Hochschule Anhalt (FH) Hochschule Anhalt (FH) Fachbereich Angewandte Biowissenschaften und Prozesstechnik Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung UFZ Department Seenforschung Diplomarbeit CROSS-FLOW-MIKROFILTRATION FÜR DIE AUFKONZENTRIERUNG VON MIKROORGANISMEN AUS GEWÄSSERN vorgelegt von: Corinna Völkner geboren am: 25.09.1966 Studiengang: Verfahrenstechnik 1. Gutachter: Prof. Dr. Reinhard Pätz 2. Gutachter: Prof. Dr. Klaus Lorenz 3. Gutachter: Dr. Katrin Wendt-Potthoff Magdeburg, 01.09.2010
116
Embed
Hochschule Anhalt (FH)¶lkner Diplomarbeit.pdf · Abschlussarbeit der Bibliothek der Hochschule Anhalt (FH) zur Verfügung gestellt und in den benutzbaren Bestand aufgenommen wird.
This document is posted to help you gain knowledge. Please leave a comment to let me know what you think about it! Share it to your friends and learn new things together.
Transcript
Hochschule Anhalt (FH)
Hochschule Anhalt (FH)
Fachbereich Angewandte Biowissenschaften und Prozesstechnik
Helmholtz-Zentrum für Umweltforschung UFZ
Department Seenforschung
Diplomarbeit
CROSS-FLOW-MIKROFILTRATION FÜR DIE AUFKONZENTRIERUNG VON MIKROORGANISMEN AUS GEWÄSSERN
vorgelegt von: Corinna Völkner
geboren am: 25.09.1966
Studiengang: Verfahrenstechnik
1. Gutachter: Prof. Dr. Reinhard Pätz
2. Gutachter: Prof. Dr. Klaus Lorenz
3. Gutachter: Dr. Katrin Wendt-Potthoff
Magdeburg, 01.09.2010
Diese Arbeit widme ich meinem Sohn
Yves Völkner
Danksagung
An dieser Stelle möchte ich Herrn Prof. Dr. Reinhard Pätz und Prof. Dr. Klaus Lorenz für
die Betreuung dieser externen Arbeit meinen Dank aussprechen.
Frau Dr. Katrin Wendt-Potthoff danke ich für die Bereitstellung dieses sehr interessanten
Themas. Vielen Dank für die Betreuung dieser Arbeit und das entgegengebrachte Vertrauen,
was mir den Freiraum für diese Arbeit ließ. Gleichzeitig möchte mich für die vielen
fachlichen Impulse bedanken.
Herrn Dr. Matthias Koschorreck, dem Leiter des Departments Seenforschung, danke ich für
die Möglichkeit zur Durchführung diese Arbeit.
Ich möchte mich bei den Kolleginnen und Kollegen bedanken, die zum Gelingen der Arbeit
beigetragen haben. Ein besonderer Dank gilt Martin Wieprecht für die souveräne
Unterstützung im Labor. Weiterhin danke ich Yvonne Rosenlöcher, Ute Kuhlicke, Ute Link
und Erika Ruschak für die konstruktive Zusammenarbeit.
Herrn Dr. habil. Bertram Böhrer, Herrn Dr. Olaf Büttner, Frau Dr. Barbara Zippel, Frau Dr.
Susanne Angelstein, Herrn Dr. Jörg Tittel, Herrn Dr. habil. Norbert Kamjunke, Herrn Dr.
Wolf von Tümpling und Herrn Dr. Thomas Neu danke ich für die Beantwortung meiner
vielen Fragen.
Telse David danke ich für die hilfreichen Tipps und vielen wertvollen Gespräche.
Ein besonderer Dank geht an Klaus und Renate Görling. Vielen Dank für die viele kostbare
Zeit, die wir zusammen verbracht haben.
Ein ganz liebevoller Dank gilt meiner Mutter, meinem Vater, meiner Familie und meiner
Freundin Manuela Hirschner.
Bibliothekserklärung
Name: Völkner
Vorname: Corinna
Geb.-Datum: 25.09.1966
Matrikel-Nr.: 4043839
Studiengang: Verfahrenstechnik
Zustimmungserklärung
Ich bin damit einverstanden, dass auf Vorschlag meines Betreuers ein Exemplar meiner
Abschlussarbeit der Bibliothek der Hochschule Anhalt (FH) zur Verfügung gestellt und in
den benutzbaren Bestand aufgenommen wird.
Köthen, den 01.09.2010
Corinna Völkner
Selbständigkeitserklärung
Erklärung
Ich versichere, dass ich die vorliegende Arbeit selbständig verfasst, in gleicher oder
ähnlicher Fassung noch nicht in einem anderen Studiengang als Prüfungsleistung vorgelegt
und keine anderen als die angegebenen Hilfsmittel und Quellen benutzt habe.
1.1 Problemstellung ............................................................................................................... 1 1.2 Ausgangssituation nach dem Stand der Technik ........................................................ 2 1.3 Konzept der Arbeit ......................................................................................................... 3
3.1 Mikroorganismen........................................................................................................... 19 3.1.1 Bakterien.................................................................................................................... 19 3.1.2 Morphologie der Bakterien..................................................................................... 19 3.1.3 Charakterisierung der mikrobiellen Lebensgemeinschaft mit Biolog-
Mikrotiterplatten ............................................................................................... 20 4 Material und Methoden ..................................................................................... 23
4.1 Untersuchungsgebiete ................................................................................................... 23 4.1.1 Die Elbe..................................................................................................................... 23 4.1.2 Der Sauteich und der Saubach ............................................................................... 24
4.2 Probennahme ................................................................................................................. 24 4.3 Aufbau des Munich Cell Concentrator 1 ................................................................... 25 4.4 Bilanzierung der Filtration............................................................................................ 30 4.5 Durchführung der Filtration ........................................................................................ 32
4.7 Mikrobiologische Untersuchungen ............................................................................. 40 4.7.1 Färbung und Mikroskopie ...................................................................................... 40 4.7.2 Bakterienkonzentration ........................................................................................... 41 4.7.3 Bakterienkonzentration der einzelnen Formklassen ........................................... 41 4.7.4 Gesamtbakterienzahl ............................................................................................... 41 4.7.5 Biovolumen der Bakterien ...................................................................................... 42 4.7.6 Biomasse von Bakterien .......................................................................................... 42 4.7.7 Wiederfindungsrate der Bakterien ......................................................................... 42 4.7.8 Anreicherungsfaktor ................................................................................................ 43
4.8 Bestimmung der Proteinkonzentration ...................................................................... 43 5 Ergebnisse und Diskussion ............................................................................... 45
5.1 Die Wiederfindungsrate der Bakterien, ihr Biovolumen, -masse und die Morphologie ................................................................................................................... 45
5.1.1 Bestimmung des druckkontrollierten Arbeitsbereiches...................................... 45 5.1.2 Bestimmung der Wiederfindungsrate in Abhängigkeit des TMP ..................... 45 5.1.3 Bakterienkonzentration ........................................................................................... 52 5.1.4 Bakterienmorphologie ............................................................................................. 54 5.1.5 Biomasse und Biovolumen ..................................................................................... 55
5.2 Bestimmung der Bakterienzahl durch die Proteinbestimmung .............................. 56 5.3 Spül- und Desinfektionsverfahren des Filtrationsmoduls ....................................... 57 5.4 Auswirkung der Anreicherungsprozesse auf die Substratverwertung.................... 58
5.4.1 Die durchschnittliche Farbentwicklung der einzelnen Fraktionen der Proben............................................................................................................................. 58
6 Zusammenfassung und Ausblick ...................................................................... 65
Tabelle A 4: Prozessparameter Elbe 1 vom 09.11.2009 ......................................................iii
Tabelle A 5: Prozessparameter Elbe 2 vom 09.11.2009 ......................................................iv
Tabelle A 6: Prozessparameter Sauteich 1 vom 09.12.2009................................................iv
Tabelle A 7: Prozessparameter Sauteich 2 vom 09.12.2009.................................................v
Tabelle A 8: Prozessparameter Saubach 1 vom 09.12.2009.................................................v
Tabelle A 9: Prozessparameter Saubach 2 vom 09.12.2009................................................vi
Tabelle A 10: Parameter der Proben Saubach 1 und 2 .........................................................vii
Tabelle A 11: Prozessparameter Elbe 1 vom 02.02.2010 .....................................................vii
Tabelle A 12: Parameter der Proben Elbe 1 und Elbe 2 .....................................................viii
Symbolverzeichnis
X
Symbolverzeichnis
Lateinische Zeichen
Symbol Physikalische Größe
FritteA Fläche der Fritte
MA Membranfläche
SFA Fläche Sichtfeld
b Breite
cB Konzentration Bakterien
ic Konzentration der Komponente i im Zulauf
iFc , Konzentration der Komponente i im Filtrat
Fritted Durchmesser der Fritte
hd hydraulischer Durchmesser
Pd Partikeldurchmesser
Td Rohrdurchmesser
D Diffusionskoeffizient
effD effektiver Diffusionskoeffizient
F Anreicherungsfaktor
AF Adhäsionskraft
LF Liftkraft
RF Reibungskraft
SF Schleppkraft
H Schichthöhe
FJ Flux
k Stoffübergangskoeffizient
K Membrankonstante
l Länge
L Länge der Kapillare
m Masse
Bm Biomasse
ASFn Anzahl der Sichtfelder
Symbolverzeichnis
XI
Bn Anzahl der gezählten Objekte
p Druck
P Permeabilität
r Koordinate in radialer Richtung
GGr Gleichgewichtsradius bei 0=Pv
DSR Deckschichtwiderstand
MR Membranwiderstand
vS spezifische Oberfläche
t Zeit
T Temperatur
TMP transmembrane Druckdifferenz
VUF Umrechnungsfaktor Volumen
V Volumen
BV Biovolumen
FiltratV Filtratvolumen
FV& Filtratvolumenstrom
Kapv Strömungsgeschwindigkeit in der Kapillare
pv Filtratfluss
Fv spezifischer Filtratstrom
v Überströmgeschwindigkeit
v mittlere axiale Strömungsgeschwindigkeit
y Koordinate senkrecht zur Membran
Griechische Zeichen
Symbol Physikalische Größe
Kρ Dichte des Konzentrats
ε Porosität
η dynamische Viskosität der Flüssigkeit
Fη dynamische Viskosität des Filtrats
Kη dynamische Viskosität des Konzentrates
μ Umwegfaktor
Rµ Reibungskoeffizient
Symbolverzeichnis
XII
wτ Wandschubspannung
ν kinematische Viskosität der Flüssigkeit
Indizes
A Ausgang
E Eingang
S Senke
Dimensionslose Kennzahlen
Re Reynoldszahl
Sc Schmidtzahl
Sh Sherwoodzahl
Natur-Konstanten
Bk Boltzmann-Konstante 1-23101,3806 −⋅⋅ KJ
Abkürzungen
AWCD Mittlere Farbentwicklung
ATP Adenosintriphosphat
CA Clusteranalyse
CMF Cross-Flow-Mikrofiltration
DNA Desoxyribonukleinsäure
FIL Filtrat
GBZ Gesamtbakterienzahl
HKA Hauptkomponentenanalyse
KON Konzentrat
MCC 1 Munich Cell Concentrator 1
OD Optische Dichte
ORI Original (Probe)
PC Polycarbonat
PES Polyethersulfon
PTFE Polytetrafluorethylen
PI Propidiumiodid
TMP Transmembrandruck
VOR Vorfiltrat
VF Vorfilter
WFR Wiederfindungsrate
Einleitung
1
1 Einleitung
In den vergangenen Jahren hat sich die Membranfiltration in den verschiedenen
Industriezweigen zu einem Standardverfahren entwickelt und konnte sich im Vergleich zu
konventionellen Verfahrensstrategien mehr und mehr durchsetzen. Sie findet Anwendung in
der Chemie-, Umwelt- und Medizintechnik. Sie wird in der Wasserversorgung eingesetzt
sowie zur Behandlung innerbetrieblicher Abwässer. Beispielsweise wird sie in der
Biotechnologie zur Sterilfiltration, in der Getränke- und Lebensmittelindustrie zur
Klarfiltration oder Aufkonzentration verwendet. Des Weiteren findet sie Anwendung in der
Elektronikindustrie zur Bereitung hochreiner Gase und Flüssigkeiten. Nahezu konkurrenzlos
ist der Einsatz zur Aufkonzentrierung von Eiweißen. Weiterhin wird sie zur
Meerwasserentsalzung und für die Luftzerlegung in kleineren Anlagen eingesetzt. Das
schnelle Wachstum dieser Technologie ist Ursache einer stetigen Entwicklung von
Membranmaterialien, Modulkonfigurationen, Anlagenkonzepten und deren Betriebsweisen
(Melin & Rautenbach 2007), (Ripperger 1992).
1.1 Problemstellung
Für Kultivierungen, Mikrokosmen-Experimente oder biochemische Analysen, wie z.B.
Pathogennachweis, Substratverwertungstests für Bakteriengemeinschaften, DNA-
Fingerprints, mit Mikroorganismen aus Gewässerproben müssen die vorhandenen Zellen
aufkonzentriert werden, um eine ausreichende Nachweisempfindlichkeit oder hinreichend
repräsentative Messergebnisse zu erreichen. Bei natürlichen Gewässerproben, die
inhomogener als Kulturen sind, können aber technische Probleme auftreten, die zu
wechselnden Wiederfindungsraten und zu Beeinträchtigungen der Aktivität und
Lebensfähigkeit der Zellen führen können. Deshalb werden schonende und
reproduzierbare Konzentrationsverfahren gebraucht. Außerdem ist es notwendig die
Wiederfindungsrate und den Zustand der Zellen schnell zu bestimmen. Als schonendes
Verfahren bietet sich die Cross-Flow-Mikrofiltration (CMF) an.
Einleitung
2
1.2 Ausgangssituation nach dem Stand der Technik
Das Zurückhalten bzw. Abtrennen von Mikroorganismen aus einer Flüssigkeit gehört zu
der Hauptanwendung der Mikrofiltration. Bei der Aufkonzentrierung der Mikroorganismen
mittels Membran kommt häufig die Dead-End-Filtration zum Einsatz. Hierbei werden
jedoch die auf dem Filter aufkonzentrierten Zellen direkt auf der Membran analysiert oder
mit der Membran kultiviert (Musial, Arrowood et al. 1987), (Wang, Hammes et al. 2007).
Weiterhin können die Zellen nicht reproduzierbar von der Membran abgelöst werden und
die Wiederfindungsraten liegen hier zwischen 20 bis 50 % (Melin & Rautenbach 2007),
(Wohlsen, Bates et al. 2004), wobei Lee Wiederfindungen zwischen 20 bis 80 % erreichte
(Lee, Gomez et al. 2004).
Die auf dem Markt für Cross-Flow-Filtration aktiven Firmen haben sich bisher nicht auf
analytische Probleme fokussiert, so dass es keine fertigen Systeme gibt, bei denen
Wiederfindung der Zellen und Reproduzierbarkeit des Prozesses bekannt und
dokumentiert sind. Im Gegensatz zur Anreicherung von Molekülen aus relativ kleinen
Flüssigkeitsvolumina gibt es für die Aufkonzentrierung von Bakterienzellen keine
kommerziellen Systeme. Eine Arbeitsgruppe aus München hat sich mit diesem Problem
befasst und für Escherichia coli (E. coli) in Trinkwasser ohne Verwendung von Zusatzstoffen
eine reproduzierbare Wiederfindung von >90% erreicht (Peskoller, Niessner et al. 2009).
Das System ist prinzipiell auch für natürliche Gewässerbakterien einsetzbar, diese
Anwendungen befinden sich aber noch im Versuchsstadium. Aus der vorangegangenen
Praktikumsarbeit ist bekannt, dass eine Vorfiltration der Wasserproben notwendig ist und
die bei der dort ausgearbeiteten Verfahrensweise auftretenden Zellverluste vernachlässigt
werden können. Außerdem wurde festgestellt, dass es nicht zu einer nachteiligen
Anreicherung von Huminstoffen aus der Probe kommt.
Einleitung
3
1.3 Konzept der Arbeit
Es wurden Gewässerproben von 2 Litern auf etwa 50-100 ml eingeengt. Es wurde ein in
München gebautes Mikrofiltrationssystem für die Anreicherung von Bakterien aus
verschiedenen Gewässerproben getestet. Der Einfluss des Konzentrationsprozesses auf die
Zellzahl, das Biovolumen, die Biomasse und die Substratverwertung der Mikroorganismen-
gemeinschaft war zu untersuchen. Für die Bestimmung der Zellzahl, des Biovolumens und
der Biomasse wurde neben der klassischen Epifluoreszenzmikroskopie eine alternative
Methode getestet und kalibriert. Eine einfache Trübungsmessung ist nicht ausreichend,
weil Gewässerproben außer den Zellen zahlreiche andere Partikel enthalten können.
Folgende Fragen waren im Detail zu beantworten:
1. Wie viele der ursprünglich vorhandenen Bakterienzellen werden wiedergewonnen?
2. Ist das empfohlene Desinfektions- und Spülverfahren für die Filtrationsmodule
ausreichend und nicht schädlich für die Anwendung bei Substratverwertungstests?
3. Kann die relativ mühsame Zählung der Bakterienzellen durch eine photometrische
Proteinbestimmung ersetzt werden?
4. Wie wirkt das Anreichern der Zellen auf das verwertete Substratspektrum und die
Abbaukinetiken?
Verfahrenstechnische Grundlagen
4
2 Verfahrenstechnische Grundlagen
2.1 Filtration und Filtrationsverfahren
Unter Filtration versteht man die Trennung eines Flüssigkeits-Feststoff-Gemisches
(Suspension) in seine Bestandteile. Dies geschieht über ein für die Flüssigkeit durchlässiges
Filtermedium, das den Feststoff zurückhält.
Je nach Suspensionszusammensetzung und Aufgabenstellung der Anwendung wird die
Fest/Flüssigfiltration als Kuchen- oder Klarfiltration bezeichnet. Die Kuchenfiltration
Klarfiltration ist die weitgehend vollständige Abtrennung aller Partikel aus der Suspension
mit geringem Feststoffanteil. Sonderformen sind hier die Anschwemmfiltration (hohe
Feststoffbeladung der Suspension) und die Siebfiltration (Partikel oberhalb einer
bestimmten Trenngrenze werden abgetrennt, Partikel unterhalb dieser Trenngrenze werden
durch das Filtermedium durchgelassen).
Die Ultra- und Mikrofiltration schließen bezüglich des Trennbereiches, d. h. der Größe der
abzutrennenden Partikel bzw. Moleküle, die Lücke zwischen Umkehrosmose und
Nanofiltration auf der einen Seite und Filtration auf der anderen Seite (Melin &
Rautenbach 2007), (Gasper 2000). In Abbildung 1 sind die Arbeitsbereiche verschiedener
Trennverfahren und die Größenbereiche, die Trennursache und die Druckdifferenz der
jeweiligen Verfahren dargestellt.
Verfahrenstechnische Grundlagen
5
Arbeitsbereiche von Trennverfahren
Bereich
ionogen / nieder- molekular
molekular /
makromolekular
kolloid- bzw.
feindispers
mechanisch
suspendiert
Größen- beispiele
Trenn- Ursache
Ionen
Wasserlösliche Salze
Kolloide
Pyrogene
Viren
Pigmente
Bakterien
Fein-Teststaub
Latex
Hefe
mit bloßem Auge
erkennbar
Konzentrations-
gradient
Molekülgröße
Partikelgröße
µm
Abbildung 1: Arbeitsbereiche von Trennverfahren, modifiziert nach (Gasper 2000)
0,0001 0,001 0,01 0,1 1 10 1000
200,00 Umkehrosmose
Nanofiltration
Ultrafiltration
Mikrofiltration
Filtration
0,10
1,00
10,00
100,00
Druckdifferenz Δp [bar]
5
Verfahrenstechnische Grundlagen
6
2.2 Mikrofiltrationsverfahren
Druckgetriebene Membranfiltrationsverfahren werden zwischen statischen (Dead-End)
und dynamischen (Cross-Flow) Betriebsweisen unterschieden. In Abbildung 2 ist das
Prinzip der statischen und dynamischen Filtration dargestellt.
Abbildung 2: Prinzip der statischen und dynamischen Filtration
Bei der statischen Filtration strömt die Suspension senkrecht zur Membranoberfläche,
wobei sich mit dem wachsenden Filtratvolumen die Deckschicht kontinuierlich vergrößert.
Bei der Cross-Flow-Mikrofiltration wird das Filtermedium während des
Filtrationsvorganges von der Suspension überströmt, sodass zwei Hauptstromrichtungen
orthogonal zueinander bestehen. Die Hauptstromrichtungen sind der Filterstrom durch das
Filtermedium und die Überströmung parallel zum Filtermedium. Dem Aufbau des
Filterkuchens während des Filtrationsvorganges wird durch die Überströmung der
Suspension entgegengewirkt. Eine Deckschichtausbildung auf der Membran kann meist
jedoch nicht ganz verhindert werden. (Ripperger 1992), (Melin & Rautenbach 2007).
Zeit
Dicke der Deckschicht (Filterkuchen)
spezifischer Filtratfluss
statische Filtration Dead-End-Filtration
Zeit
spezifischer Filtratfluss
Dicke der Deckschicht
dynamische Filtration Cross-Flow-Filtration
Zulauf (Feed)
Filtrat (Permeat)
Zulauf (Feed)
Konzentrat (Retentat)
Filtrat (Permeat)
Filterkuchen Filtermedium
Deckschicht Membran
Verfahrenstechnische Grundlagen
7
2.3 Kenngrößen der Mikrofiltration
2.3.1 Transmembrandruck
Zur Überströmung der Membran sowie zur Filtration wird die Suspension unter Druck
über das Membranmodul gepumpt. Infolge der Membranüberströmung fällt der Druck am
Moduleingang vom Wert p0 auf p1 am Modulausgang ab. Der Druckabfall ist von den
geometrischen Abmessungen des Strömungskanals, der Strömungsgeschwindigkeit im
Modul und den Fließeigenschaften des Konzentrats abhängig. Der Druck p2 auf der
Filtratseite ist wegen der dort vorhandenen, geringen Strömungsgeschwindigkeiten nahezu
konstant. Um die Filtration über die gesamte Länge des Membranmoduls zu gewährleisten,
muss der Druck p2 auf der Filtratseite kleiner sein als der Druck p1 am Modulausgang
(Abbildung 3). Der Druckunterschied zwischen Konzentrat und Filtrat wird als
transmembrane Druckdifferenz (TMP) bezeichnet. Hier wird für die Angabe der
transmembranen Druckdifferenz meistens der arithmetische Mittelwert gebildet (Ripperger
1992).
Abbildung 3: Schematische Darstellung einer Anlage zur Cross-Flow-Mikrofiltration
210
2p
ppTMP −
+= 2-1
TMP : transmembrane Druckdifferenz [ ]bar
0p : Druck am Moduleingang (Probe) [ ]bar
1p : Druck am Modulausgang (Konzentrat) [ ]bar
2p : Druck auf der Filtratseite [ ]bar
p1p2
Hohlfasermodul
t
p0
p1
Konzentrat
Filtrat
p2
p
Probe
p0
Verfahrenstechnische Grundlagen
8
2.3.2 Permeabilität
Die Durchlässigkeit einer Membran für Gase und Flüssigkeiten wird als Permeabilität P
bezeichnet und in barmhL ⋅⋅ 2 angegeben. Die Permeabilität wird wie folgt berechnet:
TMPAVP
M
F
⋅=
& 2-2
P : Permeabilität [ ]barmhL ⋅⋅ 2
FV& : Filtratvolumenstrom [ ]hL
MA : Membranfläche [ ]2m
Folgende Einflussgrößen sind für den Filtratstrom (Permeatfluss) bei der Cross-Flow-
Mikrofiltration von Bedeutung:
o transmembrane Druckdifferenz entlang des Membranmoduls (TMP);
o Geschwindigkeit der Membranüberströmung v ;
o Geometrie des Strömungskanals;
o Konzentration der abtrennbaren Stoffe c;
o Eigenschaften der abtrennbaren Stoffe (Partikelgröße, Konsistenz);
o Eigenschaften der Flüssigkeit (Viskosität);
o oberflächenaktive Stoffe in Verbindung mit den Oberflächeneigenschaften der
Membran und der Partikel
2.3.3 Selektivität
Der Volumenstrom durch die Membran wird als Filtratvolumenstrom FV& bezeichnet. Die
Abbildung 4 zeigt die Abhängigkeit des Filtratvolumenstroms von der transmembranen
Druckdifferenz. Es werden zwei Regionen unterschieden: die druckkontrollierte Region
und die stofftransferkontrollierte Region. In der druckkontrollierten Region kommt es zu
keiner Deckschichtbildung auf der Membranoberfläche, da der hydrodynamische
Rücktransport der Partikel größer ist als der konvektive Hintransport. Eine wesentliche
Rolle spielen hier die Größe, Art und Konsistenz der abzutrennenden Stoffe (Sethi &
Wiesner 1997). Im Bereich der stofftransferkontrollierten Region hat eine Erhöhung der
transmembranen Druckdifferenz keine Steigerung des Filtratstroms mehr zur Folge
(Altmann & Ripperger 1997).
Verfahrenstechnische Grundlagen
9
Abbildung 4: Abhängigkeit des Filtratvolumenstroms von der transmembranen Druckdifferenz und der Geschwindigkeit der Membranüberströmungsgeschwindigkeit v , modifiziert nach (Ripperger 1992)
2.4 Modellierung des Stofftransportes bei der Mikrofiltration
Für die Planung und Durchführung von Membranprozessen ist es notwendig Trenn- und
Flussleistungen zu betrachten. Dies geschieht mit Hilfe verschiedener empirischer und
theoretischer Ansätze. Sie dienen nicht nur der Leistungsvorhersage sondern auch dem
Verständnis der stattfindenden Vorgänge. Diese Modelle berücksichtigen hydrodynamische
und thermodynamische Randbedingungen, sowie auch physikalisch-chemische
Eigenschaften der Membranen, der Partikel und die damit auftretenden Wechselwirkungen.
Es werden zum Verständnis der Stofftransportvorgänge grundlegende
Gleichgewichtsmodelle für die Cross-Flow-Filtration vorgestellt (Ripperger 1992), (Melin
& Rautenbach 2007), (Schock 1985).
Die nachfolgenden verschiedenen Modelle beschreiben verschiedene Mechanismen.
2.4.1 Das Porenmodell
Im Porenmodell wird der Fluss durch eine poröse Membran analog zur Strömung durch
ein Haufwerk, das aus parallel geschalteten Kapillaren besteht, betrachtet. Es ist ein
Vergleich zur Strömung in Röhren angebracht. Sie wird mit Hilfe der
Widerstandscharakteristik im laminaren Bereich durch das Hagen-Poiseuillesche Gesetz
beschrieben.
druckkontrol-lierte Region
reine Flüssigkeit ◦ höhere Anströmgeschwindigkeit
◦ höhere Temperatur
◦ geringere Konzentration
3v
2v 123 vvv >>
1v stofftransferkontrollierte Region
Transmembrane Druckdifferenz
Filtr
atvo
lum
enst
rom
Verfahrenstechnische Grundlagen
10
LTMPd
v hKap ⋅
⋅=
η32
2
2-3
Kapv : Strömungsgeschwindigkeit in der Kapillare [m/s]
2hd : hydraulischer Durchmesser [m]
TMP : transmembrane Druckdifferenz [bar]
η : dynamische Viskosität der Flüssigkeit [Pa s]
L : Kapillarlänge [m]
Die Strömungsgeschwindigkeit in einer Kapillare Kapv kann in die Permeatgeschwindigkeit
des Haufwerkes bzw. der Membran pv übertragen werden, indem die Porosität als
Verhältnis der freien Anströmfläche zur Gesamtfläche verwendet wird.
HS
TMPTMPAvv
p⋅⋅−⋅
⋅=⋅=
μεηε
2)1( 22
3
2-4
pv : Filtratfluss
ε : Porosität [ - ]
vS : volumenspezifische Oberfläche [m2/m3]
μ : Umwegfaktor [ -]
H : Schichthöhe [m]
2.4.2 Diffusionsmodell
Das Diffusionsmodell beschreibt die Konzentrationspolarisation bei Membranverfahren.
Aufgrund des Rückhaltevermögens der Membran werden einige konvektiv zur Membran
transportierte Komponenten zurückgehalten. Die Konzentration der abgetrennten
Komponenten erhöht sich zur Membran hin und es bildet sich eine dünne Deckschicht.
Ein Rücktransport der zurückgehaltenen Komponenten in die Kernströmung kann auf
diffusiven oder hydrodynamischen Effekten beruhen, wobei hydrodynamische Effekte
(Scherkraft) aufgrund des Geschwindigkeitsgradienten an der Deckschicht resultieren
(Porter 1972), (Rautenbach & Albrecht 1981). Das Prinzip der Konzentrationspolarisation
und des diffusiven Rücktransports ist in der Abbildung 5 schematisch dargestellt.
Verfahrenstechnische Grundlagen
11
Abbildung 5: Konzentrationspolarisation an einer Membran A Konzentrationsprofil; B Druckprofil; C Strömungsprofil; DS Deckschicht; G Grenzschicht; KS Kernströmung; y Abstand zur Membran; v Membranüberströmung; p Druck; c Konzentration; δ Konzentrationsgrenzschichtdicke; δDS Deckschichtdicke, modifiziert nach (Ripperger 1993), (Melin & Rautenbach 2007)
Im Diffusionsmodell werden die Transportvorgänge für den einfachen Fall der
Membrankontrolle beschrieben. Unter Berücksichtigung der Teilströme
o konvektiver Hintransport,
o Transport durch die Membran und
o dem diffusiven Rücktransport
ergibt sich folgende Stoffbilanz (Rautenbach & Albrecht 1981):
0, =−⋅+⋅dydcDvcvc FiFFi 2-5
ic : Konzentration der Komponente i im Zulauf (Suspension) [mol/m3]
iFc , : Konzentration der Komponente i im Filtrat [mol/m3]
Fv : spezifischer Filtratstrom [m/s]
D : Diffusionskoeffizient [m2/s]
y : Koordinate senkrecht zur Membran [m]
DS G
KS
M
A B C
c p v
konvektiver Transport
KV&
diffusiver Rücktransport
Fc FV&
y
δDS
δ
Verfahrenstechnische Grundlagen
12
Nach Integration und Einführung der Konzentrationsgrenzschichtdicke δ, in der die
Konzentration der zu betrachtenden Komponente i auf den Wert der Kernströmung iKc ,
abfällt, erhält man folgende Gleichung.
iFiK
iFiM
iFiK
iFiMF cc
cck
ccccDv
,,
,,
,,
,, lnln−
−⋅=
−
−⋅=
δ 2-6
k : Stoffübergangskoeffizient [m/s]
δ : Konzentrationsgrenzschichtdicke [m]
Die Größe des Stoffübergangskoeffizienten hängt von den Strömungsbedingungen über
der Membran und den Stoffwerten ab. Dieser kann nach den bekannten Produktansätzen,
die meist auf experimentellen Untersuchungen beruhen, ermittelt werden.
Für eine laminare Strömung in einem Strömungskanal der Länge L wurde für den
Stoffübergang folgende Beziehung ermittelt:
31
31
31
Re62,1 ⎟⎠
⎞⎜⎝
⎛⋅⋅⋅⋅=Ld
ScdDk h
h 2-7
Sh : Sherwoodzahl
Re : Reynoldszahl
Sc : Schmidtzahl
hd : hydraulischer Durchmesser des Strömungskanals [m]
Für kugelförmige Partikel und Kolloide wird nach der Stokes-Einstein-Beziehung
folgender Diffusionskoeffizient abgeschätzt.
P
BdTk
D⋅⋅⋅⋅
=ηπ3
2-8
Bk : Boltzmann-Konstante 1-23101,3806 −⋅⋅ KJ
T : Temperatur [K]
η : dynamische Viskosität der Flüssigkeit [Pa s]
Pd : Partikeldurchmesser [m]
Verfahrenstechnische Grundlagen
13
Die berechnete Diffusion hat ihren Ursprung in der Brownschen-Molekularbewegung,
wodurch ein Partikel seine gerichtete Bewegung erfährt. Die Bewegungsintensität der
Partikel ist von der Temperatur und der Partikelgröße abhängig. Demnach verringert sich
der Filtratstrom mit steigender Partikelgröße. Dies gilt nur bis zu einer Partikelgröße
> 0,1 µm, da auf der Basis der Stokes-Einstein-Beziehung für die Mikrofiltration
ermittelten spezifischen Filtratflüsse niedriger sind als die berechneten Werte (Segré &
Silberberg 1962). Der Filtratstrom erfährt in Abhängigkeit der Partikelgröße in diesem
Bereich ein Minimum und steigt danach wieder an, weil andere Prozesse den Filtratstrom
bestimmen.
Das erweiterte Diffusionsmodell ergänzt den Ansatz des Diffusionsmodells durch
Einführen des effektiven Diffusionskoeffizienten, in welchem die durch die Brownsche
Molekularbewegung hervorgerufene Diffusion durch eine von der Wandschubspannung
induzierte zusätzliche „Diffusion“ erweitert wird. Somit gelingt eine Übertragung auf die
Mikrofiltration.
)(2
iwP
eff cfd
KD ⋅⋅
⋅=ητ
2-9
effD : effektiver Diffusionskoeffizient [m2/s]
wτ : Wandschubspannung [N/m2]
K : Membrankonstante [ - ]
η : dynamische Viskosität [Pa s]
Pd : Partikeldurchmesser [m]
ic : Konzentration der Komponente i [mol/m3]
Der effektive Diffusionskoeffizient ist von der Wandschubspannung und wesentlich von
der Partikelgröße abhängig. In diesem Fall wird der Rücktransport durch Zunahme der
Partikelgröße begünstigt und der Filtratfluss steigt.
2.4.3 Das Pinch-Modell
Der Pinch-Effekt beschreibt in einer Strömung die Querkraftwirkung eines
ungleichförmigen Geschwindigkeitsprofils an einem umströmten Körper, so dass diese
zurück in die Kernströmung transportiert werden (Porter 1972).
Segré und Silberberg beschreiben auf der Grundlage ihrer experimentellen Analysen
folgende Beziehung für die radiale Geschwindigkeitskomponente Pv suspendierter Partikel
Verfahrenstechnische Grundlagen
14
in einem Rohr (Segré & Silberberg 1962). Bei der Cross-Flow-Mikrofiltration ist dieser
Effekt vor allem bei Partikeln > 5 µm in laminaren Strömungen von Bedeutung (Ripperger
1992).
⎟⎟⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛−⋅⋅⎟⎟
⎠
⎞⎜⎜⎝
⎛⋅⋅⋅=
GGTT
PP r
rdr
dd
vv 12Re17,084,2
2-10
v : mittlere axiale Strömungsgeschwindigkeit [m/s]
Td : Rohrdurchmesser [m]
r : Koordinate in radialer Richtung [m]
GGr : Gleichgewichtsradius bei 0=Pv [m]
Nach den Gesetzen des Pinch-Effekts ergibt sich, dass sich kleine Partikel nicht aus der
Kernströmung zurückbewegen, sondern sich an der Membranoberfläche ablagern.
2.4.4 Ablagerungsmodell
Das Ablagerungsmodell beschreibt vorwiegend eine Kräftebilanz an einem einzelnen
Partikel auf der Membranoberfläche (Abbildung 6). Die durch die Filtratströmung
hervorgerufene Haftkraft FN, eine aus der Kernströmung resultierende membranparallele
Schleppkraft FS und eine ihr entgegen gesetzte Reibungskraft FR wirken dabei auf einen
Partikel.
Abbildung 6: Kräfte an einem Einzelpartikel in einem Querstromfilter im laminaren Grenzschichtbereich
x
y
w(y)
Membran
Fv&
Partikel
FN
FS
FR
Verfahrenstechnische Grundlagen
15
Ein Partikel wird sich nicht ablagern, solange die Schleppkraft größer ist als die
Reibungskraft. Wird ein Reibungskoeffizient µ eingeführt, gilt für diesen Fall
NRS FF ⋅> μ 2-11.
Durch unterschiedliche Strömungsgeschwindigkeiten ergeben sich für Partikeln
Untersuchungen von anaeroben Gewässerproben wurden von Christian durchgeführt
(Christian & Lind 2006).
Nach dem Animpfen der Biolog-Mikrotiterplatten und in regelmäßigen Zeitabständen
während der Inkubation wird die Farbentwicklung in den verschiedenen Vertiefungen
photometrisch bestimmt. Die Abbildung 12 zeigt einen typischen Farbverlauf in den
Vertiefungen der Mikrotiterplatten.
Biotechnologische Grundlagen
21
Plateaubildung durch Substrataufbrauch
Zeit
Abs
orpt
ion
Reduktion von TTC durchOxidation des Subtrats
Lag-PhaseWachstum der Zellen bis 108
Abbildung 12: Farbverlauf in den einzelnen Vertiefungen der Biolog-Mikrotiterplatten modifiziert nach Konopka (Konopka, Oliver et al. 1998)
In dieser Arbeit soll diese Methode zur Charakterisierung des physiologischen Profils der
Bakteriengemeinschaft vor und nach dem Anreicherungsprozess mit der CMF angewandt
werden. Weiterhin soll die Gesamtrate und Stärke der Farbentwicklung der
unterschiedlichen Substratklassen untersucht werden. Die Clusteranalyse (CA) und die
Hauptkomponentenanalyse (HKA) einer Probe der Fraktionen Original und Konzentrat
über die einzelnen Substrate soll Aufschluss über die Ähnlichkeit dieser Fraktionen geben
(Abbildung 13).
Abbildung 13: Darstellung der Untersuchungen des physiologischen Profils einer Bakteriengemeinschaft der einzelnen Fraktionen mit den Biolog-Mikrotiterplatten.
A
B
C
D
E
F
G
H
Charakterisierung des physiologischen Profils der Bakteriengemeinschaft in den einzelnen Fraktionen durch die:
Gesamtrate der Farbentwicklung
Stärke der Farbentwicklung der unterschiedlichen Substratklassen
CMF
VF
Wasserprobe
Vorfiltrat
Konzentrat
Filtrat
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
CA und HKA für eine Probe in den Fraktionen ORI und KON über die Substrate
Biotechnologische Grundlagen
22
Bei der Clusteranalyse werden Objekte an Hand der Ähnlichkeit ihrer Merkmale
schrittweise zu verschiedenen Gruppen bzw. Cluster zusammengefasst. Unter Verwendung
der Ward Methode, die als Proximitätsmaß die quadrierte Euklidische Distanz zu Grunde
legt, werden die Cluster so aggregiert, dass ein minimales Anwachsen der
Fehlerquadratsumme innerhalb eines Clusters resultiert (Otto 1997). Sind die Cluster in
etwa gleich groß, spiegelt dieses Verfahren die reale Struktur des Datensatzes gut wider.
Diese Methode ist neben der Average Linkage die Wahl und sollte bei vollkommen
unbekannter Datenstruktur zuerst angewandt werden (Einax, Zwanziger et al. 1997).
Bei der Hauptkomponentenanalyse, ist die Datenreduktion das wichtigste Ziel. Viele
beobachtete Merkmale (Variablen V1-V10) werden zu Hauptkomponenten
zusammengefasst, mit denen die Objekte (Faktoren 1-3) beschrieben werden (Beispiel
Abbildung 14) (Kessler 2007).
Abbildung 14: Prinzip der Hauptkomponentenanalyse nach Kessler (Kessler 2007)
Ausgangspunkt Viele Objekte, viele Daten Unübersichtlich Informationen bleiben versteckt Variablen der Ausgangsmatrix: V1 V2 V3 V4 V5 V6 V7 V8 V9 V10 Zielpunkt: Weniger unabhängige Übersichtlich Einflussgrößen Information wird herausgehoben
V1 V7 V8 V10 V2 V4 V3 V5 V6 V9
Faktor 1 Faktor 2 Faktor 3
Faktoren sind Hintergrundgrößen, die aus den Vordergrundgrößen,
den Variablen berechnet werden.
Jedes Objekt wird im Faktorraum beschrieben Datenreduktion
Material und Methoden
23
4 Material und Methoden
4.1 Untersuchungsgebiete
Für die Optimierung des MCC 1 wurden Proben aus verschiedenen Gewässern
genommen. Hierbei handelt es sich um Proben aus der Elbe sowie dem Sauteich und dem
Saubach.
4.1.1 Die Elbe
Die Elbe ist mit einer Länge von 1 094 km von der Quelle im Riesengebirge bis zur
Mündung in die Nordsee bei Cuxhaven und einem Einzugsgebiet von 148 268 km2 das
viertgrößte Flussgebiet Mitteleuropas (Abbildung 15). Im Einzugsgebiet der Elbe leben
24,5 Mio. Einwohner. Zu den wichtigsten Nebenflüssen der Elbe gehören die Moldau,
Saale, Havel, Mulde, Schwarze Elster und Eger.
Abbildung 15: Einzugsgebiet Elbe und Probennahmestelle km 327
Probenahmestelle km 327 links
Magdeburg
Nordsee
1km
Material und Methoden
24
4.1.2 Der Sauteich und der Saubach
Die Talsperre Muldenberg befindet sich im Vogtlandkreis des Freistaates Sachsen und ihre
nächstgelegene Stadt ist Schöneck (Abbildung 16). Die Talsperre wurde 1925 in Betrieb
genommen und staut die Rote Mulde, die Weiße Mulde und den Saubach (einen Abfluss
des Sauteichs). Sie dient der Rohwasserbereitstellung für die Trinkwasserversorgung und
darüber hinaus dem Hochwasserschutz. Das Einzugsgebiet der Talsperre Muldenberg
besteht zum größten Teil aus Hochmoor, was einen Huminstoffeintrag in den
Wasserkörper bewirkt. Die Talsperre hat einen niedrigen pH-Wert der natürlichen
Ursprungs ist (Sieber 1992).
Abbildung 16: a) Lage der Talsperre Muldenberg; b) Probenahmestelle Sauteich
4.2 Probennahme
Die Probennahmen erfolgten mittels Stielschöpfer bzw. Probenschöpfer in einem
autoklavierten 10 L Kanister aus Polypropylen. Die Proben wurden gekühlt bei 4 °C und
abgedunkelt transportiert.
Rote Mulde Weiße Mulde
Auslauf Talsperre
Sauteich
1km
Saubach
a) b)
Material und Methoden
25
4.3 Aufbau des Munich Cell Concentrator 1 Der Munich Cell Concentrator wurde für die Anreicherung von Bakterien in Wasserproben
entwickelt (Peskoller, Niessner et al. 2009). Er wurde so konstruiert, dass das Konzentrat
nicht, wie in der Literatur beschrieben, in den Probenbehälter zurückgeführt wird, sondern
eine Aufkonzentrierung durch kontinuierliche Mehrfachüberspülung in einer
Zirkulationsschleife stattfindet (Nagata, Herouvis et al. 1989), (Abbildung 17). Der Vorteil
besteht darin, dass Zellen aus der Probe, die sich nach der Anreicherung noch auf der
Membran befinden, durch gezielte Spülvorgänge aus dem System nahezu vollständig
wiedergewonnen werden können. Der MCC 1 zeichnet sich auch durch ein geringes
Volumen der Zirkulationsschleife und einen dadurch erreichbaren höheren
Anreicherungsfaktor aus. Aufgrund seiner robusten Bauweise ist er nicht nur für den
Einsatz im Labor sondern auch für die Anreicherung im Feld geeignet.
Abbildung 17: Schematischer Aufbau a) eines in der Literatur beschriebenen Filtrationssystems und b) eines Filtrationssystems mit Rezirkulationsschleife, modifiziert nach Peskoller (Peskoller 2010)
p1 p2p0
Probe
Filtrat
Hohlfasermodul
Konzentrat
V1
p1 p2p0
V2
V3
Eluat
Hohlfasermodul
Probe
Filtrat
pi Drucksensoren
Durchflusssensor
Drei-Wege-Regelventil
Magnetventile Vi
Schlauchpumpe
Rezirkulationsschleife
b)a)
Material und Methoden
26
Für die Realisierung des Filtrationsprozesses wurden zusätzlich drei Ventile, die mittels
Computer angesteuert werden, eingebaut. Dies ermöglicht eine automatisierte Ansteuerung
des MCC 1 in den verschiedenen Modi (Tabelle 1).
Tabelle 1: Beschreibung der einzelnen Modi
*Austausch des Zirkulationsschlauches mit dem Filtratschlauch
Kalibrierkurve mit Roti-Nanoquant und BSA (Albumin Fraktion V) 0-100 µg/ml
y = 0,01740x + 0,62365R2 = 0,99997
0,5
1,0
1,5
2,0
2,5
0 20 40 60 80 100 120
µg/ml
OD
590
/450
Abbildung 28: Kalibrierkurve zur Bestimmung der Proteinkonzentration
Material und Methoden
44
Die analytischen Grenzwerte für diese Kalibriergeraden sind die Nachweisgrenze mit
0,722 µg/ml, die Erfassungsgrenze mit 1,44 µg/ml und die Bestimmungsgrenze mit
2,90 µg/ml. Das Bestimmtheitsmaß dieser Kalibriergeraden beträgt R2=1.
Die Berechnung der Proteinkonzentration wurde mit Hilfe der folgenden Gleichung
bestimmt:
0174,0
)62365,0(450
590
Pr
−=OD
c 4-13
OD : Optische Dichte [nm]
Prc : Proteinkonzentration [µg/ml]
Die Messung der Kalibrierung und der Proben erfolgte am Beckman-Photometer.
Ergebnisse und Diskussion
45
5 Ergebnisse und Diskussion
5.1 Die Wiederfindungsrate der Bakterien, ihr Biovolumen, -masse
und die Morphologie
5.1.1 Bestimmung des druckkontrollierten Arbeitsbereiches
Um eine hohe Wiederfindungsrate zu erzielen, sollte die Filtration im druckkontrollierten
Bereich stattfinden. Es wurde der druckkontrollierte Bereich des Filtrationsaufbaues mit
deionisiertem Wasser bestimmt (Abbildung 29, Tabelle A3). Grundsätzlich gilt, dass der
Filtratfluss linear mit dem TMP ansteigt. Es kann zu einer Komprimierung der
Deckschicht auf der Membran kommen, wenn ein kritischer Druck erreicht ist. Der
Filtratfluss nimmt dabei langsam ab und erreicht meist einen konstanten Wert, welcher als
kritischer Fluss bezeichnet wird.
Abbildung 29: Lineare Abhängigkeit des Filtratflusses vom TMP
5.1.2 Bestimmung der Wiederfindungsrate in Abhängigkeit des TMP
Für die Anreicherung von Mikroorganismen aus Gewässerproben mit dem MCC 1 wurde
mit unterschiedlichen TMP gearbeitet. Hierbei sollte die Reproduzierbarkeit durch
Wiederholungsmessungen von Proben in Bezug auf den TMP und auf die
Wiederfindungsrate getestet werden. Die Prozessparameter Filtratfluss und Permeabilität
wurden ermittelt.
R2 = 0,9956
0
400
800
1200
1600
0,000 0,020 0,040 0,060 0,080 0,100
TMP [bar]
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
Ergebnisse und Diskussion
46
In einem 1. Anreicherungsversuch sollten zwei Elbeproben vom 09.11.2009 mit einem
Druck von 0,075 bar filtriert werden. Es ergaben sich maximale TMP von 0,083 bar
und 0,076 bar. Die Abbildung 30 zeigt die Prozessparameter Filtratfluss, TMP und
Permeabilität als Funktion der Zeit (Tabelle A4 und A5). In der Probe Elbe 1 stieg der
Filtratfluss auf 271,4 ml/min bei einem TMP von 0,083 bar an. Die Permeabilität erreichte
ihr Maximum bei 7590 L/h m2 bar. Während der TMP annähernd gleich blieb, nahmen der
Filtratfluss um 24 % und die Permeabilität um 42 % ab. Es wurden 23% der Bakterien im
Konzentrat wiedergewonnen bei einer Anreicherungszeit von 6,3 Minuten. In der Probe
Elbe 2 stieg der Filtratfluss auf 185,4 ml/min und die Permeabilität auf 5079 L/h m2 bar
bei einem TMP von 0,076 bar an. Der Filtratfluss nahm um 11 % und die Permeabilität um
23 % ab bei einer Anreicherungszeit von 13 Minuten. Es wurden 33% der Bakterien im
Konzentrat wiedergewonnen.
Abbildung 30: Grafische Darstellung der Prozessparameter Filtratfluss, TMP und Permeabilität über die Zeit der Proben Elbe 1 und Elbe 2 vom 09.11.09
0 2 4 6 8 10 12 14
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
100
150
200
250
300
350
400
TMP
[bar
]
0,000
0,015
0,030
0,045
0,060
0,075
0,090
Perm
eabi
lität
[L/h
m2 b
ar]
3000
4000
5000
6000
7000
8000
Zeit [min]
0 2 4 6 8 10 12 14
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
100
150
200
250
300
350
400
TMP
[bar
]
0,000
0,015
0,030
0,045
0,060
0,075
0,090
Perm
eabi
lität
[L/h
m2 b
ar]
3000
4000
5000
6000
7000
8000
Filtratfluss TMPPermeabilität
Elbe 1 WFR: 23%
Elbe 2 WFR: 33%
Ergebnisse und Diskussion
47
In einem 2. Anreicherungsversuch sollte ebenfalls die Reproduzierbarkeit getestet werden.
Es sollten zwei Sauteichproben mit einem TMP von 0,300 bar filtriert werden. Es wurden
maximale TMP von 0,232 bar bzw. 0,340 bar erreicht. Durch eine schnellere
Überströmung der Membranoberfläche sollte eine Ablagerung von Partikeln verhindert
werden. Die Prozessdaten Filtratfluss, TMP und Permeabilität sind als Funktion der Zeit in
der Abbildung 31 dargestellt (Tabelle A6 und A7). Der TMP wurde jeweils in zwei Stufen,
nach erkennbarer Abnahme des Filtratflusses, erhöht. In der Probe Sauteich 1 zeigte sich,
dass eine Erhöhung des TMP auch eine Steigerung des Filtratflusses zur Folge hatte.
Dennoch nahm nach kurzer Zeit der Filtratfluss wieder leicht ab. Es kam zu einer
Deckschichtbildung. Bei der Probe Sauteich 2 ist gut zu erkennen, dass der Filtratfluss nach
1,7 Minuten sank, während der TMP stieg. Die Wiederfindungsrate der Bakterien in den
Konzentraten von 22 % bzw. 17 % lagen hier niedriger als im ersten Versuch. Es zeigte
sich, dass das Eluieren der Bakterien von der Membran bei einer weiteren Erhöhung des
TMP zunehmend schwieriger wird.
Abbildung 31: Grafische Darstellung der Prozessparameter Filtratfluss, TMP und Permeabilität über die Zeit der Proben Sauteich 1 und Sauteich 2 vom 09.12.09
0 1 2 3 4
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
200
400
600
800
1000
TMP
[bar
]
0 ,0
0,1
0,2
0,3
0,4
Perm
eabi
lität
[L/h
m2 b
ar]
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
Zeit [m in]
0 1 2 3 4
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
200
400
600
800
1000
TMP
[bar
]
0 ,0
0,1
0,2
0,3
0,4
Perm
eabi
lität
[L/h
m2 b
ar]
2000
3000
4000
5000
6000
7000
8000
Filtratfluss TMPPermeabilität
Sauteich 1 WFR: 22 %
Sauteich 2 WFR: 17 %
↑ TMP
1. Stufe2. Stufe
1. Stufe
2. Stufe
Ergebnisse und Diskussion
48
In der Abbildung 32 ist der Filtratfluss als Funktion des TMP aufgetragen. Wie im
Kapitel 2.2.3 und Abbildung 4 beschrieben, hat hier eine Erhöhung des TMP keine
Erhöhung des Filtratflusses mehr zur Folge.
Abbildung 32: Filtratfluss f (TMP) vom Sauteich 1 und Sauteich 2
Da sich die Anreicherungsversuche der Proben Saubach 1 und Saubach 2 mit den
Anreicherungsversuchen der Proben Sauteich 1 und Sauteich 2 in Bezug auf den
maximalen TMP ähneln, sind diese im Anhang in der Abbildung A 1 grafisch dargestellt
und deren Prozessparameter in den Tabellen A 9 und A 10 aufgeführt.
Die Abbildung 33 zeigt die Wiederfindungsrate, den TMP und die Filtrationszeit der bisher
angereicherten Proben. Werden die Proben nach steigendem maximalen TMP aufgetragen,
ist mit dessen Zunahme von 0,076 bar auf 0,340 bar eine gleichzeitige Abnahme der
Wiederfindungsrate der Bakterien und der Filtrationszeit zu erkennen.
Konzentrationspolarisation (Abschnitt 2.4.2, Abbildung 5) und Membranfouling
(Abschnitt 2.5) verbunden mit Deckschichtkomprimierung sind wahrscheinliche Ursachen
für die Abnahme der Wiederfindungsrate der Bakterien während des
Anreicherungsprozesses. Es zeigt sich, dass der maximale TMP ausschlaggebend für die
Wiederfindung der Bakterien ist.
TMP [bar]
0,05 0,10 0,15 0,20 0,25 0,30 0,35 0,40
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
300
400
500
600
700
800
Sauteich 1Sauteich 2
Ergebnisse und Diskussion
49
Proben
Elbe 2
Elbe 1
Sautei
ch 1
Sauba
ch 1
Sauba
ch 2
Sautei
ch 2
Wie
derf
indu
ngsr
ate
[%]
0
25
50
75
100
TMP
[bar
]
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
Zeit
[min
]
0
2
4
6
8
10
12
14
WFRTMPZeit
Abbildung 33: Vergleich der Wiederfindungsrate der Bakterien und der Zeit mit zunehmenden TMP der Proben Elbe vom 09.11.09, der Proben Sauteich und Saubach vom 09.12.09
In einem weiteren Versuch wurden vier Elbeproben vom 02.02.2010 mit unterschiedlichen
maximalen TMP filtriert. Ein maximaler TMP von 0,100 bar sollte dabei nicht
überschritten werden, da hier in den ersten Anreicherungsversuchen die WFR der
Bakterien sehr niedrig war. Um ein nahezu vollständiges Ablösen der Bakterien von der
Membran zu gewährleisten, wurde bei diesen Proben mit einer modifizierten
Spülung/Elution gearbeitet (Abschnitt 4.5.3, Tabelle 4). Eine zweite Elution wurde
durchgeführt, um zu prüfen, ob das Elutionsvolumen ausreichend war. Hier sind allerdings
Verdünnungseffekte zu erwarten. In der Abbildung 34 sind der Filtratfluss, der TMP und
die Permeabilität als Funktion der Zeit aufgetragen.
Ergebnisse und Diskussion
50
Abbildung 34: Grafische Darstellung der Prozessparameter Filtratfluss, TMP und Permeabilität über die Zeit der Proben Elbe 1 bis Elbe 4 vom 02.02.10
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
0
100
200
300
400
500
TMP
[bar
]
0,000,020,040,060,080,100,12
Perm
eabi
lität
[L/h
m2
bar]
0
1e+5
2e+5
3e+5
4e+5
5e+5
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
0
100
200
300
400
500
TMP
[bar
]
0,000,020,040,060,080,100,12
Perm
eabi
lität
[L/h
m2
bar]
0
1e+5
2e+5
3e+5
4e+5
5e+5
Filtratfluss TMPPermeabilität
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
0
100
200
300
400
500
TMP
[bar
]
0,000,020,040,060,080,100,12
Perm
eabi
lität
[L/h
m2
bar]
0
1e+5
2e+5
3e+5
4e+5
5e+5
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
0
100
200
300
400
500
TMP
[bar
]
0,000,020,040,060,080,100,12
Perm
eabi
lität
[L/h
m2
bar]
0
1e+5
2e+5
3e+5
4e+5
5e+5
Zeit [min]
Elbe 1 WFR: 85%
Elbe 2 WFR: 92%
Elbe 3 WFR: 76%
Elbe 4 WFR: 38%
Ergebnisse und Diskussion
51
Die höchste Wiederfindungsrate von 92% wurde in der Probe Elbe 2 bei einem maximalen
TMP von 0,041 bar erzielt. Wird dabei nur die Cross-Flow-Mikrofiltration betrachtet und
von 100% der Zellen im Vorfiltrat ausgegangen, beträgt die Wiederfindungsrate 94 %. In
der Tabelle 6 sind die Wiederfindungsraten der einzelnen Proben Elbe 1 bis Elbe 4
aufgeführt. Bei einem maximalen TMP von 0,033 bar in der Probe Elbe 1 und bei einem
maximalen TMP von 0,064 bar in der Probe Elbe 3 sind niedrigere Wiederfindungsraten
von 85 % und 76 % zu verzeichnen. Jedoch kann aufgrund der Variabilität der
Bakterienzählung kein signifikanter Unterschied in den Proben Elbe 1 bis Elbe 3
festgestellt werden (Abbildung 35). Eine deutliche Abnahme der Wiederfindungsrate auf
38 % ist bei einem maximalen TMP von 0,103 bar zu beobachten. In der Abbildung 34 ist
bei der Probe Elbe 4 ein Störpeak zu erkennen. Dieser ist dadurch entstanden, dass die
Probenflasche kurzzeitig angehoben wurde und dieses zu einer Schwankung des
hydrostatischen Drucks führte. Generell ist darauf zu achten, dass diese Einflüsse bei der
Filtration vermieden werden.
Tabelle 6: Parameter der Proben Elbe 1 bis Elbe 4 vom 02.02.10 Probe Elbe 1 2 3 4 Wiederfindung (gesamt) [%] 85 92 76 38
Tabelle A 3: TMP, Filtratfluss, Querstromgeschwindigkeit und Permeabilität des druckkontrollierten Bereichs des Filtrationsaufbaues mit deionisiertem Wasser
TMP [bar]
Filtratfluss [ml/min]
Querstromgeschwindigkeit [L/h· m2]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,013 312,8 0,313 39553
0,022 381,0 0,381 28468
0,033 512,4 0,512 25524
0,043 615,3 0,615 23522
0,058 779,1 0,779 22081
0,072 940,7 0,941 21477
0,086 1146 1,15 21899
Anhang
iii
Tabelle A 4: Prozessparameter Elbe 1 vom 09.11.2009 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,1 161,9 0,04 6049
0,2 184,7 0,04 7590
0,3 255,4 0,08 5524
0,7 271,4 0,08 5870
1,0 267,7 0,07 6568
1,3 261,4 0,07 6052
1,7 260,7 0,07 5791
2,0 256,6 0,08 5624
2,3 254,2 0,08 5223
2,7 250,8 0,08 5153
3,0 249,2 0,08 5185
3,3 246,0 0,08 5119
3,7 242,4 0,08 4981
4,0 240,2 0,08 4875
4,3 233,9 0,08 4689
4,7 233,4 0,08 4679
5,0 233,4 0,08 4623
5,3 223,7 0,08 4484
5,7 220,2 0,08 4469
6,0 218,6 0,08 4436
6,3 207,2 0,07 4731
Anhang
iv
Tabelle A 5: Prozessparameter Elbe 2 vom 09.11.2009 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,2 117,9 0,053 3657
0,5 121,5 0,055 3631
0,8 138,2 0,059 3850
1,2 138,3 0,062 3667
1,5 159,9 0,071 3702
1,8 171,2 0,076 3703
6,2 177,5 0,073 3997
7,2 177,1 0,075 3882
8,5 174,9 0,073 3938
9,7 185,4 0,06 5079
10,8 165,5 0,071 3832
11,0 155,5 0,065 3933
12,0 162,5 0,067 3987
13,0 165,7 0,064 4256
Tabelle A 6: Prozessparameter Sauteich 1 vom 09.12.2009 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,2 391,9 0,091 7079
0,3 391,9 0,092 7002
0,7 385,5 0,09 7041
1,0 383,1 0,093 6772
1,3 378,2 0,099 6280
1,7 372,9 0,098 6255
2,0 370,4 0,105 5799
2,3 502,4 0,139 5941
2,7 495,1 0,144 5652
3,0 486,4 0,148 5402
3,3 549,4 0,215 4201
3,7 637,4 0,225 4657
4,0 634,1 0,232 4493
Anhang
v
Tabelle A 7: Prozessparameter Sauteich 2 vom 09.12.2009 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,2 449,6 0,112 6599
0,3 445,2 0,121 6048
0,7 439,1 0,124 5821
1,0 610,1 0,200 5015
1,3 605,1 0,211 4714
1,7 763,9 0,281 4469
2,0 762,8 0,301 4166
2,3 746,3 0,318 3858
2,7 748,1 0,340 3617
Tabelle A 8: Prozessparameter Saubach 1 vom 09.12.2009 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,2 598,4 0,209 4707
0,3 595,9 0,214 4577
0,7 578,1 0,224 4242
1,0 577,3 0,243 3905
1,3 556,6 0,252 3631
1,7 552,9 0,265 3430
2,0 528,2 0,27 3216
2,3 525 0,283 3050
2,7 516 0,294 2885
3,0 506 0,302 2754
3,3 509,4 0,318 2633
Anhang
vi
Tabelle A 9: Prozessparameter Saubach 2 vom 09.12.2009 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,2 726,1 0,110 10851
0,3 727,9 0,114 10496
0,7 726,6 0,117 10209
1,0 722,7 0,121 9818
1,3 718,7 0,127 9303
1,7 705,9 0,132 8791
2,0 963,7 0,182 8704
2,3 964,0 0,200 7923
Abbildung A 1: Grafische Darstellung der Prozessparameter Filtratfluss, TMP, Permeabilität über die Zeit
0 1 2 3 4
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
200
400
600
800
1000
TMP
[bar
]
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
Perm
eabi
lität
[L/h
m2 b
ar]
2000
4000
6000
8000
10000
12000
Zeit [min]
0 1 2 3 4
Filtr
atflu
ss [m
l/m
in]
200
400
600
800
1000
TMP
[bar
]
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
Perm
eabi
lität
[L/h
m2 b
ar]
2000
4000
6000
8000
10000
12000
Filtratfluss TMPPermeabilität
Saubach 1 WFR: 20 %
Saubach 2 WFR: 18 %
Anhang
vii
Tabelle A 10: Parameter der Proben Saubach 1 und 2
Probe Saubach 1 2
Anreicherung (soll) 1: 22 29
Wiederfindung [%] 20 18
Filtrationszeit [min] 3,3 2,3
TMP (mittlere) [bar] 0,261 0,318
TMP (maximale) [bar] 0,138 0,200
Filtratfluss (mittlere) [ml/min] 549,4 782
Permeabilität (mittlere) [L/h m2 bar] 3548 9512
Tabelle A 11: Prozessparameter Elbe 1 vom 02.02.2010 Zeit [min]
Filtratfluss [ml/min]
TMP [bar]
Permeabilität [L/h m2 bar]
0,2 275,0 0,001 452055
0,3 280,2 0,001 460603
0,7 279,0 0,002 229315
1,0 287,1 0,003 157315
1,3 307,4 0,004 126329
1,7 347,9 0,011 51990
2,0 376,0 0,014 44149
2,3 390,0 0,020 32055
2,7 399,0 0,025 26236
3,0 393,9 0,026 24904
3,3 392,6 0,028 23049
3,7 391,0 0,029 22163
4,0 387,8 0,030 21249
4,3 383,5 0,031 20336
4,7 384,7 0,032 19762
5,0 382,5 0,033 19054
5,3 365,2 0,031 19365
5,7 364,3 0,030 19962
Anhang
viii
Tabelle A 12: Parameter der Proben Elbe 1 und Elbe 2 Elbe 1 Elbe 2