MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN DE INSECTOS DE INSECTOS Benigno Gómez y Gómez Robert W. Jones
MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN
DE INSECTOSDE INSECTOS
Benigno Gómez y GómezRobert W. Jones
BENIGNO GÓMEZ Y GÓMEZColección de insectos asociados a plantas
cultivadas en la frontera surEL COLEGIO DE LA FRONTERA SUR
Unidad Tapachula
ROBERT W. JONESLicenciatura en Biología
Facultad de Ciencias NaturalesUniversidad Autónoma de Querétaro
Tapachula, Chiapas. México. 2002
MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, MANUAL DE MÉTODOS DE COLECTA, PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN PRESERVACIÓN Y CONSERVACIÓN
DE INSECTOSDE INSECTOS
Introducción i
La Colecta Entomológica 1
Métodos Directos 1
Red entomológica 1
Red para mariposas 2
Red de golpeo 2
Manta de golpeo o paraguas entomológico 3
Red acuática 4
Aspirador 4
Métodos Indirectos 5
Cebos 6
Cebos animales 6
Cebos vegetales 7
La luz y los colores 7
Trampas 8
Trampa Malaise 8
Trampa de barrera o ventana 10
Caja de Shannon 10
Trampa Pit fall 11
Trampa de agua 11
Trampa de emergencia 12
Trampa de luz 14
Trampa tipo Charaxes 16
Necrotrampas 16
ContenidoContenido
Colecta en Ambientes Particulares 18
Embudo de Berlese 18
Colecta en hojarasca 19
Cámara de tallos vegetales huecos 19
Ramas podridas 19
Cuevas 19
Nidos y madrigueras 20
Técnicas de preservación 21
Cámara letal 21
Alcohol al 70-95% 23
Líquido de Pampel 23
Bouin alcohólico 23
Líquido de Dietrich 23
Solución KAAD 24
Solución XA 24
Líquido de Khale 24
Agua caliente 24
Técnica para preservación de lepidópteros 25
Transporte de los insectos colectados 26
Montaje y Conservación 27
Conservación en seco 27
cámara húmeda 27
Empalamiento o montaje con alfileres entomológicos 27
Bloque de montaje 29
Extendedor o restirador de mariposas 30
Doble montaje o montaje con triángulo 30
Montaje con minucias 30
Conservación en líquido 31
Conservación en preparaciones permanentes 31
Rotulación (etiquetado) 32
Almacenaje 32
Cría y Manutención 34
Referencias Bibliográficas 35
IntroducciónIntroducción
i
El presente manual, esta diseñado para llevar al lector desde la captura de un
insecto hasta como conservarlo en una colección entomológica. Para tal motivo, el
documento esta divido en cinco grandes secciones: 1) La colecta entomológica; 2)
Técnicas de preservación; 3) Transporte del material colectado; 4) Montaje y
conservación; 5) Cría y manutención.
La primer sección, relativa a los métodos de captura, esta divido en los métodos
directos e indirectos que existen. La parte relativa a los métodos directos, nos
introduce a los medios, herramientas y utensilios frecuentemente utilizados. El
apartado de métodos indirectos, da cuenta de los cebos y trampas comúnmente
empleados en la captura de insectos. Por último dentro de esta sección se comenta
sobre la colecta en ambientes especiales.
La segunda sección, ofrece una variedad de técnicas de preservación, desde
aquellas que se utilizan para el sacrificio de ejemplares hasta los fijadores más
utilizados. La tercera, es una pequeña sección en que se detalla como transportar de
la mejor manera los insectos colectados en el campo.
La cuarta sección, se refiere a los métodos de montaje y conservación de
insectos. En ella se documentan tres formas de conservación de insectos: en seco,
líquido y preparaciones permanentes. Se comenta sobre el etiquetado de las
muestras y como almacenarlas en una colección entomológica. Por ultimo, la quinta
sección es una pequeña referencia acerca de cómo criar y/o mantener insectos vivos.
Esperamos que este manual sea de utilidad para las personas interesadas en la
Entomología, haciendo que sus colectas sean de provecho científico.
Benigno Gómez
Los insectos pueden encontrarse en las más variadas situaciones, por lo que el
colector debe investigar siempre todos los ambientes posibles, tanto terrestres como
acuáticos. En la colecta entomológica, se va caminando y recogiendo los insectos que
se ven, estos se pueden tomar con las manos, pinzas, así como directamente con una
cámara letal o con un frasco con alcohol. Otra forma de capturar insectos es utilizando
alguno de los instrumentos que a continuación se describen:
Métodos DirectosMétodos Directos
1
Red EntomológicaConsiste en un aro de metal (acero inoxidable, alambre cubierto con plástico o
alambre de aluminio resistente) de forma circular que sostiene una red de tela de
nylon (tul) o marquiset (malla) o manta. El aro metálico con la red se sujetan a un
mango de madera o aluminio. La unión puede hacerse de varias maneras, pero una
forma sencilla es doblar las puntas del alambre en ángulo recto, luego voltearlas
hacia adentro, para posteriormente encajarlas en surcos hechos en la extremidad del
mango y amarrar fuertemente con alambre o sujetarla con abrazadera (Fig. 1).
Otra forma de sujetar el aro al mango, consiste en colocar un cilindro de metal o
trozo de manguera sostenido a la punta del
mango, con un espacio mínimo suficiente
para que se pueda meter o sacar el aro. Este
segundo proceso es más aconsejable, ya que
al hacer desmontable las partes, se facilita el
transporte, el lavado y el cambio de la red.Fig. 1. Red entomológica: A) Aro metálico; B) Red; C) Punta de alambres en ángulo; D) Surcos en la extremidad del mango; E) Unión aro-mango
LA COLECTA ENTOMOLÓGICA
La red de nylon debe tener el fondo redondeado y no terminar en punta, ya que
puede dañar a los insectos, especialmente a los de alas grandes y frágiles. Se
aconseja la tela de nylon, el "tul", manta o cualquier tela blanca translúcida. La red
debe estar sujeta al aro por un refuerzo de tela resistente para evitar el desgaste
causado por el roce continuo. Las costuras deben reforzarse de modo que queden
bastante fuertes.
La profundidad de la red de tela debe ser de 1.5 a 2 veces el diámetro del aro;
una medida aconsejable puede ser entre 30-50 cm. El mango debe medir
aproximadamente 1 m de largo, debe ser ligero y resistente; un buen material puede
ser un tubo de aluminio, pero también es recomendar el bambú.
Red para mariposas
Se construye de la misma forma que la anterior, pero con el aro
semirectángular y las esquinas bien redondeadas. La red de tela siempre debe ser de
nylon, de preferencia verde o azul (verde para zonas con mucha vegetación, azul para
zonas abiertas). El mango debe ser bastante largo, compuesto por varias secciones
ajustables por presión o por roscas, el de una caña de pescar es perfecto. Esta red
también sirve para la captura de libélulas, que en general no permiten que el colector
se acerque mucho.
2
Red de golpeoSe confecciona de la misma forma que las anteriores pero más reforzada y con
tela mas gruesa y resistente (e.g. manta gruesa). Con esta red se golpea fuertemente
la vegetación en sentido horizontal, recogiendo de este modo cierta cantidad de hojas
junto con las cuales vendrán insectos. El contenido de la red se vacía en un frasco
grande de boca ancha o en una bolsa de plástico al que se coloca un trozo de tela o
papel toalla impregnado de acetato de etilo o éter. El colector puede también retirar a
los insectos de la red después de cada acción con ayuda de un aspirador (ver más
adelante) o introduciéndolos directamente a una cámara letal.
Manta de golpeo o paraguas entomológicoEs una herramienta semejante a la anterior, pero en este caso, se utiliza un
trozo cuadrado de tela blanca, de aproximadamente 70 cm por lado. La tela se
sostiene de dos piezas de madera perpendiculares, que se encajan en las esquinas
de la manta (Fig. 2).
3
70 – 100 cm
Si se coloca esta manta o paraguas
bajo un arbusto y se golpean las ramas
fuertemente con una vara adicional, los
insectos caerán sobre la tela de la cual
podrán ser recogidos manualmente, con
pinzas o con el aspiradorFig. 2. Manta de golpeo o paraguas entomológico
Existe un tipo de manta de golpeo que es un “híbrido” entre una red y una manta
de golpeo. Se conoce como manta de golpeo tipo “O´Brien” o “Moisés” y es un tipo de
red de poca profundidad, en material blanco o azul claro, que va sujeto a un pequeño
mango de madera (Fig. 3).
55 cm
42 cm
Como ya se explico, este tipo de
herramientas se deben colocar bajo el
arbusto o estructura de interés y con una
varilla de metal o madera se golpea
fuertemente dicha estructura. Los insectos
caerán sobre la tela y ahí podrán ser
recogidos. Esta manta no es apropiada
para la colecta de insectos con alta
capacidad de vuelo.
Fig. 3. Manta de golpeo tipo “O´Brien” o “Moisés”
De las dos mantas descritas, la manta cuadrada cubre mayor área de colecta,
sin embargo, la manta tipo “O´Brien” o “Moisés”, es una de las mejores técnicas para
insectos, principalmente coleópteros que se sujetan fuertemente al sustrato donde se
encuentran. Cualquiera de las mantas de golpeo son muy útiles en lugares con
vegetación espinosa.
Red acuáticaDe los muchos modelos de redes acuáticas que existen, la que se ejemplifica en
la fig. 4, es de las más sencillas en su confeccionamiento y de las más productivas en
la colecta. La red acuática se construye con un método similar al de la red
entomológica, pero
4
en éste caso, la profundidad de la bolsa
es menor (30-40 cm). La bolsa es de
manta gruesa, pero el fondo de la misma
es de malla mosquitera. Con este sistema
el agua pasa sin contratiempo por la
malla, pero los insectos quedan
atrapados. Fig. 4. Red acuática
Otra característica de esta red, es que el “aro” de donde se sostiene la red es de
forma triangular para con ello tener más área de arrastre en el fondo de los cuerpos
de agua.
AspiradorEs un aparato para recolectar
rápidamente un gran numero de insectos
pequeños (Fig. 5). Este consiste de dos
mangueras y de un frasco colector. Uno
de los dos tubos tiene la extremidad
inferior tapada con un trozo de tela
delgada o malla y la otra se continúa por
un tubo largo de hule por el cual el
colector aspira los insectos que están
frente al frasco. Este utensilio es de gran
apoyo cuando se colecta con el paraguas
entomológico o la red de golpeo.Fig. 5. Aspirador entomológico
Malla mosquitera
Manta gruesa
40 cm
Tubos de cobre o vidrio
Manguera de hule
Tapón de malla fina
Tubo de vidrio o plástico
Tapón de hule o caucho
Manguera de plástico
Los métodos de colecta indirectos se refieren principalmente a aquellos en que se
utiliza algún tipo de trampa para la captura de ejemplares. Las trampas retienen o
impiden la fuga de insectos que entran en contacto con ellas, concentrando en poco
tiempo gran cantidad de ejemplares. Por lo anterior, son indispensables cuando nos
proponemos muestrear algún tipo de hábitat o requerimos de algunos organismos en
particular.
Las trampas son buenas herramientas siempre y cuando se tengan los cuidados
necesarios en su colocación, tratando de evitar que algún percance pueda
deteriorarlas y con ello perderse la colecta.
!!No se debe dejar todo el peso de la colecta en las trampas!!
Aún cuando se tenga el máximo de cuidados, siempre es recomendable hacer
uso combinado de métodos tanto directos como indirectos.
Existen una gran cantidad de trampas para la colecta de insectos. La utilización
de ellas depende de la finalidad de nuestros estudios. Es recomendable conocer
acerca de la biología de los insectos a colectar ya que esto nos proporcionará
elementos útiles para decidir que tipo de trampa y cebo a utilizar. A continuación se
describen, primeramente, los cebos más utilizados en la colecta de insectos y
posteriormente se comentan algunos detalles de la construcción y funcionamiento de
las trampas entomológicas utilizadas con mayor frecuencia.
Métodos IndirectosMétodos Indirectos
5
Cebos Cebos
6
Muchos insectos son atraídos por el aroma de sustancias frescas o en
descomposición, a las que llamaremos cebos. Los cebos son el atrayente que
utilizaremos en muchos casos para que los insectos recurran a las trampas.
Los cebos podemos dividirlos dependiendo de su origen en cebos animales y
vegetales, aunque actualmente es posible adquirir algunos cebos o atrayentes
sintéticos (químicos).
Cebos animalesLos animales vivos atraen a muchos insectos chupadores de sangre o
lamedores de sudor. El ganado (vacuno y equino), así como otros animales
domésticos pueden ser amarrados en el campo o en el interior de una caja de
Shannon (ver trampas) para atraer a simúlidos, mosquitos y otros insectos
hematófagos. El sudor del propio colector atrae a pequeñas moscas, abejas y
avispas. La orina y las heces tanto de animales como humanas también funcionan
como un excelente atrayente de muchos grupos de insectos. Otros cebos de origen
animal que otorgan estupendos resultados son los cadáveres (Fig. 6) y pedazos de
vísceras o carne en proceso de descomposición. Dentro de este tipo de cebos, uno
que otorga muy buenos resultados, si lo que pretendemos es colectar insectos
necrófagos, es la carne de calamar o de pulpo, la cual al descomponerse (muy
rápido) despide un fuerte olor que atrae a una buena cantidad de insectos
necrófagos.
Fig. 6. Cebo animal
Cebos vegetalesDentro de los cebos de origen vegetal tenemos a las frutas "pasadas" o
“podridas”. Todas las frutas jugosas son recomendables, sin embargo se obtienen
excelentes resultados al utilizar plátanos, mangos, guayabas y piñas . Las mezclas de
frutas con levadura de cerveza, así como, la combinación de plátano fermentado con
cerveza obscura, proporcionan también buenos resultados en la colecta.
Diversos aceites esenciales pueden ser utilizados como cebos. Los exudados
vegetales, especialmente los que se encuentran en tallos y troncos de árboles o
palmeras, atraen interesantes insectos principalmente dípteros y coleópteros.
La luz y los coloresUn tercer grupo de cebos fuera de los dos conjuntos mencionados
anteriormente, son aquellos provenientes de la intensidad de la luz. De esta forma
podemos considerar a la luz y los colores como cebos, ya que en su conjunto logran
atraer una gran cantidad de insectos nocturnos, así como algunos diurnos (ver
trampas de luz).
Las mejores capturas nocturnas con luz se hacen generalmente en noches de
novilunio (luna nueva = noches sin luna), principalmente después de la lluvia, cuando
la atmósfera está saturada de humedad.
Relacionado con la luz están los colores, que en ocasiones también pueden
funcionar como atrayentes de varios grupos de homópteros, dípteros e himenópteros.
Los colores amarillo y blanco han sido los más utilizados.
7
Trampas Trampas
8
Generalmente las trampas se utilizan con cebos atractivos al tipo de insectos que
este dirigida nuestra colecta. Existe una gran variedad de trampas, algunas de ellas
muy especificas para ciertos grupos de insectos. A continuación se describen
algunas de las trampas que se utilizan con mayor frecuencia en la colecta de
insectos.
Trampa “Malaise”Se construye con tela mosquitera de poliéster, en forma de una casa con techo
de "dos aguas", sin paredes laterales y con una pared central interna longitudinal,
cuyas dimensiones pueden variar entre 2 y 4 m de altura máxima, 1 a 4 m de
longitud y de 2-3 m de ancho (Fig. 7). Todas las piezas del techo deben confluir
hacia una abertura, ubicada en la parte más alta de la estructura, a la cual se
asegura un recipiente colector formado por un frasco y un embudo truncado interno
invertido, provisto con un preparado de cianuro de potasio o “vapona”, en su defecto,
puede utilizarse alcohol al 80%. El funcionamiento de la trampa “Malaise”, se basa
en la geotaxia negativa de muchos insectos que llegan volando y se posan en las
paredes interiores de la trampa, los cuales normalmente caminan hacia arriba en
superficies verticales o inclinadas, hasta que por la forma del techo son conducidos
hacia el vértice, en donde pasan al bote colector o cámara letal.
El color de la tela, originalmente blanco, puede cambiarse de acuerdo con la
respuesta al color que presenten las especies que nos interese capturar, pudiendo
ser verdes, negras, amarillentas, etc. Este tipo de trampa se recomienda para hacer
un muestreo en terrenos abiertos, cercanos a cursos de agua, en huertas , así como
en claros y/o bordes de bosques o selva.
9Fig. 7. Trampa Malaise: A) Aspecto general; B) Detalle del frasco colector; C) Vista lateral; D) Vista frontalE) Funcionando en campo.
Malla mosquitera
Frasco colector
2-3 m
A B
Tubo plásticoo PVC
Embudo
Bote colector
2-4 m
1-4 m
C D
E
Trampa de barrera o ventanaConsiste en una lámina de plástico translúcido o acrílico de longitud variable (1-3
m), sostenida por postes o cables. También se puede utilizar malla de nylon para
crear la barrera, en este caso, la longitud puede ser mayor. Una vez instalada la
ventana (si es acrílico) o barrera, se coloca en la parte inferior de la misma algunos
recipientes con agua y detergente en los cuales quedarán atrapados los insectos que
se dejan caer al chocar contra la barrera en el curso de su vuelo o salto (Fig. 8). El
detergente es necesario para evitar la tensión superficial y con ello el escape de
ejemplares.
10
Se recomienda instalar esta trampa
en zonas reforestadas o con vegetación
alta, en los corredores naturales o en los
caminos del bosque. De manera general,
se puede colocar en lugares donde sean
escasas las corrientes fuertes de viento.
La revisión de la trampa no debe
sobrepasar las 24 hrs debido a que una
buena cantidad de insectos se
“descomponen” al estar mucho tiempo en
el agua.Fig. 8. Trampa de barrera o ventana: A) Vista frontal; B)
Vista lateral.
Postes
Recipientes con agua y detergente
Lámina de plástico o acrílico
A
B
Caja de ShannonEste tipo de trampa consiste en una caja grande de tela de nylon suspendida por
las cuatro esquinas, quedando la parte inferior (entrada) a medio metro del suelo. Esta
trampa debe estar suspendida por cuerdas cosidas en sus esquinas y amarradas a
árboles o cualquier otro soporte. Los insectos entran espontáneamente o atraídos por
cebos colocados en su interior. Los insectos son colectados directamente con el
aspirador o la cámara letal.
Trampa "Pit-fall"Consiste en un bote de plástico o metal, con perforaciones finas en el fondo para
evitar la acumulación de agua de lluvia, desprovisto de cualquier atrayente, el cual se
entierra hasta que su borde superior quede a nivel del piso (Fig. 9a), en forma tal que
los insectos que se desplazan por el epiedafón tengan una posibilidad al azar de caer
en la trampa durante sus recorridos. Una alternativa es colocar un cebo colgado de
una malla y adicionar al bote una cantidad de etilenglicol (anticongelante para autos) o
en su defecto alcohol al 80%. Si las condiciones ambientales lo requieren, se puede
poner un plato de plástico sostenido por tres alambres firmes al suelo, evitando con
ello la entrada de lluvia (Fig. 9b).
Trampas de aguaConsiste en una charola con agua mezclada con un poco de detergente líquido
(para favorecer el hundimiento de los ejemplares) situada en el piso y a la sombra, en
la cual son atrapados insectos voladores, saltadores o epiedafícolas, que deben ser
retirados antes de que se evapore el agua, por lo regular el colector debe recoger la
muestra de insectos capturados cada 24 horas. Se recomienda utilizar charolas o
recipientes amarillos.
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Fig. 9. Trampa “pit fall”: A) Trampa sencilla; B) Trampa cebada con protección de lluvia
A BPlato de plástico
Bote
Alambres de sostén
Malla
CeboEtilenglicol
Perforaciones
Trampas de emergencia.
Las trampas de emergencia son aquellas que nos permiten colectar insectos
que se desarrollan en lugares como el interior de los troncos, ramas, frutos, o el suelo.
Con malla de alambre fino puede construirse un cono truncado, cuyo extremo más
amplio se entierra de 10 a 15 cm en el suelo, cubriendo una superficie determinada
por nuestra unidad de muestreo. (Fig. 10a). Los insectos que emerjan quedarán
temporalmente retenidos en el cono, aunque podemos adicionar un frasco colector en
el ápice de la trampa, similar al de la trampa "Malaise".
En los troncos de árboles infestados por insectos barrenadores o
descortezadores ha dado buen resultado el uso de un cono de malla de alambre fino o
de plástico translúcido, cuya base cubre aproximadamente 100 cm2de la corteza en
donde está sujeto, con un pequeño frasco colector en el vértice (Fig. 10b). También
se ha empleado "mangas de polietileno", de dos o más metros de longitud, ajustadas
al tronco del árbol, lo cual obliga a los insectos emergentes a descender hasta una
charola colectora o un frasco con alcohol al 80% ubicado en la parte inferior del
dispositivo.
Encerrando muestras de frutos, semillas, raíces, ramas o tubérculos en cajas
translúcidas (acrílico o vidrio), ventiladas y almacenadas en condiciones apropiadas
de humedad, temperatura y fotoperíodo es posible obtener a los insectos adultos que
se encuentren en un sustrato específico (Fig. 10c). Así mismo este método es muy útil
en la obtención de los parasitoides o depredadores naturales de algunos insectos.
Otra opción, es utilizar maceteros con plantas hospedantes del insecto a ser
estudiado, así como algún material en donde encontremos evidencias de que existe
algún insecto. El macetero es cubierto por un cilindro de plástico que en su parte
superior lleva una tapa de malla mosquitera para evitar la fuga de los insectos
(Fig. 10d).
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Colecta de InsectosColecta de Insectos
13Fig. 10. Trampas de emergencia: A)En suelo; B) En árboles; C) Caja; D) Macetero
Malla mosquitera
Frasco colector
A B
Embudo de plásticoo lámina Cono de malla
o plástico
Frascocolector
C D
Macetero
Cilindro de plástico
Caja de acrílico
Frascocolector
Trampa de luz Existen una gran diversidad de trampas de luz, sin embargo las podemos
clasificar de manera general en dos tipos: 1) la de tipo pantalla y 2) las de embudo.
La trampa de luz tipo pantalla (Fig. 11a) permite seleccionar a los insectos de
interés entre todos los que se posan en la trampa. Para este tipo usualmente se
monta verticalmente un lienzo blanco, generalmente manta, de aproximadamente 3 X
2 m colgado con cuerdas y con el margen inferior formando una bolsa o en su
defecto, colocando otro trozo de lienzo en el suelo. La lámpara queda en la parte
media superior, frente al margen superior (no encima de ella) y separada de ésta unos
20 cm. Las mejores colectas se realizan utilizando una lámpara eléctrica de vapor de
mercurio (Philips, de 150 w) o lámparas de luz negra del tipo "slim ligth".
El otro tipo de trampa de luz se conoce como de tipo embudo (Fig. 11b). Este
consiste de una estructura metálica que sujeta a la fuente de luz y algunos paneles de
acrílico que a la vez están comunicados en su parte inferior con un embudo por el
cual caen los insectos a un frasco colector que se encuentra en la base del embudo.
Existe también la posibilidad de utilizar como base de la trampa de luz,
una cubeta grande dentro de la cual se incorpora un embudo y sobre este los
paneles y la fuente de luz (Fig. 11c). Por encima de todo se coloca una cubierta
para proteger la trampa de la lluvia.
Un modelo alterno es la trampa tipo “New Jersey”, la cual lleva adaptado un
ventilador que arrastra a los insectos al embudo y a su vez al frasco colector
por medio del flujo de aire que genera (Fig. 11d). Este tipo de trampa no opera
selectivamente, ya que la gran mayoría de organismos atraídos son muertos en el
frasco colector, situado en el fondo del aparato.
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15Fig. 11. Trampas de luz: A) Tipo pantalla; B) Tipo Embudo; C) Tipo embudo con cubeta de soporte; D) Tipo embudo modelo “New Jersey”
Frasco colector
Lámpara
A B
Lienzo de manta
Bateríao fuente de poder
Cable
C D
Motor
Cubierta
Panel de acrílico
Frascocolector
Tubos de PVCo galvanizados Conectores
Panel de acrílico
Cable
Cubierta de acrílico
Soportes
Embudo
Varillas(tripie)
Lámpara
Ventilador
Corriente de aire
Embudo
Cilindro de metal o plásticoCubeta
Cable
Trampa cilíndrica tipo "Charaxes".Es una trampa muy utilizada para la captura de lepidópteros. Consiste en un
cilindro confeccionado con malla de nylon, el cual tiene un diámetro de 50 cm y una
altura de 80 a 100 cm. En los extremos se colocan dos discos, uno de plástico
(superior) y otro de madera triplay (inferior). Los bordes de la base de este cilindro
deben quedar unidos con el disco inferior por medio de 4 a 6 cordones o alambres, en
tal forma que dejen una abertura periférica de 10 cm. El disco superior debe quedar
bien sujeto del cilindro evitando cualquier fuga.
16
En el interior de la base se sujeta un
plato sopero de plástico que almacenará
entre 700 y 1000 g de un preparado de
plátano macho fermentado con azúcar y
cerveza obscura. En la práctica, los
insectos pueden entrar por la abertura
inferior al ser atraídos por la mezcla
alcohólica azucarada, pero es difícil que
salgan y la mayor parte de ellos se
concentra en el interior del cilindro (Fig.
12).Fig. 12. Trampa para lepidopteros tipo Charaxes
Plato sopero
Bote deplástico
Cilindro de
malla
Alambres
NecrotrampasSon trampas utilizadas para la captura de insectos con hábitos necrófagos.
Existen varios modelos de necrotrampas, todas ellas deben ser cebadas con carne en
descomposición. Como ya se comento en el apartado de “cebos”, los mejores
resultados se obtienen utilizando carne de calamar, pulpo o pescado.
A continuación se detalla la construcción del modelo NTP-80 (Necrotrampa
permanente,Morón y Terrón, 1980).
Esta compuesta por un bote de plástico de 1500 ml de capacidad (15.5 cm de
altura por 13 cm de diámetro) con funciones de recipiente colector, provisto con 700
ml de una mezcla de 95 partes de etanol al 70% y 5 partes de ácido acético glacial, en
donde se preservan los ejemplares atraídos; un embudo de plástico recortado, con 13
cm de diámetro superior y 4 cm de diámetro inferior que tapa parcialmente el bote
antes mencionado disminuyendo la evaporación del alcohol, y que conduce a los
ejemplares al líquido conservador; un plato sopero de plástico con 21 cm de diámetro,
invertido y atornillado sobre tres soportes metálicos sujetos con tornillos a las paredes
del bote (Fig. 13) que funciona como tapa general, evitando la entrada del agua de
lluvia y la hojarasca, dejando un espacio de 3 cm entre su borde y el borde del bote,
este plato además sostiene, mediante dos tornillos, la tapa de un recipiente de
plástico de 6 cm de diámetro, a la cual se enrosca el frasco respectivo de 7 cm de
altura, perforado cerca de su borde superior, y que contiene el cebo de carne de
pescado marino, pulpo o calamar.
17
La trampa NTP-80 se entierra hasta
el borde del bote colector, ocultándola con
algunas piedras grandes o con trozos de
madera. El tamaño, ensamblado y
colocación de la NTP-80 impide o dificulta
que sea saqueada por mamíferos y aves,
como llega a ocurrir con frecuencia en las
necrotrampas convencionales. Otra
diferencia es que la NTP-80 puede
permanecer instalada colectando durante
largos períodos, que comprenden desde
15 días hasta tres o cuatro meses,
dependiendo de los objetivos del estudio.
Fig. 13. Necrotrampa tipo NTP-80 (Morón y Terrón, 1980)
Contenedordel ceboPlato sopero
Bote deplástico
Embudo
Soportes metálico
Etanol 70%Y ác.
Acéticoglacial
Existen algunos ambientes particulares que vale la pena explorar cuando se realiza
una colecta entomológica. Estas colectas se realizan con el objeto de capturar
determinados tipos de insectos que viven en ambientes restringidos o “especiales”.
Para este tipo de colectas es muy utilizado el embudo de Berlese (Fig. 14) y las
trampas de emergencia tipo caja (Fig. 10c). El tipo de ambiente a explorar siempre
dependerá del tipo de organismos que se pretendan colectar.
Colecta en Ambientes ParticularesColecta en Ambientes Particulares
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Embudo de Berlese
Este aparato consiste de un embudo, una
malla, un frasco colector, una fuente de calor y
una cubierta (Fig. 14). El embudo es construido
de cartón resistente, plástico, o lámina
galvanizada. En la parte superior del embudo
se coloca una malla de tela de alambre y en su
porción terminal inferior un frasco con alcohol
al 80%. Por encima de la malla, se colocan
porciones de hojarasca o del material a revisar,
las cuales son calentadas por una fuente de
calor (el sol o un foco). Por último se puede
colocar una cubierta superior para con ello
agilizar el proceso de secado.
A medida que la hojarasca se va calentando, los insectos tienden a penetrar más
y más profundo, atravesando la malla y cayendo por el embudo hasta el frasco con
alcohol.
Fig. 14. Embudo de Berlese
Hojarasca
Malla
Frascocolector
CubiertaFoco
Embudo
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Colecta en hojarascaLa capa de hojas y detritos vegetales (Fig. 15a) en diferentes grados de
descomposición, que cubren el suelo, alojan una gran cantidad de insectos,
frecuentemente ápteros que allí buscan abrigo, alimento, humedad y protección contra
la luz. Para capturarlos es necesario colectar hojarasca y tamizarla, después colocarla
en un embudo de Berlesse (Fig. 14). Para fines comparativos se recomienda
siempre realizar la toma de unidades muestrales similares (e.g. 1 m2)
Cámaras de tallos vegetales huecosEl interior de las cámaras del bambú y otras plantas (Fig. 15b), es un buen sitio
para explorar en busca de muchas larvas de dípteros, lepidópteros, adultos de
ortópteros, entre otros. Estas cámaras deben ser revisadas directamente o colocar
una trampa de emergencia (Fig. 10b).
Ramas podridasLas ramitas podridas de 1 cm de diámetro en adelante deben quebrarse y
examinarse con mucha atención (Fig. 15c). En este sustrato se pueden alojar
pequeñas hormigas, que inicialmente se fingen muertas y después comienzan a
moverse muy lentamente. Otros insectos que podemos encontrar son termitas,
socópteros, larvas de coleópteros, etc. Las ramitas se deben colocar dentro de una
caja de emergencia (Fig. 10c).
CuevasLas cavernas, cuevas y pequeñas grutas alojan una fauna de insectos muy
especial (Fig. 15d). En ese ambiente se pueden encontrar cucarachas, grillos,
coleópteros y diversos dípteros. En el caso de que la cueva este habitada por
murciélagos, se deberá buscar la fauna que reside en la capa de heces del suelo
(guano). Dependiendo de la consistencia del sustrato, el guano podrá ser colocado en
el embudo de Berlese.
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Nidos de aves y madrigueras de mamíferos
En estos ambientes particulares es posible encontrar hormigas, coleópteros,
chinches, pulgas, etc., que se alimentan de las heces de los ocupantes (aves o
mamíferos), los detritos o parásitos. Los nidos (Fig. 15e) deben colocarse en el
interior de una bolsas de tela de plástico; en el laboratorio se pone dentro una bola de
algodón con éter y se guarda en una caja de emergencia (Fig. 10c). Después de un
lapso de tiempo se procede a recoger los insectos. Este procedimiento se facilita si el
nido es colocado sobre una hoja de papel blanco. Así mismo, los nidos se pueden
colocar en un embudo de Berlese (Fig. 14).
Fig. 15. Colecta en ambientes particulares: A) Hojarasca; B) Tallos de bambú; C) Ramas; D) Cuevas; E) Nidos
A B
C D E
21
Una vez colectados, los insectos deben sacrificarse para ser transportados o
preparados. La muerte de un insecto en un medio inadecuado, puede ocasionar un
deterioro en sus características estructurales y de coloración, por lo que las técnicas
de preservación (sacrificio y fijación) tienen el objeto de evitar tales daños. El buen
estado de las características del insecto es muy importante en el proceso taxonómico
que posteriormente se desarrollará para identificar o determinar al insecto capturado.
A continuación se describe primeramente, un utensilio ampliamente usado para
el sacrificio de ejemplares, la cámara letal. Posteriormente se detallan algunos de los
medios de preservación más utilizados. Por último, se comenta sobre técnica
especiales para odonatos y lepidópteros:
Cámara letalEs un utensilio ampliamente usado para el sacrificio de los insectos colectados.
Este se se construye utilizando un frasco o tubo de vidrio (preferiblemente "pyrex") en
el fondo del cual se coloca una capa de aserrín, algodón o corcho en trocitos,
sobre la cual se dispone un disco pequeño de corcho donde se practican
algunas muescas laterales que permitirá la salida de gases tóxico (Fig. 16a). Por
encima del disco de corcho se coloca un círculo de papel filtro o papel higiénico
que sirve para absorber las deyecciones de los insectos o el exceso del líquido letal
utilizado.
Para la utilización de la cámara, se agrega a la capa del fondo, una pequeña
cantidad de acetato de etilo, éter o cloroformo (nunca en exceso) y se cierra
herméticamente. El líquido al evaporase continuamente, forma en el interior de la
cámara una atmósfera saturada que mata a los insectos.
Técnicas de PreservaciónTécnicas de Preservación
Una alternativa de la cámara letal antes descrita es la que utiliza cianuro de
potasio (KCN) como agente letal. En éste caso, deben tomarse toda clase de
cuidados en su manipulación debido a que el KCN es altamente venenoso. Se debe
trabajar con él en lugares aireados, pero sin corriente de aire, evitando tocarlo con las
manos o aspirar cualquier cantidad por mínima que sea. El frasco de cianuro debe
permanecer cerrado herméticamente, con una etiqueta advirtiendo que se trata de
veneno y dejándolo siempre en un lugar inaccesible a otras personas, principalmente
niños.
La cámara de cianuro debe construirse de la siguiente manera: en el fondo de
un frasco o tubo se coloca una pequeña cantidad de KCN, enseguida se agrega una
mezcla de agua y yeso dental (fraguado rápido) apunto de fraguar. Se golpea
ligeramente el frasco sobre un soporte suave para mezclar y asentar el yeso, se cierra
y se deja secar.
En caso de emergencia y de forma más cómoda, se puede improvisar una
cámara letal utilizando para ello únicamente un frasco de cierre hermético con tapa de
rosca. En dicho frasco se introduce trozos de papel higiénico, servilletas o un pedazo
de tela a la cual se le agrega una pequeña cantidad de acetato de etilo, suficiente
para matar a los insectos que se colecten.
Fig. 16. Cámara letal: A) Sencilla, B) Con cianuro de potasio
Después de secarse completamente, se
limpian las paredes del exceso de yeso y se
protegen externamente el fondo y el cuello de la
cámara con cinta adhesiva tipo “masking tape”
(Fig. 16b). Esta cinta, además de protegerlo
contra pequeños choques, evita que se
disperse el cianuro como consecuencia de las
cuarteaduras y facilita encontrar el tubo si se
perdiera en el campo. Cuando la sustancia deja
de funcionar, debe enterrarse la cámara
profundamente o incinerarlo.
Muesca
Papel absorbente
A
Mezcla de Yesocon KCN
B
Masking tape
Aserrín
Corcho
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Técnicas de preservaciónExisten algunas sustancias, como el acetato de etilo, éter, cloroformo y cianuro
de potasio, que permiten por medio de los gases tóxico que emiten, sacrificar
adecuadamente a insecto de talla mediana a grande y de cuerpo no tan suave. Sin
embargo, cuando se trata de insectos de cuerpo blando, el medio más utilizado es el
alcohol al 70-95%, el cual se prepara con alcohol etílico o isopropílico diluido en agua
destilada. En la utilización de alcohol existe la desventaja que frecuentemente quema
las partes suaves de muchos insectos, sobre todo si estamos trabajando con estados
inmaduros, por lo cual es conveniente dejarlos de 48 a 72 hrs en líquido de Pampel
(que actuará como fijador) para posteriormente pasarlos a alcohol al 70-95%. El
líquido de Pampel se prepara al mezclar 27 partes de Alcohol al 96%, 11 partes de
formol al 5%, siete partes de ácido acético glacial y 55 partes de agua destilada.
Cuando se desea colectar insectos para estudios de anatomía interna, el mejor
fijador es el Bouin alcohólico. La fijación dura de 6 a 24 horas y posteriormente el
animal fijado se pasa a alcohol al 75%, donde puede mantenerse por un tiempo
prolongado. En el caso de insectos adultos de cubierta dura, conviene practicar
algunos pequeños orificios para que el líquido penetre bien. El Bouin alcohólico se
prepara diluyendo 1 g de ácido pícrico en 150 ml de alcohol al 80%. Al momento de
requerirse para sacrificar algún insectos, se debe mezclar con 60 ml de formol y 15 ml
de ácido acético glacial.
Otro fijador líquido utilizado en insectos colectados para fines de estudios de
anatomía interna es el líquido de Dietrich, el cual se obtiene al mezclar agua destilada
(55 ml), alcohol al 95% (35 ml), formol (10 ml) y ác. acético glacial (4 ml). La fijación
de un insecto mediante el líquido de Dietrich dura de 24 a 48 horas y después se pasa
por alcoholes de 50 y 70%, media hora en cada uno. Por último, se coloca al insecto
en alcohol al 85% para su conservación
23
24
Cuando se trabaja con estados inmaduros, es recomendable sacrificar y fijar los
ejemplares en solución KAAD. Los ejemplares pequeños deben permanecer en el
fijador durante un máximo de 30 minutos y los de mayor tamaño pueden mantenerse
hasta un máximo de 4 horas. Posterior a la fijación, se deben cambiar a alcohol al
70%. Para la preparación de la solución KAAD se mezclan queroseno (10 ml), alcohol
etílico al 96% (70 ml), ácido acético glacial (10 ml) y dioxano (10 ml).
Otra medio muy utilizado para fijar estados inmaduros es la solución XA, el cual
se forma mezclando en partes iguales xileno y alcohol etílico al 96%. Posterior a la
fijación (24 horas), las larvas o pupas se deben cambiar a alcohol al 70%.
El líquido de Khale, es utilizado para sacrificar y fijar los tejidos de larvas. Para
evitar que se endurezcan demasiado, deben retirarse pasados 2-8 días y cambiarse a
alcohol al 70%. El liquido de Khale se prepara mezclando alcohol etílico al 96% (28
ml), ácido acético glacial (4 ml), formol (11 ml) y agua destilada (57 ml).
Por último, dentro del grupo de medios líquidos, haremos referencia al agua
caliente (casi a punto de ebullición), que puede ser utilizado para matar y fijar larvas
de diversos grupos de insectos. Posteriormente se deberán colocar, como en los otros
casos, en alcohol al 70%.
Técnica para preservación de odonatos
Las libélulas tienen una coloración de origen químico a base de pigmentos
orgánicos que pueden ser dañados si no se utiliza una adecuada fijación de los
mismos. La técnica de preservación para estos insectos consiste en, una vez
capturado, se inyecta acetona en el tórax del insecto, procurando que la aguja penetre
longitudinalmente hasta la base del abdomen. Se coloca al ejemplar en una bolsa de
papel glasine con varias perforaciones y se sumerge totalmente en acetona durante
12-24 horas. Después se retira, seca y se cambia a otra bolsita para su almacenaje.
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Técnica para preservación de lepidópteros Una vez colectadas las mariposas y palomillas se inyecta la región ventral del
insecto, en la unión entre el tórax y el abdomen, una cantidad suficiente de un líquido
fijador que a continuación se describe: Mezclar ácido acético glacial (1 ml), formol (2
ml), glicerina (10 ml), alcohol etílico al 96 % (12 ml), nipasol sódico (5 ml) y agua
destilada (75 cc). Este líquido, además de matar, mantiene la elasticidad del insecto
y preserva las estructuras internas. La técnica es también aconsejable para cualquier
hexápodo voluminoso, especialmente para aquellos de abdomen bien desarrollado
como los megalópteros (e.g. Corydalus sp).
Para inyectar esta solución se recomienda utilizar una jeringa de 5 a 10 ml con
aguja corta y fina, de las utilizadas para insulina. Se debe inyectar sólo la dosis que
mate al animal, percibiéndose esto por la pérdida de movimiento. El exceso de líquido
puede escurrir hacia las alas que se perjudican con la glicerina. Los lepidópteros
sacrificados de esta manera deben tener las alas extendidas inmediatamente después
de la muerte pues, si las alas se endurecen cerradas, será muy difícil volver a abrirlas.
A falta de este fijador o en el caso de que los lepidópteros se tengan que montar
días después de su colecta, se puede inyectar alcohol al 96 %, amoniaco o gasolina
blanca.
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Transporte de los Insectos ColectadosTransporte de los Insectos Colectados
Una vez colectados y sacrificados los insectos, se deben de colocar en un recipiente
para su transporte al laboratorio. Para ello se utiliza un recipiente rectangular del tipo
“Tupper ware”, o bien puede usarse cajas de Petri para cuando colectamos insectos
pequeños. En estos recipientes se coloca en el fondo una capa de naftalina en polvo,
clorocresol o paraformol y después una capa de papel absorbente (servitoallas),
tratando de que la capa de papel sea un poco más grande que el fondo del recipiente,
esto con el fin de que los insectos no se caigan al fondo. Posteriormente se colocan
los insectos colectados, no olvidando adicionar una etiqueta con los datos de colecta.
Sobre lo anterior se coloca otra capa de papel absorbente y se sigue el mismo
procedimiento (Fig. 17).
Una alternativa al uso de papel absorbente en la formación de las capas, es la
utilización de tela “pellón” de grosor apropiado. Por último se aconseja el uso medido
de cristales de fenol diluidos en agua y aplicado con gotero a cada capa con insectos,
pues esto evita la aparición de hongos. Así mismo, la adición de gotas acetato de etilo
es recomendable.
Fig. 17. Medio de transporte para insectos colectados
Capa deNaftalina
Algodón
Capa de papelabsorbente
o pellón
Recipiente
Insectos colectados
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Montaje y ConservaciónMontaje y Conservación
La conservación de los insectos en colecciones entomológicas se refiere a las
técnicas empleadas para su adecuado almacenaje. De manera general podemos
indicar que existen tres métodos fundamentales de conservar a los ejemplares en una
colección de insectos: en seco, en líquido y en preparaciones permanente. A
continuación se detallan algunas de las técnicas más utilizadas en el montaje y
conservación de insectos con fines científicos.
Conservación en secoCuando los insectos llegan al laboratorio se encuentran secos y posiblemente
quebradizos, por lo que deben manipularse con mucho cuidado. En esta condición, se
recomienda antes de comenzar un proceso de conservación en seco, transferir los
insectos desde los recipientes donde fueron transportados a cajas de Petri y éstas a
su vez colocarlas en una cámara húmeda para el relajamiento de los insectos. La
cámara húmeda consiste en un recipiente grande de vidrio o plástico de boca ancha
(un desecador de vidrio es idóneo), con una capacidad de unos 5 l. Al recipiente se le
agrega una capa de arena húmeda en el fondo mezclándola con gotas de fenol para
evitar la formación de moho. Por encima de la arena se colocan algunas capas de
papel filtro. Al cerrarse herméticamente el recipiente, se forma una atmósfera
saturada de humedad dentro del recipiente que posibilita la rehidratación de las
articulaciones de los insectos. Lo anterior permite que los ejemplares se suavicen
gradualmente, sin embargo, no deben permanecer más tiempo del necesario, pues se
reblandecen demasiado o se pudren.
Una vez que los ejemplares están flexibles, es posible iniciar un proceso de
conservación en seco. Dentro de este tipo de conservación, la técnica más utilizada
es el empalamiento o montaje con alfileres entomológicos, los cuales deben
emplearse en insectos mayores de 5 mm de longitud y 2 mm de ancho.
Una vez que los insectos se encuentran lo suficientemente flexibles, se procede
al montaje de los mismos, atravesándolos con alfileres entomológicos. Los alfileres a
utilizar, son fabricados en acero con recubrimiento de cromo, níquel o en su defecto,
barnizados en negro; tienen diferentes diámetros y una numeración progresiva desde
los más delgados (#000) hasta los más gruesos (#7) y su utilización depende
directamente del tamaño y grosor del insecto a montar.
Para sostener los ejemplares se puede utilizar pinzas finas, delicadas y
flexibles; o a falta de éstas se usan los dedos. Deben obedecerse ciertas reglas
relativas al punto por donde debe penetrar el alfiler, las cuales son conocidas
internacionalmente (Fig. 18). Los sitios preestablecidos para cada grupo de insecto
(PEA: punto de inserción del alfiler), fueron elegidos por tres razones principales: 1)
Representan las partes más duras del insecto, 2) No se deterioran estructuras
importantes, y 3) Se acercan al centro de gravedad del insecto.
28Fig. 18. Sitios de colocación de alfiler A) Orthoptera; B) Diptera; C) Neuroptera; D) Lepidoptera; E) Homoptera; F)
Hemiptera; G) Coleoptera; H) Hymenoptera. PEA: Punto de inserción del alfiler
A B C D
E F G H
PEA
PEA
PEAPEA
El alfiler debe mantenerse en posición perpendicular a los ejes longitudinal y
transversal del insecto (Fig. 19). Una vez atravesado el insecto, se coloca el ejemplar
en la parte superior del alfiler, hacia el tercio superior. Lo anterior se consigue
utilizando el bloque de montaje (Fig. 20), que es una escalerilla de madera, con tres
escalones de una altura aproximada de 7, 15 y 25 mm respectivamente.
29
En el centro de cada escalón se halla un
agujero vertical por donde pasa el alfiler; de
acuerdo al tamaño o volumen del ejemplar se
utiliza uno de esos escalones del bloque. Este
instrumento es útil también para atravesar
etiquetas con los alfileres, con el fin de que
queden todas a una misma altura. Otro sistema
de uniformizar la altura de los insectos en los
alfileres es por medio de un cuadrito de
cartulina rígida de unos 5 cm, el cual lleva una
marca visible a los 8-10 mm, que es la medida
que deberá llevar del cuerpo del ejemplar al
borde de la cabeza del alfiler.
Los ejemplares de abdomen grande o
patas/antenas muy largas, deben apoyarse en
un soporte de cartulina, hasta secar
completamente. Otra opción es ir sosteniendo
las partes por medio de puentes que se forman
al cruzar en X dos alfileres. Las alas quedan
separadas del cuerpo, pero en posición natural.
Las patas y antenas permanecen simétricas y
apartadas ligeramente del cuerpo.
Fig. 20. Bloque de montaje
Fig. 19. Montaje con alfiler entomológico: A) Correcto; B) Incorrecto
A B
A B
8-10 mm
8-10 mm
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Fig. 21. Montaje de lepidópteros mediante extendedor
Una vez montados los insectos, secaran
lentamente y sus líquidos internos se pegan al
alfiler manteniendo fijo al ejemplar. Es por esta
razón que una vez seco, no debe intentarse
girar al insecto alrededor del alfiler, pues
quedara "flojo" y podrá incluso deslizarse hacia
abajo. De esta manera, lo que se conserva del
insecto es apenas su exoesqueleto; los órganos
estarán secos o habrán desaparecido.
Madera de balsa
Placa de corcho
PapelAlfileres
Para el caso de las mariposas, se clava un alfiler en el centro del tórax y los dos
pares de alas se colocan abiertas de modo que los bordes posteriores de las alas
anteriores queden perpendiculares al eje del cuerpo. (Fig. 21). Para el montaje de
lepidópteros se hace necesario el extendedor o restirador de mariposas. Este consta
de un soporte de madera sostiene una placa que permita la fácil inserción de los
alfileres (madera de balsa, plástico, silicón o corcho). Lateralmente el extendedor
posee dos placas longitudinales (madera) que dejan entre sí un canal donde se coloca
el insecto (Fig. 21).
Cuando el material colectado corresponde a insectos demasiado pequeños para
ser pinchados con un alfiler directamente, se debe realizar un doble montaje o
montaje con triángulo de papel (Bristol u opalina de 225 gr). Primeramente se
atraviesa el triángulo por su parte ancha con el alfiler. Posteriormente se dobla la
punta del triángulo ligeramente hacia abajo, formando un pequeño pliegue por donde
se fija al insecto por medio de una gotita de pegamento, tal como “shellac gel”
(pegamento soluble en alcohol), pegamento blanco “Resistol” (soluble en agua) o
esmalte incoloro para uñas. El insecto quedará pegado al triángulo por la parte pleural
o lateral (Fig. 22a).
Una alternativa al montaje anterior, es el montaje con minucias, las cuales son
diminutas agujas, las cuales son clavadas en barritas de materiales suaves y ésta a
su vez atravesadas con el alfiler convencional (Fig.22b).
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Cuando los insectos tienen alas que ocupan un gran espacio dentro de las cajas
entomológicas pueden conservarse en seco dentro de sobres de papel glasine
(celofán en su defecto), con las alas plegadas. Lo anterior facilita el almacenaje de los
ejemplares dentro de recipientes a modo de tarjeteros.
Conservación en líquidoLa técnica más empleada es la que emplea alcohol etílico al 70-95%. Si bien el
alcohol se utiliza en técnicas de preservación (fijación), hay que recordar que el etanol
es un conservador.
Conservación en preparaciones permanentesEste consiste en colocar el insecto en un portaobjetos plano o excavado,
después de que éste ha sido deshidratado en alcoholes (5-10 min en alcoholes de 35-
95%). Posteriormente se coloca en Euparol, el cual es una solución que aclara al
insecto y lo conserva. Una vez realizado lo anterior se coloca el cubreobjeto y se
presiona delicada pero firmemente la preparación a fin de evitar excesos de Euparol,
también puede calentarse para evitar burbujas. Los bordes de la preparación deben
sellarse con barniz de uñas. Es conveniente guardar estas preparaciones en posición
horizontal durante algunas semanas hasta que el sellador este completamente
endurecido.
Fig. 22. Montaje de pequeños insectos A) En Triángulos; B) Con minucias
A B
Minucia
Alfiler entomológico
Barrita de corcho
Alfiler entomológico
Triángulo de papel
MEXICO: ChiapasMpio: Tuxtla Gtz.2 Km N de Zoológico22/V/01. B. Gómez
Canthon femoralisChevrolat 1834
Det. B. Gómez, 2001
32
Rotulación (Etiquetado)Después de haber realizado todos los procedimientos para el buen
mantenimiento del ejemplar capturado en una colección entomológica, debemos
etiquetar al insecto con sus datos de captura. La rotulación del espécimen, no es más
que atravesar en el alfiler donde tenemos al insecto en cuestión, una etiqueta de
papel (opalina o papel especial) con los siguientes datos (mínimos) de captura: País,
estado, municipio, localidad, fecha y colector. La etiqueta para insectos puede tener
un tamaño de 8 X 18 mm y estar impresa o manuscrita con tinta china (Fig. 23). Los
rótulos, de preferencia no deben exceder el tamaño de los insectos montados.
Además de la etiqueta de captura, el insecto podrá ir acompañado de otra con
detalles sobre la ecología, forma de colecta, etc., por ejemplo: "en trampa de luz",
"sobre Quercus rugosa", "en copula", etc. Cuando se cuenta con la identificación
precisa del insecto, se anexa una etiqueta de determinación, con el nombre científico
de la especie, autor y año. En el caso de ser posible el sexo del insecto. Además del
nombre de quien determina y el año de determinación.
AlmacenajeEl almacenaje de los insectos, en el caso de los ejemplares montados en alfiler
entomológico (conservación en seco), se realiza por medio de cajas entomológicas.
La caja o gaveta entomológica usada preferentemente es de madera con tapa de
cristal.
Fig. 23. Tipos de etiquetas: A) Captura; B) Datos anexos; C) Determinación taxonómica
MEXICO: ChiapasMpio.: Tapachula2 km W Col. Morelos22/VI/02. R. Jones.
Phyllophaga tenuipilis
Det. B. Gómez. 1994.(Bates),1888.
*En maíz (Zea mays)*Trampa de luz.
A
B
C
33
El fondo donde se clavan los alfileres puede estar constituido de varias clases
de materiales: a) cartón corrugado y grueso; b) madera de balsa, más difícil de
conseguir y que tiene la desventaja de que no pueden atravesarse fácilmente los
alfileres delgados; c) corcho; d) hule espuma o unisel; e) plástico poroso (Plastiform).
Los insectos montados están sujetos a varios enemigos y efectos del medio,
contra los cuales el curador debe prevenirse. Los principales enemigos son los mohos
y pequeños insectos de los órdenes Psocoptera, Thysanura y Coleoptera
(Dermestidae). Un método muy usual y práctico para la prevención de artrópodos
dañinos, es la utilización de naftalina en bolitas que se adquieren fácilmente en
cualquier farmacia. Estas no deben permanecer sueltas en la caja, pues al rodar
destrozan los insectos montados. Para sujetar la naftalina a un lugar específico, se
calienta al rojo vivo la cabeza de un alfiler y se sumerge en la bolita de naftalina que,
al enfriar, permanece firmemente adherida. Posteriormente, el alfiler se clava en una
esquina de las cajas de colección.
Los insectos engrasados debido principalmente a la disolución de tejidos
adiposos, pueden limpiarse por inmersión en éter por uno o dos días; los insectos
enmohecidos, siempre y cuando no estén muy dañados y sean resistentes, pueden
limpiarse con un pincel fino mojado en éter o en una mezcla de xilol-éter.
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Cría y ManutenciónCría y Manutención
Durante la colecta el entomólogo tiene frecuentemente la oportunidad de recoger
huevos, larvas o ninfas de insectos que pueden criarse para la obtención de adultos.
La cría de insecto en el laboratorio no siempre es una tarea fácil; es preciso evitar
ataques de otros insectos y de hongos, además de enfrentar muchas otras
dificultades.
Los insectos que se van a criar, pueden mantenerse en recipientes de vidrio
(frascos, peceras, etc.), plástico o de madera, cubiertos con tul, tela de alambre o de
nylon. Así mismo, las trampas de emergencia del tipo caja o macetera, otorgan
excelentes resultados.
Los recipientes deben prepararse de tal forma que imiten, en lo posible, las
condiciones naturales. Deben aireares bien, recibir buena iluminación y tener
humedad adecuada. La alimentación debe ser abundante y las heces retiradas para
que no estorben o den margen al desarrollo de otros organismos. La experimentación
metódica del interesado será más seguro y eficiente para la obtención de resultados
satisfactorios.
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Referencias BibliográficasReferencias Bibliográficas
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Brown Company Publishers. Iowa, U.S.A.
Domínguez R., R. 1994. Taxonomía 2 (Neuroptera a Coleoptera), Claves y
Diagnosis. Universidad Autónoma de Chapingo. Parasitología Agrícola.
México.
Equihua M., A. & Anaya R., S. 1990. Estados Inmaduros de los Insectos.
Colegio de Postgraduados. México.
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animales. Universidad Nacional Autónoma de México. México.
Morón, M. A. y Terrón, R. 1984. Distribución altitudinal y estacional de los
insectos necrófilos de la Sierra Norte de Hidalgo, México. Acta Zoológica
Mexicana (N. S.) No. 3 : 1-47.
Morón, M. A y Terrón, R. 1988. Entomología Práctica. Instituto de Ecología, A.C.,
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Schauff, M. E. (Editor). Collecting and preserving insect and mites. Techniques
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http://www.sel.barc.usda.gov/selhome/collpres/contents.htm