UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CHIRIQUÍ ESCUELA DE QUÍMICA FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS MEJORAMIENTO DEL VALOR NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE LOS DESECHOS AGROINDUSTRIALES POR EL EFECTO DEL CRECIMIENTO DE HONGOS COMESTIBLES Presentado Por: HERIBERTO FRANCO ÁVILA TESIS LICENCIATURA EN QUÍMICA Prof. Guía: M.Sc. Aracelly Vega Ríos
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Mejoramiento Del Valor Nutricional y Digestibilidad de Los Desechos Agroindustriales Por El Efecto Del Crecimiento de Hongos Comestibles
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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CHIRIQUÍ
ESCUELA DE QUÍMICAFACULTAD DE CIENCIAS NATURALES Y EXACTAS
MEJORAMIENTO DEL VALOR NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE LOS DESECHOS AGROINDUSTRIALES
POR EL EFECTO DEL CRECIMIENTO DE HONGOS COMESTIBLES
Presentado Por:
HERIBERTO FRANCO ÁVILA
TESIS LICENCIATURA EN QUÍMICAProf. Guía: M.Sc. Aracelly Vega Ríos
DAVID, CHIRIQUÍ, REPÚBLICA DE PANAMÁ
OCTUBRE 2000
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
ANTECEDENTES
En Panamá se genera gran cantidad de desechos agroindustriales como la pulpa de
café, aserrín, bagazo de caña, paja de arroz, entre otros, los cuales son vertidos a las
fuentes naturales de agua o quemados al aire libre, generando problemas de
contaminación ambiental y por ende afectando la salud de la población.
A continuación algunos datos respecto a los desechos que se generan en mayor
volumen, producto de las actividades de la agroindustria: 1,024,580 quintales de cáscara
de arroz, 95,594 quintales de pulpa fresca, 581,814 quintales de bagazo de caña de
azúcar, 488,075 quintales de olote de maíz, 273, 322 quintales de tuza de maíz.
Según cifras de la Contraloría General de la República (17,18), en Chiriquí se
cosechan 181,300 quintales de café pilado, lo que representa el 76.1 de la producción
nacional. Tomando en cuenta que la pulpa de café representa el 28.7% en base seca del
fruto del café, significa que se están generando alrededor de 93, 922 quintales de pulpa de
café, que pueden convertirse en un grave problema ambiental, si no se disponen o
utilizan en una forma adecuada.
La producción de caña de azúcar se estima en 2,154,869 toneladas cortadas, de
las cuales en Chiriquí se utiliza un 95,7% para la venta a los ingenios, 51,7% para la
molienda (producción de jugo, miel y panela), 1,2 % para la alimentación de animales,
0,1% para semillas y 0,2% para otros fines.
La producción nacional de arroz se estima en 5,122,900 quintales en cáscara;
Chiriquí produce el 41,7% de la producción nacional. Además es importante señalar que
para el cultivo de este rubro se utilizan a nivel nacional 317,940 quintales de fertilizantes
químicos y sólo en Chiriquí se utilizan 147,490 quintales de fertilizantes químicos.
La producción nacional de maíz se estima en 1,952,300 quintales de los cuales
Chiriquí produce 335,200 quintales. Para el cultivo de este rubro se utilizan 174,900
quintales de fertilizantes químicos a nivel nacional y en Chiriquí se utilizan 31,710
quintales de ese total de fertilizantes a nivel nacional. De la producción de maíz a nivel
nacional se utilizan 314,100 quintales para la alimentación animal, 15,5% para el
consumo del hogar y 67,00% para la venta.
Como nos indican las cifras mencionadas anteriormente, la producción de la
agroindustria, al mismo tiempo que resulta en beneficios económicos, también genera
una cantidad considerable de desechos, que con una buena utilización pueden servir para
reemplazar la considerable cantidad de fertilizantes químicos que se importan al país.
Además, estos desechos, según la composición química (19), se pueden utilizar como
base nutricional en dietas para animales (ej. Pollos, gallinas ponedoras, ganado vacuno y
caballar, cerdos) y de esta forma disminuir la utilización de productos como maíz, arroz,
trigo, sorgo, que tienen un costo mucho mayor y pueden ser utilizados para suplir la
creciente demanda de alimento para los seres humanos en el mundo.
La composición química de la pulpa de café que según estudios (19) es: 30,11%
de fibra cruda, 1,50% de potasio, 0,56% de calcio, 0,1255 % de magnesio, 53% de
celulosa y hemicelulosa 8,0% de azúcares (arabinosa, galactosa, manosa, xilosa), 9,80%
de proteína; además de ser utilizada en la alimentación animal (20,21,22), permite que
sea utilizada en la producción de biogas (10, 2), manufactura de papel, fertilización de
suelos (24), que son estrategias que tienen los países más desarrollados logrando buenos
resultados.
El aserrín generado en los aserraderos, también puede utilizarse para el cultivo de
hongos comestibles (4), y como abono orgánico. La paja de arroz, ha sido utilizada en la
alimentación de vacas lecheras (12,13,14), obteniéndose resultados positivos. Todas estas
estrategias ecológicamente viables, para el tratamiento de los residuos del agro, se está
implementando en otros países con resultados positivos.
En la actualidad el Laboratorio de Recursos Naturales de la Universidad
Autónoma de Chiriquí cuenta con una planta de producción de hongos comestibles en
donde se estudia tanto el substrato o residuo agroindustrial, como las diferentes clases de
cepas de hongos comestibles que se pueden cultivar.
Los estudios llevados a cabo por la planta además de evaluar la producción y
eficiencia de las diferentes clases de cepas, también se enfocan en el proceso de
degradación o mecanismo por el cual el hongo obtienen los nutrientes de estos residuos.
Los resultados obtenidos de estos estudios permiten corroborar que al final del proceso
de degradación los residuos son más inocuos para la salud, ya que su contenido de
sustancias como polifenoles, taninos y cafeína han disminuido producto del tratamiento
del substrato y del metabolismo enzimático de los hongos. Esto es interesante ya que al
reducir esta toxicidad que afecta la digestibilidad y asimilación de nutrientes, por los
animales, permite que estos residuos sean mejor aprovechados. El cultivo de hongos es
una alternativa viable y prometedora, para nuestro país por sus bajos costos y sus
resultados beneficiosos. En esta actividad se obtiene un producto de alto valor
nutricional como lo demuestran los análisis químicos: alto contenido de proteínas,
minerales, fibra y bajo contenido de grasa, también se obtiene un residuo enriquecido
con proteínas, minerales, fibra y bajo contenido de sustancias tóxicas. Así con esta
alternativa de uso de desechos del agro se cumple un ciclo biológico, en donde se obtiene
alimento para los seres humanos (hongos), alimento para animales (residuo más micelio),
abono para las plantas (lombricompostaje), y disminución de la contaminación del
ambiente.
JUSTIFICACIÓN E IMPORTANCIA
Está investigación se justifica ya que busca aumentar la eficiencia y rentabilidad
de actividades del agro y agroindustrias, al utilizar los desechos que se generan para
producir nuevos subproductos con un alto valor agregado, como lo son los hongos
comestibles.
También se pretende dar un valor a los residuos agroindustriales, al comprobar su
valor nutricional e inocuidad a la salud potenciando su uso como alimento para animales
y como abono orgánico. Se disminuirá el problema de la contaminación por estos
desechos, vertidos al medio sin tratamiento previo y aprovechamiento adecuado.
Lo anterior se logró con esta investigación ya que en ella se plantea cuantificar la
reducción de sustancias tóxicas para la alimentación animal de los residuos
agroindustriales, por el crecimiento de los hongos comestibles en ellos.
También se comparará cuales de los sustratos son más eficientes para la
producción de hongos. Caracterizando químicamente las diferentes cepas de hongos se
podrá establecer su valor nutricional. Todos estos estudios permitirán establecer el uso
más adecuado que se le debe dar a los residuos del agro.
OBJETIVO GENERAL
Evaluar el cultivo de hongos comestibles como alternativa para el
aprovechamiento de residuos agroindustriales y la obtención de un producto de alto valor
nutricional (hongos).
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1- Evaluar el efecto del crecimiento de hongo comestibles, en el mejoramiento de la
composición fisicoquímica y digestibilidad de residuos agroindustriales para su
aprovechamiento como alimento animal y abono orgánico.
2- Cuantificar el valor nutricional de los hongos comestibles: Shiitake, Pleurotus,
mediante su caracterización química.
CAPÍTULO II
REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA
2.1 CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
2.1.1 CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL CULTIVO DE HONGOS
COMESTIBLES
El proceso para el cultivo de los hongos comestibles, incluye etapas como
selección, tratamiento y siembra del substrato, incubación y cosecha de los hongos. Se
llama substrato al material sobre el que crecen los hongos, al cual degradan para su
alimentación; por tal motivo, la naturaleza química del substrato, tiene relación directa
con las necesidades de crecimiento del hongo, además están los factores físico-químicos,
como el pH y textura del substratos, factores ambientales como la humedad y temperatura
que afectan el crecimiento del hongo.
Las especies de Pleurotus toman de la degradación del complejo lignina–celulosa
sus materiales nutritivos, por lo que crecen sobre madera o productos relacionados con
los mismos; las especies de Pleurotus no necesitan degradación previa del substrato.
La pared celular de los tejidos vegetales está compuesta de celulosa, además de
hemicelulosa y lignina, que son substancias químicas muy complejas (polisacáridos),
difíciles de degradar, que solamente las bacterias y los hongos, debido a que poseen
enzimas que rompen las moléculas, liberan la celulosa y hemicelulosa de la lignina. Esta
última es la más difícil de degradar. Dependiendo de cómo los hongos ataquen la lignina,
se clasifican en hongos de pudrición obscura (o de color café) y de pudrición blanca.
Estos últimos tienen la capacidad de metabolizar totalmente la lignina, como el caso de
Pleurotus, Lentinus, Volvariella (especies lignocelulolíticos). Los hongos de pudrición
obscura sólo modifican la estructura de la lignina sin degradarla totalmente, liberando
celulosa y hemicelulosa que las aprovecha.
Para el buen crecimiento de un hongo es necesario que el substrato en donde se
desarrolle contenga las substancias que necesita; en general los subproductos agrícolas
empleados en el cultivo de los hongos comestibles, están constituidos principalmente por
celulosa (40-60%), hemicelulosa(15-50%), y lignina (10-30%). Los hongos comestibles
requieren pocos nutrientes para su desarrollo y las sustancias esenciales son fuentes de
nitrógeno, carbono, minerales y factores de crecimiento. El hongo utiliza carbono como
fuente de energía metabólica y como materia prima anabólica para la elaboración de
substancias estructurales de la célula. Entre los compuestos comúnmente empleados
están los carbohidratos (mono y polisacáridos), ácidos orgánicos, aminoácidos, algunos
alcoholes y lignina. El hongo necesita el nitrógeno para la elaboración de sus proteínas,
siendo sus principales fuentes de obtención la degradación de los aminoácidos, peptona y
caseína. Entre los minerales, más importantes para el crecimiento de los hongos están el
hierro, cobre, magnesio, calcio, potasio, sodio y fósforo que se pueden suministrar por
medio de cloruros, fosfatos y carbonatos entre otras sales.
En la selección del substrato para el cultivo de hongos comestibles, además de los
mencionados anteriormente, se debe considerar la ausencia de substancias antifisiológicas
que afectan el crecimiento del micelio como son taninos, fenoles, ácidos, resinas,
compuestos aromáticos. La capacidad de retención de humedad que debe ser de un 70 a
80% para el crecimiento óptimo. Debido a la excreción de los hongos en el substrato se
libera calor, CO2, agua y otros metabolitos, que deben ser liberados al medio en forma
eficiente a través de espacios porosos del substrato, para no provocar la muerte del
micelio.
2.1.2 TRATAMIENTO DE LOS SUBSTRATOS
La preparación del substrato que se utiliza para el cultivo de los hongos
comestibles depende de su estructura y composición química, con el tratamiento dado al
substrato se debe facilitar al micelio la absorción de nutrimentos de manera eficiente,
para el rápido crecimiento del hongo. Entre los tratamientos más comúnmente empleados
se encuentran:
FERMENTACIÓN: se utiliza para aquellos substratos con una gran cantidad de
azúcares solubles, que promueven el crecimiento de mohos, levaduras y bacterias, las
cuales competirán con el micelio por el substrato. En el caso del cultivo de Pleurotus, los
substratos como pajas, rastrojos, fibra de algodón, tienen la ventaja de que se les separa
fácilmente la celulosa y la lignina, sin necesidad de fermentarlos. Los substratos que se
recomiendan fermentar, para ablandar la fibra que compone estos materiales y permitir
una mayor retención de la humedad, necesaria para el desarrollo del micelio y también
reducir compuestos no deseados en los substratos como taninos, fenoles, resinas, ácidos,
que afectan el desarrollo del micelio son: pulpa de café, bagazo de caña de azúcar, tallos
de plátano,. Al final de la fermentación tendremos un substrato rico en celulosa y lignina,
pobre en hemicelulosa y quitina, idóneo para el crecimiento de hongos comestibles como
especies de Pleurotus o Lentinus (4).
HIDRATACIÓN: la hidratación debe realizarse a substratos secos como aserrín,
pajas, rastrojos, papel, pulpa de café deshidratada. Para hidratar el substrato se pueden
utilizar varios métodos como: remojo en agua, adición de agua y formación de pilas, y
compactación. El remojo en agua consiste en sumergir el substrato contenido en un
canasto de malla metálica o en un saco por espacio de 20 horas, al término de las cuales
el substrato puede tener un 70% de humedad.
PASTEURIZACIÓN: se utiliza para eliminar los microorganismos presentes en
el substrato, tales como bacterias, mohos y levaduras; se estima que cada gramo de
substrato posee cerca de 100,000 microorganismos, que si no se eliminan competirán
con el micelio del hongo. El método consiste en sumergir el substrato en agua a 80 °C
durante 30 a 45 minutos. Con temperaturas superiores se puede modificar la composición
química del substrato, limitando un aprovechamiento eficaz de las fuentes de carbono por
el micelio del hongo.
SIEMBRA DEL SUBSTRATO: el substrato pasteurizado y enfriado, debe estar
bien escurrido, para evitar que se formen acumulaciones de agua en el fondo de las bolsas
en donde se inocularán con el hongo. Para ello se puede pasteurizar el substrato un día
antes de la siembra y dejarlo escurrido durante la noche tapado con una bolsa de plástico
dentro de la zona de siembra, con las debidas precauciones que eviten la contaminación.
Para la siembra se utilizan bolsas de plásticos transparentes, dentro de la cual se coloca el
substrato y se mezcla con el inóculo, el cual se desgrana con ayuda de una espátula sin
maltratarlo demasiado, el inóculo que se debe colocar en cada bolsa será equivalente
entre 3 y 5 % del peso húmedo del substrato. Las bolsas al terminar la siembra se cierran
haciendo un nudo en la parte superior y se marca con los datos de la cepa sembrada, el
substrato utilizado y la fecha de siembra. Se recomienda colocar entre 7 y 10 Kg de
substrato en cada bolsa.
Después de la siembra continua la etapa de inoculación, que consiste en el
crecimiento del micelio sobre el substrato. El micelio es el verdadero hongo, y es una
masa algodonosa, generalmente los micelios son laxos y blancos, pero cuando envejecen,
se pueden endurecer, apelotonar y obscurecer.
COSECHA: las bolsas con el micelio completamente desarrollado sobre el
substrato y puestas bajo la luz, se observarán en pocos días, la aparición de los
primordios de las fructificaciones, sobre todo en los lugares cercanos a las aberturas de la
bolsa. Cuando se han desarrollado los cuerpos fructíferos, estos se deben cortar
selectivamente, es decir cosechando los más grandes y dejando los más pequeños.
2.1.3 VALOR NUTRICIONAL DE LOS HONGOS COMESTIBLES
Los hongos comestibles son consumidos por su alto valor nutricional y
palatibilidad (color, textura, sabor). Para determinar su valor nutricional es necesario
realizar un análisis proximal y estudiar los aminoácidos, vitaminas y ácidos nucleicos
presentes en los hongos comestibles; estos parámetros dependen de la constitución
genética de las especies y pueden ser afectados por las condiciones ambientales,
incluyendo la naturaleza del substrato. Los métodos utilizados para realizar estos análisis,
también influyen en los datos analíticos, en adición a los cambios en la composición
relativa de los hongos y el almacenamiento después de cosechados, es así que el ámbito
en los que fluctúan los resultados analíticos obtenidos en varios trabajos para determinar
el valor nutricional de los hongos comestibles, indican que los mismos pueden ser usados
para describir la composición general de los mismos.
En peso seco, los hongos comestibles contienen 19 a 35% de proteína cruda, en
comparación con 7,3% del arroz, 13,2% del trigo, 25,2% de la leche, 39,1% en soya (2);
la estimación de proteína cruda es una forma indirecta de conocer la cantidad total de
aminoácidos presentes en los hongos, debido a la variación de los niveles de nitrógeno no
proteínico, presente en la muestra. En Panamá se han reportado valores de proteína cruda
para la especie Pleurotus de 23,34%(3). En la mayoría de los hongos ( Pleurotus florida,
Pleurotus ostreatus, Lentinus edodes) existen los nueve aminoácidos esenciales para el
hombre (lisina, metionina, triptófano, teonina, valina, leucina, isoleucina, histidina y
fenolftaleína), de los cuales el cuerpo humano puede convertirlos en otros aminoácidos.
De estos aminoácidos el más abundante en los hongos mencionados anteriormente, es la
lisina y los menos abundantes son el triptófano y metionina.
El contenido de extracto etéreo en diferentes especies de hongos está en el rango
de 1,1% a 8,3% en peso seco, por lo general el extracto etéreo es representativo de toda
clase de lípidos incluyendo los ácidos grasos libres, monoglicéridos, diglicéridos,
triglicéridos, esteroles, ésteres de esterilo y fosfolípidos.
En cuanto al contenido de vitaminas, los hongos comestibles poseen tiamina,
riboflavina, niacina, biotina y ácido ascórbico.
Los carbohidratos más comunes en los hongos comestibles son las pentosas,
metilpentosas, hexosas, amino azúcares, disacáridos alcohol azúcares y azúcares ácidos.
En la especie Pleurotus el contenido de carbohidratos está en el ámbito de 46,6% a
81,8%. El contenido de fibra cruda está en el ámbito de 7,4 a 27,6% en las especies de
Pleurotus. En Panamá se han reportado valores para el contenido de fibra cruda de 6,8%
para la especie Pleurotus (3).
De los minerales presentes en los hongos comestibles el que se encuentra en
mayor concentración es el potasio, le siguen el fósforo, sodio, calcio y magnesio, además
de elementos menores como cobre, zinc, hierro, manganeso, molibdeno y cadmio. En
determinaciones realizados por García(3), el mineral más abundante para especies de
Pleurotus es el potasio con un 2,65% en base seca. En el siguiente cuadro se puede
observar la concentración de los demás minerales, reportados por García, J.R.
Cuadro I- CONCENTRACIÓN DE MINERALES EN MUESTRAS DE PLEUROTUSOSTREATUS RECIÉN RECOLECTADAS.
En las especies de Pleurotus el contenido de cobre es alto, varía entre 12.2-21.9
ppm, mientras que el contenido de cadmio y plomo varía entre 0,3-0,5 ppm y 1,5-3,2
ppm, respectivamente. El contenido de zinc es alto para esta especie; en el caso del
potasio, fósforo sodio, calcio y magnesio, estos minerales constituyen cerca del 56% al
70% del total del contenido de cenizas.
En general, podemos decir que según los análisis de la composición proximal de
los hongos comestibles comúnmente cultivados, que estos son ricos en proteínas y
carbohidratos, moderados en fibra cruda y cenizas, y tienen un bajo contenido de grasas.
2.1.3 CRECIMIENTO DE HONGOS COMESTIBLES SOBRE PULPA DE CAFÉ
La presencia de cafeína y polifenoles se constituye en un obstáculo para la
utilización de la pulpa de café como alimento para animales. El crecimiento de hongos
sobre pulpa de café, ha demostrado que la pulpa de café mejora o aumenta su contenido
de proteína y además reduce el contenido de cafeína; se ha reportado reducciones en el
contenido de cafeína hasta de un 92,5% (20). De León, R. (33), ha realizado estudios a
nivel de frascos pequeños, para 26 cepas de basidiomicetos en pulpa de café con períodos
de crecimiento de 30 y 60 días. Los resultados de la disminución de cafeína (analizada
por el método de Isher) y polifenoles (método de la AOAC), indican que para el
Pleurotus ostreatus(florida), la reducción fue la siguiente. Cafeína: 15% y 34,9%;
polifenoles: 32,2% y 60,8%, para los dos períodos de crecimiento respectivamente. Para
el Pleurotus sp las reducciones fueron: para la cafeína de un 50,5%, 30,0% y 24,1%;
polifenoles 45,1%, 34,34% y 24,1%. La especie Lentinus edodes (Shiitake), registró
reducciones para la cafeína de 18,3% y 37,5%; para los polifenoles las reducciones
fueron de 44,0% y 42,8%, para los dos períodos de crecimiento señalados anteriormente.
Se puede suponer que el porcentaje de cafeína que se reduce en la pulpa de café, puede
estar en los cuerpos fructíferos de los hongos comestibles, pero esto no ha sido
confirmado, ya que en determinaciones realizadas por Martínez-Carrera, no detectan la
presencia de cafeína en los hongos (4).
Además de la reducción de estos factores de toxicidad, se enriquece a la
pulpa con proteína, al transformar el nitrógeno presente en forma inorgánica, en
nitrógeno de proteína, aumentando el valor nutritivo del substrato. Los desechos
generados en la producción de hongos comestibles sobre pulpa de café, se pueden utilizar
en la alimentación de animales y como fertilizante orgánico y acondicionador del suelo,
ya que el material está formado básicamente de lignina y celulosa degradada por la
acción del hongo, proporcionando una fuente útil de nitrógeno y carbono para el
desarrollo de las plantas.
2.1.4 DEGRADACIÓN DE SUBSTRATOS LIGNOCELULÓSICOS
Los hongos por su incapacidad de utilizar la luz solar para la síntesis de sus
nutrientes tiene que obtenerlos por absorción, para lo cual producen diferentes enzimas
extracelulares que los capacitan para desdoblar biomoléculas complejas, como la
lignocelulosa, en sustancias de pesos moleculares bajos y poder utilizar sus nutrientes.
Los hongos de pudrición blanca, degradan en forma completa y selectivamente a la
lignina en un proceso oxidativo que se cree se lleva a cabo a través de cuatro rutas
metabólicas secundarias y es afectada por el tipo y composición de la lignina (25).
Principales enzimas involucradas en la degradación de lignina
Los hongos de pudrición blanca pueden secretar varios tipos de enzimas
oxidativas como fenoloxidasas, peroxidasas y catalasas. La peroxidasa dependiente de
manganeso es una glicoproteína extracelular de peso molecular de 49-60 KD, capaz de
oxidar compuestos fenólicos en presencia de manganeso y peróxido(fig1).
CompostLacasa
Peroxidasa dependiente de manganeso
HongoTirosinasa
Figura 1. Enzimas Lignolíticas producidas por especies de hongos comestibles
Se ha reportado que esta enzima tiene un poder oxidante mayor que la peroxidasa del
rábano, corta enlaces carbono alfa-carbono beta y está involucrada en reacciones de
depolimerización de lignina y oxidación de colorantes. Ha sido encontrada en diferentes
especies de hongos de pudrición blanca y de pudrición café, como Pleurotus ostreatus,
Lentinus edodes y Panus tigrinus.
La peroxidasa de lignina es una glicoproteína extracelular que también depende
de peróxido, con peso molecular de 41-46 KD. La enzima puede oxidar compuestos de
lignina monoméricos y diméricos, depolimerizar parcialmente a la lignina y además
muestra poca especificidad por el substrato, reaccionando con una amplia variedad de
compuestos relacionados a la lignina. Es capaz de oxidar anillos aromáticos metoxilados
sin grupos fenólicos libres, generando cationes con enlaces carbono alfa-carbono beta y
con anillos aromáticos abiertos. (fig. 2)
Lignina
Productos de oxidación
Espontáneamente
Catión radical
Preoxidasa dep. de Mn
-
Alcohol veratrílico Peroxidasa de lignina
Figura 2. Oxidación de la lignina por la acción de las enzimas lignina peroxidasa y
manganeso peroxidasa.
La lignina es un polímero con una estructura tridimensional muy compleja ,
consistente en grupos de ácido fenil propanóico unidos por enlaces C-C y enlaces tipo
éter. Su irregularidad estérea la hace resistente al ataque de enzimas, es imposible que
sea absorbida y degradada por enzimas intracelulares. La degradación es muy
complicada por los carbonos quirales, en configuraciones levógiras y dextrógiras, que
tiene este polímero. Los hongos de pudrición blanca degradan la lignina a través de un
mecanismo que depende de peroxidasas secretadas dentro del ambiente extracelular del
hongo. Estas enzimas (peroxidasa de lignina y peroxidasa dependiente de manganeso)
son producidas por el hongo, debido a los bajos niveles de carbono, nitrógeno y
nutrientes sulfurosos en el substrato. Estas condiciones se les llama lignolíticas, en las
cuales las enzimas oxidasas producidas por los hongos utilizan glucosa, glioxal, metil
glioxal y otros productos de la degradación de celulosa y lignina como substrato para la
producción de peróxido de hidrógeno, utilizado en la oxidación de los productos
generados en la degradación lignolítica.
La polifenoloxidasa (tirosinasa), es una enzima bifuncional que contiene cobre, es
una oxidasa que tiene actividades de catecolasa y creolasa, al mismo tiempo. Las
características de la polifenoloxidasa de los hongos son: peso molecular de 128000, es un
tretámero que contiene cuatro átomos de cobre por molécula y dos sitios de unión para
compuestos fenólicos del substrato, los que tienen un sitio de enlace diferente para el
oxígeno y otro sitio de unión para el cobre. El cobre está probablemente en el estado
cuproso, la inactivación de la enzima esta asociada con incrementos en Cu2+, su pH
óptimo está entre 6,0-7,0, su coeficiente de extinción es 24,9. Sus inhibidores son
compuestos que contienen cobre; la enzima es también inhibida competitivamente por
ácido benzóico con respecto al catecol y por cianuro con respecto al oxígeno. La
polifenoloxidasa es una enzima de transferencia de oxígeno, también usa oxígeno para
catalizar la dehidrogenación de catecoles a ortoquinonas y la ortohidroxilación de fenoles
a catecoles. (fig 3) y (fig.4)
Figura 3. Mecanismo de transferencia de Oxígeno de las polifenoloxidasas de los
hongos.
La lacasa es una polifenoloxidasa que contiene cobre, con un peso molecular de
70000 a 81000 daltones, cataliza la oxidación de fenoles a radicales fenoxil, los cuales
sufren interacciones no enzimáticas, llevando a la oxidación de carbonos alfa, rompiendo
grupos de alquil-fenil y desmetoxilación. Estas reacciones son importantes en la
desmetilación y eliminación de cadenas laterales de la lignina y compuestos
relacionados.
monofenol
fenolasa
quinona polifenol
fenolasa
Figura 4. Mecanismo de reducción de quinonas en hongos de pudrición blanca, generando superóxido, el cual es dismutado a peróxido de hidrógeno por el Manganeso.
Sistema celulasa: son un grupo de enzimas que actúan de manera sinergísta sobre
la celulosa para hidrolizarla a su componente monomérico más simple: la glucosa. Estas
se clasifican en celulasas agregativas y no agregativas. Las celulasas agregativas,
presentes en bacterias, tienden a estar asociadas a la célula y forman complejos
multienzimáticos llamados celulosomas (permiten a la bacteria estar en estrecha relación
con su substrato). En las celulasas no agregativas existen tres tipos de enzimas
involucradas en la hidrólisis de celulosa: endonucleasas, exogluconasa o alobiohidrolasa
y beta- glucosidasa celobiohidrolasa, encontrándose en todas las celulasas de hongos.
lacasa
micelio del hongo
hidroquinona
quinona reductasa
semiquinona
quinona
2.2 CALIDAD NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE ALIMENTOS PARA
ANIMALES
2.2.1 PARÁMETROS PARA DETERMINAR LA CALIDAD DE FORRAJES EN
LA ALIMENTACIÓN ANIMAL.
La calidad del forraje se puede determinar en términos del tipo y cantidad de
nutrientes disponibles para el animal. Esta calidad está en función de la cantidad de
alimento y nivel de consumo, cantidad de alimento y digestión, y la eficiencia en la
utilización de los nutrientes específicos.
En Panamá, Rosas y Pimentel (11) reportaron, a través de las diferentes
determinaciones bromatológicas que las deficiencias más comunes en el contenido de
nutrientes de los forrajes son: energía, proteína, fósforo y beta Caroteno.
2.2.1.1 MÉTODOS PARA EVALUAR LA CALIDAD DE LOS FORRAJES.
Para evaluar la calidad de los forrajes existen varios métodos, entre los que
mencionamos los siguientes:
1. Método químicos.
2. Métodos físicos
3. Método In Vitro por utilización de líquido del rumen y solución pepsina.
4. Método In Vivo, en el cual muestras de forraje se suspenden en el rumen o en el ciego
de los animales vivos.
El método más utilizado en la actualidad para evaluar forrajes es el desarrollado
por Van Soest y colaboradores (departamento de Agricultura de Estados Unidos de
América), en el que se realiza la siguiente división de la materia orgánica del forraje
usando el sistema de análisis con detergentes.
Cuadro II- DIVISIÓN DE LA MATERIA ORGÁNICA DEL FORRAJE USANDO EL SISTEMA DE ANÁLISIS CON DETERGENTES
Fracción ComponentesContenido celular(soluble en Fibra
Detergente Neutro )Lípidos, Azúcares, Ácidos
Orgánicos y materias solubles en agua, pectina, almidón compuestos proteicos no nitrogenados, proteínas solubles
Fibra insoluble en Detergente Neutro:1. Solubles en detergente ácido Fibra “proteína enlazante”,.
1- Se Lavó un crisol con agua y jabón. Luego se colocó el crisol en una solución al 10
% (v/v), caliente por 30 minutos.
2- Se sacó el crisol y enjuagó con agua destilada. Se colocó el crisol en un incinerador a
550 ° C durante una hora.
3- Se sacó el crisol, se puso en un desecador y cuando se enfrío y pesó el crisol
registrando el peso como crisol vacío.
4- Se pesó 2.0000(+o-) 50 mg de la muestra molida y registro el peso como crisol +
muestra seca al aire.
5- Se colocó el crisol con la muestra en un horno a 550°C durante toda la noche.
6- A la mañana siguiente, se saco el crisol con la muestra y enfrío en el desecador.
7- Se peso el crisol con la ceniza y registre como crisol + ceniza.
8- Se guardaron las cenizas para el análisis de macro y micro elementos.
3.1.2 MINERALES
Principio: los minerales presentes solubles en ácido clorhídrico se extraen de las cenizas y se diluyen para determinarlos mediante métodos espectrofotométricos.
Procedimiento:
1- Las cenizas obtenidas sirven para hacer la extracción.
2- Se agregó 20 mL de ácido clorhídrico al 50 % al crisol que contiene las cenizas.
3- Se calentó a 90°C hasta que la mitad se evaporo.
4- Se agregó agua destilada y calentó por 15 minutos más.
5- Se filtró a través de un papel filtro Whattman 41.
6- Se recogió el filtrado en un volumétrico de 50 mL y aforó.
Se determinó la concentración de sodio, potasio, calcio, magnesio, hierro, cobre,
manganeso y zinc en el aparato de Absorción Atómica. El aparato lee directamente la
concentración en ug/ml.
Fósforo: se determina por el Método Colorimétrico.
Procedimiento:
1- Se colocó 0,5 ml del extracto mineralizado en un matraz de 25 mL.
2-Se agregó 4 mL de reactivo B, agregar agua destilada y aforar a 25 mL. Agitar.
3-Después de 10 minutos se realizó la lectura en el colorímetro a 700 nm. El color es
estable por 72 horas.
4-Para la curva patrón, se utilizaron las soluciones patrones de fósforo de 5, 10, 20, 30,
40 y 50 ppm.
3.4.4 EXTRACTO ETÉREO
Principio: el éter extrae todos los lípidos y ácidos grasos presentes en una muestra.
El éter se evapora y se condensa continuamente, al pasar a través de la muestra extrae
materiales solubles. El extracto se recoge en un beaker y cuando el proceso se
completa, el éter se destila y se recolecta en otro recipiente y la grasa cruda que queda
en el beaker, se seca y se pesa.
Procedimiento:
1- Se secaron los matraces del equipo Soxhlet a 105°C, durante una hora.
2- Se midió en al balanza analítica los matraces del equipo Soxhlet.
3- Se colocaron 2 gramos de muestra en el tubo de extracción.
4- Se añadireron 200 mL de éter etílico en el matraz del equipo Soxhlet.
5- Se reflujó la muestra durante 6 horas en el aparato de extracción Soxhlet, a una
temperatura de aproximadamente 35 °C.
6- El éter contenido en el matraz se recupero por destilación. Se secó el matraz en el
horno a 105°C durante una hora. Se enfrió en el desecador y luego se pesó el
matraz.
3.4.5 FIBRA CRUDA
Principio:
Una muestra libre de humedad y grasa se digiere primero con una solución de
ácido débil y luego con una solución de base débil; estos ácidos y bases débiles no
destruyen la celulosa principal componente del tejido vegetal. Los residuos orgánicos
restantes se recogen en un crisol de filtro. La pérdida de peso después que se quema la
muestra, se denomina fibra cruda.
Procedimiento:
1- Se pesó 1 gramo de la muestra desengrasada obtenida de la determinación de grasa
cruda y colocó en el aparato de digestión de fibra cruda.
2- Se añadieron 100 mL de ácido sulfúrico al 1.25% y reflujaron durante 30 minutos ( a
una temperatura aproximada de 75°C).
3- Se filtró la solución en un crisol de Gooch, se lavaron con agua caliente varias veces
para eliminar el ácido sulfúrico.
4- Se colocaron el filtrado en el aparato de digestión de fibra cruda y adicionaron 100
mL de hidróxido de sodio al 1.25 % y se reflujaron durante 30 minutos.
5- Se retiró la muestra del aparato digestor, se filtró en el crisol de Gooch y lavó varias
veces con agua caliente.
6- Se colocó la muestra en el horno a una temperatura de 105% durante toda la noche.
Luego se dejó enfriar en un desecador y se pesó en ala balanza aanalítica.
7- Se colocó la muestra en la mufla a 600°C durante 2 horas; se enfrió en el desecador
y pesó en la balanza analítica.
3.4.6 PROTEÍNA CRUDA
Principio: el nitrógeno de las proteínas, de un alimento, se transforma en Sulfato de
Amonio como resultado de la digestión con ácido sulfúrico concentrado. El nitrógeno
contenido se desprende por reacción del Sulfato de Amonio formado, con hidróxido
de sodio concentrado en medio acuoso. El nitrógeno desprendido se recoge en una
solución de ácido bórico y se titula. El % de nitrógeno obtenido se multiplica por 6.25
y el valor obtenido se llama proteína cruda.
Procedimiento:
1- Se colocó 0.1 gramos de muestra en un matraz Kjeldhal de 50 ml, se le añade 4 mL
de ácido sulfúrico concentrado y 1.5 gramos de mezcla digestora (sulfato de cobre y
sulfato de potasio).
2- Se digirió hasta la aparición de un color azul característico del digestado.
1- Se añadió el digestado en el matraz del aparato de destilación Kjeldahl, se adicionó
10 mL de agua destilada y añadió 10 mL de hidróxido de sodio al 50%.
2- Se destiló la muestra y recogió el destilado en un vaso químico de 100 mL
conteniendo 10 mL de solución de ácido bórico con indicadores(rojo de metilo y azul
de metileno). Se continúo la destilación hasta que el volumen del destilado alcance
los 75 mL.
3- Se valoró el complejo nitrogenado con una solución valorada de HCl 0,01N.
3.4.7 FIBRA POR EL MÉTODO ÁCIDO-DETERGENTE
Principio: este procedimiento permite una rápida determinación de la ligno-celulosa.
Sin embargo en esta fracción también aparece el sílice. La diferencia entre el valor de
las paredes celulares y la fibra ácido detergente, da una estimación del valor de la
hemicelulosa, ya que esta diferencia también incluye una fracción de proteína
adherida a las paredes celulares. El método de fibra por ácido detergente también se
emplea como paso preliminar en la determinación de la lignina.
Procedimiento:
1- Se midió en la balanza analítica 1 gramo de muestra y colocó en un vaso de
Berzelius. Se añadió 100 mL de solución detergente ácido a temperatura ambiente y
2 mL de decahidronaftaleno. Se calentó la solución para que hirviera en el término
de 5 a 10 minutos( aprox. A 80°C). Cuando se inició la ebullición, se bajó la
temperatura para evitar la formación de espumas y mantener la solución en reflujo
por una hora.
2- Se filtró la solución, con poca succión, a través de un crisol filtrante previamente
pesado. Con una varilla de vidrio, se aflojó la capa de muestra que se había
compactado en el fondo del crisol y lavó dos veces con agua caliente. Se lavó los
lados del crisol de la misma manera.
3- Se repitió el lavado con acetona hasta que desapareció totalmente el color,
desintegrando cualquier grumo que se hubiera formado para que el disolvente entre
en contacto con todas las partículas de fibra.
4- Se lavó la muestra con hexano, mientras aún contenía acetona( el hexano se puede
omitir si la formación de grumos no constituye un problema). Se mantuvo la muestra
bajo succión hasta que se liberó del hexano y se secó a 105°C por 8 horas mínimo,
luego se enfrió en un desecador y se midió en la balanza analítica.
3.4.8 DETERMINACIÓN DE LIGNINA Y CELULOSA POR PERMANGANATO
Principio: los materiales que interfieren con la determinación, se separan con la
preparación de la fibra ácida que está compuesta principalmente por lignina, celulosa y
minerales insolubles. La lignina se oxida con una solución de ácido acético amortiguado
con permanganato de potasio conteniendo hierro y plata monovalente como catalíticos.
Los óxidos de Mn e hierro que se depositan, se disuelven con una solución alcohólica de
ácido oxálico e hidroclorhídrico, permaneciendo la celulosa y los minerales insolubles. El
contenido de lignina se determina en base a la pérdida de peso de la muestra, ocasionado
por los tratamientos a que ha sido sometida, mientras que la celulosa se determina en
base a la pérdida de peso de la muestra al ser incinerada. El residuo de cenizas consiste
principalmente de sílice y gran parte del material no silicato residual, puede eliminarse
por medio del lavado con ácido hidrobrómico concentrado.
Procedimiento:
1- El residuo de la determinación de fibra por el método ácido- detergente puede
utilizarse (aplicando el peso original de la muestra). Se colocaron los crisoles en una
bandeja de vidrio con una capa de 1 cm de espesor de agua fría. La fibra dentro de los
crisoles no se debe mojar.
2- Se agregó 25 mL de la solución de permanganato de potasio sin llenarlos demasiado.
Se ajustó el nivel del agua en la bandeja a manera de reducir la corriente de paso de la
solución a través de los crisoles. Se Colocó una varilla de vidrio en cada crisol, con el
objeto de revolver su contenido, deshacer los grumos y bañar todas las partículas que
se adhieren a las paredes internas del crisol con la solución de permanganato de
potasio.
3- Se mantuvo a los crisoles un tiempo de 90 (+o-) 10 minutos a temperatura de 20°C;
agregando si fuera necesario, una cantidad adicional de la solución combinada de
permanganato de potasio.
4- Se filtró la muestra.. Se llenó a la mitad los crisoles con solución desmineralizadora.
A los 5 minutos, se filtró la porción líquida remanente y se volvió a llenar hasta la
mitad con la misma solución. Se debe tomar la precaución de evitar el derrame
debido a la producción de espuma. Se repitió la adición de la solución
desmineralizadora por tercera vez si se nota que el filtrado se encuentra de color café
oscuro. Se lavaron las paredes internas de los crisoles con una corriente fina de la
solución desminaeralizadora, hasta que el color de la fibra fue el blanco(20-30
minutos).
5- Se llenó y lavó el contenido de los crisoles con alcohol etílico al 80%, se fíltró y
repitió este lavado por dos veces consecutivas. Se lavó y filtró la muestra dos veces
con acetona, de igual manera que se hizo con el alcohol.
Contenido de lignina: se secaron los crisoles durante toda la noche a 105°C de
temperatura; luego se dejaron enfriar en un desecador y se pesaron en la balanza
analítica. El contenido de lignina se calculó en base a la pérdida en peso original de la
fibra obtenida por el método detergente ácido.
Contenido de celulosa: se incineró la muestra procedente de la determinación de
lignina a 500°C durante 3 horas; se dejo enfriar y se pesó en la balanza analítica. La
pérdida de peso equivale al contenido de celulosas.
3.2 MÉTODOS QUÍMICOS Y BIOLÓGICOS PARA LA EVALUACIÓN DE
ABONOS ORGÁNICOS
3.5.1 BIOENSAYO MICROBIANO PARA DETERMINAR LOS NUTRIMENTOS
DISPONIBLES EN ABONOS ORGÁNICOS
Principio: para estimar los nutrimentos disponibles en los abonos orgánicos se
utiliza la técnica del Sustrated Induced Respiration , en el cual se utiliza el crecimiento
de la población microbiana nativa del suelo , inducida por la glucosa, como fuente
energía y carbono, limitándose de esta forma su crecimiento solamente por la cantidad de
nutrimentos disponibles en la mezcla. A los dos días se obtiene el máximo crecimiento de
de la cantidad de microorganismos y se determina la biomasa microbiana ,que nos sirve
para calcular el contenido de nutrimentos en la biomasa, gracias a las relaciones
conocidas de C:N, C:P,C:K en la biomasa, que representan las cantidades inmobilizadas
por los microorganismos al crecer, la que se correlaciona con la cantidad de nutrimentos
disponibles para las plantas. El Carbono microbiano producido se determina por la
técnica del “Sustrated Induced System” , que consiste en pasar un flujo de aire( libre de
dióxido de carbono) por las muestras y capturar el carbono microbiano en trampas con
una solución de hidróxido de sodio ; el cambio en alcalinidad se utiliza para cuantificar
la cantidad de carbono microbiano absorbido y puede detectar niveles de el gas de hasta
1%. El cambio de color se mide por titulación con ácido clorhídrico.
Procedimiento:
Primer día:
1- Se pasó el suelo por malla de 2mm. Se almacenó húmedo
2- Se determinó la humedad del suelo y del abono y también la humedad a capacidad de
campo del suelo, que es la humedad óptima para el bioensayo microbiano.
3- Se mezcló bien el suelo húmedo( el equivalente de 270 g de suelo seco) con el abono
orgánico húmedo( el equivalente de 30 g de abono seco).
4- Se ajustó la humedad de la mezcla a capacidad de campo.
5- Se repite con solo suelo (sin agregarle abono).
Segundo día:
1- Se dividió la mezcla suelo + abono en dos partes de igual peso que se colocan en dos
frascos erlenmeyer de 1L.
2- En uno de los frascos se agregó glucosa en polvo(1% del peso total) .Se mezcló muy
bien.
3- Se hizó lo mismo con la muestra de suelo sin abono.
4- Se dejaron los frascos sin tapar a temperatura ambiente y en la oscuridad( por 48
horas).
Cuarto día:
1- Se dividieron cada una de las cuatro muestras en tres triplicados de igual peso que se
colocaron en frascos erlenmeyer(1 L a 0.5 L).
2- Se agregó 0.4 g de glucosa en cada frasco y se mezcló muy bien. Esta glucosa se
utilizó para determinar la biomasa microbiana. La evolución de CO2 por las muestras
es proporcional a la biomasa microbiana siempre y cuando el Carbono de fácil
utilización(glucosa) no sea limitante.
3- Después de media hora se conectaron los 12 frascos, además de 3 frascos vacíos, al
aparato de flujo de aire sin todavía conectar las trampas de NaOH (esto es para
remover el CO2 que se produzca cuando todas las muestras estén equilibradas).
4- Después de otra media hora, se conectaron las trampas con 40 mL. de NaOH(0.03N).
Se arregló el burbujeo hasta lograr un flujo de burbujas casi continuo y
aproximadamente parejo entre los frascos. Esto asegura un flujo de alrededor de
2L/hora, suficiente para evacuar el aire en el espacio arriba del suelo en el
erlenmeyer.
5- Después de 1h, se detuvo el flujo de aire y se transfirió cuantitativamente el
contenido de las trampas en pequeños frascos erlenmeyer en donde se agregaron 6
mL. de BaCL2 (0.2N) y dos gotas de fenolftaleína(indicador de pH), queda un color
púrpura. El BaCl2 se utilizó para precipitar el carbonato. Una muestra que produjo
mucho CO2 neutraliza mucho NaOH y al agregar el BaCl2 formará un precipitado
blanco.
6- titularon las 15 muestras con HCl de título conocido con precisión (alrededor de
0.15M) hasta que cambió el color de púrpura a blanco.
3.6 MÉTODOS QUÍMICOS PARA EL ANÁLISIS DE LAS SUSTANCIAS
TÓXICAS PARA LA ALIMENTACIÓN ANIMAL EN LOS RESIDUOS
AGROINDUSTRIALES
3.6.1 CUANTIFICACIÓN DEL CONTENIDO DE CAFEÍNA
Principio: el contenido de cafeína en las muestras de pulpa de café y hongos fue
determinado por el método desarrollado por el Laboratorio de Análisis del Gobierno de
Zimbabwe(34), el cual consiste en la extracción de la cafeína con cloroformo; el
cloroformo es evaporado y la cafeína se determina en una solución al 50 % de etanol. La
determinación de cafeína es posible en cloroformo, pero la región ultravioleta de
absorción máxima tanto para la cafeína como para las substancias residuales que
interfieren en su determinación, están mucho más cerca en cloroformo que en alcohol al
50%. La interferencia de sustancias, particularmente 5-hidroximetilfurfural, en la
determinación de cafeína por espectroscopia ultravioleta, puede ser eliminada al
reaccionar estas con metabisulfito de sodio.
Procedimiento:
1- Se adicionaron en un vaso químico, 0.5 gramos de muestra seca, 0.5 gramos de
metabisulfito de sodio y 5 mL de amortiguador de pH 6.5 y se mezclaron.
2- Se adicionaron 100 mL de cloroformo y colocaron en un vaso químico de 200 mL en
agua helada. Se agitó mecánicamente por 30 minutos.
3- Se transfirió el contenido a un embudo de separación y se filtró la capa clorofórmica
a través de un papel filtro.
4- Se tomaron 3 alícuotas de 10 mL del filtrado, se colocaron en tubos de ensayo de 10
mL y evaporaron hasta sequedad, utilizando cámara de extracción.
5- Se disolvió el residuo del tubo de ensayo en una solución acuosa de etano al 50 % y
se leyó el valor de la absorbancia en un espectrofotómetro ultravioleta, a una longitud
de 280 nm.
6- Para la curva de calibración se utilizan patrones de cafeína de 10, 20, 30, 40 y 50
ppm.
3.6.2 CONTENIDO DE POLIFENOLES TOTALES
Principio: el método de Folin-Ciocalteau se utiliza para analizar el total de
polifenoles solubles, que incluyen a los tanino hidrolizables, tanino condensados y
polifenoles que no son tanino, con diversas funciones y reactividades, además
interfieren compuestos como el ácido ascórbico, tirosina y posiblemente glucosa
también son medidos.
Procedimiento:
1- Se midió en la balanza analítica 1 gramo de muestra seca y se adicionó dentro de
un vaso químico de 50 mL con 20 mL de metanol al 50 % en agua.
2- Se colocó en un baño de agua a 77-80 °C durante una hora.
3- El extracto obtenido se filtró cuantitativamente dentro de un matraz aforado de 50 ml
utilizando papel filtro Whatman # 1 y llevando a la marca con agua. Se agitó.
4- Se pipeteó 1 ml del extracto anterior dentro de un matraz aforado de 50 ml y
añadió 2,5 ml de reactivo Folin-Ciocalteau diluido 10 veces, 2 ml al 7,5% de
carbonato de sodio(Na2CO3). Se aforó a la marca con agua.
5- Se leyó a una absorbancia de 765 nm(Spectronic Genesis 5 ( 200 a 1100 nm) después
de calentar 15 minutos a 45°C. Se utilizó una mezcla de reactivo y agua como blanco.
6- La curva patrón se preparó utilizando soluciones de ácido tánico de 100, 90, 80, 70,
60, 50 ppm.
3.7 Preparación del Substrato para el cultivo de Hongos Comestibles
3.7.1 Preparación del Aserrín para el cultivo de Shiitake ( Lentinus edodes)
Figura 6. Proceso de preparación del substrato(aserrín) para la siembra y cosecha
de Shiitake.
3.7.2 Preparación del Substrato para el cultivo de Pleurotus pulmonarius,
Pleurotus híbrido y Pleurotus ostreatus
PROCESO DE HIDRATACIÓNPROCESO DE HIDRATACIÓN
PERÍODO DEPERÍODO DEINCUBACIÓN YINCUBACIÓN Y
COSECHACOSECHA
Mezclar con 10.8% demelaza
Homogeneizar yllenado de bolsas con
1150g c/u
Esterilización
121ºC / 10 - 15 psiInoculación
Aserrín
Completarcon agua
Filtrar en una mallade alambre
Figura 7a. Proceso de Preparación del inóculo de las diferentes cepas de hongos
comestibles
Llenado de las bolsascon 200g c/u
Granos desorgo
Hidratación
90ºC/25min
Esterilización
121ºC / 10 - 15 psi
Inoculación
(Cámara de transferencia)
Incubación
(Un mes)Inóculo
Cepa certificada
Inoculación (Sala de
inoculación)
Inoculo de Pleurotus sp. En granos de sorgo
Pasarlo a la sala de incubación
Perforar las bolsas para mejor
intercambio gaseoso
Pasarlo a la sala de fructificación
Humedad 80%, 28ºC ,luz y
ventilación
Incubación 2 - 3 semanas
Remover parcial o totalmente la
bolsa
Período de cosecha
(2 - 3 semanas)
SUB-PRODUCTOS
Alimento para animales
(vacuno, caballar y bovino)
Abono orgánico (agricultura y
jardinería)
Escurrir y enfriar a menos de
320ºCHumedad 70
- 80 ºC
Recolección del substrato (pulpa de
café paja de arroz, etc)
Pasterización
agua a temp. > de 80ºC
Substrato pasteurizado
PROCESO DE PRODUCCIÓN DE HONGOS COMESTIBLES DE LA ESPECIE PROCESO DE PRODUCCIÓN DE HONGOS COMESTIBLES DE LA ESPECIE PLEUROTUSPLEUROTUS
Figura 7b. Proceso de producción de los hongos comestibles de la especie Pleurotus
sobre paja de arroz y pulpa de café.
3.8 RECOLECCIÓN, SECADO Y MOLIDO DE LAS MUESTRAS
Las muestras de paja de arroz, pulpa de café, aserrín, abonos orgánicos y hongos
comestibles, fueron sometidas al siguiente procedimiento de recolección secado y
molido:
3.8.1 PULPA DE CAFÉ
Se tomaron dos muestras de pulpa de café fresca, traída del beneficio de café(Bajo
Mono, Boquete), y se colocaron a secar al sol durante una semana para determinarles el
% de materia seca a 105 °C. Después del proceso de pasteurización(T= 80-90°C) se
procedió de igual forma que con las muestras de pulpa de café fresca. A los 15 días de
haberse sembrado el inoculo de las distintas cepas (136, 38 y k-99) se recolectó una bolsa
de cada una de estas cepas (peso aproximado húmedo de 8 libras) y se colocaron al sol
durante una semana para determinar el % de materia seca a 105°C. Al final del proceso
de producción de hongos comestibles, el residuo final se colocó al sol durante una
semana, posteriormente se mezclaron cuatro pasteles sembrados el mismo día y con la
misma cepa, para obtener después de molido el residuo, una sola muestra de estos
pasteles, que fue empacada en sobres de papel de una capacidad aproximada de 50
gramos, con su respectiva identificación.
3.8.2 PAJA DE ARROZ
Se tomaron dos muestras de paja de arroz antes del proceso de pasteurización; dos
muestras después del proceso de pasteurización, a estas muestras se le determinó el % de
humedad a 105°C, después de haberse secado al sol durante una semana. Después de
treinta días de sembrado el inoculo de la cepa k-9, se recolectó un pastel de cada uno de
los dos días de siembra, se colocaron al sol, para posteriormente molerlos. Al final del
proceso de producción de hongos comestibles(dos meses aproximadamente) se
recolectaron los pasteles, se secan al sol durante una semana, se molieron y se
almacenaron en sobres de papel. Al igual que se hizo con la pulpa de café, de cada cuatro
pasteles de paja de arroz se obtuvo una muestra.
3.8.3 ASERRÍN
Se recolectaron tres muestras de aserrín antes de esterilizado y se les aplico el
mismo tratamiento que ha los dos substratos mencionados anteriormente. A los dos
meses de sembrado el inóculo de la cepa RN-7(Shiitake), se recolectaron tres muestras
de aserrín, las cuales se colocaron a secar al sol durante una semana, se molieron y
empacaron en sobres de papel. A los cinco meses de iniciado el proceso se retiran los
pasteles de aserrín, se secan, se muelen y se mezcla el residuo de cada 5 pasteles para
obtener una sola muestra, y se empacan al igual que las muestras anteriores, para realizar
los análisis correspondientes.
3.8.3 HONGOS COMESTIBLES
Se recolectaron hongos de distintas cosechas de las cepas 38,136, k-99 y shiitake,
los cuales se colocaron al sol durante una semana. Después, se molieron y empacaron en
sobres de papel. En algunos casos se dividieron los hongos en setas y pies, para tomar
muestras de estas partes y compararlas con el hongo completo.
3.8.4 ABONOS ORGÁNICOS
Para la realización del bioensayo se tomaron muestras de cachaza, gallinaza, de
los lombricompostaje de pulpa sola y pulpa más desechos varios, y de los residuos
finales de la producción de hongos comestibles sobre pulpa de café, paja de arroz y
aserrín. Las muestras se secaron al aire libre (pero no al sol), se pasaron por un tamiz de
20 mesh y se almacenaron en bolsas plásticas para la realización del bioensayo.
CAPÍTULO IV
DISCUSIÓN DE RESULTADOS
MEJORAMIENTO DEL VALOR NUTRICIONAL Y DIGESTIBILIDAD DE LOS
DESCHOS AGROINDUSTRIALES POR EFECTO DEL CRECIMIENTO DE LOS
HONGOS COMESTIBLES
Para este estudio se analizaron muestras de tres tipos de residuos como los son la
pulpa de café, paja de arroz y aserrín; se estudiaron muestras recogidas durante diferentes
fases del proceso como fresca, después de pasteurizada, colonizada y el residuo final. El
tratamiento se hizo con tres tipos de cepas Pleurotus Ostreatus, Pleurotus pulmonarius y
el híbrido de Pleurotus ostreatus.
COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA PULPA DE CAFÉ EN LAS DIFERENTES
FASES DEL PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
El CuadroVII nos muestras la composición química de la pulpa de café en
distintas etapas del proceso de producción de hongos: fresca, pasteurizada, colonizada y
el residuo final para tres tipos de cepas: híbrido de Pleurotus(K-99), Pleurotus
pulmonarius(136) y Ostreatus(38).
Cuadro VII- COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA PULPA DE CAFÉ UTILIZADA EN EL PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
CEPA K-99 (Pulpa de Café)
CEPA 136 (Pulpa de Café)
CEPA 38 (Pulpa de Café)
TRATAMIENTO
ANÁLISIS Fresca
Pasteurizado
Colonizado
Residuo Final
Colonizado
Residuo Final
Colonizado
Residuo Final
Materia Seca(%) 88.33+ 0.68
87.99+ 0.14
88.17+ 0.08
88.35+ 0.75
87.93+ 0.07
88.58+ 0.46
89.07+ 0.02
88.70+ 0.56
Cenizas(%) 7+ 1
6.08+0.74
6.04+ 0.04
7.89+ 0.80
5.58+0.01
6.33+ 0.91
5.44+0.05
7.18+ 0.8
Na(ppm) 183+ 5
129+ 6
150.08+ 7
165+38
115+7
146+ 40
123+ 11
133+ 2
K(%) 2.34+0.64
1.46+0.33
1.53+0.57
1.68+ 0.16
1.41+ 0.1
1.46+ 0.14
1.41+ 0.22
1.63+ 0.11
Mg(%) 0.09+ 0.01
0.10+ 0.01
0.13+0.04
0.14+0.01
0.12+ 0.01
0.12+ 0.01
0.10+ 0.01
0.14+0.01
Ca(%) 0.47+ 0.04
0.49+ 0.06
0.49+ 0.04
0.8+0.1
0.38+ 0.03
0.70+0.10
0.46+ 0.01
0.60+0.04
Fe(ppm) 820+7
653+ 4
914+ 49
830+ 54
194+14
671.75 1200+ 1
1008+ 13
Cu(ppm) 14+ 2
12.41+ 0.64
13+2 18.26+ 0.71
11.07+0.7
18+2 12.33 + 0.25
17.46+ 0.13
Mn(ppm) 9+ 2
10.22+ 0.69
12.04+ 0.17
59+ 3
8.55+ 0.5
54+ 3 13.97+ 0.01
62+1
Zn(ppm) 309+ 3
375+ 65
415+ 32
94+ 5
100+3
88+ 7 690+ 7
104.07+ 0.14
Fibra Cruda(%)
30+1
32+1 31+ 2
17+2 28+ 3 19+ 1 28.35+ 0.50
26.07+0.30
Proteína Cruda(%)
14.6+ 0.45
14.33+ 0.94
16+ 1
18.55+ 0.85
13.89+0.9
18+ 1 16.1+ 0.5
17.38+ 0.6
Fósforo(%) 0.09+ 0.02
0.07 + 0.01
0.19 + 0.02
0.04 + 0.01
0.18+ 0.01
0.04+0.01
0.16+ 0.02
0.070+ 0.002
FAD(%) 60+10
60+5 52+6 43+3 54+2 51+7 53.00+3
54+3
Lignina(%) 24.63+0.23
23+2 19+2 20+4 20+ 3
14+5 16+2 12+1
Celulosa(%)
34+2
37+4 33+ 4
26+ 2
35+ 2 31+7 32 + 2 26+2
# de replicas
4 4 4 12 2 6 2 2
Parámetros como la materia seca se mantiene casi invariable (88%)a través de
todo el proceso , al igual que la ceniza la cual osciló entre el 6 y 8%, Los macroelementos
K y Na, experimentaron disminución con el proceso de pasteurización, siendo más
importante la reducción en el caso del potasio(37.61%), esta disminución del potasio en
mayor proporción que el sodio, sería beneficiosa para la alimentación animal, tomando
en consideración que el potasio en un alto porcentaje puede interferir en la utilización del
sodio por los animales. Se observa un aumento del calcio y magnesio, para todas las
cepas cultivadas(Figuras8,9 y 10).
Figura 8.Contenido de macro elementos en la pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus híbrido
Figura 9. Contenido de macro elementos en la pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus Pulmonarius
Figura 10. Contenido de macro elementos en pulpa de café utilizada en el cultivo Pleurotus pulmonarius
Los micro elementos Cu y Mn aumentan en un 26% y 483%, respectivamente en
comparación con la pulpa fresca. Estos microelementos están involucrados en procesos
enzimáticos propios del metabolismo de los hongos comestibles, como en el caso de la
polifenoloxidasa (tyrosinasa) que contiene cuatro átomos de cobre en su estructura
molecular y la peroxidasa de manganeso que oxida compuestos fenólicos en presencia de
manganeso y peróxido. El Zn, experimenta una disminución al final del proceso de
producción de los hongos comestibles de 69.22% (figuras11,12 y 13).
Figura 12. Contenido de micro elementos en pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus pulmonarius
Figura 13. Contenido de micro elementos en pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus híbrido
Los análisis de fósforo, proteína cruda, fibra ácida detergente, lignina y celulosa,
los discutiré en forma particular para cada cepa.
CONTENIDO DE PROTEÍNA: Podemos observar el enriquecimiento de la pulpa de café
por efecto del crecimiento del hongo. Este aumento fue incrementándose en cada etapa
del proceso, y se observó lo mismo en cada cepa, siendo mayor este aumento con la cepa
del híbrido de ostreatus(K-99). Al inicio del proceso de producción de hongos
comestibles, el contenido de proteína para la pulpa de café fresca es de 14.78% que se
encuentra dentro del rango (9 a 16%) señalado por investigadores de la Universidad
Nacional de Costa Rica(28). Con el proceso de pasteurización se presenta una reducción
del 1.75%. Los resultados obtenidos se calcularon de la siguiente forma:
% de Proteína tal como ofrecido = % de nitrógeno tal como ofrecido* 6.25
% de Proteína base seca = % de Proteína tal como ofrecido/% de materia seca
105%
CONTENIDO DE PROTÍINA PARA LA PULPA DE CAFÉ(CEPA K-99)
A los 15 días de colonización el contenido de proteína aumentó en un 2.72%
para la pulpa con esta cepa. El residuo final (4 meses después de iniciado el proceso)
presenta un incremento de 2.8% con relación a la etapa de colonización, lo que indica que
después de colonizado el substrato por el micelio, el mismo continua enriqueciéndose de
proteína. En la figura 14 se puede observar el aumento de proteína en el proceso de
cultivo.
Nitrógeno Proteína cruda
Figura 14. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en pulpa de café utilizada para el cultivo de Pleurotus híbrido
CONTENIDO DE PROTEÍNA PARA LA PULPA DE CAFÉ(CEPA 38)
Para la pulpa de café inoculada con la cepa 38 se presenta un incremento de
3.03% a los 15 días de colonización y 3.97 % entre esta etapa y la etapa final del
proceso. En la figura 14 se observa el comportamiento del nitrógeno y la proteína en el
cultivo del Pleurotus ostreatus.
Figura 14. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en la pulpa de café utilizada en el cultivo de hongos comestibles Pleurotus ostreatus
CONTENIDO DE PROTEÍNA PARA LA PULPA DE CAFÉ(CEPA 136)
A los 15 días de colonización la pulpa de café registró un incremento de 0.86%,
muy inferior al experimentado por la pulpa de café colonizada por el micelio de las cepas
k-99 y 38. El residuo final incrementó su contenido de proteína en un 1.29% con
relación a la etapa de colonización(figura 15). Estos resultados indican que la cepa k-99
produce un incremento en el contenido de proteína de la pulpa de café ligeramente mayor
que las cepas 136 y 38.
Figura 15. Contenido de nitrógeno y proteína cruda en la pulpa de café utilizada en el cultivo de Pleurotus Pulmonarius
CONTENIDO DE FIBRA CRUDA
En cuanto al contenido de fibra se observa una disminución significativa, en las 3
cepas cultivadas. Este hecho es muy importante ya que la reducción de la fibra cruda
ayudará a ser más digerible la pulpa de café, para los animales, si la pulpa se utilizará
para ese fin.
La fibra cruda no es afectada por el proceso de pasteurización de la pulpa de café.
El período de colonización tampoco causa cambios en el contenido de fibra cruda .
El residuo final de pulpa de café inoculada con la cepa k-99(figura 16), presenta
una reducción del 42% en el contenido de fibra cruda. En comparación con los
resultados obtenidos por Marca Young, del IINREB de Xalapa, México (21), en donde el
residuo final de la pulpa de café con micelio de Pleurotus Ostreatus fue de 31%, los
resultados obtenidos en esta investigación son muy inferioesr: 17%.
Figura 16. Disminución del contenido de Fibra cruda por el crecimiento del hongo Pleurotus híbrido
Figura 17. Disminución de la fibra cruda por crecimiento de Pleurotus pulmonarius en la pulpa de café
Para la cepa 136(figura 17), la reducción en el contenido de fibra cruda para el
residuo final de la pulpa de café, disminuyó en 34.99% en relación con la pulpa fresca,
un poco inferior a la experimentada por la cepa K-99. La pulpa de café con micelio de la
cepa 38(figura 18), sólo experimenta una reducción del 12%.
Figura 18. Disminución del contenido de fibra cruda en pulpa de café, por el crecimiento
de Pleurotus ostreatus.
El contenido de fibra cruda se realizó de acuerdo al siguiente cálculo:
% de Fibra Cruda tal como ofrecido = (P.S-P.C)(100)/Pf
P.S= Peso del residuo seco
P.C= Peso del residuo calcinado
P.F= Peso de la muestra inicial, incluyendo contenido de humedad y grasa
% de Fibra Cruda base seca = % de fibra cruda tal como ofrecido*100/% de
materia seca 105%
CONTENIDO DE FÓSFORO EN LA PULPA DE CAFÉ
El proceso de pasteurización no afecta significativamente el contenido de fósforo
en la pulpa de café, sin embargo el período de 15 días de colonización produce un
aumento considerable(96%), para todas las cepas evaluadas. Al final del proceso de
cultivo se obtienen porcentajes de fósforo en el residuo final de la pulpa de café, que
equivalen a la mitad del contenido inicial de fósforo en al pulpa fresca. Esto supone que
el micelio del hongo utiliza el fósforo en el proceso de fructificación de los hongos
comestibles, siendo la reducción más evidente para la cepa k-99 y 136, que para la cepa
38. Estos resultados los apreciamos en las figuras 19, 20 y 21.
Figura 19. Cambio en el contenido de fósforo en pulpa de café sobre la que ha crecido .Pleurotus híbrido
Figura 20. Cambio en el contenido de fósforo en pulpa de café sobre la que ha crecido .Pleurotus pulmonarius.
Figura 21. Cambio en el contenido de fósforo en pulpa de café sobre la que ha crecido .Pleurotusostreatus.
El contenido de fósforo se calcula de la siguiente manera:
% de P "base seca al aire” = lectura ppm* factor de dilución/10000
% de P base seca” = % de fósforo base seca al aire/% de materia seca al aire
Factor de dilución = volumen de la solución en la que se disolvió la ceniza de la
muestra(50 ml)/ peso de la muestra (2 gramos)
CONTENIDO DE FIBRA DETERGENTE ÁCIDO
El contenido de fibra detergente ácido para la pulpa de café no presenta cambios
durante las etapas de pasteurización y colonización para ninguna de las cepas. Al final del
proceso la única cepa que produce una reducción apreciable de FAD es la k-99. Es
importante señalar que la FAD esta constituida por celulosa, lignina y compuestos
nitrogenados lignificados, por lo que una disminución de FAD indicaría la degradación y
pérdida de algunos de los componentes mencionados anteriormente. El contenido de fibra
detergente ácido se calculó de la siguiente forma:
% FAD seca al aire = (peso del crisol + fibra) –(peso del crisol) *100/peso de la
muestra
% FAD base seca = % FAD seca ala aire/% de materia seca a 105°C
COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LA PAJA DE ARROZ EN LAS DIFERENTES
FASES DEL PROCESO DE CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
El Cuadro VIII nos muestra la composición química de la paja de arroz en las
diferentes etapas del proceso de cultivo de hongos comestibles de la cepa K-99, híbrido
de Ostreatus. La paja de arroz utilizada en el cultivo de los hongos comestibles fue
analizada fresca, pasteurizada, colonizada por el micelio de la cepa K-99 y el residuo
final. Los porcentajes de materia seca, oscilaron entre 90 y 92% para todos los
tratamientos antes mencionados. Como se observa en le cuadro VIII, el contenido de
cenizas disminuye con el proceso de pasteurización de 35% a 29%, que indica la pérdida
de algún mineral en el proceso.
nsr= no se realizó nsd = no se detectó
Cuadro VIII- COMPOSICIÓN QUÍMICADE LA PAJA DE ARROZ Y ASERRÍN UTILIZADOS EN EL CULTIVO DE HONGOS COMESTIBLES
Análisis Fresca Pasteurizada Colonizada Residuo Final Fresco Colonizado Residuo Final