LAS AGUAS RESIDUALES HOSPITALARIAS COMO PUERTA DE SALIDA INCONTROLADA DE RESISTENCIAS A ANTIMICROBIANOS

PROYECTO PGIDIT03TAM03E

TÍTULO: “LAS AGUAS RESIDUALES HOSPITALARIAS

COMO PUERTA DE SALIDA INCONTROLADA

DE RESISTENCIAS A ANTIMICROBIANOS”

MEMORIA FINAL JUSTIFICATIVA DE LOS TRABAJOS

REALIZADOS

Años 2004-2005

Aquagest S.A. Laboratorio de Microbiología.

Instituto de Investigación y Análisis Alimentarios. Universidad e Santiago de Compostela

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INDICE

INTRODUCCIÓN OBJETIVOS METODOLOGÍA

MUESTREO DE AGUAS RESIDUALES MUESTREO DE AGUAS DEL RÍO Y DEL BANCO MARISQUERO DE CARRIL ANÁLISIS MICROBIOLÓGICOS RELACIÓN EPIDEMIOLÓGICA ENTRE LAS CEPAS DE E. COLI RESISTENTES

AISLADAS DE LOS DIFERENTES TIPOS DE MUESTRAS DE AGUA RESULTADOS

MICROORGANISMOS PRESENTES EN LAS AGUAS ANALIZADAS EN CADA

MUESTREO PATRONES DE RESISTENCIA DE LOS MICROORGANISMOS. MICROORGANISMOS RESISTENTES EN AGUAS RESIDUALES MICROORGANISMOS RESISTENTES EN AGUAS DEL RÍO SAR Y BANCO

MARISQUERO DE CARRIL RELACIÓN EPIDEMIOLÓGICA ENTRE LAS CEPAS DE E. COLI RESISTENTES

AISLADAS DE LOS DIFERENTES TIPOS DE MUESTRAS DE AGUA CONCLUSIONES REFERENCIAS

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INTRODUCCIÓN

El desarrollo y diseminación de propiedades de resistencia a

antimicrobianos está generando una preocupación creciente por los problemas

que plantea: las bacterias resistentes producen infecciones más difíciles de

tratar, más difíciles de controlar, requieren antimicrobianos más difíciles de

conseguir que, encima, resultan ser más caros y, con frecuencia, más tóxicos.

En consecuencia, no es exagerado afirmar que estas propiedades de

resistencia se está convirtiendo, si es que no lo es ya, en un problema

sanitario, ecológico y económico de gran envergadura. Por dar un ejemplo

numérico, se estima que las infecciones causadas por bacterias resistentes en

Estados Unidos de América, originan un sobrecoste del orden de los cuatro mil

millones de dólares. Por lo tanto, no puede extrañarnos que sucesivos

llamamientos y posicionamientos de organismos nacionales e internacionales

(American Academy of Microbiology, OMS, Codex Alimentarius, Oficina Internacional de

Epizootias, etc.), reclamen nuestra atención sobre lo que, en palabras de David

Byrne, Comisario Europeo para la Salud y Protección del Consumidor, es un

problema multifactorial que requiere una aproximación multisectorial.

Pese a la existencia de algunos datos que lo ponen en duda, está

ampliamente aceptado que las propiedades de resistencia aparecen como

consecuencia de la presión selectiva que ejerce el uso inadecuado de

antibióticos en seres humanos, animales, acuicultura y plantas. Desde

cualquiera de estos campos de aplicación, las resistencias pueden

diseminarse, produciendo los efectos indeseables que conocemos. Por tanto,

parece lógico que se afirme que si el uso que se hace de los antibióticos en

estos campos fuese prudente, sin duda que ayudaría a contener la

diseminación de estas propiedades.

El uso de antibióticos en general y los de última generación en

particular, es obligado en centros sanitarios de atención especializada. Estos

centros disponen de sistemas de eliminación de residuos sólidos bien

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implantados, pero, pese a que deberían contar con sistemas especiales de

tratamiento de sus aguas residuales, suelen descansar en último término en las

estaciones de depuración de aguas residuales (EDAR) de las poblaciones en

las que están asentados, para resolver el problema que representa la especial

composición de los residuos líquidos que liberan. Sin embargo, las EDAR, en

particular las que se limitan a hacer un tratamiento secundario (la mayoría), no

son totalmente eficaces para asegurar la reducción de la carga microbiana, de

ahí que estos residuos fecales hospitalrios deberían de tratarse de forma

separada y particularizada.

Entre los microorganismos indicadores de contaminación fecal,

Escherichia coli es considerado como uno de los más adecuados para detectar

la presencia de residuos de origen fecal en ecosistemas acuáticos (Mclellan y

col., 2001; Scott y col., 2002). De la misma forma, los enterococos también son

considerados como buenos indicadores de polución fecal, especialmente en

ambientes marinos (Scott y col., 2002).

La producción de β-lactamasas de amplio espectro entre las

enterobacterias, en particular E. coli o Klebsiella penumoniae, ha emergido

como un importante mecanismo de resistencia a los antibióticos β-lactámicos

(que representan en torno al 50% de los antimicrobianos consumidos) que ha

conducido en los últimos años a un incremento de las infecciones producidas

por estos microorganismos, los cuales además adquieren resistencia a otros

grupos de antimicrobianos (Spanu y col., 2002). Por otra parte, el extensivo

empleo de antibióticos glicopeptídicos ha conducido a un incremento selectivo

de enterococos resistentes a la vancomicina en el intestino del hombre, que a

su vez son resistentes a otros agentes antimicrobianos (Tomita y col., 2002).

De acuerdo con lo expuesto, una parte más o menos importante de los

miembros de E. coli o Enterococcus presentes en las aguas residuales

hospitalarias estarán dentro del grupo de los E. coli productores de β-

lactamasas (ECPL) y de enterococos resistentes a la vancomicina (ERV).

El proyecto PGIDIT03TAM03E “Las aguas residuales hospitalarias

como puerta de salida incontrolada de resistencias a antimicrobianos”

comprendió un periodo de ejecución de 2 años contabilizados a partir del 29 de

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octubre de 2003, fecha en la que se publicó en el D.O.G. (nº 210) la resolución

de 21 de octubre de 2003 por la que se adjudican las ayudas correspondientes

al Programa de Tecnologías Ambientales del Plan Gallego de Investigación,

Desarrollo e Innovación Tecnológica convocadas en el anexo II de la Orden del

28 de febrero de 2003 (D.O.G. de 13 de marzo).

De acuerdo con la Orden del 28 de febrero de 2003 (D.O.G. de 13

de marzo), las ayudas se computarán a partir de la adjudicación de las mismas.

En este caso, el desarrollo del proyecto comprendió el periodo de tiempo de 2

años a contar desde el 29 de octubre de 2003 hasta el 28 de octubre de 2005.

Es decir, el proyecto se llevó a cabo en tres ejercicios económicos: años 2003,

2004 y 2005.

Este proyecto se planteó con el principal objetivo de demostrar que

las aguas residuales de los centros hospitalarios contienen organismos

portadores de resistencias a antimicrobianos, que no sólo son capaces de

sobrevivir en el ambiente al que son liberados, sino que pueden superar los

tratamientos secundarios de las EDAR, pudiendo aparecer en aguas

destinadas al cultivo de moluscos y en los propios moluscos, por lo que

deberían de ser sometidas a un tratamiento específico y particularizado que

elimine la posibilidad de esta diseminación.

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OBJETIVOS

Para alcanzar este objetivo principal, se propuso el presente

proyecto cuyo plan de trabajo se ha diseñado con el objeto de:

1. Investigar la presencia de bacterias con un probable origen hospitalario

en agua, sedimentos y moluscos presentes en los bancos

marisqueros de la desembocadura del río Ulla en la Ría de Arousa.

2. Evaluar la capacidad de los microorganismos multirresistentes de

origen hospitalario para atravesar la barrera de la estación

depuradora de aguas residuales (EDAR) de Silvouta en Santiago de

Compostela.

3. Estudiar la incidencia de microorganismos multirresistentes

característicos de un vertido hospitalario en los residuos fecales del

Complejo Hospitalario Universitario de Santiago de Compostela.

4. Analizar las características genotípicas de los microorganismos

multirresistentes aislados a partir de los diferentes tipos de muestras

(agua residual, agua de río, agua de mar, sedimentos y moluscos) con

el objeto de establecer la relación epidemiológica existente entre los

microorganismos presentes en los residuos fecales del Complejo

Hospitalario Universitario de Santiago de Compostela, en el efluente

de la EDAR y en los bancos marisqueros de la desembocadura del río

Ulla en la Ría de Arousa.

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METODOLOGÍA

Muestreo de aguas residuales

Para la detección de la presencia de diferentes grupos de bacterias

resistentes a agentes antibacterianos se llevó el muestreo de agua residual en

los efluentes de diferentes hospitales de Santiago de Compostela, así como en

el influente y efluente de la EDAR de Santiago de Compostela:

Durante este tiempo se llevarón a cabo los siguientes muestreos:

Invierno: 16 de enero y 11 de febrero de 2004.

Primavera: 14 y 22 de abril de 2004.

Otoño: 17 y 24 de septiembre de 2004.

Invierno: 3 y 10-11 de febrero de 2005.

Verano: 17 y 24 de junio de 2005.

En el primer muestreo se recogieron muestras en los siguientes puntos:

CG CHUS: colector general, punto localiza antes de la conexión con el

efluente del Complejo Hospitalario Universitario de Santiago.

CHUS 1: efluente del Complejo Hospitalario Universitario de Santiago en

la carretera de Noia secundaria.


la carretera de Noia principal.


la carretera de la rúa Hospicio.

PROV: efluente del Hospital Principal de Conxo (Santiago ).

CG PROV: colector general, punto localiza antes de la conexión con el

efluente del Hospital Principal de Conxo (Santiago).

EDAR-I: influente de la EDAR de Santiago de Compostela.

EDAR-E: efluente de la EDAR de Santiago de Compostela.

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Como conclusión de este muestreo, en la primera de las reuniones de

coordinación, se llegó a las siguinetes conclusiones:

• Reducir el número de puntos, eliminando el colector antes del vertido del

hospital provincial ya que se supone que el las características del agua

residual urbana no deben variar sustancialmente de un colector a otro.

• Unificar el vertido del hospital clínico convirtiéndolo en un único punto de

muestreo porque lo que importa es la concentración total de vertido.

• Realizar muestreos integrados que es lo que figura en la memoria del

proyecto.

En el segundo muestreo se recogieron muestras en los siguientes puntos:

CG CHUS: colector general, punto localiza antes de la conexión con el






PROV: efluente del Hospital Principal de Conxo (Santiago ).

EDAR-I: influente de la EDAR de Santiago de Compostela.

EDAR-E: efluente de la EDAR de Santiago de Compostela.

Como conclusión de este segundo muestreo, en la segunda de las reuniones

de coordinación, se llegó a las siguinetes conclusiones:

• Los muestreos deben ser integrados durante 24 horas.

• La muestra del efluente de Silvouta debe tomarse con un retardo de 16

horas para asegurarse que el agua que se muestrea es la que ha estado

entrando durante el muestreo en el influente..

• Desehar los datos obtenidos en el muestreo de enero-febrero y realizar

de nuevo el muestreo invernal durante el año 2005.

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En el mes de Octubre se realizó un tercer muestreo, integrado durante 24

horas utilizando tomamuestras automáticos. Este ha sido un grave

inconveniente ya que en los puntos de vertido de los hospitales clínico y

provincial no existe toma eléctrica y deben dejarse los equipos sin protección y

a la intemperie. En el vertido del hospital Gil-Casares es imposible efectuar

este tipo de muestreo toda vez que el vertido se encuentra situado en el centro

de una calle con elevado tráfico y la utilización de un tomamuestras en este

punto originaría el corte del tráfico en la misma. Además, como la muestra del

efluente de la planta depuradora debe tomarse con retardo, la duración del

muestreo se ha prolongado durante tres días

En el tercer muestreo se recogieron muestras en los siguientes puntos:

CG-T3: colector general, punto localiza antes de la conexión con el


CHUS T4: efluente del Complejo Hospitalario Universitario de Santiago en


PROV-T1: efluente del Hospital Principal de Conxo (Santiago ).

EDAR-IN-T5: influente de la EDAR de Santiago de Compostela.

EDAR-EN-T6: efluente de la EDAR de Santiago de Compostela.

En las fotografías que se muestra a continuación, se puede ver la dificultad de

la colocación de tomamuestras. La primera refleja la situación de toma de

muestra en el vertido del hospital clínico y la segunda la “selva” en la que se

encuentra el vertido del hospital provincial. Además de los problemas físicos de

la colocación de tomamuestras, es necesario verificar cada poco tiempo el

funcionamiento de los mismos y comprobar que las campanas de aspiración no

están tupidas por trapos, balletas u otros materiales.

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En el cuarto y quinto muestreo, ya unificados los criterios de muestreo, se

recogieron muestras en los siguientes puntos:

CG-T3: colector general, punto localiza antes de la conexión con el


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PROV-T1: efluente del Hospital Principal de Conxo (Santiago ).

EDAR-IN-T5: influente de la EDAR de Santiago de Compostela.

EDAR-EN-T6: efluente de la EDAR de Santiago de Compostela.

Muestreo de aguas del río y del banco marisquero de Carril

Para la detección de la presencia de diferentes grupos de bacterias

resistentes a agentes antibacterianos se llevó el muestreo de agua en los

siguientes puntos:

ADEP: aguas arriba de la depuradora de aguas residuales urbanas de

Santiago de Compostela.

BERTAM: Agua del río Sar, a la altura de Bertamiráns.

SAR-ULLA: Agua del río Sar, inmediatamente antes de la desembocadura

en el río Ulla.

CARRIL: Agua en 5 puntos del banco marisquero de Carril.

Además en Carril también se llevó a cabo el muestreo de

sedimentos y berberechos.

Durante este tiempo se llevarón a cabo muestreos en las siguientes fechas:

- 13 de abril de 2005.

- 27 de abril de 2005.

- 12 de mayo de 2005.

- 30 de mayo de 2005.

- 22 de junio de 2005.

- 06 de julio de 2005.

Análisis microbiológicos

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En todas la muestras de agua, sedimentos y berberechos se evaluó

la presencia de los siguientes grupos de bacterias resistentes a agentes

antibacterianos:

- Coliformes totales, E. coli y E. coli productores de β-lactamasas (ECPL).

- Enterococos y Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV).

El aislamiento de coliformes totales y de E. coli ECPL a partir de las

muestras de agua se llevó a cabo mediante la inoculación de 1 ml de diferentes

dicluciones decimales en agar Coli-ID e incubación a 35 ºC/24 h (Araujo y col.,

2001). En todos los casos, el agar Coli-ID se suplementó con 2 µg/ml de los

siguientes agentes antibacterianos especificados por el Comité Nacional sobre

Estándares de Laboratorios Clínicos de EEUU para la selección de bacterias

productoras de β-lactamasas (ver, Steward y col., 2001): cefpodoxima,

ceftazidima, aztreonan, cefotaxima y ceftriaxona. A mayores en los muestreos

posteriores al primero, se empleó la gentamicina como antibiótico adicional.

Cuando fue necesario, con el objeto de aumentar la sensibilidad del análisis,

las muestras se inocularon en medio de enriquecimiento caldo lauril triptosa

suplementado con los mismos agentes antibacterianos empleados en el agar

Coli-ID. Tras la incubación de este medio de cultivo a 35ºC/48 h (APHA, 1998),

se inocularon alícuotas del mismo en agar Coli-ID suplementado con

antibióticos.

Tanto con los sedimentos como con las muestras de berberechos,

se inocularon porciones de 100 g de muestra en medio de cultivo apropiado.

La confirmación de la producción de β-lactamasas por las cepas aisladas a

partir del agar Coli-ID suplementado se llevó a cabo mediante el test

especificado por Steward y col. (2001).

El aislamiento de Enterococos ERV a partir de las muestras de agua

se llevó a cabo mediante la inoculación de 1 ml de diferentes dicluciones

decimales en agar Slanetz-Bartley e incubación a 35 ºC/48 h (Norma ISO 7899-

2). En todos los casos, el agar Slanetz-Bartley se suplementó con 32 µg/ml de

vancomicina (Murray y col., 1995).

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Relación epidemiológica entre las cepas de E. coli resistentes aisladas de

los diferentes tipos de muestras de agua

Las cepas de E. coli resistentes se sometieron a un análisis

genotípico mediante la técnica de electroforesis en campo pulsado. En total se

analizaron 200 cepas de E. coli.

Para llevar a cabo este análisis se siguió el Protocolo de PulseNet

de junio de 2004 con algunas modificaciones propias

(http://www.cdc.gov/pulsenet/protocols/ecoli_salmonella_shigella_protocols.pdf)

Brevemente, el procedimiento consistió en sembrar las cepas en un

medio general (TSA) para su crecimiento. Al cabo de 24 horas, se procedió a la

preparación del DNA integrado en bloques de agarosa. Para ello, se prepara

una suspensión celular ajustada a 1,4 en 500 µL de un tampón con Proteinasa

K. Esta suspensión se mezcla a partes iguales con agarosa al 1% licuada

dentro de un molde, y se deja solidificar unos minutos. Tras estos pasos, se

realiza un lavado durante 2 horas, a 54 º C con tampón de lisis con Proteinasa

K. Después de este lavado, se realizan dos lavados de 10 minutos con agua

destilada estéril a 50 ºC, y tres lavados a 50 ºC durante 10 minutos con tampón

TE. Posteriormente, se sustituye el TE, por TE nuevo y se deja a 4 ºC hasta el

día siguiente.

El siguiente paso es la digestión del DNA que se encuentra en el

bloque de agarosa. Antes de iniciar este proceso, se realiza un cambio del TE

en el que tenemos guardado el bloque a 4 ºC, y se deja durante 1h a 4 ºC.

Después, se extrae el bloque del tubo, se corta un trozo y se introduce en un

tubo eppendorf para que se incube durante 30 minutos con el tampón de

digestión del enzima. El resto de bloque se devuelve al tubo con TE y a 4 ºC.

Pasados los 30 minutos, se retira el tampón de digestión y se añade nuevo

tampón de digestión junto con el enzima, en el caso de E. coli, Xba I. Se deja

incubar toda la noche a 37 ºC. Al día siguiente, se prepara un gel con azarosa

al 1,2 %, en el que se cargan los trozos de bloque que han estado digiriendo

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toda la noche. Este gel se somete a electroforesis en campo pulsado bajo las

siguientes condiciones:

Pulso inicial: 2,2

Pulso final: 54,2

Tiempo: 22 h

Temperatura: 14 ºC

Gradiente: 6 v/cm2

Transcurrido el tiempo marcado en el programa, se procede a la

tinción del gel mediante bromuro de etidio, y a su visualización mediante UV. A

continuación se captura la imagen que se guarda para el posterior análisis

mediante mediante el sistema de documentación y análisis de imagen GEL

DOC 2000 (Bio-Rad) y los programas “quantity one” y “diversity database”.

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RESULTADOS

MICROORGANISMOS PRESENTES EN LAS AGUAS ANALIZADAS EN CADA MUESTREO

En este apartado se exponen os resultados que se han obtenido en cada

uno de las figuras que se muestran a continuación:

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

log

(ufc

/mL)

CT

Provincial Conxo Rúa Hospicio Colector Antes CHUS Chus Carretera NoiaPrincipal

Silvouta Entrada EDAR Silvouta Salida EDAR

Origen

Coliformes totales

16/01/2004

09/02/2004

13/04/2004

21/04/2004

15/09/2004

22/09/2004

03/02/2005

10/02/2005

17/06/2005

23/06/2005

Figura 1. Recuentos de coliformes totales obtenidos en los diferentes muestreos

efectuados.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

log

(ufc

/mL)

E. c

oli



Origen

Escherichia coli

16/01/2004

09/02/2004

13/04/2004

21/04/2004

15/09/2004

22/09/2004

03/02/2005

10/02/2005

17/06/2005

23/06/2005

Figura 2. Recuentos de Escherichia coli obtenidos en los diferentes muestreos

efectuados

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0

1

2

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5

6

7

8

9

log

(ufc

/mL)

EF



Origen

Enterocos

16/01/2004

09/02/2004

13/04/2004

21/04/2004

15/09/2004

22/09/2004

03/02/2005

10/02/2005

17/06/2005

23/06/2005

Figura 3. Recuentos de enterococos obtenidos en los diferentes muestreos

efectuados

PATRONES DE RESISTENCIA DE LOS MICROORGANISMOS.

Los patrones de resistencia de algunos de los microorganismos

aislados, en los diferentes puntos de muestreo se representan en las figuras

que siguen a continuación. Se trata de valores medios de resistencia de los

diferentes microorganismos de cada especie aislados en cada uno de los

puntos que se indican en los gráficos.:

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E.coli

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

AMO PIC TIC TCC CFT TSU GEN CIP

% R

esis

tenc

ia

CHUS NOIA SECUNDARIA

CHUS NOIA PRINCIPAL

CHUS HOSPICIO

PROVINCIAL CONXO

SILVOUTA ENTRADA

SILVOUTA SALIDA

COLECTOR ANTES PROVINCIAL

COLECTOR ANTES CHUS

CEPA

AMO Amoxicilina (8-16 mg/L) PIC Piperacilina (16 mg/L) TIC Ticarcilina (16 mg/L) TCC Ticarcilina/Clav. Ac (16/2 mg/L) CFT Cefalotina 1G (8 mg/L) TSU Cotrimoxazol (2/38 mg/L) GEN Gentamicina (4 mg/L)CIP Ciprofloxacina 1-2 mg/L)

Figura 4. Resistencias a diferentes antibióticos en e. coli aisladas en los diferentes

puntos de muestreo.

Klebsiella spp.

0102030405060708090

100

AMO AMC PIC TZP TIC TCC CFT CXT CTX CAZ FEP CXM MERO IMI TSU TOB AKN GEN NET CIP

% R

esis

tenc

ia


CHUS NOIA PRINCIPAL

CHUS HOSPICIO

PROVINCIAL CONXO

SILVOUTA ENTRADA

SILVOUTA SALIDA

COLECTOR ANTES PROVINCIAL

COLECTOR ANTES CHUS

AMO Amoxicilina (8-16 mg/L) CXT Cefoxitina (8mg/L) TSU Cotrimoxazol (2/38 mg/L) AMC Amoxicilina/Clav. Ac (8/4-16/8 mg/L) CTX Cefotaxima (8-32 mg/L) TOB Tobramicina (4 mg/L) PIC Piperacilina (16 mg/L) CAZ Ceftazidima (8-16 mg/L) AKN Amikacina (16 mg/L) TZP Piper+Tazobactama (16/4 mg/L) FEP Cefepima (8-16 mg/L) GEN Gentamicina (4 mg/L)TIC Ticarcilina (16 mg/L) CXM Cefuroxima (8 mg/L) NET Netilmicina (8 mg/L)TCC Ticarcilina/Clav. Ac (16/2 mg/L) MERO Meropenem (4 mg/L) CIP Ciprofloxacina 1-2 mg/L)CFT Cefalotina 1G (8 mg/L) IMI Imipenem (4 mg/L)

Figura 5. Resistencias a diferentes antibióticos en Klebsiella spp aisladas en los

diferentes puntos de muestreo

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Citrobacte r spp

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

AMO AMC PIC TZP TIC TCC CFT CXT CTX CAZ FEP CXM MERO IMI TSU TOB AKN GEN NET CIP

% R

esis

tenc

ia


CHUS NOIA PRINCIPAL

CHUS HOSPICIO

PROVINCIAL CONXO

SILVOUTA SALIDA

AMO Amoxicilina (8-16 mg/ L) CXT Cef oxitina (8mg/ L) TSU Cotr imoxazol (2/ 38 mg/ L)

AMC Amoxicilina/ Clav. Ac (8/ 4-16/ 8 mg/ L) CTX Cef otaxima (8-32 mg/ L) TOB Tobr amicina (4 mg/ L)

P IC P iper acilina (16 mg/ L) CAZ Cef tazidima (8-16 mg/ L) AKN Amikacina (16 mg/ L)

TZP P iper +Tazobactama (16/ 4 mg/ L) FEP Cef epima (8-16 mg/ L) GEN Gentamicina (4 mg/ L)

TIC T icar cilina (16 mg/ L) CXM Cef ur oxima (8 mg/ L) NET Netilmicina (8 mg/ L)

TCC T icar cilina/ Clav. Ac (16/ 2 mg/ L) MERO Mer openem (4 mg/ L) CIP Cipr of loxacina 1-2 mg/ L)

CFT Cef alotina 1G (8 mg/ L) IMI Imipenem (4 mg/ L)

Figura 6. Resistencias a diferentes antibióticos en citrobacter sppi aisladas en los

diferentes puntos de muestreo

Enterococcus faecium

0

10

20

30

40

50

6070

80

90

100

PEE AMPE ERY TET CMP RFA CIP LVX VAN TEC FUR GEH STH QDA

% R

esis

tenc

ia

CHUS NOIA PRINCIPAL

CHUS HOSPICIO

PROVINCIAL CONXO

SILVOUTA ENTRADA

SILVOUTA SALIDA

COLECTOR ANTES CHUS

PEE Penicilina Enterococo (8 mg/L) LVX Levofloxacina (2-4mg/L)AMPE Ampecilina Enterococo (8 mg/L) VAN Vancomicina (4-16 mg/L)ERY Eritromicina (0.5-4 mg/L) TEC Teicoplanina (8-16 mg/L) TET Tetraciclina (4-8 mg/L) FUR Nitrofurantoína (32-64 mg/L)CMP Cloranfenicol (8-16 mg/L) GEH Gentamicina HC (500 mg/L)RFA Rifampicina (1-2 mg/L) STH Estreptomicina HC (1000 mg/L)CIP Ciprofloxacina (1-2 mg/L) QDA Quinupristina-Dalfopristina (1-2 mg/L)

Figura 7. Resistencias a diferentes antibióticos en enterococcus faecium aisladas en

los diferentes puntos de muestreo

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MICROORGANISMOS RESISTENTES EN AGUAS RESIDUALES

Los recuentos de ECPL obtenidos en las aguas recogidas durante el

primer muestreo se presentan en la Figura 8. En esta figura pueden observarse

los valores medios de ECPL en los diferentes puntos muestreados en invierno,

con respecto al recuento total de la población de E. coli (EC-total). El nivel de

ECPL osciló entre 104 UFC/100 ml en el efluente principal del Complejo

Hospitalario Universitario de Santiago (CHUS 2) y 50 UFC/100 ml en el efluente

del Hospital Principal de Conxo (PROV). En este sentido, la proporción de

ECPL con respecto a la población total de E. coli fue muy superior en el punto

CHUS 2, tal como puede visualizarse en la Figura 9.

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00

7,00

Lo

g U

FC

/100

ml

CHUS 1 CHUS 2 CHUS 3 CGCHUS

PROV CGPROV

EDAR-I EDAR-E

Puntos de muestreo

ECPL EC-total

Figura 8. Recuentos de E. coli productores de ββββ-lactamasas (ECPL) obtenidos en

las aguas recogidas en invierno.

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1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

Po

rcen

taje

de

EC

PL

/To

tal


PROV CGPROV

EDAR-I EDAR-E

Puntos de muestreo

Figura 9. Proporción de E. coli productores de ββββ-lactamasas (ECPL) respecto a la

población total de E. coli obtenida en las aguas recogidas en invierno.

De estos datos puede deducirse que el efluente principal del

Complejo Hospitalario Universitario de Santiago (CHUS 2), junto con el CHUS

3. es el que contribuye de forma más importante a la liberación de bacterias

resistentes. Esto se confirma cuando se analiza la población de Enterococos

resistentes a la vancomicina (ERV), tal como se muestra en las figuras 10 y 11.

Además destaca la enorme proporción de estos microorganismos que son

liberados por las aguas de los hospitales, en particular cuando se analizan con

respecto a la población total de Enterococos presentes en las mismas aguas

residuales.

Puesto que como puede verse, los puntos CHUS 2 y CHUS 3 son

los efluentes que contribuyen de forma más importante a la liberación de

bacterias resistentes, en el muestreo posterior se seleccionaron estos dos

puntos en detrimento del CHUS 1.

Página 21 de 46

0

1

2

3

4

5

6

7

8

Lo

g U

FC

/100

ml


PROV CGPROV

EDAR-I EDAR-E

Puntos de muestreo

ERV Total EI

Figura 10. Recuentos de Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV)

obtenidos en las aguas recogidas en invierno.

0

2

4

6

8

10

12

14

Rel

ació

n E

RV

/To

tal (

%)


PROV CGPROV

EDAR-I EDAR-E

Puntos de muestreo

Figura 11. Proporción de Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV) respecto

a la población total de Enterococos obtenida en las aguas recogidas en invierno.

Página 22 de 46

Otro aspecto que destaca al analizar los datos de este primer

muestreo, es que en los colectores generales de agua residual también se

detectó una carga importate de bacterias resistentes. Con objeto de seleccionar

mejor las cepas procedentes de los efluentes hospitalarios se modificó la

metodología, empleando además de las cefalosporinas para seleccionar E. coli

productores de lactamasas, gentamicina en la misma proporción.

Los recuentos de coliformes totales y E. coli resistentes a

cefalosporinas y gentamicina (CTR y ECR) obtenidos en los dos muestreos de

abril se muestran en las Figuras 12 y 13. Los datos confirman la selectividad de

esta combinación de antibióticos para seleccionar bacterias resistentes de

origen hospitalario, pues éstas no se detectaron en el colector general, antes

de la confluencia con los efluentes de los hospitales, que si contienen

importantes niveles de estos microorganismos.

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

Lo

g U

FC

/100

ml

CHUS 2 CHUS 3 CGCHUS 8 PROV 4 EDAR-I 5 EDAR-E 6

Puntos de muestreo

Log CTR Log CT-Total

Figura 12. Recuentos de coliformes totales resistentes a cefalosporinas y

gentamician (CTR) obtenidos en las aguas recogidas en primavera.

Página 23 de 46

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

7,0

Lo

g U

FC

/100

ml

CHUS 2 CHUS 3 CG CHUS 8 PROV 4 EDAR-I 5 EDAR-E 6

Puntos de muestreo

Log ECR Log EC-Total

Figura 13. Recuentos de E. coli resistentes a cefalosporinas y gentamician (ECR)

obtenidos en las aguas recogidas en primavera.

Las figuras 14 y 15 confirman los datos obtenidos en el primer

muestreo, en el sentido de la importante proporción de bacterias resistentes

liberadas en las aguas residuales de origen hospitalario. Además, también se

ha puesto de manifiesto que la EDAR no es capaz de eliminarlas por completo.

4,24

1,32

0 0,01 0,03 0,040,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

Rel

ació

n C

TR/T

otal

(%)

CHUS 2 CHUS 3 CGCHUS 8 PROV 4 EDAR-I 5 EDAR-E 6

Puntos de muestreo

Figura 14. Proporción coliformes totales resistentes a cefalosporinas y gentamicina

(CTR) respecto al total de coliformes en las aguas recogidas en primavera.

Página 24 de 46

0,00

0,05

0,10

0,15

0,20

0,25

0,30

Rel

ació

n E

CP

L/To

tal (

%)


Puntos de muestreo

Figura 15. Proporción E. coli resistentes a cefalosporinas y gentamicina (ECR)

respecto al total de E. coli en las aguas recogidas en primavera.

Lo anterior se confirma si analizamos los recuentos de enterococos

resistentes a la vancomicina, tal como se pone de manifiesto en las Figuras 16

y 17.

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

Lo

g U

FC

/100

ml


Puntos de muestreo

ERV EI-total


obtenidos en las aguas recogidas en primavera.

Página 25 de 46

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

Por

cent

aje

de E

RV

/Tot

al


Puntos de muestreo


a la población total de Enterococos obtenida en las aguas recogidas en primavera.

Los recuentos de coliformes y E. coli resistentes a cefalosporinas y

gentamiciana correspondientes al muestreo llevado a cabo en septiembre de

este año se representan en las Figuras 18 y 19. En estos gráficos puede

observarse que las aguas residuales del Complejo Hospitalario de Santiago

(CHUS-T4), además de las del Hospital Provincial (PROV-T1) continúan

liberando importantes cantidades de bacterias fecales resistentes a agentes

antibacterianos.

Si comparamos estos resultados con los obtenidos en el mismo tipo

de agua en el muestreo llevado a cabo en abril, cabe destacar que, de modo

general, se produjo un aumento del nivel de bacterias resistentes en todos los

puntos, en particular en lo que a Coliformes resistentes se refiere. Este

aumento se puso de manifiesto de forma más manifiesta en el agua residual

del Hospital Provincial (PROV-T1) y del influente y efluente de la EDAR de

Santiago (EDAR-IN-T5 y EDAR-EN-T6, respectivamente), con diferencias

superiores a un logaritmo.

Página 26 de 46

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0L

og

UF

C/1

00 m

l

CG-T3 CHUS-T4 PROV-T1 EDAR-IN-T5 EDAR-EF-T6

Puntos de muestreo

CTR CT-total


gentamician (CTR) obtenidos en las aguas recogidas en septiembre.

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

Lo

g U

FC

/100

ml


Puntos de muestreo

ECR EC-total

Figura 19. Recuentos de E. coli resistentes a cefalosporinas y gentamician (ECR)

obtenidos en las aguas recogidas en septiembre.

Página 27 de 46

Aunque de modo general se produjo un aumento del nivel de

bacterias coliformes resistentes en todos los puntos en el muestreo de

septiembre, sin embargo la proporción coliformes totales resistentes a

cefalosporinas y gentamicina (CTR) respecto al total de coliformes fue igual, o

ligeramente superior a la detectada en el muestreo de abril; incluso, en las

aguas residuales del Complejo Hospitalario de Santiago (CHUS-T4) esta

proporción fue sensiblemente menor en el muestreo de septiembre (Figura 20).

Sin duda esta menor proporción se debe a que la población total de coliformes

en este muestreo fue muy superior a la detectada en el mes de abril.

En lo que se refiere a la proporción de E. coli resistentes con

respecto al total de E. coli, la figura 21 en comparación con la Figura 15

demuestra que esta relación apenas fluctuó entre los dos muestreos de abril y

septiembre.

0,0

0,2

0,4

0,6

0,8

1,0

Por

cent

aje

de C

TR/T

otal


Puntos de muestreo

Figura 20. Proporción coliformes totales resistentes a cefalosporinas y gentamicina

(CTR) respecto al total de coliformes en las aguas recogidas en septiembre.

Página 28 de 46

0,00

0,01

0,02

0,03

0,04

0,05P

orce

ntaj

e de

EC

R/T

otal


Puntos de muestreo


respecto al total de E. coli en las aguas recogidas en primavera.

Por lo que respecta a la presencia de enterococos vancomicina

resistentes en las aguas residuales de las muestras recogidas en septiembre,

las figuras 22 y 23 confirman los resultados obtenidos en el muestreo de abril,

en el sentido de que estos microorganismos son muy abundantes en todas las

aguas residuales, si bien en una proporción muy superior en las procedentes

del Complejo Hospitalario de Santiago.

Por otra parte, si comparamos los datos de las figuras 22 y 23, con

los mostrados en las figuras 16 y 17, podemos afirmar que en términos

generales se mantuvo el nivel de estos microorganismos resistentes tanto en

términos absolutos, como en relación a la población total.

Página 29 de 46

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0L

og

UF

C/1

00 m

l


Puntos de muestreo

ERV EI-total


obtenidos en las aguas recogidas en septiembre.

0,0

10,0

20,0

30,0

40,0

50,0

Por

cent

aje

de E

RV

/Tot

al


Puntos de muestreo


a la población total de Enterococos obtenida en las aguas recogidas en septiembre.

Página 30 de 46

En las Figuras 24 y 25 se representan de forma conjunto los

recuentos de coliformes y E. coli resistentes a cefalosporinas y gentamiciana

correspondientes a los cuatro muestreos llevados a cabo en cuatro épocas del

año bien diferenciadas. En estos gráficos puede observarse que las aguas

residuales del Complejo Hospitalario de Santiago (CHUS-T4 y HOSP-T2),

además de las del Hospital Provincial (PROV-T1) liberan importantes

cantidades de bacterias fecales resistentes a agentes antibacterianos a lo largo

del tiempo, independientemente de la época del año que se tenga en cuenta.

Otro aspecto que se deriva del análisis de estas figuras, es que a la

planta depuradora de aguas residuales llegan importantes cantidades de

bacterias resistentes, superiores a las que se detectan en el colector general

antes de la descarga de los colectores procedentes de los complejos

hospitalarios. Aunque durante el proceso de depuración se produce un

descenso importante en el nivel de microroganismos resistentes, estos

continuan liberandose tras dicho proceso. En este sentido, la depuración en

estas condiciones no provoca una eliminación total de este tipo de

microorganismos.

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00

7,00

Lo

g U

FC

/100

ml

CG-T3 CHUS-T4 HOSP-T2 PROV-T1 EDAR-IN-T5 EDAR-EF-T6

Puntos de muestreo

CTR-abril CTR-sept CTR-feb CTR-jun


gentamicina (CTR) obtenidos en las aguas recogidas en abril, septiembre (sept),

febrero (feb) y junio (jun).

Página 31 de 46

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00Lo

g U

FC/1

00 m

l


Puntos de muestreo

ECR-sept ECR-abril ECR-feb ECR-jun

Figura 25. Recuentos de Escherichia coli resistentes a cefalosporinas y gentamicina

(ECR) obtenidos en las aguas recogidas en abril, septiembre (sept), febrero (feb) y

junio (jun).

Un análisis más en detalle de las figuras 24 y 25, permite comprobar

que en general los mayores niveles de bacterias resistentes se detectaron en el

colector de las aguas residuales procedentes del Complejo Hospitalario

Universitario. En este sentido es de destacar la alta carga de E. coli resistentes

eliminada por este colector durante el mes de junio.

Cuando se representan las proporciones de coliformes totales o E.

coli resistentes a cefalosporinas y gentamicina (CTR) respecto al total de

coliformes o E. coli (Figuras 26 y 27), se pone de manifiesto claramente la más

alta proporción de bacterias resistentes en el colector del Complejo Hospitalario

Universitario. En particular, es de destacar la alta tasa de E. coli resistentes

detectada en esta agua en los análisis llevados a cabo en junio (Figura 27).

Página 32 de 46

0

2

4

6

8

10

Po

rcen

taje

CT

R/T

ota

l


Puntos de muestreo

CTR/Total-abril CTR/Total-sept CTR/Total-feb CTR/Total-jun

Figura 26. Proporción coliformes resistentes a cefalosporinas y gentamicina (CTR)

respecto al total de coliformes en las aguas recogidas en abril, septiembre (sept),


2,71

16,2

9

0

0,2

0,4

0,6

0,8

1

Por

cent

aje

EC

R/T

otal


Puntos de muestreo

ECR/Total-abril ECR/Total-sept ECR/Total-feb ECR/Total-jun


respecto al total de E. coli en las aguas recogidas en abril, septiembre (sept),


Página 33 de 46

El recuento de Enterococos resistentes a la vancomicina obtenido a

lo largo de los cuatro muestreos estacionales realizados a partir de las aguas

residuales, se muestra en la Figura 28. Los resultados obtenidos confirman lo

comentado con anterioridad, en el sentido de que estos microorganismos son

muy abundantes en todas las aguas residuales, si bien en una proporción muy

superior en las procedentes del Complejo Hospitalario de Santiago.

Por otra parte, podemos afirmar que en términos generales se

mantuvo el nivel de estos microorganismos resistentes a lo largo de todos los

muestreos, tanto en términos absolutos, como en relación a la población total

(Figura 29).

0,00

1,00

2,00

3,00

4,00

5,00

6,00

Lo

g U

FC

/100

ml

CG-T3 CHUS-T4 HOSP-T2 PROV-T1 EDAR-IN-T5

EDAR-EF-T6

Puntos de muestreo

ERV-abril ERV-sept ERV-feb ERV-jun

Figura 28. Recuentos de Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV) obtenidos

en las aguas recogidas en abril, septiembre (sept), febrero (feb) y junio (jun).

Página 34 de 46

05

1015

2025303540

Po

rcen

taje

ER

V/T

ota

l


Puntos de muestreo

ERV/Total-abril ERV/Total-sept ERV/Total-feb ERV/Total-jun

Figura 29. Proporción Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV) respecto al

total de Enterococos en las aguas recogidas en abril, septiembre (sept), febrero

(feb) y junio (jun).

MICROORGANISMOS RESISTENTES EN AGUAS DEL RÍO SAR Y BANCO MARISQUERO DE

CARRIL

Además de las aguas residuales procedentes de los complejos

hospitalarios de Santiago, de las del colector general y las de entrada y salida

de la EDAR de Silvouta, se muestrearon y analizaron muestras de agua

recogidas en 3 puntos del río Sar (ADEP: antes de la EDAR de Santiago;

BERTAM: Bertamiráns; SAR-ULLA: desembocadura del río Sar en el río ULLA)

y en 5 puntos del banco Marisquero de Carril.

Los recuentos medios de coliformes resistentes a cefalosporinas y

gentamicina (CTR) obtenidos a lo largo de 6 muestreos llevados a cabo en el

río Sar y banco Marisquero de Carril se presentan en la figura 30. En esta

figura se puede observar un incremento significativo del nivel de coliformes

resistentes en las aguas recogidas en Bertamiráns (a unos 8 Km del vertido de

Página 35 de 46

la EDAR de Silvouta), con respecto a los valores detectados en las aguas del

río Sar recogidas antes de la EDAR. Este incremento se observó, no sólo en

valores absolutos, sino también en valores relativos (Figura 31).

En la figura 24 también se puede observar que la concentración de

coliformes resistentes experimentó un descenso paulatino a partir de

Bertamiráns. Es de destacar en las aguas del banco Marisquero de Carril se

aislaron niveles de coliformes resitentes inferiores a 5 UFC/5.000 mL.

Lo comentado con respecto a los coliformes resistentes, se confirma

cuando se analizan los resultados de la presencia en esta agua de E. coli

resistentes a cefalosporinas y gentamicina (Figuras 32 y 33).

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

ADEP BERTAM SAR-ULLA CARRIL

Puntos de muestreo

Log

UFC

/500

0 m

l

CTR CT-total

Figura 30. Recuentos de coliformes resistentes a cefalosporinas y gentamicina

(CTR) obtenidos en agua procedente de distintos puntos del río Sar (ADEP: antes

de la EDAR de Santiago; BERTAM: Bertamiráns; SAR-ULLA: desembocadura

del río Sar en el río ULLA) y del banco marisquero de Carril.

Página 36 de 46

0,0

0,5

1,0

1,5

2,0

2,5


Puntos de muestreo

Po

rcen

taje

de

CT

R/T

ota

l

Figura 31. Proporción coliformes resistentes a cefalosporinas y gentamicina (CTR)

respecto al total de coliformes en las aguas recogidas en distintos puntos del río Sar

(ADEP: antes de la EDAR de Santiago; BERTAM: Bertamiráns; SAR-ULLA:

desembocadura del río Sar en el río ULLA) y del banco marisquero de Carril.

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0

6,0

7,0


Puntos de muestreo

Log

UFC

/500

0 m

l

ECR Ec-total

Figura 32. Recuentos de Escherichia coli resistentes a cefalosporinas y gentamicina

(ECR) obtenidos en agua procedente de distintos puntos del río Sar y del banco

marisquero de Carril.

Página 37 de 46

0,0

1,0

2,0

3,0

4,0

5,0


Puntos de muestreo

Po

rcen

taje

de

EC

R/T

ota

l

Figura 33. Proporción Escherichia coli resistentes a cefalosporinas y gentamicina

(ECR) respecto al total de coliformes en las aguas recogidas en distintos puntos del

río Sar y del banco marisquero de Carril.

Al igual que sucedió con los recuentos medios de coliformes y E. coli

resistentes a cefalosporinas y gentamicina, el nivel medio de enterococos

resistentes a la vancomicina obtenido a lo largo de 6 muestreos llevados a

cabo en el río Sar y banco Marisquero de Carril también experimentó un

incremento en las aguas recogidas en Bertamiráns, con respecto a los valores

detectados en las aguas del río Sar recogidas antes de la EDAR. Este

incremento se observó, no sólo en valores absolutos, sino también en valores

relativos (Figuras 34 y 35). En comparación con la población de coliformes

resistentes, el incremento experimentado por los enterococos no fue tan

evidente. De la misma forma, la concentración de enterococos resistentes

experimentó un descenso paulatino a partir de Bertamiráns, alcanzando niveles

muy bajos en las aguas del banco Marisquero de Carril.

Página 38 de 46

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0


Puntos de muestreo

Log

UFC

/500

0 m

l

ERV EI-total

Figura 34. Recuentos de Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV) obtenidos

en agua procedente de distintos puntos del río Sar y del banco marisquero de

Carril.

0,0

2,0

4,0

6,0

8,0

10,0


Puntos de muestreo

Por

cen

taje

de

ER

V/T

ota

l

Figura 35. Proporción Enterococos resistentes a la vancomicina (ERV) respecto al

total de coliformes en las aguas recogidas en distintos puntos del río Sar y del

banco marisquero de Carril.

Página 39 de 46

Por lo que respecta a las muestras de sedimentos y moluscos, los

resultados obtenidos permiten concluir que en este tipo de muestras no se

detectó la presencia de coliformes resistentes a las cefalosporinas y

gentamicina.

RELACIÓN EPIDEMIOLÓGICA ENTRE LAS CEPAS DE E. COLI RESISTENTES AISLADAS DE

LOS DIFERENTES TIPOS DE MUESTRAS DE AGUA

En la Tabla 1 se indica el número de cepas, el origen de las mismas

y el número de patrones diferentes que se obtuvieron mediante su

caracterización con electroforesis en campo pulsado.

Tabla 1. Cepas de E. coli resistentes sometidas a electroforesis en campo pulsado.

Origen Punto de muestreo Nº cepas Nª patrones

Colector antes CHUS 23 11

Colector CHUS 1 20 11

Colector CHUS 2 36 13

Colector Hosp. provincial 35 19

Colector entrada depuradora 16 7

HOSPITALES

Colector salida depuradora 15 11

Muestra 1 23 15

Muestra 3 1 1

Muestra 5 2 1

Muestra 6 1 1

Muestra 7 24 13

CARRIL Y RÍO

Muestra 8 4 1 Total 200 104

De los 43 patrones obtenidos de las aguas residuales de los

hospitales, 5 de ellos se encontraron en la entrada de la depuradora y uno de

en la salida de la depuradora. Este mismo patrón que se encontró en la salida

Página 40 de 46

de la depuradora, también fue encontrado en el agua del colector que está

situado antes de los hospitales.

De los 32 patrones de cepas encontrados en las muestras obtenidas

del río Sar y del banco Marisquero de Carril, ninguno presentó similitud con los

patrones obtenidos de las cepas aisladas de aguas residuales de los

hospitales.

A continuación se muestran tres fotografías de los geles que ponene

de manifiesto lo que se acaba de comentar.

Figura 36. Patrones de PFGE de cepas de E. coli aisladas de las aguas residuales del CHUS.

En la Figura 36 (carriles del 1 al 15) se muestran los patrones de

PFGE de cepas de E. coli aisladas de las aguas residuales del CHUS. Las

muestras 1-5 proceden del colector CHUS y las muestras 6-15 del colector Rúa

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Página 41 de 46

Hospicio. El patrón mostrado en el carril 1, se encuentró también en las

muestras analizadas de la entrada y salida de la depuradora de A Silvouta.

Figura 37. Patrones de PFGE de cepas de E. coli aisladas de las aguas residuales del Hospital

Provincial y de la entrada a la EDAR.


PFGE de cepas aisladas de las aguas residuales del Hospital provincial y de la

entrada de la depuradora. Las muestras 1-9 son del colector Hospital provincial

y las muestras 10-15 de la entrada depuradora de A Silvouta. Como puede

apreciarse en este gel, el patrón encontrado en el CHUS (Figura 29), también

apareció en las cepas aisladas aguas residuales del Hospital provincial (carriles

2, 6, 8 y 9) y en la entrada de la depuradora (carriles 12-15). Así mismo, el

patrón mostrado en el carril 10 (entrada depuradora) se corresponde con el del

carril 3 que es el patrón de un cepa aislada de las aguas residuales del Hospital

provincial.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Página 42 de 46

Figura 38. Patrones de PFGE de cepas de E. coli aisladas de las aguas residuales de la

entrada y salida de la EDAR.


PFGE de cepas aisladas de las aguas de residuales de entrada y salida de la

depuradora de A Silvouta. Las muestras 1-4 son de entrada a la depuradora y

las muestras 5-14 de la salida de la depuradora. Como puede apreciarse en

este gel, el mismo patrón que encontramos en la entrada de la depuradora

aparece en la salida (y es el único que aparece), carriles 1-2 y 4-14.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Página 43 de 46

Figura 39. Patrones de PFGE de cepas de E. coli aisladas de las aguas residuales del colector del

CHUS y de aguas de río Sar.

En la Figura 39 (carriles del 2-7 y del 9-14) se muestran los patrones

de PFGE de cepas de E. coli aisladas de aguas. En los carriles 1, 8 y 15 se

muestra el patrón de PFGE de la cepa control Salmonella BAA-664. En los

carriles 2 y 3 se muestra el patrón de 2 cepas aisladas de agua residual del

CHUS, en los carriles 4-7 y 10-14 se muestran los patrones de las cepas

aisladas de la desembocadura del río Sar en el Ulla. Como puede apreciarse,

no hay similitud alguna entre las cepas aisladas del colector del CHUS y de las

aguas del río Sar.

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15

Página 44 de 46

CONCLUSIONES

1. Los datos obtenidos pusieron de manifiesto que las aguas residuales de

origen hospitalario liberan proporciones muy elevadas de bacterias fecales

resistentes a agentes antibacterianos (pueden alcanzarse valores

superiores a 106 bacterias/100 mL de agua residual), independientemente

de la época del año que se tenga en cuenta.

2. Del análisis de los datos obtenidos a partir de los diferentes efluentes de

origen hospitalario, puede deducirse que el efluente del Complejo

Hospitalario Universitario de Santiago es el que contribuye de forma más

importante a la liberación de bacterias resistentes al colector general.

3. La planta depuradora de aguas residuales de A Silvouta (Santiago de

Compostela) recibe importantes cantidades de bacterias resistentes a

agentes antibactgerianos, superiores a las que se detectan en el colector

general antes de la descarga de los colectores procedentes de los

complejos hospitalarios. Aunque durante el proceso de depuración se

produce un descenso importante en el nivel de microroganismos

resistentes, estos continuan liberandose tras dicho proceso. En este

sentido, la depuración en estas condiciones no provoca una eliminación

total de las bacterias resistentes a agentes antibacterianos.

5. El análisis de los resultados obtenidos a partir de las muestras de agua

recogidas en el río Sar, pusieron de manifiesto un incremento significativo

del nivel de bacterias fecales resistentes en las aguas recogidas en

Bertamiráns (a unos 8 Km del vertido de la EDAR de Silvouta), con

respecto a los valores detectados en las aguas del río Sar recogidas antes

de la EDAR.

6. Por otra parte, también se pudo observar que la concentración de bacterias

fecales resistentes, experimentó un descenso paulatino a partir de

Página 45 de 46

Bertamiráns, alcanzando niveles muy bajos o indetectables en las aguas

del banco Marisquero de Carril.

7. Por lo que respecta a las muestras de sedimentos y moluscos, los resultados

obtenidos permiten concluir que en este tipo de muestras no se detectó la

presencia de E. coli resistentes a las cefalosporinas y gentamicina.

8. De los 43 patrones obtenidos de las aguas residuales de los hospitales, 5 de

ellos se encontraron en la entrada de la depuradora y uno de en la salida

de la depuradora. Este mismo patrón que se detectó en la salida de la

depuradora, también fue hallado en el agua del colector que está situado

antes de los hospitales.

9. De los 32 patrones de cepas detectados en las muestras obtenidas del río

Sar y del banco Marisquero de Carril, ninguno presentó similitud con los

patrones obtenidos de las cepas aisladas de aguas residuales procedentes

de los hospitales.

Página 46 de 46

REFERENCIAS

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American Public Health Association, Washington, D.C.

Araujo y col. 2001. Evaluation of Coli-ID and Mug Plus media for recovering E. coli and

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recreational water and their potencial interference with fecal Eschericia coli count.

Appl. Environ. Microbiol. 67:4934-4938.

Murray y col. 1995. Manual of clinical microbiology, 6th Ed. American Society for

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