Manejo, distribución y marcaje de animales de experimentación

Manejo, distribución y marcaje de animales de experimentación”

EXPERIMENTACIÓN ANIMAL

• La experimentación animal se define como una actividad que tiene como misión evidenciar o aclarar fenómenos biológicos sobre especies animales determinadas.

ANIMAL DE EXPERIMENTACIÓN

Se define como cualquier especie animal que, mantenido bajo determinadas condiciones controladas es utilizado como instrumento de medida en experimentación científica, desarrollo tecnológico e innovación, pruebas de laboratorio y docencia, para la generación de daos, los cuales son utilizados como información. (Ministerio de salud, 2008).

Grafica 1. Principales animales de experimentación.

MANEJO DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN:

RATA, RATÓN Y CONEJO

RATÓN

Imagen 1. Manejo adecuado del ratón. A. Captura y traslado de ratones, B. Sujeción con ayuda de rejilla, C. Sujeción con la mano izquierda. (Ministerio de salud, 2008).

A B C

De fácil cuidado y mantenimiento, por su tamaño pequeño

Bajo costo de manutención

Cepa definida

Diversidad de características especificas que sirven como modelo

Eficiencia reproductiva

Por su vida relativamente corta es excelente para su uso en ensayos crónicos de toxicología, microbiología, virología , farmacología

Corto tiempo de generación

Dificultad en la recolección de material biológico

Dificultad de administración de drogas

Dificultad en las técnicas quirúrgicas

RATA

Imagen 2. Manejo adecuado de la rata. A. Captura y traslado de la rata, B. Sujeción y traslado tomando la piel del cuello-lomo, C. Sujeción con la mano izquierda. (Kemp, 2000).

A B C

CONEJOA B

B‘Imagen 3. Manejo adecuado del conejo. A. Captura del conejo, B. Sujeción y traslado tomando de la piel del cuello-hombros, C. Conejo colocado en cepo. (University of Washintong,2016).

c

Es de fácil cuidado y mantenimiento

Su reproducción es muy rápida

Su alimentación es sencilla por sus hábitos alimenticios

Su costo es bajo

Es factible para administrar una droga por vía intravenosa o bien para obtener muestras sanguíneas

Tiene calidad y cantidad de anticuerpos

Dificultad en el manejo por su tamaño

Mas propensos a una variedad de enfermedades

DISTRIBUCIÓN DE LOS ANIMALES DE

EXPERIMENTACIÓN

DISEÑO ALEATORIO• La asignación de individuos a grupos experimentales se basa sobre

la probabilidad equitativa.

• La elección no debe considerar la subjetividad del experimentador.

DISEÑO DE LA CULEBRA JAPONESA• Ordenar de manera decreciente los valores de alguna variable

medida en los animales.

• Se realiza una tabla con el numero de lotes a trabajar.

• Se acomodan los valores en dirección horizontal de mayor a menor, simulando el movimiento de una culebra

Imagen 4. Distribución de animales en lotes utilizando el método de la culebra japonesa

MARCAJE DE ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

• El marcaje nos ayuda a tener una identificación rápida de los animales sobre todo para estudios a mediano y largo plazo . La NOM-062-ZOO(1999) es la que nos indica mediante tablas las recomendaciones de marcado de los animales del laboratorio según la especie y duración del estudio. (arriaga y col.,2015)

TARJETAS DE LAS JAULAS DE LOS ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN

• Las tarjetas se utilizan principalmente para colocarlas en las jaulas o cajas. Como marcas naturales se consideran las características fenotípicas que sean fácilmente detectables como : especie ,cepa ,edad , genero, numero de animales, responsable del proyecto y procedimiento experimental. (NOM-062-ZOO, 4.6,y Dahlborn, et al.,2013).

MÉTODOS DE MARCAJE

Físico/directo Físicos /indirectos Químicos Biológicos)

Corte de pelo libretas tatuajes especie

Perforaciones tarjetas colorantes Marcas naturales

Muescas en orejas aretes fotografías sexoMutilación collares - color

Tatuaje eléctrico pulseras - edad

- chip - -

Cuadro 1.métodos de marcaje de animales según su característica. . Fuente:.(NOM-062-ZOO,4.6

Cuadro 2. Tipos de marcas usadas en animales utilizados en el laboratorio para su identificación.Escritos en la NOM-062-ZOO(1999)

Especie Tipo de marca Zona donde se aplica

Ratón y Rata •Colorantes •Perforaciones y muescas

auriculares ,Implantación de “chips”

•Tatuaje (tipo pinzas o eléctrico)

Pelaje Orejas

Parte superior interna de la orejaCola

Conejo •Colorantes •Aretes

•Abrazaderas •Bandas

Pelaje Orejas Patas

Las sustancias colorantes o tinturas Sólo se recomiendan en casos de identificaciones temporales, en un tiempo no mayor de 20 días y usar colorantes que no sean tóxicos para los animales. Las sustancias que se pueden utilizar son: solución saturada de ácido pícrico, fuscina fenicada, azul de metileno, violeta de genciana, etc.

Las perforaciones y muescas Se necesitan pinchas o ponchadores, estas se aplican en las orejas de ratas, ratones y porcinos principalmente, de acuerdo a un código preestablecido.

Los pendientes o aretes Se colocan en la(s) oreja(s) y pueden ser de plástico o bien de metal. En ellos se graban o insertan letras, números o una combinación de ambos para facilitar la identificación.

Tatuajes se introduce tinta en las capas intradérmicas de la cola; con la misma aguja estéril se pueden marcar hasta 50 ratones, pero se debe desinfectar entre ratón y ratón; aunque el método es permanente, la marca se puede hacer borrosa, después de cierto tiempo

Los métodos aceptables en la NOM-062-ZOO y recomendados por el Comité de Bioética (ComBioet) del Instituto de Biotecnología (IBt) son los siguientes

Fuente: NOM-062-ZOO (1999)

Para cuales experimentos se usan los marcajes:.

Experimentos AGUDOS : Duración de 3 a 8 horas.

Experimentos CRONICOS: Duran semanas ó meses.

Método del manchado

Método de perforaciones en las orejas

Cuadro 3. Otras consideraciones para la elección del método de identificación de los animales de laboratorio. Fuente: Dahlborn, et al., 2013

Métodos de identificación

Numero de códigos

Edad (semanas) Anestesia Dolor (D)Malestar (M)

Otras consideraciones o

medidasTinción piel 10 colores Apartar de 2

semanas NO M Bajo costo

Tinción pelo 5 colores 2 NO M Bajo costo

Perforaciones muescas (oreja)

Cientos 2 NO D Asepsia y material para ADN

Tatuaje (cola) Cientos 4 NO D Asepsia

Transmisores subcutáneos

Infinito Destete SI D Asepsia, cerrar herida, usar chip tamaño

segúntamaño animal,

revisar reacciones

OBJETIVOS

• Aprender el manejo correcto y adecuado de los animales de uso más frecuente en el laboratorio.

• Conocer y comparar dos métodos de distribución de animales de experimentación.

• Conocer los métodos de marcaje de los animales de experimentación.

HIPÓTESIS • Al emplear el método de la culebra japonesa como método de

distribución de nuestros animales se espera una variación mínima tanto en los promedios como en errores estándar obtenidos de los pesos en ratas y ratones. Ya que este método consiste en ordenar de manera decreciente alguna característica de los animales utilizados siendo un método más eficiente. Con el adecuado manejo de animales se esperan resultados mas homogéneos en futuras practicas sin infligir dolor innecesario a la especie en manipulación

RESULTADOS

CONCLUSIONES • Se adquirió practica y un adecuado manejo de animales de

laboratorio de mayor uso como lo son la rata, ratón y conejo; además de que no necesariamente mayor tamaño significa mas facilidad de manejo.

• Se aprendieron los métodos de marcajes correspondientes para la distinta duración de una prueba.

• Conocimos y pusimos en práctica los métodos de distribución de animales: el diseño aleatorio y el método de la culebra japonesa, comparando ambos métodos, determinamos que el método de la culebra japonesa da lotes es más homogéneos para la distribución de los animales de experimentación.

BIBLIOGRAFÍA

• Díaz Peñalver, Natalia, Manual de Gestión de los Residuos Especiales de la universidad de Barcelona, Universidad de Barcelona, Barcelona, España, 200.

• Ministerio de Salud. 2008. Guía de manejo y cuidado de animales de laboratorio: ratón. Instituto Nacional de Salud, Lima, Perú. pp 7, 39-41

• Kemp RW, 200. Chapter 3. Handling anrestrint. En: Krinke, J. G. (editor). The laboratory rat. Handbook of experimental animals. ELSEVIER. pp 35-39

• University of Washintong. 2016. Animal Use Training Session Rabbit Lab Handout. Washintong, D. C. ( Acceso: 16 de Septiembre de 2016). Disponible en: https://depts.washington.edu/auts/Rabbit%20Lab%20Handout%205-13-16.pdf

INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONALESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS

DEPARTAMENTO DE FARMACIALABORATORIO DE FARMACOLOGÍA GENERAL Y

QUIMIOTERAPIA

PRÁCTICA 1B. VÍAS DE ADMINISTRACIÓN Y OBTENCIÓN DE MUESTRAS SANGUÍNEAS EN LOS

ANIMALES DE EXPERIMENTACIÓN.EQUIPO: 2 GRUPO: 6FM2 PERIODO 17-1

INTEGRANTES:ALVARADO MARTÍNEZ AIDEE ITZELORTIZ ÁNGELES MIRIAM BERENICE

PAZ CAYETANO VERÓNICA RAMÍREZ CAMPOS JORGE IRVING TREJO ESPINOSA NADIA ESTHER

Sublingual

Oral

Rectal

Via enteral

Vía parenteralSubcutánea

Intradérmica

Intraperitoneal

Intraarterial IntratecalTópica

Inhalatoria

Intravenosa

Intramuscular

VÍA ORALLa absorción de los fármacos en el tracto gastrointestinal.❖ Propiedades fisicoquímicas de los fármacos.

Estomago pH acido Intestino pH casi neutro - Vellosidades intestinales - Irrigación sanguínea

La mucosa: impermeable a las formas ionizadas.

Los fármacos

Ácidos

Básicos

En medio acido se disocian

poco y son bien adsorbidos

En medio acido se disocian

mucho y son mal

adsorbidos

❖ Difusión simple la mayoría.❖ Transporte activo (metildopa).

Ventajas:❖ No requiere 3 personas.

❖ Tratamientos prolongados.❖ Casi todas las formas farmacéuticas.

❖ Puede ser retirado.

Desventajas:❖ Sustancias irritantes.

❖ Personas inconcientes.❖ TIEMPO DE LATENCIA 30-60 min.❖ Medicamentos de origen proteico.

EFECTO DE PRIMER PASO

CUBIERTA ENTÉRICA

CONEJO

RATA Y RATÓN

VÍA INTRAVENOSA EN CONEJOS

VÍA INTRAVENOSA EN RATAS

VÍA INTRAVENOSA EN RATONES

VÍA SUBCUTÁNEA (s.c.)

● Tejido celular subcutáneo.● Se utiliza con frecuencia.● Aplicación.● Volúmenes pequeños (1mL).● Velocidad de absorción.● Es rápida para soluciones acuosas, ● Lentas para las preparaciones en suspensión. ● No aplicar soluciones oleosas o compuestos

insolubles.

● Levantar la piel con el dedo pulgar e índice.

● Paralelamente.● “abultamiento”

RATÓN Y RATA

● Inyección subcutánea significa que la inyección debe darse debajo de la piel, es decir en la cavidad que hay entre la piel y el músculo.

CONEJO

PUNCIÓN CARDÍACA❖ La técnica es sencilla y rápida, se

recomienda la anestesia del animal (inhalatoria con isofluorano al 5%).

❖ Lugar de inyección:

❖ Bajo la primera costilla, entre 0,3 y 0,8 cm del manubrio del esternón,1

❖ Después de la extracción, se retira la aguja y se aplica una presión en el sitio de inyección durante unos 30 segundos. 1

PUNCIÓN DEL SENO RETRO-ORBITALÚtil cuando no exista un método alternativo.1

La realiza personal cualificado.1 Se puede usar anestesia antes de la extracción.1

PUNCIÓN DE LA VENA MARGINAL1

REFERENCIAS.▶ 1.-Sociedad para la ciencia de animales de laboratorio.www.oc.lm.ehu.es [Internet]. España.

[citado el 26/09/16] Disponible en: http://www.oc.lm.ehu.es/Fundamentos/doctorado/cursos/CirExp/F-076.PDF

▶ http://www.univ.trieste.it/~servpoli/stabpst.m1v

▶ FARMACOLOGIA GENERAL Tercera edicion Textos universitarios 2013 pag 77-85