Aus der Klinik für Kleintiere der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig und der Abteilung für Neuropathologie der Charité der Freien Universität Berlin Histochemische und elektronenmikroskopische Untersuchungen der paravertebralen Muskulatur bei Hunden mit degenerativen Erkrankungen der Wirbelsäule Inaugural-Dissertation zur Erlangung des Grades eines Doctor medicinae veterinariae (Dr. med. vet.) durch die Veterinärmedizinische Fakultät der Universität Leipzig eingereicht von Romy Herrschelmann aus Wolgast Leipzig 2006
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Aus der Klinik für Kleintiere
der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig und der Abteilung für Neuropathologie
der Charité der Freien Universität Berlin
Histochemische und elektronenmikroskopische Untersuchungen der paravertebralen Muskulatur bei
Hunden mit degenerativen Erkrankungen der Wirbelsäule
Inaugural-Dissertation
zur Erlangung des Grades eines Doctor medicinae veterinariae (Dr. med. vet.)
durch die Veterinärmedizinische Fakultät der Universität Leipzig
eingereicht von Romy Herrschelmann
aus Wolgast
Leipzig 2006
Mit Genehmigung der Veterinärmedizinischen Fakultät der Universität Leipzig Dekan: Prof. Dr. Karsten Fehlhaber Betreuer: Prof. Dr. Vera Grevel Prof. Dr. Gisela Stoltenburg-Didinger Gutachter: Prof. Dr. Vera Grevel, Klinik für Kleintiere, Universität Leipzig
Prof. Dr. Gisela Stoltenburg-Didinger, Institut für Neuropathologie, Charité, Freie Universität Berlin Prof. Dr. Heinz-Adolf Schoon, Institut für Veterinär-Pathologie, Universität Leipzig Prof. Dr. Thomas Bilzer, Institut für Neuropathologie, Heinrich-Heine-Universität Düsseldorf
Tag der Verteidigung: 19.01.2006
Für meine Familie
Inhaltsverzeichnis 1 Einleitung 1 2 Literaturübersicht 2 2.1 Die Skelettmuskulatur des adulten Hundes 2 2.1.1 Muskelfasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes 3 2.1.2 Verteilung der Fasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes 5 2.1.3 Unterschiede der Muskelfasertypen hinsichtlich Rasse, Körpermasse,
Alter, Geschlecht und Training 6 2.1.4 Messung des Faserkalibers 8 2.1.5 Bestimmung des Variationskoeffizienten der Muskelfasergrößen 9 2.2 Gewebssyndrome des Skelettmuskels 9 2.2.1 Das myopathische Gewebssyndrom 11 2.2.2 Das entzündliche Gewebssyndrom 11 2.2.3 Das neurogene Gewebssyndrom 12 2.2.4 Metabolische Myopathien 13 2.2.5 Strukturmyopathien in der Skelettmuskulatur 14 2.2.6 Unterscheidungskriterien der Gewebssyndrome 15 2.3 Einfluss neurologischer Störungen auf die Muskulatur 16 2.4 Morphologie und Funktion der Mitochondrien 18 2.4.1 Aufbau der Mitochondrien 18 2.4.2 Struktur der mitochondralen DNS 19 2.4.3 Vermehrung der Mitochondrien 20
2.4.4 Funktion der Mitochondrien 20 2.4.5 Mitochondriopathien 21 2.4.5.1 Mitochondrale Myopathie 21 2.4.5.2 Hypoxidosen 22 2.5 Der Aufbau der Wirbelsäule 23 2.6 Aufgabe und Funktion der Rückenmuskulatur 25 2.7 Rückenmark und begleitende Strukturen 26 2.8 Rückenmarkskompressionen 27 2.8.1 Arten von Rückenmarkskompressionen 27 2.8.1.1 Zervikale Diskopathie 30 2.8.1.2 Thorakolumbale Diskopathie 30 2.8.1.3 Atlantoaxiale Instabilität 31 2.8.1.4 Lumbosakrale Stenose 31 2.8.1.5 Kaudale Zervikale Spondylomyelopathie 32 2.8.2 Diagnose von Rückenmarkskompressionen 33 2.8.3 Operations-Methoden 34 3 Tiere, Material und Methoden 37 3.1 Tiere 37 3.1.1 Klinische Daten der Patienten 37 3.1.2 Art der Rückenmarkskompression 39 3.1.3 Lokalisation der Rückenmarkskompression 40 3.1.4 Auswahl und Entnahme der Muskelbiopsien 44
3.2 Methoden 45 3.2.1 Gefriertechnik der Proben für die Lichtmikroskopie 45 3.2.2 Färbemethoden der Proben für die Lichtmikroskopie 46 3.2.3 Elektronenmikroskopie 51 3.2.4 Morphometrie 53 4 Ergebnisse 55 4.1 Morphologische Veränderungen 55 4.1.1 Neurogenes Gewebssyndrom 57 4.1.2 Myopathisches Gewebssyndrom 64 4.1.3 Lipofuszin in der Skelettmuskulatur 75 4.2 Morphometrische Veränderungen 76 5 Diskussion 78 6 Zusammenfassung 87 7 Summary 89 8 Literaturverzeichnis 91
Abkürzungen BSH Berner Sennenhund Cx Wirbel der Halswirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) GM Gliedmaßen HGM Hintergliedmaßen HWS Halswirbelsäule kDa Kilo Dalton KHT Kurzhaarteckel LHT Langhaarteckel Lx Wirbel der Lendenwirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) RHT Rauhaarteckel Sx Wirbel der Schwanzwirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) Thx Wirbel der Brustwirbelsäule (x = Nummer des Wirbels) VGM Vordergliedmaße
1 Einleitung
Beim Menschen führen Diskopathien zu schmerzbedingten Schon- und Fehlhaltungen der
Wirbelsäule, die in besonderem Maße die Rückenmuskulatur belasten. Diese Überbean-
spruchung der Muskeln kann zu morphologischen und pathophysiologischen Veränderungen
führen, die in unterschiedlichem Maße histologisch, immunhistologisch und/oder elektronen-
mikroskopisch nachweisbar sind. Bei einigen dieser Patienten ließen die gefundenen Verän-
derungen eine primäre Muskelerkrankung vermuten. Eine solche, in ihrer Funktion insuffi-
ziente Muskulatur, könnte eine Wirbelinstabilität nach sich ziehen und Ursache für eine nach-
folgende Diskopathie sein.
Da der Bandscheibenvorfall beim Hund eine häufige Erkrankung darstellt, sollte der Frage
nachgegangen werden, inwiefern auch der Hund bei einer solchen Erkrankung morphologi-
sche, immunhistologische und/oder elektronenmikroskopische Muskelfaserveränderungen der
Rückenmuskulatur aufweist. Lassen sich Veränderungen diagnostizieren, die als Überbean-
spruchung der Muskulatur interpretiert werden können? Sind muskuläre Reaktionen zu fin-
den, die eine Funktionseinschränkung zur Folge haben? Ergibt sich daraus eine Instabilität,
die eine Bandscheibenerkrankung nach sich zieht?
Um diese Fragestellungen beantworten zu können, wurden während des operativen Eingriffes
bei Hunden mit Diskusprolaps, Diskushernien oder einem Menigiom Rückenmuskelbiopsien
im Seitenvergleich sowie ober- und unterhalb der Kompression des Rückenmarks entnommen
und untersucht. Dazu wurden die Biopsien geteilt und in flüssigem Stickstoff bzw. Glutar-
aldehyd gelagert. Später erfolgten eine lichtmikroskopische und eine elektronenmikros-
kopische Untersuchung. Verschiedene Parameter wurden qualitativ und quantitativ erfasst.
Bei ausgewählten Hunden mit Kompressionen im Bereich der thorakalen und/oder lumbalen
Wirbelsäule wurden die Fasergrößen morphometrisch bestimmt.
Zum jetzigen Zeitpunkt liegen nur wenige systematische Untersuchungen beim Hund vor, die
sich mit morphologischen Veränderungen der Skelettmuskulatur befassen. Meist gehen sie
nicht über eine Betrachtung der Fasergrößen hinaus oder beziehen sich auf bestimmte, meist
selten auftretende, Muskelerkrankungen des Hundes. Feingewebliche und morphometrische
Untersuchungen der Rückenmuskulatur fehlen völlig. Somit bildet die Arbeit zudem eine
Basis für Untersuchungen der Rückenmuskulatur, des wichtigsten Halteapparates der Wirbel-
säule des Hundes.
2 Literaturübersicht
2.1 Skelettmuskulatur des adulten Hundes
Die Muskelfasern des normalen Skelettmuskels weisen histologisch im Querschnitt eine
typische polygonale Konfiguration mit geringen Faserkalibervariationen auf und zeigen
hauptsächlich subsarkolemmal (4-8 pro Faserquerschnitt) gelegene, selten binnenständige
Muskelkerne. Binnenständige Kerne kommen physiologisch v.a. in der Nähe von Muskel-
faszien vor und dürfen dann nicht als myopathische Gewebsveränderung fehlinterpretiert
werden.
Die Muskelfaser setzt sich aus mehreren hundert Myofibrillen zusammen, die u.a. die
kontraktilen Proteine Aktin und Myosin enthalten. Diese Aktin- und Myosinfilamente sind
regelmäßig ineinander verzahnt und bilden auf diese Weise das charakteristische Muster der
quergestreiften Muskulatur.
Der Muskelaufbau stellt sich im Elektronenmikroskop deutlich dar (Abb. 1). Dabei sind die
Filamente so angeordnet, dass die dickeren Myosinfilamente nebeneinander liegend ins-
gesamt die A-Bande der Myofibrille ergeben. In der I-Bande liegen die dünneren Aktin-
filamente. Diese ragen zwischen die Myosinfilamente, erreichen jedoch nicht die gegenüber-
liegenden Aktinfilamente, so dass innerhalb der A-Bande ein helleres Areal, die H-Zone
(Hensens-Zone), bleibt. In dieser H-Zone befinden sich die verdickten Anfangsteile der
Myosinfilamente, diese bilden die sogenannte Mittelscheibe (M-Linie). Die Aktinfilamente
sind an der Zwischenscheibe (Z-Linie), die in der Mitte der I-Bande lokalisiert ist, befestigt
(LEONHARDT 1990).
Der Bereich zwischen zwei angrenzenden I-Banden wird Sarkomer genannt. Viele dieser
wiederkehrenden Sarkomere bilden eine Myofibrille. Die Myofibrillen sind untereinander
durch den intermyofibrillären Raum getrennt (DUBOVITZ und BROOK 1973).
Der Aufbau ist in der folgenden Abbildung 1 schematisch dargestellt.
Abb. 1: Muskelaufbau (nach SAJONSKI und SMOLLICH 1990)
Gruppen von 50-100 Muskelzellen werden durch lichtmikroskopisch nicht immer sichtbare
Bindegewebssepten (Endomysium) zu Fasern zusammengefasst. Die im Endomysium liegen-
den Nervenendigungen und Kapillaren sorgen für die Innervation und Energieversorgung der
Muskelzellen. Durch das Perimysium sind die Fasern zu mit bloßem Auge erkennbaren Bün-
deln zusammengefasst. In diesen liegen zu- und abführende Gefäße und Nervenäste. Auch
diese Faserbündel sind wieder von Bindegewebe, dem Epimysium (Faszie) umschlossen,
welches mit den „untergeordneten“ Bindegewebssepten die Verbindung zu Sehnen, Periost
und Aponeurosen herstellt (DUNN et al. 1984, JERUSALEM 1991).
2.1.1 Muskelfasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes
Alle bisher untersuchten Säugetiere (mit Ausnahme des Hundes), weisen in ihrer Skelett-
muskulatur die Fasertypen-I, -IIA, -IIB und -IIC auf. Beim Hund fehlen Typ-IIB-Fasern
(BRAUND et al. 1978). Die Differenzierung der verschiedenen Muskelfasertypen erfolgt mit
Hilfe histochemischer Färbungen (ATPase Reaktionen), womit das charakteristische Schach-
brettmuster dargestellt werden kann (BRAUND et al. 1978).
Der Fasertyp wird durch das die Faser innervierende Motoneuron bestimmt. Da die Muskel-
fasern einer motorischen Einheit nicht als Gruppe zusammenliegen, sondern mit Muskelfa-
sern anderer motorischer Einheiten vermischt sind, kommt es zu dem für die Skelett-
muskulatur typischen Bild des Schachbrettmusters.
Die Muskelfasern-Typ-I zeichnen sich durch einen hohen Myoglobingehalt und einen Mito-
chondrienreichtum aus. Damit sind sie zur Energiegewinnung durch Oxidation in der Lage.
Sie haben eine relativ langsame Kontraktionsgeschwindigkeit, sind aber zur Dauerleistung
befähigt. Deshalb kommen Typ-I-Muskelfasern hauptsächlich in der Stütz- und Haltemus-
kulatur vor.
Die Muskelfasern-Typ-II sind gekennzeichnet durch einen hohen Myofibrillengehalt, weisen
aber eine deutlich geringere Anzahl an Mitochondrien und Myoglobin auf. Sie besitzen eine
hohe glykolytische und eine nur geringe oxidative Aktivität. Die Kontraktionsgeschwindig-
keit dieser Muskelfasern ist sehr schnell, sie sind also zu kurzfristigen Höchstleistungen
befähigt (SAJONSKI und SMOLLICH 1990).
Die Typ-II-Fasern unterteilen sich beim Hund lediglich in die Subtypen-IIA und -IIC
(BRAUND et al. 1978).
CARDINET et al. (1982) unterscheiden bei Hunden zusätzlich zwischen Typ-IA- und Typ-
IB-Fasern. Sie ordnen dabei die Typ-IB-Fasern als Übergangsform von Typ-IIC- in Typ-IA-
Fasern ein.
Die Typ-IIC-Fasern sind intermediäre, unreife Muskelfasern, welche die Vorstufe der
Subtypen-IIA und -IIB (BROOKE et al. 1971) bzw. Typ-IA-Fasern (CARDINET et al. 1982)
darstellen und in weit geringerer Anzahl, weniger als 10% (BRAUND et al. 1978),
vorkommen.
Zusätzlich konnten von SNOW et al. (1982) in der Muskulatur des Hundes durch Differen-
zierung von Peptiden der schweren Myosinkette, eine weitere Klasse von Typ-II-Fasern
gefunden werden, die sie aufgrund ihrer enzymatischen und immunhistochemischen
Eigenschaften als „nichtklassische Typ-IIB-Fasern“ bezeichnen. LATORRE et al. (1993)
sprechen diese Typ-II-ähnlichen Fasern als „ Typ-II Dog-Fasern“ an.
Bei den meisten Carnivoren und Primaten kann man außerdem Typ-IIM-Fasern nachweisen.
Diese finden sich allerdings nur in Muskeln, die vom dorsalen, mesodermalen Primordium
abstammen (M. temporalis, M. masseter, M. pterygoideus medialis und lateralis, M. tensor
tympani, M. tensor veli palatini) (BUBB und SIMS 1986). Erstmals wurden diese Fasern von
ROWLERSON et al. (1981) beschrieben, die sie in den Kieferschließmuskeln der Katze nach-
wiesen.
ORVIS und CARDINET (1981) ordneten sie aufgrund ihrer histochemischen Eigenschaften
zunächst den Typ-IIC-Fasern zu. MASCARELLO et al. (1982) konnten durch immunhisto-
chemische Untersuchungen zeigen, dass diese in der Kaumuskulatur des Hundes vorkommen-
den Fasern, den Typ-IIM-Fasern der Katze entsprechen.
2.1.2 Verteilung der Fasertypen in der Skelettmuskulatur des Hundes
Die Muskelfasern der Skelettmuskulatur setzen sich beim Hundewelpen zum Zeitpunkt der
Geburt zu 90-95 % aus Typ-IIC-Fasern und 5-10 % Typ-I-Fasern zusammen. Dabei stellen
übergroße Typ-I-Fasern, die einen Anteil von 2-4 % besitzen, eine Besonderheit dar. Diese
Fasern sind größer als alle anderen Fasertypen, weisen binnenständige Kerne auf und schei-
nen mit den von WOHLFART (1937) beschriebenen B-Fasern identisch zu sein. Im Alter von
4-5 Wochen sind diese Fasern nicht mehr nachweisbar (BRAUND und LINCOLN 1981).
Ab der 2. Lebenswoche nimmt der Anteil normalgroßer Typ-I und Typ-II-Fasern zu, und im
Alter von etwa zwölf Wochen entspricht die prozentuale Fasertypenverteilung derjenigen
adulter Tiere (BRAUND und LINCOLN 1981, CARDINET et al. 1982).
Die Verteilung der Fasertypen variiert stark zwischen den verschiedenen Muskeln eines
Hundes, und auch bei homologen Muskeln unterschiedlicher Individuen wurden deutliche
Differenzen gefunden. Es konnten keine signifikanten Abweichungen der Fasertypen-
verteilung zwischen rechter und linker Gliedmaße festgestellt werden (ROSENBLATT et al.
1988, ARMSTRONG et al. 1982, NEWSHOLME et al. 1988).
Der Anteil des Fasertyps-I in der Skelettmuskulatur des Hundes reicht von 14% beim M.
extensor carpi radialis bis zu 100 % im M. anconaeus und M. quadriceps femoris. Reine Typ-
II-Muskeln gibt es nicht (ARMSTRONG et al. 1982).
Entsprechend den Verhältnissen beim Mensch weisen die tiefer liegenden Extensoren von
Hunden im Bereich von Oberarm und Oberschenkel die höheren Anteile an Fasertyp-I (96 %
Caput mediale des M. triceps brachii, 88 % M. vastus intermedius) auf. An Unterarm und
Unterschenkel ist das Verhältnis umgekehrt.
Die eher oberflächlich liegenden, antigravitationswirksamen Muskeln haben höhere Typ-I-
Anteile. So lassen sich beispielsweise im M. flexor digitalis superficialis 89 % und im M.
flexor digitalis profundus nur 30 % Typ-I-Fasern nachweisen (ARMSTRONG et al. 1982).
Zu ähnlichen Ergebnissen sind auch MAXWELL et al. (1977), BRAUND und LINCOLN
(1981), RODRIQUEZ-BARBUDO et al. (1984), NEWSHOLME et al. (1988) und AGUERA
et al. (1990) gekommen.
Innerhalb eines Muskels kann abhängig vom Ort der Biopsieentnahme die Fasertypen-
verteilung variieren (ROSENBLATT et al. 1988). ROSENBLATT et al. (1988) stellten am
Beispiel des M. semitendinosus des Hundes, ähnlich dem Menschen, einen signifikant höhe-
ren Fasertyp-I-Anteil in den tiefer gelegenen Muskelbereichen fest.
NEWSHOLME et al. (1988) konnten ein derartiges Verhältnis für den M. tibialis cranialis
nachweisen.
Auch ARMSTRONG et al. (1982) fanden in der Muskulatur von Ober- und Unterarm sowie
Ober- und Unterschenkel die höchsten Typ-I-Anteile in Knochennähe, mit Ausnahme des
Caput laterale des M. triceps brachii. Den ausgeprägtesten Unterschied konnten sie am M.
vastus lateralis mit 15 % Typ-I-Fasern im oberflächlichen Bereich und 85 % Typ-II-Fasern in
der Tiefe aufzeigen.
Der M. masseter besteht zu 85 % aus Typ-IIM-Fasern (BUBB und SIMS 1986).
2.1.3 Unterschiede der Muskelfasertypen hinsichtlich Rasse, Körpermasse, Alter,
Geschlecht und Training
ROSENBLATT et al. (1988) stellten keinen signifikanten, rassespezifischen Unterschied zwi-
schen den Fasertypenanteilen des M. semitendinosus bei Mischlingen, Beagle und Jagd-
hunden fest.
Gegensätzliche Ergebnisse weisen die Untersuchungen von GUNN (1975, 1978b, 1979a, b)
sowie GUY und SNOW (1981) auf. Sie fanden einen deutlich höheren zahlen- und flächen-
mäßigen Anteil von Typ-II-Fasern (z.T. bis 100 %) am Querschnitt des M. semitendinosus
beim Greyhound im Vergleich zu anderen Rassen. Dieses Ergebnis ist trainingsunabhängig.
RODRIQUEZ-BARBUDO et al. (1984) untersuchten den Querschnitt des M. tibialis cranialis
von Greyhounds, Deutschen Schäferhunden und Foxterriern und fanden ebenfalls erhöhte
Fasertyp-II-Anteile beim Greyhound. Der geringste Anteil Typ-II-Fasern tritt beim Deutschen
Schäferhund auf. Der Foxterrier nimmt eine Mittelstellung ein.
Auch AGUERA et al. (1990) stellten bei Vertretern lauffreudiger Hunderassen (Galgo
Espanol, Podenco Iberico) im M. tibialis cranialis und M. flexor digitalis profundus einen sig-
nifikant höheren Anteil an Typ-II-Fasern fest als bei nicht so lauffreudigen Hunderassen
(Deutscher Schäferhund, Mastin Espanol). Der Anteil der Typ-II-Fasern im M. pectineus, der
eine eher statische als dynamische Funktion hat, ist bei den vier untersuchten Rassen etwa
gleich groß.
ROSENBLATT et al. (1988) und AGUERA et al. (1990) geben für größere und schwerere
Rassen größere Faserdurchmesser an. Insbesondere bei Muskeln, die nicht der Fortbewegung
dienen, korreliert die Fasergröße positiv mit der Größe und Masse der Hunde (AGUERA et
al. 1990).
JULIAN und CARDINET (1961) fanden am M. biceps brachii ebenfalls größere Faserquer-
schnitte bei schwereren Hunden. Diese waren jeweils von einer stärkeren Variation der Faser-
größen bei Hunden mit höherem Gewicht begleitet.
Die Untersuchungen von MAXWELL et al. (1977) ergaben eine ebensolche Korrelation zwi-
schen Körpermasse und Faserfläche.
Auch bei dem Verhältnis der Muskelmasse zur Körpermasse bestehen bei adulten Tieren
deutliche Unterschiede (GUNN 1978a).
Bei Greyhounds läßt sich ein Muskelanteil von durchschnittlich 57,1 % nachweisen. Bei
anderen Hunderassen beträgt er lediglich 43,5 %. Welpen zeigen diese Muskelmassedifferen-
zen nicht (GUNN 1978c).
Dahingegen haben GÄRTNER et al. (1987) bei allen von ihnen untersuchten Säugerspezies
einen etwa gleichen Anteil der Muskelmasse an der Gesamtkörpermasse von etwa 40 % ge-
funden.
CASTLE und REYMAN (1984) fanden im M. fibularis longus von ein- bis zweijährigen
Hunden mittlere Faserdurchmesser, die etwa 5 % größer waren als die Durchschnittswerte der
älteren untersuchten Hunde. Bei über 7 Jahre alten Hunden war der mittlere Faserdurchmesser
5-10 % kleiner als der Durchschnitt aller untersuchten Tiere.
Unterschiede zwischen den Geschlechtern in Bezug auf die Muskulatur scheinen nicht zu
bestehen (GUNN 1975, 1978a, b, c 1979a).
2.1.4 Messung des Faserkalibers
Erste Fasermessungen an Hundemuskeln nahmen SCHWALBE und MAYEDA (1890) und
MORPUGO (1897) vor.
Arbeiten aus jüngerer Zeit zur Faserkalibermessung liegen von FALUDI et al. (1964),
BRAUND et al. (1980a,b,c, 1982, 1985a,b, 1987), BRAUND und LINCOLN (1981),
ARMSTRONG (1982), CASTLE und REYMAN (1984), RODRIQUEZ-BARBUDO et al.
(1984), KORNEGAY et al. (1988), ROSENBLATT et al. (1988) und AGUERA et al. (1990)
vor.
Allerdings wurden bei diesen Untersuchungen unterschiedliche Hunderassen und Methoden
verwendet, so dass die Werte nur eingeschränkt vergleichbar sind.
Seit Beginn der 80er Jahre werden vor allem enzymhistochemisch gefärbte Gefrierschnitte
von Muskelbiopsien zur Messung genutzt.
Aufgrund des polygonalen Erscheinungsbildes der quergeschnittenen Muskelfaser wird der
kleinste mittlere Durchmesser ermittelt, um exakte Ergebnisse zu erzielen (DUBOWITZ und
BROOKE 1973, JERUSALEM und ZIERZ 1991). Diese sogenannte Zwei-Punkt-Methode
hat sich in der Praxis bewährt, da die Muskelfasern in den meisten Fällen leicht schräg und
nicht exakt quer geschnitten sind.
Unter Anwendung der Messung des kleinsten mittleren Faserdurchmessers hat HEINZE
(1994) an Muskelbiopsien von verschiedenen Hunderassen Fasergrößen ermittelt. Dabei han-
delte es sich aber um ein post mortem Untersuchungsgut. Außerdem wurden die Proben in
Formalin fixiert und in Paraffin eingebettet, so dass ein Vergleich nur bedingt möglich ist.
In Paraffinschnitten kommt es, im Gegensatz zum Gefrierschnitt, durch Schrumpfung zu
deutlich reduzierten Faserdurchmessern (BANKER und ENGEL 1994). Dagegen besteht die
Möglichkeit bei den Gefrierschnitten, dass sich die Fasern durch den Gefrierprozess etwas
ausdehnen (MOORE et al. 1971).
2.1.5 Bestimmung des Variationskoeffizienten der Muskelfasergrößen
Der Variationskoeffizient (VK) dient in der Myopathologie als Maß für die Faser-
größenstreuung.
Zur Berechnung des Variationskoeffizienten wird der Mittelwert (Median) der Faser-
durchmesser des jeweiligen Muskelfasertyps und seine Standardabweichung herangezogen.
Diese Standardabweichung beträgt normalerweise weniger als ein Viertel des Durchmessers
der Muskelfaser und liegt gewöhnlich unter 10. Dieser Wert wird mit 1000 multipliziert und
durch den Mittelwert (Median) des Muskelfaserdurchmessers dividiert (JERUSALEM und
ZIERZ 1991).
VK= Standartabweichung x 1000 / Mittelwert
Variationskoeffizienten von normalen Skelettmuskeln des Hundes sind nur bei BRAUND et
al. (1982) für den M. biceps femoris, M. gastrocnemius, M. triceps brachii, M. flexor digitalis
superficialis und bei KORNEGAY et al. (1988) für den M. biceps femoris, M. vastus lateralis
und M. triceps brachii angegeben. Beide Autoren nutzten Gefrierschnitte mit der Darstellung
der myofibrillären ATPase für ihre Untersuchungen.
2.2 Gewebssyndrome des Skelettmuskels
Der Skelettmuskel zeigt unter pathologischen Bedingungen nur eine geringe Anzahl morpho-
logischer Reaktionsweisen. Ein und dasselbe morphologisch veränderte Erscheinungsbild
kann unterschiedliche Ursachen haben. Häufiger sind es mehrere Veränderungen, die ein
spezielles morphologisches Syndrom erkennen lassen und seltener krankheitsspezifische Ein-
zelbefunde, die für die Diagnostik entscheidende Hinweise geben. Nach SEITZ (1965) gibt es
das Gewebssyndrom der neurogenen Atrophie, der Dystrophie und Polymyositis. Etwas allge-
meiner, damit aber weitere Krankheitsbilder einbeziehend, spricht JERUSALEM (1991) vom
myopathischen, vom neurogenen und vom myositischen Gewebssyndrom.
Richtungsweisend für die Interpretation einer Muskelläsion können Veränderungen der
schachbrettartigen Verteilung der Muskelfasertypen sein.
Eine Zusammenfassung der möglichen Reaktionen der Skelettmuskulatur ist nach
SCHRÖDER et al. (1989) in der nachfolgenden Tabelle dargestellt.
Tab. 1: Allgemeine Reaktionen der Skelettmuskulatur (nach SCHRÖDER 1989)
1. Kaliberänderungen
a) Atrophie (DD: Hypoplasie)
b) Hypertrophie (DD: Pseudohypertrophie)
2. Charakteristische Strukturveränderungen
a) Ringbinden und sarkoplasmatische Massen
b) Central-Core- und Target-Fasern
c) Nemalinkörper und Z-Band-Streaming
d) Kernvermehrung, zentrale Kernreihen
e) Mitochondriale Veränderungen
f) Glykogen- und Fettspeicherung
g) Proliferationen des sarkoplasmatischen Retikulums
h) Schwellungen des T-Systems;
(DD: Mitochondrienschwellungen, Artefakte)
i) Sarkolemminvaginationen
j) Aufsplitterungen
3. Formen der Muskelfasernekrose
a) Hyaline Degeneration
b) Fokale Degeneration, Lipophanerose
c) Myophagie
4. Muskelfaserregeneration
a) Satellitenzellproliferation
b) Differenzierung zu Myoblasten, Myozyten, Myotuben, Muskelfasern
5. Entzündliche Erkrankungen des Muskels
a) Autoimmunprozesse
b) Infektion
6. Fibrose, Fettvakatwucherung
7. Tumoren
8. Muskeldefekte
9. Veränderungen der motorischen Endplatte
10. Veränderungen der Muskelspindeln
2.2.1 Das myopathische Gewebssyndrom
Dieses Erkrankungsbild ist hauptsächlich durch Faserkalibervariationen, binnenständige Ker-
ne, Degeneration einzelner disseminierter Muskelfasern oder kleiner Gruppen von Muskelfa-
sern und den Ersatz untergegangener Muskelfasern durch Bindegewebe bzw. bei stärkerer
Ausprägung durch Fettgewebe gekennzeichnet.
In verschiedenen Fällen finden sich kleine entzündliche Infiltrate, die eine Abgrenzung zur
Myositis erschweren können (JERUSALEM und ZIERZ 1991).
Auch das Auftreten von regenerierenden Muskelfasern ist möglich. Spaltbildungen von Fa-
sern finden sich zum einen bei chronischen Myopathien, zum anderen aber auch in hyper-
trophen Fasern bei chronisch neurogenen Prozessen.
Manchmal reichen die morphologischen Befundkriterien nicht aus, um ein chronisch myo-
pathisches von einem chronisch neurogenen Schädigungsmuster zu unterscheiden, so dass
eine neurophysiologische Untersuchung notwendig wird.
2.2.2 Das entzündliche Gewebssyndrom
Wichtigstes Kriterium des entzündlichen Gewebssyndroms ist das entzündliche Infiltrat. Die-
ses kann an verschiedenen Lokalisationen schwerpunktmäßig auftreten. Danach wäre ein vor-
wiegend interstitielles Vorkommen, von einem Vorkommen im Parenchym zu unterscheiden.
Infiltrate im Interstitium führen zu keiner wesentlichen Parenchymalteration, wogegen paren-
chymatöse Infiltrationen schwere Muskelfaserveränderungen hervorrufen können.
Auch eine Bildung von Granulomen (granulomatöse Myositis) ist möglich (JERUSALEM
und ZIERZ 1991).
Mitunter werden kleinherdige Infiltrate auch bei nichtentzündlichen myopathischen oder
neurogenen Muskelschäden gefunden, andererseits sind bei Myositiden häufig nicht in allen
untersuchten Ebenen des Bioptates entzündliche Infiltrationen nachweisbar.
2.2.3 Das neurogene Gewebssyndrom
Eine frische Denervation (innerhalb weniger Wochen) führt zunächst zu einer disseminiert
auftretenden Einzelfaseratrophie, wodurch die Fasern atrophisch werden sowie eckig und
elongiert erscheinen. Im Anschluss daran kommt es zur Reinnervation durch benachbarte
Motoneurone und damit zum Phänomen der „Fasertypengruppierung“. Dabei prägen die re-
innervierten Fasern entsprechend des innervierenden Motoneurons ihre Fasertypen aus
(kollaterale Reinnervation).
Bei schweren chronischen Verläufen, wenn die kollaterale Reinnervation den Prozess nicht
mehr bewältigen kann, kommt es zur „felderförmigen Atrophie“. Dabei treten stark atrophier-
te Muskelfasergruppen neben Fasergruppen mit zum Teil normalen Muskelfaserdurchmessern
auf. Auch Fasern mit einer kompensatorischen Hypertrophie sind zu finden (JERUSALEM
und ZIERZ 1991).
Gelegentlich kann man bei neurogenen Myopathien sogenannte „rimmed vacuoles“ finden,
die jedoch nicht spezifisch für eine bestimmte Erkrankung sind. Darunter versteht man Vaku-
olen, die von einem granulären Material begrenzt werden, welches sich in der HE-Färbung
basophil und in der Gomori-Trichom-Färbung leuchtend rot (fuchsinophil) darstellt. Sie be-
sitzen eine Größe von 2-25 µm (CARPENTER et al. 1978) und liegen häufiger subsarko-
lemmal als zentral. Da der granuläre Vakuoleninhalt während der Aufarbeitung von Kryostat-
schnitten häufig an den Vakuolenrand gedrängt wird und ihn gewissermaßen „austapeziert“,
entsteht das typische lichtmikroskopische Bild der umrandeten Vakuole.
Häufig finden sich unter den Typ-I-Fasern sogenannte Target-Fasern, die erstmals von SHY
und MAGEE (1956) beschrieben wurden. Dabei handelt es sich um zentrale Ausfälle des
intermyofibrillären Netzwerkes. Diese weisen auf eine neurogen bedingte Störung mit einer
stattfindenden Reinnervation hin, sind aber nicht pathognomonisch.
Binnenständige Kerne sind in der Regel nicht oder kaum zu finden, in seltenen Fällen ist das
Bindegewebe vermehrt, gelegentlich kommt es zu Fettvakatwucherung.
Bei besonders schweren Verläufen kann man allerdings diese sonst eher für myopathische
Prozesse typischen Veränderungen finden, man spricht dann von einer Begleitmyopathie.
Selbst kleine Rundzellinfiltrate können ausnahmsweise vorkommen, und so kann die Ab-
grenzung zum entzündlichen wie auch zum myopathischen Gewebssyndrom schwierig sein.
2.2.4 Metabolische Myopathien
Unter diesem Begriff werden strukturelle und funktionelle Störungen der Skelettmuskulatur
zusammengefasst, die durch Stoffwechselveränderungen hervorgerufen werden.
Derartige Muskelveränderungen sind im Falle von Mitochondriopathien durch das Vorkom-
men vergrößerter, vermehrter und irregulär angeordneter Mitochondrien gekennzeichnet.
Obwohl viele Stoffwechselprozesse in den Mitochondrien ablaufen, wird eine Störung der
Adenosintriphosphat-Produktion während der oxidativen Phosphorilierung als Ursache dieses
Krankheitsbildes angesehen. Es kommt zu morphologischen Umbauten der Mitochondrien
und zu verminderter Funktionalität (MORGAN-HUGES 1994, GHADIALLY 1997).
Lichtmikroskopisch und histochemisch sind Vergröberungen des intermyofibrillären Netz-
werks sowie eine Steigerung der oxidativen Enzymtätigkeit festzustellen. Die erhöhte Enzym-
aktivität kompensiert diese Funktionsstörungen aber nicht, so dass es intrazellulär zum ge-
häuften Auftreten von Stoffwechselprodukten wie z. B. Glykogen und Lipid kommt.
Weiterhin lichtmikroskopisch darstellbar sind „ragged red fibres“ (zerrissene rote Fasern). Bei
„ragged red fibres“ handelt es sich um Muskelfasern, die einen subsarkolemmalen Saum von
Mitochondrien aufweisen oder gänzlich von Mitochondrien ausgefüllt sind. Diese lassen sich
gut mit der Gomori-Trichom-Färbung darstellen, in der sie durch intensive fuchsinophile An-
färbung imponieren. Sie sind Ausdruck einer Vermehrung der Mitochondrien, jedoch nicht
spezifisch für mitochondrale Myopathien. Auch im normalen Muskel älterer Menschen wur-
den vereinzelt „ragged red fibres“ nachgewiesen (RIFAI et al. 1995). Diese interpretieren die
Autoren ebenfalls als Funktionsverlust des Mitochondriums hinsichtlich des oxidativen Stoff-
wechsels, allerdings als normalen altersassoziierten Vorgang.
Auch beim Hund sind mitochondriale Myopathien und deren Ursachen in einigen Fällen
beschrieben (HERRTAGE et al. 1979, OLBY et al. 1997, SHELTON et al. 2000, PACIELLO
et al. 2003). Die Autoren gehen von Mutationen der mitochondrialen DNS aus. Diese
Mutation kann maternal erblich prädisponiert sein. Auch ein spontanes Auftreten ist möglich.
Weitere Autoren vermuten als Ursache der mitochondrialen Dysfunktion des Hundes eine
Laktat-Azidose (BREITSCHWERDT et al. 1992, VIJAYASARATHY et al. 1994). Defekte
im oxidativen Metabolismus des Mitochondriums, die in einer intrazellulären Lipid- oder
Glykogenanreicherung münden, können gelegentlich auch bei anderen Hunderassen gefunden
werden (SHELTON 1991). Deren Ursache konnte bisher nur ungenügend geklärt werden.
2.2.5 Strukturmyopathien in der Skelettmuskulatur
Es existiert eine große Anzahl von strukturellen Anomalien der Muskelfasern, die unspe-
zifisch oder, vorwiegend beim Menschen, im Zusammenhang mit einem speziellen Krank-
heitsbild auftreten können. Im Folgenden sollen nur die für die Arbeit relevanten Anomalien
besprochen werden.
Nemaline-Strukturen oder Rods stellen sich mittels der Gomori-Trichom-Färbung als
1-7 µm lange und 1 µm breite Stäbchen in den Muskelfasern dar. Sie bevorzugen die Typ-I-
Fasern.
Ihr Auftreten kann im Zusammenhang mit einer Nemaline-Krankheit (RYAN et al. 2001)
beobachtet werden. Sie treten aber auch bei anderen Myopathien und Neuromyopathien auf
und sind ebenfalls beim Hund (CARDINET 1984, DELAUCHE et al. 1998) beschrieben.
Bei diesen Prozessen ist die Anzahl der Nemaline-Strukturen enthaltenden Muskelfasern we-
sentlich geringer als bei der echten Nemaline-Krankheit (REWCASTLE und HUMPHREY
1965, DAVON et al. 1980).
Sie lagern in der Z-Streifen-Region und scheinen auch vom Z-Streifen-Material auszugehen.
Verschiedene Extraktionsversuche (ENGEL et al. 1966, ENGEL und GOMEZ 1967) haben
aber bisher keine endgültige Klärung über die Zusammensetzung des Rod-Materials ergeben.
Den Hauptbestandteil der Nemaline-Körper stellt α-actinin dar (YAMAGUGHI et al. 1982).
Die Pathogenese der Nemaline-Myopathie ist ebenfalls noch unklar.
Molekulargenetische Untersuchungen lassen jedoch den Schluß zu, dass es sich bei den
Nemaline-Körpern um sekundäre Veränderungen nach kontraktilen Dysfunktionen der
Muskulatur handelt (ENGEL et al. 1966).
Sphärische Sarkoplasmaeinschlüsse finden sich v.a. in den Typ-I-Fasern und erscheinen in
der Gomori-Trichom-Färbung grün (GOEBEL et al. 1978). Es wird angenommen, dass sie
aus verbreiterten, irregulär verlaufenden Z-Streifen entstehen (NAKASHIMA et al. 1970).
Sphärische Sarkoplasmaeinschlüsse kommen bei Denervation (ENGEL 1962), Polymyositis
(SHAFIQ et al. 1967) und verschiedenen anderen Muskelerkrankungen vor (MACDONALD
und ENGEL 1969).
Ein sogenanntes Streaming des Z-Streifens ist charakterisiert durch eine irreguläre Ausdeh-
nung von Z-Streifen-ähnlichem Material in die I- und A-Bande. In experimentellen
Untersuchungen an der Skelettmuskulatur der Ratte geht dieser Strukturanomalie ein Verlust
der Mitochondrien voraus (TICE und ENGEL 1967). Streaming ist die häufigste patholo-
gische Reaktion der Muskelfasern (BANKER und ENGEL 1994). Weniger ausgeprägte For-
men finden sich gelegentlich auch in gesunder Muskulatur.
2.2.6 Unterscheidungskriterien der Gewebssyndrome
Eine Zusammenfassung der wichtigsten Unterscheidungskriterien der einzelnen Gewebs-
syndrome ist in der nachfolgenden Tabelle 2 dargestellt
Tab. 2: Unterscheidungskriterien der Gewebssyndrome (nach JERUSALEM und ZIERZ 1991)
Myopathisches Myositisches Neurogenes
Gewebssyndrom Gewebssyndrom Gewebssyndrom
disseminierte einzelne oder perivaskuläre, perimysiale Faseratrophien und gruppierte oder endomysiale Fasertypengruppierung Muskelfaserdegenerationen entzündliche Infiltrate (Granulome)
3 Tiere, Material und Methoden 3.1 Tiere 3.1.1 Klinische Daten der Patienten Insgesamt wurden 200 Biopsien von 50 Hunden, die zwischen Juni 1999 und April 2001 ope-
riert wurden, ausgewertet. Dabei handelt es sich um 35 männliche und 15 weibliche Tiere.
Die vertretenen Rassen wurden in chondrodystrophe (n = 33) und nichtchondrodystrophe
Tiere (n = 17) unterteilt. Sie sind in den nachfolgenden Abbildungen 2 und 3 graphisch dar-
gestellt.
0 1 2 3
DSH
Rottweiler
Dobermann
DSH-Mix
Großpudel
Wolfsspitz-Mix
Dalmatiner
BSH
Hannov. Schweißhd.
Ras
se
Anzahl
Abb.2: Rasse und Anzahl der nichtchondrodystrophen Hunde im Untersuchungsgut von 50 Hunden mit Rückenmarkskompressionen
0 5 10 15 20
Teckel
Malteser
Teckel-Mix
Zwergschnauzer
Shi-Tzu
Chihuahua
Cocker Spaniel
Pekingese
Yorkshire
Terrier-Mix
ZwergpudelR
asse
Anzahl
Abb.3: Rasse und Anzahl der chondrodystrophen Hunde im Untersuchungsgut von 50 Hunden mit Rückenmarkskompressionen Unter den chondrodystrophen Hunden waren der Teckel und die Teckel-Mischlinge mit 21
Tieren (63,6 %) am häufigsten vertreten.
Die Tiere waren zum Zeitpunkt der Vorstellung in der Klinik zwischen zwei und elf Jahre alt.
Dabei hatten die chondrodystrophen Hunde ein mittleres Alter von sechs Jahren, die nicht-
chondrodystrophen Hunde von 6,5 Jahren.
Die Erkrankungsdauer lag zwischen einem Tag und zwei Jahren, mit einer durchschnittlichen
Erkrankungsdauer von 25,6 Tagen der chondrodystrophen Hunde und von 160,7 Tagen der
nichtchondrodystrophen Hunde.
3.1.2 Art der Rückenmarkskompression
Es handelte sich bei 60 % der Patienten (n = 30) um eine Rückenmarkskompression aufgrund
eines Diskusprolaps.
Bei sieben Tieren war eine Diskushernie Erkrankungsursache. In sechs Fällen konnte eine
Kaudale Zervikale Spondylomyelopathie mit Diskushernie diagnostiziert werden. Bei vier
Hunden lag eine Lumbosakrale Stenose, bei zwei Hunden eine Kompression der Spi-
nalnerven durch knöcherne Zubildungen am 6. bzw. 7. Halswirbel vor. Ein Hund war an ei-
nem intraduralen, extramedullären Tumor zwischen dem ersten und zweiten Halswirbel er-
krankt.
Eine Zusammenfassung ist in der folgenden Abbildung 4 dargestellt.
307
6
42 1
Diskusprolaps
Diskushernie
Kaudale ZervikaleSpondylomyelopathie
Lumbosakrale Stenose
Spinalnervenkompression
Tumor
Abb.4: Art der Rückenmarkskompression im Untersuchungsgut von 50 neurologisch
erkrankten Hunden
3.1.3 Lokalisation der Rückenmarkskompression
Die Rückenmarkskompression befand sich bei 19 Tieren zervikal, davon in einem Fall zwi-
schen C1 und C2, bei zwei Patienten zwischen C2 und C3. Zwischen C3 und C4 war die
Kompression vier Mal lokalisiert. Der Intervertebralspalt von C4 und C5 war in einem, C5
und C6 in vier und C6 und 7 in sieben Fällen betroffen. Bei acht Tieren konnte die Läsion
thorakal zwischen dem 12. und 13. Brustwirbel gefunden werden. Thorakolumbal (Th13/L1)
wiesen neun Hunde die Kompression auf. Der lumbale Wirbelsäulenabschnitt war in zehn
Fällen betroffen. Davon bei zwei erkrankten Tieren zwischen L1 und L2, sieben zwischen
dem 2. und 3. Lendenwirbel und ein Hund mit einer Kompression zwischen L3 und L4.
Lumbosakral (L7/S1) waren vier Patienten erkrankt.
Eine Zusammenfassung ist in der folgenden Abbildung 5 dargstellt.
02468
101214161820
Zervikal Thorakal (Th12 - 13)
Thorakolumbal(Th13 - L1)
Lumbal Lumbosakral (L7 - S1)
Lokalisation
Anz
ahl d
er H
unde
Abb.5: Lokalisation der Rückenmarkskompression im Untersuchungsgut von 50 neurologisch
erkrankten Hunden
Die Anamnese (A), die klinischen Symptome (S) sowie Diagnose und Lokalisation der
Kompression sind in Tabelle 3 zusammengefasst. Die Gliederung erfolgte nach der Dauer der
Symptome und der Diagnose.
Tab.3: Anamnese, klinische Symptome, Diagnose, Lokalisation von 50 untersuchten Hunden mit Rückenmarkskompression
Nr. Rasse m/w Alter Anamnese/Symptome Diagnose/ Lokalisation
1 RHT m 3J A: seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH13/L1 ventral und rechts
2 LHT w 8J A: seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH12/13 ventral und rechts
3 Malteser m 3J A: seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie ohne Tiefenschmerz
Diskusprolaps Th13/L1 ventral
4 LHT w 5J A: seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH12/13 ventral und rechts
5 LHT m 9J A: seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps L2/3 ventral und links
6 RHT m 9J A: seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese
Diskusprolaps L2/3 ventral und rechts
7 LHT w 6J A: seit 2d Bewegungsstörung aller 4 Gliedmaßen S: gehfähige Tetraparese
Diskusprolaps C2/3
8 KHT m 7J A: seit 3d Dolenz Rücken, seit 1d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps L3/4 ventral und links
9 RHT w 4J A: seit 3d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz
Diskusprolaps TH12/13 links
10 RHT w 6J A: seit 3d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps Th12/13 ventral und rechts
11 KHT w 4J A: seit 3d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz
Diskusprolaps Th13/L1 ventral und links
12 LHT m 5J A: seit 4d Bewegungsstörung der li HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz
Diskusprolaps TH13/ L1 ventral
13 RHT m 4J A: seit 4d Dolenz im Halsbereich S: HWS-Syndrom
Diskusprolaps C3/4
14 Pekingese m 6J A: seit 5d Dolenz Rücken S: nichtgehfähige Paraparese
Diskusprolaps L2/3 ventral
15 Shih - Tzu m 4J A: seit 1 Woche Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps L1/2 ventral
16 KHT w 4J A: seit 1 Woche Dolenz Rücken S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps Th12/13 ventral und links
17 KHT m 6J A: seit 2 Wochen Dolenz Hals S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps C6/7
18 RHT w 3J A: seit 2 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps L2/3 links
19 Chihuahua m 4J A: seit 2 Wochen Dolenz Hals S: HWS-Syndrom
Diskusprolaps C3/4
20 RHT w 5J A: vor 3 Wochen Sturz, seit 2d Bewegungsstörung der HGM S: Paraplegie mit Tiefenschmerz
Diskusprolaps TH13/L1 ventral und rechts
21 Malteser m 3J A: seit 3 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps L1/2 ventral und links
22 Wolfsspitz- Mix
m 11J A: seit 3 Wochen Dolenz Hals, Bewegungsstörung linke HGM S: HWS-Syndrom, Hemiparese links
Diskusprolaps C4/5
23 Yorkshire m 4J A: seit 6 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH12/13 ventral
24 Teckel-Mix m 6J A: seit 8 Wochen Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH12/13 ventral
25 Shih - Tzu m 6J A: seit 8 Wochen dolent im Halsbereich S: HWS-Syndrom
Diskusprolaps C3/4
26 Zwerg-schnauzer
mk 10J A: seit 8 Wochen dolent im Rücken- und Halsbereich S: HWS-Syndrom
Diskusprolaps C3/4
27 LHT m 8J A: seit 8 Wochen Dolenz Rücken S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH12/13 ventral
28 KHT m 3J A: seit 3 Monaten Dolenz Rücken S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps TH 13/ L1 ventral
29 Teckel-Mix m 7J A: seit 6 Monaten Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskusprolaps L2/3 ventral und rechts
30 Hannov. Schweißhd.
m 10J A: seit 8 Monaten Bewegungsstörung aller 4 GM S: nichtgehfähige Tetraparese
Diskusprolaps C6/7
31 Cocker
Spaniel m 5J A: seit 2d nach Trauma Bewegungs-
störung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskushernie TH13/ L1
32 DSH-Mix m 6J A: seit 3d Dolenz bei Belastung S: gehfähige Paraparese
Diskushernie L2/3 rechts
33 DSH m 8J A: seit 5d Bewegungsstörung der HGM S: gehfähige Paraparese
Diskushernie TH13/ L1 links
34 LHT m 8J A: seit 1 Woche Bewegungsstörung der HGM S: nichtgehfähige Paraparese
Die lichtmikroskopisch schon nachgewiesenen „rimmed vacuoles“ konnten bei den entspre-
chenden Tieren auch elektronenmikroskopisch aufgezeigt werden. Sie sind in Abbildung 15
gekennzeichnet (rv). Auffallend ist die typische Strukturierung durch den erhaltenen Vakuo-
leninhalt, der beim Gefrierschnitt verloren geht.
Abb. 15: „rimmed vacuoles“(rv) in der Skelettmuskulatur; EM; x20.000; Wolfsspitz-Mix
(Nr.22), m, 11J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Wochen
Folgende für ein neurogenes Gewebssyndrom typischen Veränderungen wurden nachgewie-
sen (Tab.4).
Tab.4: Zusammenfassung der Befunde des neurogenen Gewebssyndroms in der Skelettmus-
kulatur von 50 untersuchten Hunden mit Rückenmarkskompressionen
Art der Veränderung Anzahl (n)
Neurogene Atrophie 32
Fasertypengruppierung 5
Target-Fasern 4
„rimmed vacoules“ 5
Sphärischer Sarkoplasmaeinschluß 1
Degenerierte motorische Endplatte 2
rv rv
4.1.2 Myopathisches Gewebssyndrom Eine ausschließlich myopathische Reaktion im Muskelgewebe konnte bei zwölf Tieren ent-
deckt werden. Die typischen Veränderungen im Sinne von binnenständigen Kernen und einer
erhöhten Faserkalibervariation sind in den folgenden Abbildungen dargestellt.
Abb. 16: Zentrale Muskelzellkerne (Pfeile) in HE-Färbung; x20;DSH (Nr.33), m, 8J,
Diskushernie; Erkrankungsdauer: 5 Tage
In den Abbildungen 17 und 18 ist die erhöhte Faserkalibervariation abgebildet.
Das bedeutet, dass sowohl die Typ-I-Fasern, als auch die Typ-II-Fasern die Durchschnitts-
fasergrößen über das normale Maß hinaus unter- und überschreiten.
In der HE-Färbung fällt zunächst nur die starke Variation der Fasergrößen im gesamten Ge-
sichtsfeld auf.
In der COX-Färbung, welche die Muskelfasertypendifferenzierung in Typ-I- (hellbraun) und
Typ-II-Fasern (dunkelbraun) zulässt, ist zu erkennen, dass beide Muskelfasertypen von Hy-
pertrophie und Atrophie betroffen sind. Damit ist die Diagnose Faserkalibervariation abge-
sichert.
Eine Faserkalibervariation konnte bei n = 21 Hunden nachgewiesen werden. Betroffen waren
sechs der sieben an ausschließlich myopathischem Gewebssyndrom erkrankten Hunde und
fünfzehn der Hunde mit Begleitmyopathie, entstanden nach fortgeschrittenem neurogenen
Gewebssyndrom.
Abb. 17: Faserkalibervariation im Skelettmuskelquerschnitt in HE-Färbung; x20; Teckel-Mix
(Nr.29), m, 7J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 6 Monate
Abb. 18: Faserkalibervariation in COX-Färbung im Skelettmuskelquerschnitt; x20; Teckel- Mix (Nr.29), m, 7J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 6 Monate
Abbildung 19 zeigt degenerierte Myofibrillen mit Z-Streaming, einer irregulären Ausdehnung des Z-Streifen-Materials.
Abb.19: Z-Streaming (Pfeil) in der Skelettmuskulatur; EM; x4400; Malteser (Nr.21), m, 3J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Wochen
In Abbildung 20 ist eine Zusammenlagerung des Z-Streifen-Materials zu „rods“ (r) darge-
stellt. Diese auch als „nemaline-bodies“ bezeichneten Strukturen waren bei drei Hunden (Tier
41, 49, 50) zu finden.
Abb. 20: „rods“(r) in der Skelettmuskulatur; EM; x7000; Rottweiler (Nr.41), m, 7J, zervikale
Instabilität; Erkrankungsdauer: 3 Monate
r
r r
Mitochondrienveränderungen sind bei 22 Patienten aufgetreten. Dabei waren fünf Tiere der
Gruppe mit rein myopathischen Veränderungen betroffen und außerdem 17 Tiere der Gruppe
die an ausgeprägten neurogenen Veränderungen mit dabei entstehender Begleitmyopathie
litten.
Alle diese Tiere zeigten eine Mitochondrienvermehrung. Mitochondrienvermehrungen fanden
sich vor allem subsarkolemmal. Bei zwei Patienten war die Vermehrung so stark ausgeprägt,
dass „ragged red fibres“, also eine Mitochondrienanhäufung in der gesamten Muskelfaser,
gefunden wurden.
Die folgenden Abbildungen 21-23 zeigen verschiedene Formen von Mitochondrienvermeh-
rungen in der Gomori-Färbung.
Abb. 21: Subsarkolemmale Mitochondrienvermehrung (Pfeile)in den Muskelfasern in
Gomori-Färbung; x20; Malteser (Nr.21), m, 3J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer:
3 Wochen
Abb.22: Mitochondrienakkumulation (Pfeile) in der Muskelfaser in Gomori-Färbung; x40; Dalmatiner (Nr.48), m, 9J, Spinalnervenkompression; Erkrankungsdauer: 6 Monate
Abb. 23: „ragged red fiber“(rrf) im Muskelquerschnitt in Gomori-Färbung; x40; Shih-Tzu (Nr.15), m, 4J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 1 Woche
rrf
Die Mitochondriopathien wurden weiterhin besonders deutlich durch die Darstellung mittels
Elektronenmikroskopie.
Die Mitochondrien stellten sich hauptsächlich mit allgemeiner Vermehrung (Abbildung 24),
in zwei Fällen auch mit Formvariationen und Cristae-Anomalien dar.
Bemerkenswert ist, dass diese beiden Tiere (Abbildung 25 und 26) auch die längste Erkran-
kungsdauer (6 Monate) in der Gruppe der Hunde mit metabolischen Myopathien aufwiesen.
Abb. 24: Mitochondrienvermehrung (M) in der Muskelfaser; x4400; Malteser (Nr.21), m, 3J,
Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3 Wochen
M
Abb. 25: Longitudinale Cristae (Pfeile)im Mitochondrium; EM; x 12000; DSH (Nr.37), m, 6J, Diskushernie; Erkrankungsdauer: 6 Monate
Abb. 26: Longitudinale Cristae (Pfeile) im Mitochondrium; x30000; Dalmatiner (Nr.48), m, 9J, Spinalnervenkompression; Erkrankungsdauer: 6 Monate
Zusätzlich zu den morphologischen und quantitativen Veränderungen der Mitochondrien
konnte die Anreicherung von Substraten des Mitochondrienstoffwechsels in der Muskelzelle,
ebenfalls als Zeichen einer mitochondrialen Funktionsstörung, licht- und elektronenmikros-
kopisch dargestellt werden (Abbildungen 27-29).
Dies trat bei allen Hunden mit mitochondrialen Veränderungen gleichermaßen auf, unabhän-
gig von der Dauer der Erkrankung.
Abb. 27: Fettakkumulation (rot) in der Muskelfaser in Sudan-Färbung; x 20; Yorkshire
(Nr.23), m, 4J, Diskusprolaps;Erkrankungsdauer: 6 Wochen
Abb.28: Mitochondrienvermehrung (M) mit Fettakkumulation (F) in der Skelettmuskulatur; EM; x 4400; Shih-Tzu (Nr.25), m, 6J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 8 Wochen
Abb.29: Mitochondrienvermehrung (M) mit Glykogenanreicherung (G) in der Skelettmusku- latur; EM; x 4400; KHT (Nr.8), m, 7J, Diskusprolaps; Erkrankungsdauer: 3Tage
G M
F
M
Tabelle 5 gibt eine Zusammenfassung der Befunde des myopathischen Gewebssyndroms die
bei den untersuchten Tieren nachgewiesen wurden.
Tab.5 : Zusammenfassung der myopathischen Befunde in der Skelettmuskulatur von 50 un-
tersuchten Hunden mit Rückenmarkskompressionen
Art der Veränderung Anzahl (n)
Zentrale Kerne 9
Faserkalibervariation 21
Z-Streaming 2
rods 3
Mitochondrienvermehrung 22
Veränderte Mitochondrienstruktur 2
Intrazytoplasmatische Fettakkumulation 18
Intrazytoplasmatische Glykogenanreicherung 4
4.1.3 Lipofuszin in der Skelettmuskulatur
Einen weiteren interessanten Befund stellte das bei vier jungen Tieren (Hunde Nr.1, 13, 16,
Erkrankungsdauer 6 Monate) ließen sich im elektronenmikroskopischen Präparat ent-
sprechende degenerierte motorische Endplatten mit reduziertem synaptischen Faltenwerk und
Verlust der synaptischen Vesikel darstellen.
Fällt ein Teil der Muskelfasern in ihrer Funktion aus, können intakte Fasern kompensatorisch
hypertrophieren. Die Verteilungskurven der Fasertypen in den Histogrammen solcher Mus-
keln werden, wie schon HULLAND (1985) bemerkte, durch diese hypertrophierten Fasern
nach rechts verschoben und dadurch deutlich breiter.
Meist sind mehr Fasern atrophiert als hypertrophiert. Das deutet darauf hin, dass eine kom-
pensatorische Hypertrophie einzelner Fasern in der Regel nicht gleichzeitig mit der Atrophie
einsetzt, sondern erst, wenn die Atrophie bereits ein gewisses Ausmaß erreicht hat.
Allein anhand des Variationskoeffizienten ist es beim Hund nicht möglich festzustellen, ob
ein Muskel unverändert, atrophiert oder hypertrophiert ist (HEINZE 1994). Nur sehr niedrige
und sehr hohe Werte lassen eine Aussage über den jeweiligen Muskel zu.
Da ausgeprägte Fasergrößenveränderungen, ungeachtet ob sie nur einen Muskelfasertyp oder
beide betreffen, lichtmikroskopisch leicht erkannt werden können, wurde in der vorliegenden
Arbeit von der Bestimmung des Variationskoeffizienten abgesehen.
Ein Altersunterschied in Bezug auf die Fasergrößen wie er von BRAUND et al. (1992) und
CASTLE und REYMAN (1984) bei adulten Hunden bemerkt wurde, konnte hier bei Hunden
mit einem Altersspektrum von zwei bis elf Jahren nicht festgestellt werden.
Übereinstimmend mit den Untersuchungen von GUNN (1975, 1978 a, b, c, 1979a) wurden
auch in dieser Arbeit keine Größenunterschiede zwischen den Muskelfasern von männlichen
und weiblichen Tieren gefunden.
Über den Einfluss des Trainingszustandes lässt sich bei den hier untersuchten Hunden keine
Aussage machen, da die Haltungsbedingungen der Tiere nicht bekannt sind.
Lediglich bei einer sechsjährigen Großpudelhündin (Tier 44) war aus der Anamnese ein regel-
mäßiges, intensives Training bekannt. Bei diesem Tier fiel lichtmikroskopisch eine Hyper-
trophie beider Muskelfasertypen auf. Dies entspricht den Ergebnissen der Studien von
AGUERA et al. (1990), wurde aber, da es sich um einen Einzelfall handelte, nicht morpho-
metrisch abgesichert.
HEINZE (1994) stellte fest, dass bei einer spinalen Leitungsunterbrechung zunächst der kau-
dal der Läsion befindliche Teil der Rückenmuskulatur atrophiert. Erst wenn die Atrophie ein
gewisses Ausmaß erreicht hat, wird auch der kraniale Anteil mit einbezogen.
In der hier vorliegenden Arbeit wurden ebenfalls kranial und kaudal der Läsion Mus-
kelbiopsien entnommen. Ein vergleichbares Untersuchungsergebnis ließ sich nicht heraus-
arbeiten.
Ein Grund dafür könnte sein, dass die Biopsien sowohl kranial als auch kaudal relativ nah an
der Läsion entnommen wurden, da sich der Operationszugang üblicherweise nur über die an-
grenzenden beiden Wirbel erstreckt. HEINZE (1994) entnahm, unabhängig vom Ort der Lä-
sion, stets auf Höhe des 8. Thorakal- und des 5. Lendenwirbels die Biopsien. Da die häu-
figsten Rückenmarksalterationen zwischen dem 12. Brustwirbel und dem 3. Lendenwirbel la-
gen, ergeben sich deutlich größere Abstände zur Läsion.
Bei fünf Hunden (Tiere 4, 10, 11, 28, 31) konnte in den untersuchten Muskelbiopsien eine
Muskelfasertyp-II-Atrophie festgestellt werden. Derartige Veränderungen sind unter anderem
nach Tenotomie (ENGEL et al. 1966), bei Maldigestion, Kachexie, Kortikosteroidüber-
produktion und Inaktivität (SCHRÖDER 1989, SHIRES et al. 1982) beim Menschen be-
schrieben.
Bei den fünf Hunden ist es am wahrscheinlichsten, dass für die Typ-II-Atrophie eine Inakti-
vität aufgrund von Schmerzen bzw. Lähmungserscheinungen (gehfähige Paraparese bei Tier
10, 28 und 31, nichtgehfähige Paraparese bei Tier 4, Paraplegie bei Hund 11) verantwortlich
war.
Übereinstimmend mit der Arbeit von HEINZE (1994) wurden bei den in der vorliegenden
Arbeit untersuchten Tieren mit Rückenmarkskompressionen beidseits der Wirbelsäule
gleichsinnige neurogene und morphologische Veränderungen gefunden. Dies trifft auch für
die Hunde zu, bei denen klinisch und intraoperativ eine Seitenzuordnung der Kompression
festgestellt wurde.
6 Zusammenfassung
Romy Herrschelmann Histochemische und elektronenmikroskopische Untersuchungen der paravertebralen Muskulatur bei Hunden mit degenerativen Erkrankungen der Wirbelsäule Klinik für Kleintiere, Veterinärmedizinische Fakultät, Universität Leipzig Institut für Neuropathologie, Charité, Freie Universität Berlin Eingereicht im Mai 2005 106 S., 32 Abb., 5 Tab., 204 Lit. Schlüsselworte: Myopathie, Mitochondriopathie, Paravertebralmuskulatur, Elektronenmikroskopie, Rückenmarkskompression
Bandscheibenschäden und Instabilitäten der Wirbelsäule mit Rückenmarkskompression kön-
nen zu Schmerzuständen und/oder unterschiedlichen Graden neurologischer Ausfälle der
Gliedmaßen führen. Dies kann zu schmerzbedingten Schonhaltungen, Fehlbelastungen oder
hypertonen Zuständen der Rückenmuskulatur führen.
Von 50 Hunden verschiedener Rassen (Teckel und Teckelmischlinge n=21, kleinwüchsige
Rassen n=12, großwüchsige Rassen n=17) mit Rückenmarkskompression infolge eines Dis-
kusprolaps, einer Diskushernie, Instabilität der Wirbelsäule oder einem thorakal gelegenen
Menigiom wurden Muskelbiopsien während der Operation entnommen. Die Biospieentnahme
erfolgte aus den paravertebralen Rücken- bzw. Halsmuskeln kranial und kaudal der Rücken-
marksveränderung. Alle Biopsien, die lichtmikroskopisch pathologische Befunde aufwiesen
(n=47), wurden zusätzlich elektronenmikroskopisch und teilweise morphometrisch unter-
sucht. Besondere Beachtung fanden dabei die histochemischen und ultrastrukturellen Verän-
derungen.
Das Alter der Hunde lag zwischen zwei und elf Jahren (im Mittel 6,25 Jahre), die Erkran-
kungsdauer zwischen einem Tag und zwei Jahren (im Mittel 25,6 Tage). Zehn Hunde (20%)
zeigten ausschließlich Schmerzen, 32 Hunde (64%) eine Paraparese, zwei Hunde (4%) eine
Tetraparese, ein Hund (2%) eine Hemiparese, vier Hunde (8%) eine Paraplegie und ein Hund
(2%) eine Tetraplegie. Bei allen Tieren war der Tiefenschmerz erhalten.
Lichtmikroskopisch zeigten zwölf Tiere (24%) ein myopathisches Gewebsmuster. Neurogene
Veränderungen vergesellschaftet mit einem myopathischen Gewebsbild (Begleitmyopathie)
wiesen 28 von 50 (56%) Patienten auf. Eine ausschließlich neurogene Schädigung war bei
sieben Hunden (14%) zu finden, davon in fünf Fällen mit Ausbildung so genannter „rimmed
vacuoles“ (in der Muskelfaser vorkommende Vacuole mit granulärem Inhalt bzw. einer gra-
nulären Umrandung).
Bei fünf Hunden mit myopathischem Gewebssyndrom wurden degenerierte Myofibrillen mit
Z-streaming, in fortgeschrittenen Stadien Z-Massen bzw. „rods“ (Zusammenlagerung von Z-
Streifen Material) nachgewiesen.
Bei vier jungen Tieren konnte intrazytoplasmatisch Lipofuszin, in einem Fall ein sphärischer
Zytoplasmaeinschluß festgestellt werden.
Die myopathischen und neurogenen Veränderungen wie „rimmed vacuoles“, „rods“, Faser-
kalibervariationen und Faseratrophien stellten unspezifische Hinweise auf eine neuromus-
kuläre Erkrankung dar.
Bei 22 Hunden (44%) traten Mitochondrienvermehrungen auf. In zwei dieser Fälle wurden
lichtmikroskopisch „ragged red fibres“ (massive Vermehrung der Mitochondrien in der ge-
samten Muskelfaser) beobachtet, ein charakteristisches Bild für eine Verminderung des Mito-
chondrienstoffwechels. Elektronenmikroskopisch wurde bei zwei Hunden eine strukturelle
Umbaureaktion der Mitochondrien festgestellt.
Bei allen 22 Hunden wurden außerdem vermehrt Neutralfett, Glykogen oder beide Substrate
innerhalb der Muskelfaser gefunden. Diese Veränderungen weisen zusätzlich auf eine Ein-
schränkung des Mitochondrienstoffwechsels hin.
Das Auftreten mitochondrialer Veränderungen korreliert nicht wie üblich mit einem höheren
Lebensalter. Eine vorzeitige Alterung des Muskelgewebes aufgrund einer gestörten Stoff-
wechsellage der Mitochondrien (oxidativer Stress) erscheint wahrscheinlich.
Es kann angenommen werden, dass es sich bei dem Untersuchungsgut um klinisch muskel-
gesunde Patienten mit einer isolierten Schädigung der Rückenmuskulatur infolge der Rücken-
markskompression handelt. Die ausgeprägten myopathischen Veränderungen sind am ehesten
auf eine chronische Fehlbelastung oder Hypertonie der Rückenmuskulatur zurückzuführen.
7 Summary Romy Herrschelmann Histochemic and electron microscopic examinations of the paravertebral muscles of dogs having degenerative spinal column disease. Department of Small Animal Medicine, Faculty of Veterinary Medicine, University of Leipzig; Institute for Neuropathology, Charité, Open University of Berlin Submitted in May 2005 106 pp., 32 figures, 5 tables, 204 references. key words: myopathy, mitochondriopathy, paravertebral musculature, electron microscopy, spinal cord compression Intervertebral disc diseases and instabilities of the vertebral column with spinal cord com-
pression results in painful conditions and/or different neurological deficits. This may lead to
an overuse of paravertebral muscles caused by strenuous postures or hypertonic situations.
Paravertebral muscle biopsies were taken during the operation from 50 dogs (dachshounds
n=21, small breed dogs n=12, large breed dogs n=17) with spinal cord compression as a result
of a prolapsed disc, a disc hernia, instability of the vertebral column or a thoracal menigiom.
From both sides of the vertebral column, as well as cranial and caudal of the compression site
biopsies were examined.
All biopsies showing pathological findings (n=47) during microscopy were additionally
examined using an electron microscope and some were evaluated by a morphometric test.
Special emphasis was laid on histochemical and ultrastructural alterations.
The dogs age at presentation ranged from two to eleven years (mean 6,25 years). The duration
of signs before presentation varied between one day and two years (mean 25,6 days). Ten
dogs (20%) showed severe back pain, 32 dogs (64%) were paraparetic, two dogs (4%)
tetraparetic, one dog (2%) suffered from hemiparesis, four (8%) from paraplegia, and one
(2%) from tetraplegia, all with deep pain.
In the microscopical examinations muscles of twelve dogs (24 %) had changes compatible
with an myopathic tissue pattern. Twenty-eight out of 50 dogs (56 %) showed neurogenic
alterations combined with a myopathic tissue pattern (secondary myopathy).
The muscles of seven dogs (14 %) showed exclusively neurogenic changes; in five cases with
so-called “rimmed vacuoles” (vacuole with granular content or granular border within the
muscle fibre) were detected.
In five dogs with myopathic tissue pattern degenerated myofibrils with Z-streaming were
discovered, as well as Z-masses or “rods” (clumping of Z-stripe material), seen in an ad-
vanced stage.
In four young dogs lipofuszin was detected intracytoplasmatically, in one case a spherical
cytoplasmatic inclusion could be identified.
The myopathic and neurogenic alterations in form of “rimmed vacuoles”, “rods”, fibre caliber
variations and fibre atrophies represent non-specific changes for neuromuscular diseases.
In 22 dogs (44 %) the number of mitochondria was increased whereas in two cases structural
transformations in the mitochondrion itselfs were discovered. Lightmicroscopically two cases
showed “ragged red fibres” (increase of mitochondria in the whole fibre).
In all cases increased levels of neutral lipid, glycogen or both substrates were found within the
muscle fibre. These alterations indicate a limited mitochondrial metabolism. The presence of
mitochondrion abnormalities did not correlate with the usual higher age.
A premature aging of the muscle due to an impaired metabolism of mitochondria (oxidative
stress) seems reasonable.
It can be assumed that the dogs of this study did not suffer from a generalized myopathy be-
fore the spinal cord compression occurred but developed lesions of the vertebral muscles
caused by spinal cord compression.
The advanced myopathic alterations may be explained by inappropriate, chronic stress situ-
ation of paravertebral muscles due to pain and/or hypertonic status.
8 Literaturverzeichnis 1. Aguera E, Diz A, Vazquez-Auton J, Monterde JG. Differences in fibre population in dog muscles of different functional purpose. Anat Histol Embryol. 1990a; 19: 128-34. 2. Aguera E, Diz A, Vazquez-Auton J, Monterde JG. Muscle fibre morphometry in three dog muscles of different functional purpose in different breeds. Anat Histol Embryol. 1990b; 19: 289-93. 3. Armstrong RB, Saubert CW, Seeherman HJ, Tayler CR. Distribution of fiber types in locomotory muscles of dogs. Am J Anat. 1982; 163: 87-98. 4. Bagley RS, Kornegay JN, Page RL, Thrall DE. Central nervous system. in: Slatter DH: Textbook of Small Animal Surgery. Saunders, Philadelphia: 1993; 2137-66. 5. Bancroft JD. An indroduction to histochemical technique. Butterworth, London. 1976. 6. Banker BQ, Engel AG. Basic reactions of muscle. in: Engel AG, Franzini-Armstrong C: Myology, 2.Aufl. McGraw-Hill, New York. 1994; 832-88. 7. Behrens W. Tabellen zum Gebrauch bei mikroskopischen Arbeiten. 4.Aufl. S. Hirzel, Leipzig: 1908. 8. Belitser VA, Tsibakova ET. Oxidative Phosphorylierung. Biokhimiia. 1939; 4: 516-35. 9. Berg J. Problems in neurolocalization. in: Thacher C: Problems in veterinary medicine 1: Intervertebral disc disease. Lippincott, Philadelphia: 1989; 358-65. 10. Black JT, Bhatt GP, Dejesus PV, Schotland DL, Rowland LP. Diagnostic accuracy of clinical data, quantitative electromyography and histochemistry in neuromuscular disease. A study of 105 cases. J Neurol Sci. 1974; 21: 59-70. 11. Bloom F.Geriatrics. The locomotor system. in: Catcott EJ: Canine medicine Veterinary Publications: 1986; 837. 12. Braund KG, Taylor TKF, Ghosh P, Sherwood AA. Spinal mobility in the dog. A study in chondrodystrophoid and nonchondrodystrophoid animals. Res Vet Sci. 1977; 22: 78-82.
13. Braund KG, Hoff EJ, Richardson KEY. Histochemical identification of fiber types in canine skeletal muscle. Am J Vet Res. 1978; 39: 561-5. 14. Braund KG, Vandevelde M. German shepherd dog myelopathy – A morphologic and morphometric study. Am J Vet Res. 1978; 39: 1315. 15. Braund KG, Dillon AR, Mikeal RL. Experimental investigation of glucocorticoid-induced myopathy in the dog. Exp Neurol. 1980a; 68: 50-71.
16. Braund KG, Dillon AR, Mikeal RL, August JR. Subclinical myopathy associated with hyperadrenocorticism in the dog. Vet Pathol. 1980b; 17: 134-48. 17. Braund KG, Shires PK, Mikeal RL. Type I fiber atrophy in the vastus lateralis muscle in dogs with femoral fractures treated by hyperextension. Vet Pathol. 1980c; 17: 164-76.
18. Braund KG, Lincoln CE. Histochemical differentiation of fiber types in neonatal canine muscle. Am J Vet Res. 1981; 42: 407-15. 19. Braund KG, MacGuire JA, Lincoln CE. Observations on normal skeletal muscle of mature dogs: A cytochemical, histochemical and morphometric study. Vet Pathol. 1982; 19: 577-95. 20. Braund KG.Localizing lesions using neurologic syndromes – 2: Spinal cord syndromes. Vet Med. 1985a; 80: 54-63. 21. Braund KG. Skeletal muscle biopsy. in: Slatter DH: Textbook of Small Animal Surgery Saunders, Philadelphia: 1985b; 108-15. 22. Braund KG. Diseases of peripheral nerves, cranial nerves and muscles. in: Oliver JE, Hoerlein BF, Mayhew IG: Veterinary neurology. 1987; 353-92. 23. Brawner WR, Hathcock J T Neuroradiology. in: Slatter DH: Textbook of Small Animal Surgery, 3. Aufl. Saunders, Philadelphia: 2003; 1118-31. 24. Breitschwerdt EB, Kornegay JN, Wheeler SJ, Stenens JB, Baty CJ. Episodic weakness associated with exertional lactic acidosis and myopathy in Old English sheepdog littermates. J Am Vet Med Assoc. 1992; 201: 731-6. 25. Brenner O, de Lahunta A, Cummings JF, Summers BA, Monachelli M. A canine encephalomyelopathy with morphological abnormalities in mitochondria. Acta Neuropathol. 1997; 94: 390-7. 26. Brooke MH, Williamson E, Kaiser KK. The behaviour of four fiber types in developing and reinnervated muscle. Arch Neurol. 1977; 25: 360-6. 27. Brucher JM, Musoglu E, Bangels M. Computer-assisted morphometry of muscle inclu-ding four fiber types. Clin Neuropath. 1986; 5: 122. 28. Brueckner KA, Seim HB, Blass CE. Caudal cervical spondylomyelopathy: Decompres-sion by linear traction and stabilization with Steinmann pins and polymethyl methacrylate. J Am Anim Hosp Assoc. 1989; 25: 677. 29. Brueckner KA, Seim HB, Withrow SJ. Clinical evaluation of three surgical methods for treatment of caudal cervical spondylomyelopathy of dogs. Vet Surg. 1989; 18: 197.
30. Bubb WJ, Sims MH. Fiber type composition of rostral and caudal portions of the digastric muscle in the dog. Am J Vet Res. 1986; 47: 1834-42.
31. Budras KD, Fricke W. Atlas der Anatomie des Hundes: Lehrbuch für Tierärzte und Studierende. 3. Aufl. Schlütersche, Hannover: 1991. 32. Cardinet GH, Leong CL, Means PS. Myofiber differentiation in normal and hypotrophied canine pectineal muscles. Muscle & Nerve. 1982; 5: 665-73. 33. Cardinet GH. Nemaline rods in neuromuscular disorders of the dog. Anat Histol Embryol. 1984; 13: 87. 34. Carpenter S, Karpati G, Heller I, Eisen A. Inclusion body myositis. A distinct variety of idiopathic inflammatory myopathy. Neurology. 1978; 28: 8-17. 35. Castle ME, Reyman TA. The effect of tenotomy and tendon transfers on muscle fiber types in the dog. Clin Orthop Relat Res. 1984; 186: 302-10. 36. Chambers JN. Degenerative lumbosacral stenosis in dogs. Vet Med Rep. 1986; 2: 166-80. 37. Chou SM. “Megaconial” mitochondria observed in a case of chronic polymyositis. Neuro-logy (Minneap.). 1967; 17: 309-14. 38. Chrisman CL. Cerebrospinal fluid analysis. Vet C N Am: Small Anim Pract. 1992; 22: 781-810. 39. Clayton DA, Smith CA. Complex mitochondrial DNA. Int Rev Exp Pathol. 1975; 14: 1-15. 40. Cook JR, Oliver JE. Atlantoaxial subluxation in the dog. Comp Cont Ed Pract Vet. 1981; 3: 242-50. 41. Dallmann MJ, Pelattas P, Bojrab MJ. Characteristics of dogs admitted for treatment of cervical intervertebral disk disease: 105 cases (1972-1982). J Am Anim Hosp Assoc. 1992; 200: 2009-11. 42. Danon MJ, Sarpel G, Manaligod JR. Nemaline rod myopathy and Charcot-Marie-Tooth disease. Arch Neurol. 1980; 37: 123-7. 43. DeHaan JJ, Shelton SB, Ackerman N. Magnetic resonance imaging in the diagnosis of degenerative lumbosacral stenosis in four dogs. Vet Surg. 1993; 22: 14. 44. Delauche AJ, Cuddon PA, Podell M, Devoe K, Powell HC, Shelton GD. Nemaline rods in canine myopathies: 4 case reports and literature review. J Vet Intern Med. 1998; 12: 424-30. 45. Dennis R. Radiographic examination of the canine spine. Vet Rec. 1987; 121: 31-5. 46. Denny HR. The surgical treatment of cervical disc disease in the dog: a review of 40 cases. J Small Anim Pract. 1978; 19: 251-97.
47. Denny HR, Gibbs C, Gashell CJ. Cervical spondylopathy in the dog – a review of thirty-five cases. J Small Anim Pract. 1977; 18: 117-32. 48. Denny HR. The lateral fenestration of thoracolumbar disc protrusions: a review of 30 cases. J Small Anim Pract. 1978; 19: 259-66. 49. Denny HR. Fractures of the cervical vertebrae in the dog. Vet Ann. 1983; 23: 236-40. 50. Dixon BC, Tomlinson JL, Kraus KH. Modified distraction-stabilization technique using an interbody polymethyl methacrylate plug in dogs with caudal cervical spondylomyelopathy. J Am Vet Med Assoc. 1996; 208: 61-3. 51. Dolan P, Adams MA. Muscle fatigue increases the bending stresses acting on the lumbar spine during manual handling. J Bone Joint Surg (Br). 1995; 77: 326-7. 52. Dubovitz V. Pathology of experimentally reinnervated skeletal muscle. J Neurol Neuro-surg Psychiatr. 1967; 30: 99-105. 53. Dubovitz V, Brooke MH. Muscle biopsy: A modern approach. Saunders, London: 1973; 231-41. 54. Dubovitz V. Muscle biopsy: A practical approach. Baillères Tindall, Eastbourne: 1985; 3-129. 55. Duncan ID, Griffith IR, Nash AS. Myotonia in canine Cushings disease. Vet Rec. 1977; 100: 30-1. 56. Engel AG, Gomez MR. Nemaline (Z disk) myopathy: observations on the origin, structure and solubility properties of the nemaline structures. J Neuropathol exp Neurol. 1967; 26: 601-19. 57. Engel WK. Muscle target fibres, a newly recognized sign of denervation. Nature (Lon-don). 1961; 191: 389-90. 58. Engel WK. The essentiality of histo- and cytochemical studies of skeletal muscle in the investigation of neuromuscular disease. Neurology (Minneap.). 1962; 13: 919-23. 59. Engel WK, Cunningham GG. Rapid examination of muscle tissue. An improved trichome method for freshfrozen biopsy sections. Neurology (Minneap.). 1963; 12: 778-94. 60. Engel WK, Brooke MH, Nelson PG. Histochemical studies of denervated or tenotomized cat muscle: illustrating difficulties in relating experimental animal conditions to human neuromuscular diseases. Ann NY Acad Sci. 1966; 138: 160-85. 61. Evans HE. Miller`s anatomy of the dog. 2.Aufl. Saunders, Philadelphia: 1993.
62. Faludi G, Mills LC, Chayes ZW. Effects of steroids on muscles. Acta Endocrinol. 1964; 45: 68-78.
63. Farber E, Sternberg WH, Dunlap CD. Histochemical localization of specific oxidative enzymes. Tetrazolium stains for diphosphopyridine nucleotide diaphorase and triphos-phopyridine nucleotide diaphorase. J Histochem Cytochem. 1956; 4: 147-66. 64. Feeney DA, Wise M. Epidurography in the normal dog: technique and radiographic findings. Vet Radiol. 1981; 22: 35-9. 65. Flückinger M. Radiologische Untersuchung der Wirbelsäule. Proceedings Jahresver-sammlung der Schweizerischen Vereinigung für Kleintiermedizin 2.-4. Mai Lausanne 29-38: 1985. 66. Fletcher TF. Spinal cord and meninges. in: Evans H.E.: Miller`s anatomy of the dog. 3. Aufl. Saunders, Philadelphia: 1993; 800-28. 67. Forsynthe WB, Ghoshal HG. Innervation of the canine thoracolumbar vertebral column. Anat Rec. 1984; 208: 63-75. 68. Frewein J, Heininger-Meylan M, Brunner K. Zur Blutgefäßversorgung der Zwischen-wirbelscheiben im Lendenbereich beim Hund. Tierärztl Wschr. 1986; 99: 174-6. 69. Fry T, Johnson AL, Hungerford L, Toombs J. Surgical treatment of cervical disc herniations in ambulatory dogs. Ventral decompressions versus fenestration, 111 cases. Progr Vet Neurol. 1991; 2: 165-73.
70. Funkquist B. Thoracolumbar disc protrusion with severe cord compression in the dog. I: Clinical and pathoanatomical observations with special reference to the role of development of the symptoms of motor loss. Acta Vet Scand. 1962; 3: 256-74. 71. Gärtner K, Reulecke W, Hackbarth H, Wollnik F. Zur Abhängigkeit von Muskelmasse und Körpergewicht im Vergleich von Maus, Ratte, Kaninchen, Hund, Mensch und Pferd. Dtsch Tierärztl Wschr. 1987; 94: 52-3. 72. Gage ED. Incidence of clinical disc disease in the dog. J Am Anim Hosp Assoc. 1975; 11: 135-8. 73. Geary JC, Oliver JE, Hoerlein BF. Atlantoaxial subluxation in the canine. J Small Anim Pract. 1967; 8: 577-82. 74. Ghadially NF. Ultrastructural Pathology of the Cell and Matrix. 4. Aufl. Butterworth-Heinemann, Boston. 1997; 195-327. 75. Goebel HH, Müller J, Gillen HW, Merrit AD. Autosomal dominant „spheroid body myopathy“. Muscle & Nerve. 1978; 1: 14-26. 76. Goggin JE, Li A, Franti CE. Canine intervertebral disc disease: characterization by age, sex, breed and anatomic site of involvement. Am J Vet Res. 1970; 31: 1687-92. 77. Gosh P, Taylor KF, Yarroll JM. Genetic factors in the maturation of the canine intervertebral disc. Res Vet Sci. 1975; 19: 304-11.
78. Grevel V. Liquorzytologie und bildgebende Verfahren zur Diagnostik neurologischer Er-krankungen bei Hund und Katze. Habilitationsschrift, Freie Universität Berlin: 1994.
79. Grevel V, Cop Z. Ungewöhnliche Bandscheibenvorfälle beim Hund. Teil I: Vorge-fallenes Bandscheibenmaterial aus klinischer Sicht. Kleintierpraxis. 1992; 37: 657-64. 80. Grevel V, Cop Z, Wagner S. Die Bedeutung der röntgenologischen Untersuchungs-methoden für die Diagnosestellung einer Lumbosakralen Stenose beim Hund. Proceedings XVIII. WSAVA Weltkongress und 39. Jahrestagung der FKDVG: 19936.-9. Oktober, Berlin: 42-6. 81. Grevel V, Schwartau K. Die Hemilaminektomie beim thorakolumbalen Bandscheiben-vorfall des Hundes. 1.Teil: Klinische Befunde und Röntgendiagnostik. Kleintierpraxis. 1997; 42: 5-20. 82. Grevel V, Schwartau K. Die Hemilaminektomie beim thorakolumbalen Bandscheiben-vorfall des Hundes. 2. Teil: Operationsbefunde und Operationsergebnisse. Kleintierpraxis. 1997; 42: 173-96. 83. Griffiths IR, Duncan ID, Quirk C. “The central areas” of denervated canine muscle. J Comp Pathol. 1973; 83: 493-8. 84. Griffiths IR. Spinal disease in the dog. Practice. 1992; 4: 44-52. 85. Grivell LA. Mitochondrial DNA. Sci Am. 1983; 248: 78-89. 86. Gruber AD, Wessmann A, Vandevelde M, Summers BA, Tipold A. Mitochondriopathy with Regional Encephalic Mineralization in a Jack-Russel Terrier. Vet Pathol. 2002; 39:732-6. 87. Gunn HM. Adaptions of the skeletal muscle that favour athletic ability. N Z Vet J. 1975; 23: 249-54. 88. Gunn HM. The mean fibre area of the semitendinosus, diaphragm and pectoralis transversus muscles in differing types of horse and dog. J Anat. 1978a; 127: 403-14. 89. Gunn HM. Differences in the histochemical properties of skeletal muscles of different breeds of horses and dogs. J Anat. 1978b; 127: 615-34. 90. Gunn HM. The proportions of muscle, bone and fat in two different types of dogs. Res Vet Sci. 1978c; 24: 277-82. 91. Gunn HM. Total fibre numbers in cross section of the semitendinosus in athletic and non-athletic horses and dogs. J Anat. 1979a; 128: 821-8. 92. Gunn HM. The growth of the transverse sectional area (TSA) of M. semitendinosus in the dog and horse and its relation to athletic ability in the two species. Anat Histol Embryol. 1979b; 8: 365-8.
93. Guy PS, Snow DH. Skeletal muscle fibre composition in the dog and its relationship to athletic ability. Res Vet Sci. 1981; 31: 244-8. 94. Gysling C. Der Alterungsprozess der Zwischenwirbelscheibe beim Deutschen Schäfer-hund. Diss Vet-med Fakultät Zürich: 1984. 95. Hansen HJ. A pathologic-anatomical study on disc degeneration in dog with special reference to the so called Enchondrosis intervertebralis. Acta Orthop Scand. 1952; 11: 130-42. 96. Hare WCD. Zur Ossifikation und Vereinigung der Wirbelepiphysen beim Hund. Wien Tierärztl Wschr. 1961; 48: 210-5. 97. Heinze C. Histometrische und histologische Untersuchungen zur Diagnostik von Muskelveränderungen bei Hunden mit einer Darstellung der in der Literatur beschriebenen Muskelerkrankungen des Hundes. Diss Freie Universität Berlin: 1994. 98. Herrtage ME, Houlton JEF. Collapsing clumber spaniels. Vet Rec. 1979; 105: 1260-6. 99. Herrtage ME, Houlton JEF. Mitochondrial myopathy in the Sussex spaniel. Vet Rec. 1979; 106: 206-10. 100. Hoerlein BF. Canine neurology. 3. Aufl. Saunders, Philadelphia: 1978. 101. Holmberg DL, Palmer NC, Vanpelt D, Willan AR. A comparison of manual and power assisted thoracolumbar disc fenestration in dogs. Vet Surg. 1990; 19: 323-7. 102. Hulland TJ. Muscles and Tendons. in: Jubb KVF, Kennedy PC, Palmer N: Pathology of domestic animals. Bd. I Academic Press, Orlando. 1985; 139-99. 103. Hutter H. Mm. intertransversarii cervicis, thoracis, lumborum et caudae bei Pferd, Rind, Schwein und Hund. Diss Vet-med Fakultät Wien: 1977. 104. Jaggy A, Lang J, Schawalder P. Cauda equina-Syndrom beim Hund. Schweiz Arch Tierheilkd. 1987; 129: 171-92. 105. Jerusalem F, Zierz S. Muskelerkrankungen. Klinik, Therapie, Pathologie. Thieme, Suttgart: 1991. 106. Julian LM, Cardinet GH. Fiber sizes of the biceps brachii muscle of dogs which differ greatly in body size. Anat Rec. 1961; 139: 243. 107. Jurina K. Zervikale Bandscheibenvorfälle beim Hund - Klinische und röntgenologische Untersuchungsbefunde prae und post operationem. Diss Freie Universität Berlin: 1996. 108. Jurina K, Grevel V. Der zervikale Bandscheibenvorfall beim Hund. Teil 1: Klinische und röntgenologische Befunde. Tierärztl Prax. 2002a; 30: 88-96.
109. Jurina K, Grevel V. Der zervikale Bandscheibenvorfall beim Hund. Teil 2: Operation und Nachuntersuchung. Tierärztl Prax. 2002b; 30: 192-201. 110. Karpati G, Engel WK. „Type grouping“ in skeletal muscles after experimental reinnervation. Neurology (Minneap.). 1968; 18: 447-55. 111. Keller H. Die Topographie der ventralen Seite des Hundehalses unter spezieller Berücksichtigung chirurgischer Eingriffe. Zbl Vet Med A. 1963; 10: 513-35.
112. Knirsch U. Ubiquitin und Amyloid bei Einschlusskörperchenmyositis und anderen Muskelerkrankungen mit „Rimmed Vacuoles“. Diss Freie Universität Berlin: 1997. 113. Kornegay JN, Tuler SM, Miller DM, Levesque DC. Muscular dystrophy in a litter of golden retriever dogs. Muscle & Nerve. 1988; 11: 1056-64. 114. Krüger W. Musculus multifidus und Mm. rotatores der Haussäugetiere und ihre Beziehungen zur Drehfähigkeit der Wirbelsäule. Anat Anz. 1927; 63: 305-27. 115. Lang J, Hani H, Schawalder P. A sacral lesion resembling osteochondrosis in the German shepherd dog. Vet Radiol. 1992; 33: 69-76. 116. Latorre R, Gil F, Vazquez JM, Moreno F, Mascarello F, Ramirez G. Skeletal muscle fibre types in the dog. J Anat. 1993; 182: 329-37. 117. Leonhardt H. Histologie, Zytologie und Mikroanatomie des Menschen. 8. Aufl. Springer, New York. 1990: 45-47, 202-13. 118. Levine SH, Caywood DD. Recurrence of neurological deficits in dogs treated for thoracolumbar disc disease. J Am Vet Med Assoc. 1984; 20: 889-94. 119. Lewis DG. Cervical spondylomyelopathy (wobbler`s syndrome) in the dog: A study based on 224 cases. J Small Anim Pract. 1989; 30: 657-65. 120. Lewis DG. Cervical spondylomyelopathy (wobbler`s syndrome) in the dog. Practice. 1992; 14: 125-30. 121. Liebich HG. Stoffwechselsysteme der Zelle. in: Funktionelle Histologie. Schattauer, Stuttgart: 1990; 12-4. 122. Lillie RD, Ashburn LL. Optimisation of oil red O staining permits combination with Sudan. in: Bancroft JD, Stevens A: Theory and practice of histological technique. Springer, New York: 1943; 113-6. 123. Lipman F. Energiereiche Phosphatbindungen. Enzymologia. 1941; 2: 52-74. 124. Müller H. Der Bandscheibenvorfall beim Hund. Tierärztl Umschau. 1955; 10: 435-40. 125. MacDonald RD, Engel AG. The cytoplasmatic body: another structural anomaly of the Z disc. Acta Neuropathol. 1969; 14: 99-107.
126. Mannion AF, Weber BR, Dvorak J, Grob D, Müntener M. Fibre type characteristics of the lumbar paraspinal muscles in normal healthy subjects and in patients with low back pain. J Orthop Res. 1997; 15: 881-7. 127. Mannion AF. Fibre type characteristics and function of the human paraspinal muscles: normal values and changes in association with low back pain. Electromyogr Kinesiol. 1999; 9: 363-77. 128. Mannion AF, Käser L, Weber E, Rhyner A, Dvorak J, Müntener M. Influence of age and duration of symptoms on fibre type distribution and size of the back muscles in chronic low back pain. Eur Spine J. 2000; 9: 273-81. 129. Mattila M, Hurme M, Alaranta H, Paljärvi L, Kalimo H, Falck B, Lehto M, Einola S, Järvinen M. The multifidus muscle in patients with lumbar disc herniation. A histochemical and morphometric analysis of intraoperative biopsies. Spine. 1986; 11: 732-8. 130. Mitchell P. Coupling of phosphorylation to electron and hydrogen transfer by chemiosmotic type of mechanism. Nature. 1961; 191: 144-8.
131. Mitchell P. Possible molecular mechanisms of the protonmotive function of cytochrome systems. J Theor Biol. 1976; 62: 327-67.
132. Mascarello F, Vegetti, A, Carpene E, Rowlerson A, Jenny E. The tensor timpani muscle of cat and dog contains IIM and slow-tonic fibres: an unusual combination of fibre types. J Muscle Res Cell Motil. 1982; 3: 363-74. 133. Maxwell LC, Barclay JK, Mohrmann DE, Faulkner JA. Physiological characteristics of skeletal muscles of dogs and cats. Am J Physiol. 1977; 233: 14-8. 134. Meltzer HY, Rastogi S, Ellison J. Quantitative histochemical evaluation of normal human skeletal muscle. Neurology (Minneap.). 1976; 26: 849-52. 135. Moore MJ, Rebeiz JJ, Holden M, Adams RD. Biometric analyses of normal skeletal muscle. Acta Neuropathol. 1971; 19: 51-69. 136. Morgan-Huges JA. Mitochondrial Disease. Myology. 2. Aufl. McGraw-Hill, New York. 1994; 1610-60. 137. Morpurgo B. Über Activitäts-Hypertrophie der willkürlichen Muskeln. Arch pathol Anat Phys klin Med. 1897; 150: 522-54. 138. Nakashima N, Tamura Z, Okamoto S, Goto H. Inclusion bodies in human neuromuscular disorders. Arch Neurol. 1970; 22: 270-8. 139. Newsholme SJ, Gaskell CJ. Myopathy with core-like structures in a dog. J Comp Pathol. 1987; 97: 597-600. 140. Newsholme SJ, Lexel J, Downham DY. Distribution of fibre types and fibre sizes in the tibialis cranialis muscle of beagle dogs. J Anat. 1988; 160: 1-8.
141. Nickel R, Schummer A, Seiferle E. Bewegungsapparat. in: Lehrbuch der Anatomie der Haussäugetiere. Bd 1, 6. Aufl. Parey, Stuttgart: 1992; 28-52, 225-30. 142. Niederer M. Der Musculus splenius capitis und der Musculus splenius cervicis bei unseren Haustieren. Diss Vet-med Fakultät Zürich: 1985.
143. Norris FH, Panner BJ. Hypothyreoid myopathy – clinical, electromyographical and ultrastructural observation. Arch Neurol (Chic.). 1966; 14: 574-89. 144. Olby NJ, Chan KK, Targett MP, Houlton JEF. Suspected mitochondrial myopathy in a Jack Russel terrier. J Small Anim Pract. 1997; 38: 213-6. 145. Orvis JS, Cardinet GH. Canine muscle fiber types and susceptibility of masticatory muscles to myositis. Muscle & Nerve. 1981; 4: 354-9. 146. Paciello O, Maiolino P, Fatone G, Papparella S. Mitochondrial Myopathy in a German Sheperd Dog. Vet Pathol. 2003; 40: 507-11. 147. Platt SR, Chrisman CL, Shelton GD. Lipid storage myopathy in a cocker spaniel. J Small Anim Pract. 1999; 40: 31-4. 148. Prata RG. Diagnosis of spinal cord tumors in the dog. Vet C N Am: Small Anim Pract. 1977; 7: 165-85. 149. Price HM. The skeletal muscle fiber in the light of electron microscopic studies. Am J Med. 1963; 35: 589. 150. Racker E. Function and structure of the inner membrane of mitochondria and chloroplasts. in: Membranes of mitochondria and chloroplasts. Van Nostrand, New York: 1970; 127-71. 151. Ramsbacher J, Theallier-Janko A, Stoltenburg-Didinger G, Brock M. Ultrastructural changes in paravertebral muscles associated with degenerative spondylolisthesis. Spine. 2001; 26: 2180-5. 152. Randal T. Mitochondrial DNA. A new frontier in acquired and inborn gene defects. J Am Med Ass. 1991; 266: 1739. 153. Rebeiz JJ, Moore MJ, Holden EM, Adams RD. Variations in muscle status with age and systemic diseases. Acta Neuropath (Berl.). 1972; 22: 127-44. 154. Rewcastle NB, Humphrey JG. Vacuolar myopathy: Clinical, histochemical and microscopic study. Arch Neurol. 1965; 12: 570-82. 155. Richardson KC, Jarett L, Finke EH. Embedding in exposy resins for ultrathin sectioning in electronic microscopy. Stain Technol. 1960; 35: 337-45. 156. Riede UN, Schaefer HE. Störungen der zellulären und extrazellulären Organisation. in: Allgemeine und spezielle Pathologie, 3.Aufl. Thieme, Stuttgart: 1993; 24-5.
157. Rifai Z, Welle S, Kamp C, Thornton CA. Ragged red fibers in normal aging and inflammatory myopathy. Ann Neurol. 1995; 37: 24-9. 158. Rist G. Über das Schicksal prolabierten Bandscheibengewebes beim Hund. Diss Ludwig-Maximilians Universität München: 1982. 159. Roberts RE, Selcer BA. Myelography and epidurography. Vet Clin North Am (Small Anim Pract). 1993; 23: 307-29. 160. Rodriguez-Barbudo MV, Vaamonde R, Aguera E, Carpio M, Moreno F, Fuentes S, Robina A. Estudios histoquimico y morfometrico del muscolo tibial craneal en perros de diferentes aptitudes dinamicas (galgo, pastor aleman y fox terrier). Histochemische und morphometrische Untersuchungen am M. tibialis cranialis von Hunden mit verschiedenen dynamischen Fähigkeiten (Windhund, Deutscher Schäferhund und Foxterrier). Anat Histol Embryol. 1984; 13: 300-12. 161. Romeis B. Mikroskopische Technik. 16. Aufl. WR Oldenbourg, München: 1968. 162. Rosenblatt JD, Kuzon WM, Pynn BR, Plyley MJ, MacKee NH. Fiber type, fiber size and capillary geometric features of the semitendinosus muscle in three types of dogs. Am J Vet Res. 1988; 49: 1573-6. 163. Rowlerson A, Pope B, Murray J, Whalen RB, Weeds AG, Adams RD. A novel myosin present in cat jaw-closing muscles. J Muscle Res Cell Motil. 1981; 2: 417-38. 164. Russel SW, Griffith RC. Recurrence of cervical disc syndromes in surgically and conservatively treated dogs. J Am Vet Med Assoc. 1968; 153: 1412-7. 165. Ryan MM, Schnell C, Strickland CD. Nemaline myopathy: a clinical study of 143 cases. Ann Neurol. 2001; 50: 312-20. 166. Sajonski H, Smollich A. Mitochondrien. in: Zelle und Gewebe. 7. Aufl. S Hirzel, Leipzig: 1990. 167. Scholtysik G. Die normale Zwischenwirbelscheibe des Hundes normaler und chondro-dystopher Rassen. Diss Freie Universität Berlin: 1962. 168. Schröder JM. Pathologie der Muskulatur. in: Spezielle pathologische Anatomie. Doerr, Seifert: 1989; 385-460. 169. Schwalbe G, Mayeda R. Über die Kaliberverhältnisse der quergestreiften Muskelfasern des Menschen. Z Biol. 1890; 27: 482-516. 170. Seim HB, Withrow SJ. Pathophysiology and diagnosis of caudal cervical spondylomyelopathy with emphasis on the Doberman pinscher. J Am Vet Med Assoc. 1982; 18: 241-50. 171. Seim HB, Prata RG. Ventral decompression for the treatment of cervical disc disease in the dog: a review of 54 cases. J Am Anim Hosp Assoc. 1982; 18: 233-40.
172. Seitz D. Die Bedeutung der Muskelbiopsie für die Diagnose und Therapie chronischer neuromuskulärer Prozesse. Dtsch Z Nervenheilk. 1965; 187: 136-65. 173. Shafiq SA, Milhorat AT, Gorycki MA. Fine structure of human muscle in neurogenic atrophy. Neurology (Minneap.). 1967; 17: 934-48. 174. Shelton GD, Cardinet GH. Pathophysiologic basis of canine muscle disorders. J Vet Intern Med. 1987; 1: 36-44. 175. Shelton GD. Differential diagnosis of muscle diseases in companion animals. PVN Review. 1991; 2: 27-32. 176. Shelton GD, Nyhan WL, Kass PH. Analysis of organic acids, amino acids, and carnitine in dogs with lipid storage myopathy. Muscle & Nerve. 1998; 21: 1202-5. 177. Shelton GD, van Ham L, Bhatti S. Pyruvate dehydrogenase deficiency in Clumber and Sussex Spaniels in the United States. J Vet Intern Med. 2000; 14: 342. 178. Shires PK, Braund KG, Milton JL. Effect of localized trauma and temporary splinting on immature skeletal muscle and mobility of the femorotibial joint in the dog. Am J Vet Res. 1982; 43: 454-60.
179. Shy GM, Magee KR. A new congenital non-progressive myopathy. Brain. 1956; 79: 610-21. 180. Shy GM, Gonatas NK, Perez M. Two childhood myopathies with abnormal mitochondria, Part 1 (Megaconial myopathy), Part 2 (Pleoconial myopathy). Brain. 1966; 89: 133-58. 181. Sisson AF, LeCouteur RA, Ingram JT, Park RD, Child G. Diagnosis of cauda equine abnormalities by using electromyography, discography and epidurogaphy in dogs. J Vet Intern Med. 1992; 6: 253-63. 182. Snow DH, Billeter R, Mascarello F, Carpene E, Rowlerson A, Jenny E. No classical type IIB fibres in dog skeletal muscle. Histochemistry. 1982; 75: 53-65. 183. Stalberg E, Schwartz MS, Thiele B, Schiller HH. The normal motor unit in man. A single fibre EMG multielectrode investigation. J Neurol Sci. 1976; 27: 291-301. 184. Summers BA, DeLahunta A, McEntee M, Kuhajda FP. A novel intradural extra-medullary spinal cord tumors in young dogs. Acta Neuropathol. 1988; 75: 402-10. 185. Suter PF. Systemische Interpretation von Röntgenbildern der Wirbelsäule. Proceedings 4th Small Animal Surgical Course for Foreign Practioneers: Neurologic Surgery in the Dog. 1984; 16.-20. Juli, Davis (USA). 186. Swaim SF. Ventral decompression of the cervical spinal cord in the dog. J Am Vet Med Assoc. 1974; 164: 491-5.
187. Targett MP, Franklin RJM, Olby NJ. Central core myopathy in a great dane. J Small Anim Pract. 1994; 35: 100-3. 188. Thatcher C. Neuroanatomic and pathophysiologic aspects of intervertebral disc disease in the dog. in: Problems in veterinary medicine I: Intervertebral disc disease. Lippincott, Philadelphia: 1989; 337-57. 189. Tice LW, Engel AG. The effects of glucocorticoids on red and white muscles of the rat. Am J Pathol. 1967; 50: 311-33. 190. Tomlinson BE, Walton JN, Rebeiz JJ. The effects of ageing and of cachexia upon skele- tal muscle. A histopathological study. J Neurol Sci. 1969; 9: 321-46. 191. Toombs JP, Waters DJ. Intervertebral disc disease. in: Slatter DH: Textbook of small animal surgery. 3.Aufl. Saunders, Philadelphia: 2003; 1193-209. 192. Tritschler HJ, Packer L, Medori MD. Oxidative stress and mitochondrial dysfunction in neurodegeneration. Biochem Mol Biol Int. 1994; 34: 169-81. 193. Vaughan LC. Studies on intervertebral disc protrusion in the dog. 2. Diagnosis of the disease. Brit Vet J. 1958; 114: 203-09. 194. Vijayasarathy C, Giger U, Prociuk U, Patterson DF, Breitschwerdt EB, Avadhani NG. Canine mitochondrial myopathy associated with reduced mitochondrial mRNA and altered cytochrome c oxidase activities in fibriblasts and skeletal muscle. Comp Biochem A Physiol. 1994; 109: 887-94. 195. Walter GF. Neuromuskuläre Mitochondriopathie. Urban & Fischer, München: 1981. 196. Watson AG, DeLahunta A. Atlantoaxial subluxation and absence of transverse ligament of the atlas in a dog. J Am Vet Med Assoc. 1992; 195: 235-7. 197. Weber BR, Grob D, Dvorak J, Muntener M. Posterior surgical approach to the lumbar spine and its effect on the multifidus muscle. Spine. 1997; 22: 1765-72. 198. Wheeler SJ. Lumbosacral disorders in dogs. Vet Ann. 1990; 30: 262-8. 199. Wheeler SJ. Atlantoaxiale subluxation with absence of the dens in a rottweiler. J Small Anim Pract. 1992; 33: 90-3. 200. Wheeler SJ. Lumbosacral disease. Vet C N Am: Small Anim Pract. 1992; 22: 937-50. 201. Wheeler SJ, Sharp NJH. Small animal spinal disorders. Diagnosis and surgery. Mosby-Wolfe, London: 1994. 202. Wohlfart G. Über das Vorkommen verschiedener Arten von Muskelfasern in der Skelettmuskulatur des Menschen und einiger Säugetiere. Acta Psychatr Neurol Scand (Suppl.). 1937; 12: 1-119.
203. Yamaguchi M, Robson RM, Stromer MH. Nemaline myopathy rod bodies. Structure and composition. J Neurol Sci. 1982; 56: 35-56.
204. Zhu XZ, Parnianpour M, Nordin M, Kahanovitz N. Histochemistry and morphology of erector spinae muscle in lumbar disc herniation. Spine. 1989; 14: 391-7.
Danksagung Mein herzlicher Dank gilt Frau Professor Dr. Grevel für die Überlassung des interessanten
Themas, die Probenentnahme, die gewährte Hilfe sowie die kritische und stets rasche Durch-
sicht der Arbeit.
Weiterhin meinen allerherzlichsten Dank an Frau Professor Dr. Stoltenburg-Didinger für ihre
jederzeit gewährte Hilfe, die vielen Stunden gemeinsamer Arbeit am Mikroskop, ihr Engage-
ment und vor allem für die wiederkehrenden Motivationsschübe.
Ich danke den technischen Mitarbeiterinnen des Institutes für Neuropathologie für ihre
schnelle und sehr gute Bearbeitung der Muskelbiopsien.
Außerdem ein Dank an Herrn Dr. Scharvogel für die Muskelprobenentnahme und den An-
sporn, die Arbeit zu vollenden.
Schließlich gilt mein Dank meinem lieben Mann, der mir bei allem zur Seite stand, für seine
technische Assistenz und Geduld und meinen Eltern, die mir die Ausbildung zur Tierärztin