UNIVERSIDAD AUSTRAL DE CHILE FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS ESCUELA DE AGRONOMIA Evaluación de la cinética degradativa de la materia seca in vitro de tres dietas, de vacas lecheras. Tesis presentada como requisito para optar al grado de Licenciado en Agronomía Gonzalo Mario Andersen Ortiz VALDIVIA – CHILE 2008
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UNIVERSIDAD AUSTRAL DE CHILE FACULTAD DE CIENCIAS AGRARIAS
ESCUELA DE AGRONOMIA
Evaluación de la cinética degradativa de la materia seca in vitro de tres dietas, de vacas
18% butírico; y una concentración de AGV totales de 50 – 150 mmol/L
(HOLMES et al., 2002). La maduración del forraje aumenta la producción de
ácido acético a expensas del propiónico, mientras que una alta proporción de
carbohidratos no estructurales resultan en una mayor proporción de ácido
propiónico y ácido láctico. La producción de ácido butírico puede aumentar
cuando algunos concentrados son ofrecidos, debido a una alta población de
protozoos, pero el mayor efecto que producen los concentrados es aumentar la
proporción de propiónico y ácido láctico (BERGMAN, 1990). El almidón es
degradado por la α – amilasa a dextrosa para luego ser fermentada a glucosa.
Pequeños granos pueden fácilmente escapar la digestión en el rumen, lo cual
es un desperdicio, por lo tanto es recomendable procesar el grano para
asegurar un alto grado de utilización. Sin embargo el bajo pH del rumen,
asociado a estos alimentos, puede reducir el número de bacterias que digieren
la fibra, resultando una baja relación acetato:propionato y una acidosis producto
de la formación de ácido láctico (MCDONALD et al., 1995).
2.5.2 Proteína. Cuando el forraje fresco es ofrecido, 65% - 75% de proteína
verdadera es degradado a peptinas, amino ácido y amoniaco (NH3), mientras
que la proteína no degradada pasa al intestino delgado para ser digerida y
absorbida. Los microbios del rumen utilizan NH3, pectina y amino ácidos para
sintetizar la proteína microbial, la cual pasa al abomaso e intestino delgado para
ser digerida y absorbida por el animal (MINSON, 1990). Cuando la degradación
de la proteína a NH3 excede lo necesario para la síntesis de proteína microbial,
ocurre una absorción substancial (alrededor del 25% - 40% del nitrógeno
ingerido). La urea sintetizada en el hígado puede ser reciclada como saliva,
pero la mayoría es excretada como orina (LENG y NOLAN, 1984). La urea
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sintetizada por un exceso de NH3 representa un costo para el proceso en
términos energéticos y de amino ácidos (BALDWIN, 1995). El costo de convertir
amonio a urea en exceso en combinación con una baja disponibilidad de
carbohidratos y con praderas de alto contenido de proteína cruda, puede
disminuir el potencial productivo en 11 litros por vaca al día, si el contenido de
proteína cruda de la ballica sube de un 20% a un 35% (LEAN et al., 1996).
Infusiones de amonio (como bicarbonato de amonio) fueron dadas a ovejas en
lactancia, resultando en una disminución en la producción de leche de un 15%
(MALIK et al., 1990).
El nitrógeno no amoniacal, absorbido desde el intestino, es compuesto
por proteína de la planta no degradada, proteína cruda microbial y nitrógeno no
amoniacal endógeno. Aproximadamente el 80% del nitrógeno no amoniacal que
entra al intestino delgado es proteína verdadera y lo que queda es ácido
nucleico. Cualquier proteína cruda que entre al intestino grueso puede ser
fermentada a AGV o simplemente excretada en las fecas.
2.5.3 Lípidos. Los lípidos son una parte pequeña en la dieta de los animales.
Ellos son hidrolizados por lipasas bacterianas o protozoos. Los microbios del
rumen son incapaces de metabolizar los ácidos grasos (VAN SOEST, 1994).
Las porciones de glicerol y galactosa de los lípidos de la planta son
fermentados por los microbios a AGV, mientras que los ácidos grasos, linoléico
(18:2) y linolénico (18:3) insaturados, son hidrogenados a ácido esteárico
(C18:0) (DRACKLEY, 2000). La mayoría de los lípidos que entran al intestino
son ácidos grasos saturados. La carne y leche contienen relativamente más
ácidos grasos saturados que la dieta que las vacas consumen, producto del
proceso de hidrogenación.
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2.6 Técnicas para medir la digestión y fermentación de los alimentos Existen muchos métodos disponibles para predecir el valor nutritivo de
los alimentos, cada uno con sus ventajas y desventajas (MCDONALD et al.,
1999). Sistemas convencionales para estimar digestibilidad son costosos y
laboriosos, por lo tanto existen dos procesos para determinar la cinética de la
digestión, incubando de forma in vitro forraje fresco (con inoculo ruminal) y de
forma in sacco (forraje introducido en bolsas porosas en el rumen) (CHURCH et
al., 2002). Estos dos procedimientos permiten evaluar la digestión en términos
de dos productos de la digestión in vitro (amonio y ácidos grasos volátiles) y
rangos de desaparición de materia seca (MCDONALD et al., 1999). En
combinación, estos métodos entregan buena información acerca de la cinética
de la digestión y del valor nutritivo de los alimentos (BURKE et al., 2000).
Experimentos in vivo, involucran la colección de fecas y orina en
animales alimentados con cantidades medidas de alimento, por un periodo,
generalmente, de 7 a 10 días para así calcular el coeficiente de digestibilidad
del alimento (MCDONALD et al., 1999).
2.6.1 In sacco. El método in sacco o in situ mide la tasa a que los alimentos
son degradados en el rumen, colocando pequeñas cantidades de alimento en
bolsas indegradables y con poros, las cuales son suspendidas en el rumen del
animal. Esta técnica es usada para caracterizar la digestibilidad de la materia
seca en el rumen y fracciones de nutrientes tales como N y fibra. Valores sobre
digestibilidad de los forrajes obtenidos de forma in sacco presentan una alta
correlación con valores obtenidos de forma in vivo (HUNTINGTON y GIVENS,
1995).
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2.6.2 in vitro. Tempranamente, las técnicas in vitro eran utilizadas solamente
para medir la desaparición de la materia seca de un alimento incubando en
presencia de contenido ruminal y un buffer en un medio anaeróbico, pero los
principios pueden también ser aplicados para medir la digestión de nutrientes y
fermentación. Debido al desarrollo de un apropiado buffer, basado en la
composición mineral de la saliva de ovinos, se ha permitido extender las
incubaciones en el tiempo. (MCDOUGALL, 1948). Según Johnson (1963)
existen distintos métodos de incubación, pero todos deben cumplir con el
siguiente criterio:
1. La mantención de una población microbial normal
2. La manutención de una tasa de digestión normal
3. La habilidad de predecir resultados in vivo
2.6.2.1 Preparación de las muestras de alimento. Las indicaciones para
preparar el alimento son similares a las utilizadas en el método in sacco, es
decir secado por liofilización y molido son los métodos más comúnmente
utilizados, pero el picado del alimento, en vez del molido, parece ser más
apropiado para trabajar con muestras de forraje fresco (BARRELL et al., 2000).
2.6.2.2 Buffer. El buffer debería mantener el pH en condiciones similares al
animal. El buffer que ha sido calentado y gasificado es adherido al sustrato
(también calentado y gasificado), al agente reductor y licor ruminal.
2.6.2.3 Efecto del gasificado y agente reductor. Grant y Mertens (1992)
recomiendan que en un método in vitro para medir la cinética degradativa se
realice un continuo gasificado con dióxido de carbono para asegurar y mantener
un ambiente anaeróbico y maximizar los rangos de digestión de la fibra de
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detergente neutro. La adición de un agente reductor, reduce la variación entre
réplicas y maximiza los rangos de fermentación y degradación.
2.6.2.4 Efecto del pH. Idealmente el pH se debería mantener entre un 6,5 a un
6,8 para que los microbios del rumen maximicen la digestión de la fibra, pero la
producción de AGV reduce éste. El pH típico para vacas alimentadas con un
forraje de alta calidad está entre el 5,8 y 6,4, lo cual puede ser sub óptimo para
la digestión de la fibra (Stewart, 1977). Es importante utilizar cantidades
correctas de substrato para que el pH no se vea reducido a niveles no realistas.
Una reducción del pH por debajo del crítico puede traer negativas
consecuencias para las bacterias y la digestión de la fibra. Para pradera éste es
aproximadamente de 5,8 y para forraje conservado y dietas de concentrado es
de 6,0 a 6,2.
2.6.2.5 Efecto del inóculo ruminal. El inóculo ruminal puede ser preparado
sacando contenido ruminal desde una vaca fistulada, homogeneizado, estrujado
a través de una tela y puesto en un termo para mantener la temperatura. El
homogenizado es importante para asegurar que el licor ruminal contiene altos
índices de bacteria asociada a la fibra para así maximizar la digestión de la
proteína y la fibra de detergente neutro. Existen diferencias en la metodología
descrita por Furchtenicht y Broderick (1987) y la descrita por Waghorn y
Caradus (1994), la tela ocupada por los primeros autores para el filtrado del
contenido ruminal fue doblada en 8 partes para así obtener poros pequeños,
restringiendo el paso de partículas, mientras que la utilizada por Waghorn y
Caradus (1994) presenta poros grandes para permitir el paso de partículas y
por ende se evitaría el tener que homogeneizar demasiado el licor ruminal.
Bacterias ruminales, protozoos y hongos son responsables de la
fermentación del alimento para obtener productos utilizables por el animal. La
interacción entre la dieta, animal y microorganismos es complicada.
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Por lo tanto, es importante utilizar licor ruminal de un donante con
alimentación similar al que estamos apuntando a obtener resultados. Además
es recomendable que un mismo animal sea utilizado como donante para
realizar comparaciones entre dietas, el cual debería ser alimentado con una
dieta común y a la misma hora de ser recolectada la muestra para así minimizar
la diferencia del inóculo (WEISS, 1994).
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3 MATERIALES Y METODO
3.1 Ubicación del ensayo
Para esta tesis se realizaron dos evaluaciones in vitro. El primer ensayo,
se realizó en el Laboratorio de Nutrición Animal, ubicado en el Instituto de
Producción Animal, de la Universidad Austral de Chile, provincia de Valdivia,
Décima Cuarta región, Chile. El segundo ensayo in vitro se realizó en los
laboratorios de AgResearch, ubicados en la ciudad de Palmerston North, Nueva
Zelanda. La descripción de materiales y métodos empleados en las
incubaciones y muestreos realizados en los laboratorios de la Universidad
Austral de Chile y de AgResearch, fueron los mismos.
De la incubación realizada en Chile, solo se presenta en la tesis la
información sobre la degradación de la materia seca y del pH, ya que se
presentaron problemas para realizar el análisis de amonio y ácidos grasos
volátiles al momento del ensayo. Por lo tanto, se consideró conveniente y
necesario realizar una segunda incubación donde fuera posible analizar la
concentración de amonio y ácidos grasos volátiles en las muestras incubadas.
Lo anterior fue posible realizar en el laboratorio del Dr. Waghorn en Nueva
Zelanda.
3.2 Etapas y duración del ensayo
El trabajo de laboratorio del ensayo contempló tres etapas; previa al
desarrollo de incubación, incubación y filtrado de muestras. La primera etapa
consistió en la preparación de los equipos y reactivos necesarios para
desarrollar la incubación, en la segunda se llevó a cabo la incubación y
finalmente en la tercera se desarrolló el filtrado de las muestras. Todo este
proceso se realizó en un periodo de una semana.
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3.3 Material experimental Los materiales utilizados en ambos ensayos se detallan en la siguiente
lista:
• Equipos: o Balanza
o Incubadora
o Centrifuga
o Medidor de pH
• Materiales: o Termo o Paño o Frascos con válvula o Tubos Eppendorf o Pipetas automáticas o Licor ruminal (obtenido de vaca fistulada)
• Alimentos: o Pradera
o Concentrado fibroso
o Concentrado amiláceo
o Alfalfa
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• Reactivos: o Buffer McDougal’s (saliva artificial)
Por litro:
• NaHCO3 9,8 g/L
• Na2HPO4 3,6 g/L
• NaCl 0,47 g/L
• KCl 0,57 g/L
• CaCl2 anhídrido 0,04 g/L
• MgCl2 anhídrido 0,06 g/L
o Agente reductor
Por cada 50 ml:
• Cisteina HCl 315 mg
• Sulfito de sodio 315 mg
• Agua 48 ml
• 1 mol/LM NaOH 2 ml
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3.4 Método experimental
El ensayo de la Universidad Austral de Chile correspondió a una
incubación in vitro de tres dietas, las que clasificaron como Tratamiento 1, sólo
pradera; Tratamiento 2, pradera más concentrado fibroso (Coseta); y
Tratamiento 3, pradera más concentrado amiláceo (Cebada). El ensayo que se
realizó en Nueva Zelanda correspondió a cuatro dietas distintas las cuales
fueron clasificadas como: Tratamiento 1, sólo pradera; Tratamiento 2, pradera
más concentrado fibroso (Coseta); Tratamiento 3, pradera más concentrado
amiláceo (Cebada); y Tratamiento 4, alfalfa. En cada incubación se realizaron
tres repeticiones.
La metodología que se utilizó es la descrita por BARRELL et al (2000).
3.4.1 Preparación de los frascos de incubación. Se utilizaron frascos de 50
ml cada uno, a los cuales se les perforó la tapa, con un taladro y una broca de 5
milímetros, para instalarles una válvula con la finalidad de permitir la salida de
gases desde el interior de los frascos, impidiéndose la entrada de aire a los
mismos (Anexo 1).
3.4.2 Preparación del alimento. Para el ensayo realizado en la Universidad
Austral de Chile, los alimentos utilizados correspondieron a:
1. Pradera: La pradera cosechada en el mes de Octubre 2005,
correspondió a una pradera permanente sembrada. La pradera se
congeló para evitar el proceso de descomposición y mantener sus
características estables. Con una maquina eléctrica, marca Kenwood
modelo Chef, se realizó el picado de la pradera (diámetro picado de 7
mm) (Anexo 2).
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2. Concentrados: Los concentrados que se emplearon estaban constituidos
por los siguientes ingredientes:
• Concentrado fibroso:
o Coseta seca de remolacha 86,5%
o Harina de soja 11,5%
o Melaza de remolacha 2,0%
Total 100%
• Concentrado amiláceo:
o Cebada 93,0%
o Harina de soja 5,0%
o Melaza de remolacha 2,0%
Total 100%
Ambos se molieron, previo secado por 48 horas en estufa de aire
forzado, utilizando un molino de martillo marca Wiley, con lo que se obtuvo un
tamaño de partícula homogéneo de 1 milímetro de diámetro.
Para el ensayo realizado en Nueva Zelanda los alimentos que se
utilizaron corresponden a los que se detallan a continuación:
1. Pradera: La pradera utilizada y su manejo son los mismos que los
empleados en los ensayos realizados en Chile.
2. Alfalfa: Correspondió a una pradera cosechada en el mes de Octubre
2006 en Nueva Zelanda, la cual fue congelada y luego picada con una
maquina eléctrica marca Kenwood modelo Chef (diámetro picado de 7
mm).
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3. Concentrados: Los concentrados y su manejo son los mismos que los
empleados en los ensayos realizados en la Universidad Austral de Chile.
3.4.3 Experimentación en laboratorio 3.4.3.1 Manejo previo a la incubación. A continuación se detallan las actividades
previas a la incubación (día anterior).
• Se realizó el pesaje y registro de todos los frascos de incubación vacíos.
• Se introdujo en los frascos cantidades pesadas de pradera y/o
concentrado y alfalfa (tal como ofrecido), según los tratamientos,
utilizando una balanza de precisión; según se describe, para Chile como
para Nueva Zelanda:
o 2,9 g (+/- 0,2) de pradera picada congelada para el tratamiento 1.
o 2,4 g (+/- 0,2) de pradera picada congelada, mas 0,17 g (+/- 0,02)
de concentrado, coseta (T2) o cebada (T3).
o 2,9 g (+/- 0,2) de alfalfa picada congelada para el tratamiento 4.
• Los frascos se taparon y colocaron en el freezer durante la noche.
• Se encendió el horno incubador, con lo cual se logró una temperatura
estable de 40° Celsius del agua.
• Se preparó un litro y medio de Buffer McDougal’s (saliva artificial). El
Buffer McDougal’s se preparó según especificación.
• Marcado de los tubos Eppendorf.
Cantidades pesadas de pradera y/o concentrado y alfalfa (base materia
seca) según tratamientos son presentadas a continuación (Chile y Nueva
Zelanda):
o 0,48 g (+/- 0,03) de pradera picada para el tratamiento 1.
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o 0,40 g (+/- 0,03) de pradera picada, más 0,15 g (+/- 0,018) de
concentrado, fibroso (T2) o amiláceo (T3).
o 0,59 g (+/- 0,04) de alfalfa picada congelada para el tratamiento 4.
3.4.3.2 Incubación. En el día de la incubación, a una vaca fistulada se le extrajo
licor ruminal. Para obtener éste se requirió extraer contenido ruminal, prensarlo
y colarlo con un paño. Finalmente se colocó el licor ruminal en un termo para
mantener la temperatura y el medio anaeróbico de éste.
Mientras se extrajo el licor ruminal, se calentó a baño María el Buffer
McDougal’s hasta alcanzar una temperatura de 40° Celsius. Además, mientras
era calentado se aplicó CO2 a la botella que lo contiene para lograr un ambiente
anaeróbico. Inmediatamente se colocaron los frascos a incubar en el horno, con
lo que adquirieron lentamente una temperatura de 40°.
Posteriormente se prepararon 50 ml de agente reductor, de acuerdo a
especificación previamente señalada en los materiales utilizados.
Al haber alcanzado una temperatura de 40° Celsius, los frascos fueron
retirados, uno a uno, del horno, para agregarles el buffer y el agente reductor.
Los frascos fueron colocados bajo CO2 al momento de agregarles el buffer y el
agente reductor. Se agregó 12 ml de buffer, utilizando la pipeta automática,
seguido por 0,5 ml de agente reductor. Finalizado este proceso los frascos
fueron llevados a la incubadora (Anexo 3). Se dejó que el agente reductor actúe
por 15 minutos antes de agregar el licor ruminal. Previo a ser agregado el licor
ruminal en los frascos, se midió el pH y se muestreó éste para almacenarlo.
Una vez transcurrido el periodo de 15 minutos, 3 ml de licor ruminal
fueron agregado en cada frasco. Finalmente se colocaron los frascos
nuevamente en la incubadora y se encendió el agitador.
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3.4.4 Muestreos. A continuación se presenta la metodología utilizada para
realizar los muestreos, tanto para ácidos grasos volátiles como para amonio,
desarrollada en ambas incubaciones.
3.4.4.1 Amonio. Los muestreos para amonio se realizaron cada 2 horas, hasta
las 12 horas de iniciada la incubación, después se realizó un muestreo a las 24
horas de iniciada la incubación. Se realizaron los muestreos de la siguiente
forma; Después de haber retirado los frascos correspondiente al horario de
muestreo de la incubadora, se tomó una muestra de 1,5 ml y se colocó en un
tubo de micro centrifugado (Eppendorf). Se centrifugó por 8 minutos a 10.000
RPM. Luego se extrajo el sobrenadante (Anexo 4) y transfirió a otro tubo de
micro centrifugado para finalmente congelarlo a -20° Celsius.
3.4.4.2 Ácidos grasos volátiles. Los muestreos para ácidos grasos volátiles se
realizaron a las 0, 6, 12 y 24 horas de iniciada la incubación. El muestreo para
ácidos grasos volátiles fue realizado de la misma forma que para amonio.
Una vez que los muestreos fueron realizados, los frascos fueron
introducidos en un congelador para detener los procesos biológicos.
3.4.5 Degradabilidad de la materia seca de las dietas. La Degradabilidad de
la materia seca fue determinada mediante la metodología descrita por
GOERING y VAN SOEST (1972), para lo cual se utilizó crisoles porosos para
el filtrado (Anexo 5).
3.4.6 Análisis de Ácidos Grasos Volátiles, Amonio y pH para las dietas incubadas. Las muestras del contenido incubado y centrifugado fueron
enviadas al Laboratorio de Nutrición, perteneciente al Instituto de Alimentos,
Nutrición y Salud Humana de la Universidad de Massey en Nueva Zelanda para
determinar concentración de ácidos grasos volátiles y amonio. Para el caso de
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ácidos grasos volátiles la metodología utilizada fue la descrita por Attwood
(1998) y para el caso del amonio la metodología fue la descrita por Neely y
Phillipson (1988).
Después se realizó la medición de pH del contenido de los frascos con
un medidor de pH marca Orión modelo SA520 (Anexo 6).
3.5 Diseño experimental y análisis estadístico En el desarrollo del análisis de las variables, éstas se dividieron en
pruebas para las variables pH, degradabilidad de la materia seca, concentración
de amonio y AGV. Para las variables pH, degradabilidad de la materia seca y
amonio, el análisis se realizó a las horas 0, 6, 8 y 12 y para los AGV a las 12
horas.
A todas las variables se aplicó un test de normalidad de Anderson. Una
vez aplicado el test, al no rechazar la normalidad se optó por un Análisis de
Varianza a una vía por efecto estudiado. Así los efectos a considerar fueron los
tratamientos (3) y (4) por cada variable. En general los modelos ocupados son
de efecto fijo exceptuando la variable hora en la cual se realizó un análisis
especial de regresión por ser una variable que relaciona los datos. En el caso
de los AGV, se tuvo como respuesta de la dócima de Anderson, el rechazo de
la distribución normal como ajuste a los datos, por ello se realizó la prueba de
Friedman.
Al existir en los análisis diferencias entre tratamientos, se aplicó la
dócima rápida de Tukey.
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4 PRESENTACION Y DISCUSION DE RESULTADOS
4.1 Composición química y digestibilidad de los alimentos
A la pradera y concentrados del ensayo se les realizaron análisis
químicos-nutricionales, para poder tener una referencia definida de sus aportes
para la alimentación del ganado.
En el Cuadro 2 se muestra la composición nutricional de los alimentos
pradera y alfalfa, utilizados durante el ensayo.
CUADRO 2 Composición química y digestibilidad de los forrajes utilizados en la incubación in vitro, determinada mediante NIRS (valores expresados base 100% materia seca).
Pradera Alfalfa
Materia seca (%) 16,7 20,4
Cenizas totales (%) 9,7 10,8
Proteína cruda (%) 21,6 29,5
EM (Mcal/kg MS) 2,64 2,90
FDN (%) 46,3 33,1
FDA (%) 24,2 23,0
Digestibilidad (%) 88,6 75,7
Los contenidos de nutrientes corresponden a valores que se encuentran
levemente superior a los indicados por ANRIQUE et al. (1995), para praderas
con similares características.
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Valores obtenidos por BERNDT (2005) en cuanto a composición
nutricional de praderas, de época primaveral, pertenecientes a la Provincia de
Valdivia, presentan mínimas variaciones con respecto a los valores obtenidos en
el ensayo, en donde el promedio de MS (%) fue de un 15,6; CT (%) 10,9; PC (%)
20,8; EM (Mcal/kg MS) 2,61; FDA (%) 30,1; FDN (%) 52,1.
Para CLARK y KANNEGANTI (1998), una pradera con un buen manejo
debe presentar características tales como: 18 a 24% de materia seca, 18 a 25%
de PC, 40 a 55% FDN y 2,5 a 2,9 Mcal de energía metabolizable por kilo de
materia seca. La pradera usada en este ensayo estuvo dentro de los rangos
anteriormente mencionados, a excepción del porcentaje de materia seca, el cual
está por debajo del rango, lo cual es característico en esta época del año.
Para el caso de la alfalfa se puede apreciar que presenta baja
concentración de fibra comparado con la pradera mixta y un contenido de
proteína cruda mayor. BURKE (2004), apreció las mismas diferencias para el
caso de leguminosas en donde la alfalfa presentó un contenido de proteína
cruda de un 23,3%, FDN de un 30,5 y FDA de un 23,1.
La composición botánica de la pradera ocupada en el ensayo, estimada
por medio de separación manual, se presenta en el Cuadro 3, en donde se
aprecia un amplio dominio de las gramíneas de carácter forrajero. Las malezas
encontradas fueron mayoritariamente del grupo de las denominadas de hoja
ancha.
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CUADRO 3 Composición botánica de la pradera utilizada (%).
Promedio
Gramíneas 90,65
Leguminosas 7,00
Malezas 2,35
Total 100,00
En el Cuadro 4 se indica la composición nutricional del concentrado
amiláceo y del concentrado fibroso (determinado mediante NIRS).
CUADRO 4 Composición química y digestibilidad de los concentrados
utilizados en la incubación in vitro, determinada mediante NIRS (valores expresados base 100% materia seca).
Concentrados Amiláceo Fibroso
Materia seca (%) 88,2 88,9
Cenizas totales (%) 2,5 6,9
Proteína cruda (%) 12,1 11,5
Extracto etéreo (%) 1,8 1,6
EM (Mcal/kg MS) 3,14 3,15
FDN (%) 28,1 37,9
FDA (%) 6,3 23,3
Digestibilidad (%) 88,0 88,3
Se observa que los concentrados poseen valores energéticos y proteicos
muy similares. El contenido de fibra es muy superior en el concentrado fibroso.
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La utilización de un concentrado rico en fibra altamente digestible podría
aumentar el pH del rumen, facilitar la síntesis de proteína microbiana y generar
mayores producciones de leche (MULLER, 1999). El uso de coseta seca de
remolacha en concentrados resulta ser una forma muy apropiada de aportar
energía metabolizable a la dieta, la que deriva de la fibra digestible, la cual
fermenta de forma lenta en el rumen sincronizando mejor con los requerimientos
de los microorganismos ruminales (ANRIQUE, 1989 y WEBSTER, 1993 citados
por BERNDT, 2005).
Con respecto a concentrados amiláceos, estos se caracterizan por una
rápida fermentación en el rumen, por lo que consumos masivos provocan que el
pH del rumen disminuya bruscamente. Además se han reportado altas tasas de
sustitución de forraje por concentrados, esperándose un efecto desfavorable
respecto del metabolismo ruminal, pero que no necesariamente disminuye la
producción láctea (VAN SOEST, 1994).
4.2 Degradabilidad de la materia seca A continuación se presentan los resultados de materia seca degradada,
resultados obtenidos en la incubación realizada en Chile y en Nueva Zelanda.
4.2.1 Resultados incubación realizada en Chile Los resultados de porcentaje de materia seca degradada que se
entregan a continuación en la Figura 1 corresponden al promedio de tres
incubaciones, cuadro de valores promedios y desviaciones estándar son
presentados en los anexos (Anexo 7).
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FIGURA 1 Valores promedio del porcentaje de materia seca degradada en un
periodo de 24 horas (tres repeticiones para cada tratamiento).
Barras representan desviación estándar.
Se puede apreciar que al momento de iniciada la incubación (hora 0),
existe un porcentaje de materia seca degradada, esto se debe principalmente al
proceso de molienda al cual las dietas fueron sometidas, lo que solubilizó parte
de la materia seca, observándose una situación similar in vivo con los bovinos
(WAGHORN, 1996). Similares resultados fueron obtenidos por ALOMAR et al.
(1996), donde señalaban valores iniciales de degradabilidad entre un 20% y un
40%, dependiendo del tipo de forraje y el estado de madurez, para praderas
permanentes similares a las utilizadas en este ensayo.
Se puede apreciar que en el caso de la dieta pradera + concentrado
fibroso y la dieta solo pradera existe una lenta respuesta a la degradación al
inicio, producto del mayor porcentaje de FDN y FDA. A su vez, la dieta pradera
+ concentrado amiláceo tuvo una pronta respuesta degradativa debido al menor