexes posturaux, une
mydriase aréflective.
L’hyperglycémie est rare, elle est un marqueur sensible et spécifique de l’insuffisance
hépatique, et est plus souvent liée à une administration iatrogène de glucose, ou alors après
un stress, avec augmentation de la libération de glucocorticoïdes et d’adrénaline. Elle peut
être retrouvée lors de certaines pancréatites. On note une augmentation physiologique
postprandiale pendant quelques jours, et chez les femelles, une augmentation est remarquée
lors de folliculogénèse (86).
Certains cas de diabète sont décrits, notamment des diabètes insulino-dépendants.
Cependant ils ne peuvent pas être diagnostiqués par simple analyse de sang à travers la
concentration sanguine en glucose, car elle varie énormément en fonction du stress et de la
contention. Le diagnostic repose prioritairement sur une étude histopathologique après une
biopsie du pancréas par endoscopie.
86
c) L’acide urique
Il s’agit du produit de dégradation final des protéines, c’est le principal déchet
nitrogéné chez la plupart des reptiles, à l’exception des tortues aquatiques. Il est synthétisé
par le foie et est excrété par les tubules rénaux.
L’uricémie est sujette à de nombreuses variations. Les reptiles carnivores ont une uricémie
généralement supérieure à celle des herbivores, et le taux s’élève dès le lendemain d’un repas
avec une augmentation de près du double de la valeur de base (44).
Chez des animaux herbivores nourris malencontreusement avec des produits carnés (tortue
terrestre ou iguane nourris avec des croquettes pour carnivore domestique), on peut
constater une hausse de l’uricémie.
L’uricémie varie aussi en fonction des saisons, elle est plus élevée en période post-hibernale,
et plus basse en été (64).
La température est un autre facteur de variation, puisqu’il a été montré que lorsqu’un reptile
est maintenu dans un environnement dont la température est inférieure à sa TMP, son
uricémie augmente. Cela peut être dû à une diminution de la fonction des tubules rénaux lors
d’une hypothermie (2, 57).
Cette valeur seule ne permet pas de juger de l’état d’hydratation d’un reptile puisque la
déshydratation n’interfère pas avec l’excrétion de l’acide urique (59). Chez les animaux
désertiques, habitués à subir des stress hydriques, une déshydratation modérée n’influence
pas le débit de filtration rénal, c’est notamment le cas chez une tortue désertique (Gopherus
agassizii) (64).
Cependant le néphron sécrète trois fois plus d’urate lorsqu’il est normalement perfusé, une
hyperuricémie serait donc présente lors de déshydratations sévères (47). Il convient de
regarder l’uricémie en parallèle de l’hématocrite pour juger de l’état d’hydratation du reptile.
Une uricémie supérieure à 80 mg/L est présente et associée à des affections rénales, des
septicémies sévères, une néphrocalcinose, lors d’hypervitaminose D3 alimentaire, de jeûne
prolongé, d’infections parasitaires (Hexamita parva chez les Chéloniens, Styphlodora horrida
87
chez les Boïdés, Entamoeba invadens chez les Ophidiens), ou suite à l’administration de
produits néphrotoxiques (aminoside à forte dose par exemple (14). Une telle uricémie
correspondrait à une perte de plus de deux tiers de la masse rénale fonctionnelle.
On peut retrouver cette élévation lors de goutte viscérale et/ou articulaire, ou lors de repas
trop riches en protéines (agame adulte recevant une alimentation carnassière par exemple).
Lorsque l’uricémie atteint des seuils extrêmes supérieurs à 150 mg/L, des cristaux d’urate
peuvent cristalliser spontanément autour des viscères abdominaux (64). Cependant, il n’a
jamais été rapporté que des calculs puissent se former dans les reins (55).
Ce phénomène est amplifié lors d’anorexies prolongées, lors d’affections rénales chroniques,
lors de déshydratations sévères et persistantes, ou lors de régimes trop riches en purines.
Lorsque des cristaux d’urate apparaissent, la concentration sanguine d’acide urique diminue,
ce qui explique que certains animaux ont une uricémie normale et pourtant présentent des
cristaux d’urates (64).
Une uricémie supérieure à 240 mg/L est de pronostic sombre (23).
A l’inverse, une baisse de l’uricémie se rencontre lors d’une anorexie prolongée par défaut
d’apport protéique, ou lors d’atteintes de la fonction hépatique par diminution de la synthèse
d’acide urique.
d) Les ASAT
Les aspartates amino-transférases sont, chez les reptiles et à l’identique des
mammifères, des marqueurs de cytolyse hépatique. Cependant, elles ne sont pas spécifiques
du foie, puisqu’on en retrouve dans le muscle squelettique et cardiaque, et dans les reins.
Une élévation des ASAT peut être la conséquence d’une prise de sang traumatique, associée
à des lésions musculaires, ou consécutive à une contention trop musclée et trop longue. En
cas de ponction traumatique, l’augmentation sanguine de toutes les enzymes à libération
musculaire doit être interprétée avec prudence (créatine phospho-kinases, alanine amino-