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Recuento de
Mohos y Levaduras. Informe: Laboratorio N°8
Nombre: Nicole Díaz Rojas Profesor Cátedra: Mg. Sc. Laura Almendrares Calderón Profesor Laboratorio: Liliana Godoy Encargada de Laboratorio: Sra. Carmen Castillo Fecha de entrega: 16 de Diciembre del 2013
UNIVERSIDAD DE SANTIAGO DE CHILE
FACULTAD TECNOLÓGICA
DEPTO DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS
MICROBIOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS II
LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA DE LOS ALIMENTOS II
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Índice
Introducción…………………………………………………………………………………2
Objetivos…………...………………………………………………………………………..2
Revisión Bibliográfica………………………………………………………………………3
Materiales……………………………………………………………………………………7
Diagramas de flujos
- Recuento de mohos y levaduras………………………………………….………..8
- Tinción de mohos……………………………………………………….…………9
- Micro-cultivos…….………………………….……………………….……...…….9
- Recuento de mohos en Cámara de Howard………………..……………………...9
Resultados
- Recuento de mohos y levaduras…………………….………………………….….10
- Tinción de mohos………………………………………….………………………11
- Micro-cultivos………………………………………………….……….…………11
- Recuento de mohos en Cámara de Howard…………………………………..…...12
Discusión……………………………………………………………………….………….13
Conclusión……………………………………………………………………….………..15
Bibliografía……………….………………………………………..…………….………...16
Anexo....………………..…………………………………………………………………..17
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Introducción
Los hongos son organismos eucariontes, por lo que poseen núcleos verdaderos, así como todas
las estructuras internas características de estas células. Poseen, además una pared gruesa,
semejante en grosor y composición química a la pared de las células vegetales. Sin embargo, no
son fotosintéticos, no poseen hojas, tallos ni raíces. (García, 2004). Debido a sus características
morfológicas, fisiológicas, bioquímicas y ecológicas, en la actualidad, los hongos se ubican en
su propio reino llamado reino funji, el cual está compuesto por organismos heterótrofos
quimiorganotrofos, es decir que requieren compuestos orgánicos para su nutrición. (Montoya,
2008). Como organismos heterótrofos pueden obtener su alimento de materia orgánica
(saprófitos), o a partir de otro ser vivo (organismo patógeno). Pueden reproducirse por medio
de procesos asexuales – mediante división binaria o formando esporas asexuales- o a través de
esporas sexuales.
Los hongos pueden ser unicelulares o pluricelulares. Los primeros están formados por células
aisladas redondas u ovaladas, denominadas levaduras. Los pluricelulares están constituidos por
células alargadas que crecen por extensión de sus extremos, tabicándose de un modo más o
menos completo, formando largos filamentos denominados hifas que con frecuencia se
ramifican. Estos hongos, denominados mohos, al crecer forman matas de filamentos
entrelazados. (Prats, 2005).
De la amplia dispersión de los hongos en todos los estratos bióticos e inertes se desprende su
fácil y frecuente aparición como contaminantes en productos alimentarios, ya que éstos,
constituyen excelentes medios para la sustentación y reproducción de gran números de especies
fúngicas. Además, diversos factores (pH, potencial rédox, actividad de agua, humedad relativa,
temperatura, elementos nutritivos, etc.) influyen en la proliferación fúngica sobre los alimentos.
(Pascual, 2000). El significado de la contaminación fúngica de los alimentos, especialmente por
mohos, no viene sólo del potencial de los hongos para deteriorarlos, (actuando como
bioconvesores que afectan tanto el aspecto, como también generan modificaciones químicas
que alteran el valor nutricional, las características organolépticas y dificulta la conservación
éstos), sino también del potencial de muchos de ellos para producir enfermedades en humanos
y animales, como cuadros alérgicos, por la inhalación de esporas (rinitis, asma, alveolitis,
neumonitis), intoxicaciones por la producción de diversas sustancia nocivas, o infecciones dada
la capacidad que tienen algunas especies fúngicas de colonizar, invadir y multiplicarse en
diferentes órganos causando micosis, ya sea en un huésped previamente sano (hongos
patógenos primarios), o en el huésped con diferentes grados de disminución de los mecanismos
de defensa (hongos oportunistas). Pese a los peligros que representan los hongos, también se
obtienen numerosos beneficios, por ejemplo, en la industria de alimentos se utilizan para la
maduración del queso roquefort y el queso azul, en las bebidas cola se utiliza la especie
Aspergillus para la fabricación de ácido cítrico, y las levaduras para producir vino y para que
leude el pan. (Campbell y Col, 2005).
Objetivos
Objetivo general:
- Determinar la presencia de Mohos y Levaduras en alimentos.
Objetivos Específicos:
- Observar las características morfológicas de los mohos a través de micro-cultivos y
de una tinción. - Determinar la calidad de un producto mediante la Cámara de Howard.
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Revisión Bibliográfica
Las características morfológicas de las colonias de levadura son similares a las de las bacterias,
es decir, cremosas, opacas, con un diámetro de 3 a 7mm, y en general de crecimiento
relativamente rápido (24-72 horas). Los mohos en cambio, dan lugar a colonias de mayor
tamaño (10-30mm), que crecen radialmente de modo progresivo, de aspecto inconfundible,
vellosas, algodonosas o pulverulentas, de vistosos y variados colores, que deben ser observadas
en el anverso y reverso, donde puede verse si el pigmento difunde al medio. Suelen ser de
crecimiento lento (3-20 días), pero pueden llegar a invadir toda la superficie del medio de
cultivo. El color, la forma y el tamaño pueden variar según el medio de cultivo. (Prats, 2005).
Mohos:
La categoría de los mohos comprende un grupo bastante heterogéneo de hongos multicelulares
y con forma fibras (hifas). Superficialmente, se parecen mucho los unos a los otros, pero en
realidad hay grupos muy diferentes. Los hongos tienen una estructura muy ramificada llamada
micelio, que puede ser pequeño o lo suficientemente grande para ser observado a simple vista.
(Bylund, 2003).
Se consideran organismos que pueden alterar los alimentos, la alteración se pone de manifiesto
con su crecimiento característico, aunque a veces los degradan antes de crecer en forma visible,
algunos elaboran micotoxinas, que son sustancias tóxicas perjudiciales para la salud sobre todo
en aquellos alimentos de pH bajo, frutas, jugos, yogurt, etc. O los de presión atmosférica
elevada, harinas, copos de avena, miel, leche concentrada y productos salados. En ocasiones
son útiles para la elaboración de ciertos alimentos: por ej. Quesos, otros se usan como fuente de
vitaminas y proteínas.
Por ser los mohos agentes contaminantes de productos ácidos y de baja actividad de agua,
productores a veces de micotoxinas, su presencia en los alimentos deben alentar sobre la
posibilidad de presencia de micotoxinas en los mismos. (Ministerio de agricultura y ganadería,
Paraguay, 2001).
Levaduras:
Son organismos celulares de forma esférica, elíptica o cilíndrica. El tamaño de las células de
levadura varía considerablemente (2µm-100µm de diámetro). Se puede reproducir de manera
asexual por gemación, como de manera sexual formando esporas, ascosporas y basidiosporas.
Dentro de los factores de crecimiento de las levaduras están: nutrientes, humedad (pueden
crecer en medios con muy baja humedad, tales como la miel y la mermelada, puede soportar
una presión osmótica relativamente alta), acidez (pH entre 3-7,5; con un óptimo de 4,5-5,0),
temperatura (temperatura óptima 20°-30°C), oxígeno (anaerobias facultativas, puede crecer en
presencia o ausencia de oxígeno). (Bylund, G).
La identificación de levaduras se sustenta inicialmente en la observación de una serie de
características morfológicas esenciales, sin embargo, la identificación especifica de una cepa
precisa del concurso de pruebas fisiológicas y bioquímicas. (Pascual, 2000).
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Metodología
I. Medios de cultivos:
Agar Papa Dextrosa (PDA): Para el cultivo y recuento de hongos y levaduras en
productos lácteos, bebidas embotelladas y alimentos. Como medio preparado para la
cuenta de hongos y levaduras en líquidos. La infusión de papa como fuente de
almidones y dextrosa son la base para el crecimiento de hongos y levaduras. El bajo pH
(3,5) evita el crecimiento de las bacterias.
Agar Sabouraud Dextrosa: Es utilizado para el cultivo de mohos y levaduras patógenas
y no patógenas. pH final 5,6 ± 0,2. El bajo pH del medio resulta favorable para el
crecimiento de los hongos y ligeramente inhibitorio para las bacterias. En caso de
requerirse un incremento en la inhibición del crecimiento de bacterias, se recomienda
añadir agentes antimicrobianos como la gentamicina que inhibe el crecimiento de los
microorganismos Gram negativos o el cloramfenicol que tiene un amplio espectro de
acción.
Agar de Harina de Maíz: Se utiliza en el cultivo y diferenciación de las especies de
Candida basándose en las características miceliales. El Tween 80 se incorpora para
demostrar la formación de clamidoconidias. Si se le añaden 10 gr. de glucosa puede
utilizarse en la diferenciación de T. rubrum y T. mentagrophytes basándose en la
producción de pigmento.
II. Recuento de mohos y levaduras
Se entiende por recuento total de mohos y levaduras revivificables, el número de colonias que
se desarrollan a partir de 1 gramo o milímetro de alimento, sobre el medio de Sabouraud
dextrosa, durante 5 días a 22-25°C. (Ministerio de agricultura y ganadería, Paraguay, 2001).
Los recuentos de mohos y levaduras sirven como criterio de re-contaminación en alimentos que
han sufrido un tratamiento higienizante y que han sido sometidos a condiciones de
conservación. (Moreno, 2000).
Calculo
El número de Mohos y Levaduras por gramo o mL de alimento se determina según la siguiente
fórmula:
∑
[( ) ( )] Ec. N°1
donde:
N = número de colonias por ml o g de producto ∑ = suma de todas las colonias contadas en todas las placas
= número de placas contadas de la menor dilución
= número de placas contadas de la dilución consecutiva.
d = dilución de la cuál fue obtenido el primer recuento.
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Para todas las placas de diluciones que no presentan crecimiento o desarrollo, informar como
menor de uno por el valor recíproco de la dilución menor por g o mL.
Ec. N°2
donde , es menor dilución.
Ec. N°1 y N°2 obtenidas Norma ISO 7954, PRT- 712.02-031.
III. Tinción de Mohos
Este método permite realizar la descripción del hongo mediante la observación de las
estructuras sin que pierda su disposición natural y sin perturbar mucho su morfología. Es
utilizado para el cultivo de hongos filamentosos.
Composición Azul Algodón
Cantidad
Fenol 0,1 gr
Ácido láctico 8 ml
Glicerina 20 ml
Azul de anilina 0,5 gr
Agua destilada 1 ml
Dentro de la composición, el fenol destruye la flora acompañante y organismos; el ácido láctico
conserva las estructuras fúngicas y el azul algodón tiñe la quitina de las paredes fúngicas.
IV. Micro-cultivos
Esta técnica permite realizar preparaciones de alta calidad en las que se conservan a la
perfección las estructuras y las disposiciones de las esporas. Y consiste en la siguiente:
1. Colocar un trozo redondo de papel filtro o de gasa en el fondo de una placa de Petri estéril.
Colocar un par de varillas de vidrio delgadas o palillos de un aplicador cortados a la
longitud necesaria para poner encima del papel filtro y que sirva como apoyo del
portaobjeto. (Imagen 1-A).
2. Colocar un bloque o tampón de agar de harina de maíz o agar dextrosa patata (Imagen 1-B)
en la superficie del portaobjetos. (Imagen 1-C).
3. Inocular los márgenes del tapón de agar en tres o cuatro lugares con una porción pequeña
de la colonia por estudiar, usando un alambre de inoculación recto o la punta de una aguja
de disección. (Imagen 1- D y E).
4. Calentar en forma suave un cubreobjetos pasándolo con rapidez a través de la llama de un
mechero Bunsen y colocarlo de inmediato directamente en la superficie del bloque del agar
inoculado. Al calentar el cubreobjetos se produce un sellado firme entre su fondo y la
superficie de agar que se funde brevemente por el vidrio caliente.
5. Pipetear una cantidad pequeña de agua en el fondo de la placa de Petri para saturar el papel
del filtro o la gasa. Colocar la tapa de la placa de Petri e incubar a temperatura ambiente (o
30°C) durante 3 a 5 días.
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6. Cuando el crecimiento parece estar maduro a simple vista (Imagen 1-F), el cubreobjetos
pueden levantarse con suavidad de la superficie del agar con un par de pinzas. Debe
tenerse cuidado para no romper el micelio que se adhiere al fondo del cubreobjetos más de
lo necesario. (Imagen 1-G).
7. Colocar el cubreobjetos en una gota pequeña del colorante azul de Lactofenol aplicada a la
superficie de un segundo portaobjeto. (Imagen 1-H). La preparación puede conservarse
para el estudio sellando los bordes extremos del cubreobjetos con líquido de montar o
esmalte de uñas claro. Esta actividad debe realizarse bajo una capucha de seguridad
biológica.
8. Después de retirar el cubreobjetos del bloque (o bloques) de agar, éste puede sacarse del
portaobjeto mediante el palillo de un aplicador. Esto se realiza sobre un recipiente que
contenga líquido de desinfección con fenol al 5% donde se dejan caer los bloques de agar.
El micelio que queda adherido a la superficie del portaobjeto original después de haber
retirado el bloque también puede teñirse con azul de Lactofenol y cubrirlo con un
cubreobjetos, lo cual sirve como segunda preparación en fresco.
Imagen N°1: Serie de fotografías que describen la preparación de un micro-cultivo.
Fuente: Koneman, Diagnostico microbiológico, 2006.
V. Recuento de mohos en Cámara de Howard
El recuento de mohos de Howard-Stephenson se para determinar si un producto apertizado
tiene un alto número de hifas de mohos por campo microscópico. Si hay una cantidad excesiva
de mohos, indica pobre selección del producto crudo. (Carrillo, 2007). Por esto, es un buen
indicador de la calidad de productos terminados. El contenido de moho se obtiene con la
siguiente expresión:
( )
Ec. N°3
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Materiales
Tabla N°1: Materiales utilizados en el práctico.
Materiales
Material Reactivos y medio de cultivo Equipos Asa Ácido Tartárico al 10% Baño de agua a 45° ± 1 °C
Bisturí Agar Papa Dextrosa (PDA) Contador de Colonias
Cámara de Howard Agua Peptonada al 0,1% Estufa de incubación 25°±1°C
Espátulas Azul de Algodón con Lactofenol Microscopio
Gradilla Refractómetro
Matraz Erlenmeyer Vortex
Pinza Metálica
Pipetas Graduadas
Placa de Petri
Portaobjeto
Scotch
Vasos Precipitados
Fuente: Elaboración propia, 2013.
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Diagramas de Flujos
Recuento de mohos y levaduras.
Contar y registrar mohos y
levaduras por separado y el
factor de dilución propio.
Informar el recuento de
mohos y levaduras por
separado (gr o ml).
Calcular la cantidad de
ácido tartárico al 10%
Fundir y temperar Agar
de Papa Dextrosa a
45° ± 1°C
Esperar que solidifique
Sin invertir placa
Preparar diluciones
decimales de la muestra en
Agua Peptonada al 0,1%
Rotular placas
Depositar 1ml. de cada
dilución por duplicado en
placas
Mezclar
Homogeneizar y distribuir
en placas
Mezclar suavemente el
inoculo con el agar. (Evitar
mojar bordes de placa)
Incubar a 25° ± 1°C por 5
días
Seleccionar las placas que
contengan entre 10 a 150
colonias.
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Tinción de Mohos
Micro-cultivos
Recuento de mohos en Cámara de Howard
Colocar una gota
de Azul de Algodón
con Lactofenol en
un portaobjeto.
Tomar una
muestra con
Scotch de moho
del alimento.
Poner en
contacto la
muestra con el
portaobjeto.
Observar al
microscopio
con objetivos
10x y 40x.
Dibujar e
identificar
el moho.
Extraer desde el
interior de la placa
el micro-cultivo de
un moho.
Observar al
microscopio con
objetivos 10x y 40x.
Dibujar e identificar
el moho.
Diluir un
concentrado de
tomate a
8,3 ± 0,2% S.S.
Verificar con
Refractómetro.
Depositar muestra
en el centro de la
Cámara de
Howard.
Colocar el cubre
objeto eliminando
todas las burbujas
de aire.
Colocar en el
microscopio y
examinar cada uno
de los 25 campos.
Expresar el
resultado como
porcentaje de
campos positivos*.
*Considerando 1 campo positivo
cuando la longitud sumada hasta
3 filamentos es mayor o igual a
un sexto del diámetro del campo.
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Resultados:
Recuento de mohos y levaduras
Tabla N°2: Número de colonias presentes en los alimentos, en las diferentes diluciones.
Tipo de Hongo Mohos Levaduras
Dilución 10-2 10-3 10-4 10-2 10-3 10-4
Muestra Número de Colonias
Té 3 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Chuchoca 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Salvado de Trigo 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Harina 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Harina integral 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0
Fruta Confitada 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 Fuente: Elaboración propia, 2013.
Tabla N°3: Imágenes de las colonias de mohos en los distintos alimentos, dilución 10-2
Cultivos de mohos
Té Chuchoca Salvado de Trigo Harina Integral
Fuente: Elaboración propia, 2013.
Tabla N°4: Imágenes de morfología de los mohos en los distintos alimentos, dilución 10-2
.
Cultivos de mohos
Té Chuchoca Salvado de Trigo Harina Integral
Fuente: Elaboración propia, 2013.
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Recuento de Mohos
Té
[
]
Chuchoca
[
]
Salvado de Trigo
[
]
Harina integral
[
]
Tinción de mohos
Tabla N°5: Imágenes de estructura filamentosa de los hongos en los distintos alimentos.
Estructuras Filamentosas
Cereza Frutilla Limón Betarraga
Fuente: Elaboración propia, 2013.
Micro-cultivos
Tabla N°6: Imágenes de estructura filamentosa de los mohos.
Asperguillus Fusarium
Fuente: Elaboración propia, 2013.
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Recuento de mohos en Cámara de Howard
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Discusión
Recuento de mohos y levaduras
Como se visualiza en la tabla N°2, sólo hubo crecimiento de colonias de moho en dilución 10-2,
en el té, chuchoca, salvado de trigo y harina integral. En el té se desarrollaron tres grandes
colonias de mohos contiguas de morfología algodonada, donde el centro es de un color oscuro
más intenso que los bordes, siendo estos difusos y las colonias abarcan más de la mitad de la
placa. Aplicando la Ec. N°2 se obtuvo 150 ufc por gramo de té. En el caso de la chuchoca, se
obtuvo solo una colonia pequeña de apariencia algodonada, de color azul y con borde blanco
bien delimitado, dando 50 ufc por gramo de chuchoca. Para el salvado de trigo, se ve una
colonia pequeña algodonada, de centro oscuro, tonos anaranjados, borde bien definido de color
amarillo y posee pequeños pliegues, con 50 ufc por gramo de salvado de trigo. Y finalmente
para la harina integral, se detectó una colonia algodonada, de centro oscuro y bordes difusos de
color blanquecino, con 50 ufc por gramo de harina integral. (Tablas N°3 y N°4).
En el reglamento sanitario se indica solo la cantidad máxima de colonias de moho para harinas
y almidones, donde de un muestreo de 5 unidades, 2 de estas pueden contener una
concentración de 103 ufc por gramo de alimento, ninguna puede superar 104 ufc por gramo de
alimento, de no ser así se debe rechazar el lote, según esta regla nuestro alimento estaría dentro
del rango aceptable.
Para cada alimento se tomaron muestras por duplicado para tener mayor certeza al calificar el
alimento como inocuo o como un posible riesgo a la salud, no obstante, según la norma chilena
de muestreo (NCH 43.Of 61) esta debe ser representativa de todo el lote, y en el RSA se indica
que deben ser obtenidas de 5 muestras del mismo tipo de producto (con algún tipo de método
de muestreo). En todos los casos anteriormente mencionados, solo una de las placas presento
crecimiento.
En el caso de las levaduras, no hubo desarrollo ni crecimiento de este tipo de hongo. Esto se
puede atribuir a 3 causas:
- Mala manipulación de la muestra, que se hayan eliminado por un mal
procedimiento.
- Que las diluciones no fueron las indicadas.
- O que las muestras realmente no estuvieran contaminadas.
Esto dado, que se dieron las condiciones óptimas para el crecimiento de este tipo de
microorganismos.
En general se puede decir, que el crecimiento fue pobre, lo que indica que los alimentos no
estaban muy contaminados, y los que presentaban mohos, era en muy bajas concentraciones, ya
que en las diluciones 10-3 y 10-4 no se desarrollaron.
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Tinción de mohos
Se analizaron 4 muestras, cereza, frutilla, limón y betarraga.
La cereza presentaba crecimiento de moho blanquecino algodonado. Con la tinción se logra
observar filamentos no septados y presencia de esporas. Como se observa en la Imagen N°2 del
anexo, la estructura del moho encontrado en el fruto es muy similar al de rhizopus stolonifer.
En la frutilla se observan filamentos septados y presencia de esporas. Por su forma y el
deterioro superficial que presentaba el alimento (moho pulverulento) se atribuye a botrytis. En
el anexo Imagen N°3 se observa una comparación entre una parte de la imagen de la tabla N°5
para la frutilla y la morfología de botrytis.
En el limón, dado el tipo de podredumbre sufrido por el fruto (similar a imagen N°4, en Anexo)
y la acidez del mismo, se puede decir que el moho presente es Penicillium digitatum, sin
embrago, no es posible apreciar su morfología completa con esta técnica, ya que, en la imagen
de la tabla N°5, solo se visualizan las esporas, estructura superior del hongo y no así sus
micelios o algún tipo de filamento en comparación con la imgen N°5 del Anexo.
En la betarraga se observó un crecimiento cremoso, del color característico del vegetal. Al
microscopio, solo se observan estructuras circulares, las que pueden ser calificadas como
esporas o levaduras, sin embargo al ser de un color tan intenso, la tinción no es representativa
por lo que, no se puede identificar como un microorganismo o tipo de hongo específico.
Micro-cultivos
Se observó la estructura de dos mohos, Aspergillus y Fusarium. En el primero es posible
apreciar su estructura micelar, compuesta por hifas septadas, pero no su estructura característica
(cabeza asperguillar), tampoco se reconoce presencia de esporas. En el caso de Fusarium se
observan su estructura micelar desordenada y conjunta, no se identifica presencia o ausencia de
septos y no se distinguen esporas.
Recuento de mohos en Cámara de Howard
Según el artículo 946 del código alimentario argentino, la dilución en agua del concentrado de
tomate en forma de tener un extracto seco libre de cloruro de sodio de 8,37 a 9,37%, no deben
presentar más que el 60% de campos positivos de mohos (método de Howard- Stephenson). En
el reglamento sanitario de alimentos, solo se menciona la cantidad de mohos permitida en la
elaboración de salsas de tomate pasteurizado y/o preservado, en la cual se señala que una
concentración menor a 102 de mohos no representan un riesgo a la salud. Y según la norma
chilena (NCH. 729-197), donde se mencionan los requisitos del concentrado de tomate, se
indica el máximo de campos positivos dependiendo de la calidad del fruto antes de ser
procesado dando 3 categorías:
- Grado 1 o extra: donde el máximo permitido es de 40% de campos positivos.
- Grado 2 o escogido: donde el máximo permitido es de 50% de campos positivos.
- Grado 3 o corriente: donde el máximo permitido es de 60% de campos positivos.
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Considerando que las salsas no se realizan con los tomates de primera selección, y se obtuvo un
44% de campos positivos, se informa que la salsa de tomate analizada cumple con las
legislaciones anteriormente mencionadas.
Conclusión
Mediante este práctico fue posible realizar el recuento de mohos y levaduras en diferentes
alimentos, donde solo hubo desarrollo de colonias en cuatro de ellos, que fueron el té, la
chuchoca, la harina integral y el salvado de trigo, en la mayor dilución (10-2), siendo el primero
el que presento mayor contaminación. Sin embargo, la contaminación de los alimentos era
bastante pobre, debido a que no hubo crecimiento en las diluciones menores 10-3 y 10-4 y solo
creció en una placa y no en ambas (cultivos por duplicado). También se observó las diferentes
estructuras macroscópicas desarrolladas en cada cultivo.
En el caso de la tinción se presume el tipo de moho presente dado sus características
morfológicas observadas por microscopio y la forma de pudrición que presentaba el alimento,
al momento de tomar la muestra y además se realiza una pequeña comparación con imágenes
expuestas en el anexo.
En los micro-cultivos solo se logra visualizar morfología micelar, e hifas. No se distinguen
esporas ni características específicas de los mohos analizados.
Finalmente, en el caso de recuento de mohos en Cámara de Howard a la salsa de tomate, se
encontró 44% de los campos positivos, lo que indica que el alimento estaba en condiciones de
ser consumido, debido a que cumplía con todas las legislaciones anteriormente mencionadas.
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Bibliografía
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Prats, Guillem. Microbiología Clínica. Editorial Médica Panamericana. 1a Edición.
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Reglamento Sanitario de los Alimentos. Ministerio de Salud. Gobierno de Chile. Última actualización Octubre 2011. Párrafo XI. Pág. 87.
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Anexo: Imagen N°2: Estructura de Rhizopus Stolonifer.
Fuente: http://www.scielo.org.mx/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0185-
33092009000200001
Imagen N°3: Estructura de Botrytis.
Fuente:A)http://www.biodiversidadvirtual.org/micro/Botrytis.-img832.html, B)
Segmento de la imagen tabla N°5.
Imagen N°4: Podredumbre del limón.
Fuente: http://es.123rf.com/photo_9372320_limon-enmohecido-aislado-en-
blanco.html
A B
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Imagen N°5: Estructura de Penicillium digitatum.
Fuente: A) http://www.safeinfusiontherapy.com/cps/rde/xchg/hc-safeinfusion-
en-int/hs.xsl/7249.html, B)
http://www.micologia.net/gallery2/main.php?g2_itemId=60546
A B