INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL UNIDAD SINALOA TESIS Evaluación de aislamientos nativos de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae para el control del gusano del fruto Heliothis virescens (Fabricius 1771) en el cultivo de tomate Solanum lycopersicum (Mill) en Guasave, Sinaloa PARA OBTENER EL GRADO DE MAESTRÍA EN RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE PRESENTA LUIS ALBERTO GAXIOLA CASTRO GUASAVE, SINALOA, MÉXICO DICIEMBRE 2012
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Evaluación de aislamientos nativos de Beauveria bassiana y ...
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INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
CENTRO INTERDISCIPLINARIO DE INVESTIGACIÓN PARA EL DESARROLLO INTEGRAL REGIONAL
UNIDAD SINALOA
TESIS
Evaluación de aislamientos nativos de Beauveria bassiana y Metarhizium anisopliae
para el control del gusano del fruto Heliothis virescens (Fabricius 1771) en el cultivo de
tomate Solanum lycopersicum (Mill) en Guasave, Sinaloa
PARA OBTENER EL GRADO DE
MAESTRÍA EN
RECURSOS NATURALES Y MEDIO AMBIENTE
PRESENTA
LUIS ALBERTO GAXIOLA CASTRO
GUASAVE, SINALOA, MÉXICO DICIEMBRE 2012
RECONOCIMIENTO A PROYECTOS Y BECAS
El trabajo de tesis se desarrolló en el Departamento de biotecnología agrícola del
Centro Interdisciplinario de Investigación para el Desarrollo Integral Regional (CIIDIR)
Unidad Sinaloa del Instituto Politécnico Nacional (IPN). El presente trabajo fue
apoyado económicamente a través del proyecto de investigación “diseño y
evaluación de formulaciones micro y nanoencapsuladas para el control de plagas de
hortalizas” (Con número de registro 20120464). El alumno Luis Alberto Gaxiola
Castro fue apoyado con una beca CONACYT con clave 369370.
A la beca institucional del IPN por haberme apoyado durante el quinto semestre.
Al COECyT por apoyarme en la culminación del trabajo (impresión y empastado de la
tesis).
DEDICATORIA Y AGRADECIMIENTOS
A Dios:
Por permitirme dar este paso tan importante en mi vida y por todas las cosas en las
que me ayudara en el futuro.
A mis padres:
Por ser los seres más maravillosos que hay sobre la tierra y por apoyarme en todo
momento en las buenas y malas.
A mis hermanas:
Por ser mis compañeras y confidentes a lo largo de la vida, las quiero mucho.
Al Dr. Cipriano:
Por haberme dado la oportunidad de participar en su equipo de trabajo y por la
paciencia que me tuvo durante la realización del mismo.
A mi comité tutorial:
Un especial agradecimiento al Dr. Adolfo Dagoberto Armenta Bojorquez, al Dr.
Edgardo Cortez Mondaca, al Dr. Juan Carlos Sainz Hernández y al M en C Jesús
Ricardo Camacho Báez, por sus atinadas aportaciones en la realización del trabajo
A los compañeros de laboratorio:
Gracias en general por el apoyo brindado durante la realización del trabajo, (Prof.
2.2.5. Gusano del fruto Heliothis virescens (Fabricius) 6
2.2.5.1. Origen y distribución 7
2.2.5.2. Taxonomía 8
2.2.5.3. Biología y hábitos 8
2.3. Presencia de H. virescens en el cultivo de tomate 10
2.3.1. Monitoreo 10
2.3.2. Muestreo 10
2.4. Estrategias de control de H. virescens 11
2.4.1. Control cultural 11
2.4.2. Control químico 11
ii
2.4.3. Control biológico 11
2.5. Los bioplaguicidas 12
2.6. Organismos entomopatógenos 14
2.6.1. Virus 14
2.6.2. Bacterias 14
2.6.3. Nemátodos 16
2.6.4. Hongos entomopatógenos 16
2.6.4.1. Mecanismos de acción de hongos entomopatógenos 16
2.6.4.2. Características morfológicas de M. anisopliae (Metschnikof) 19
2.6.4.3. Taxonomía 20
2.6.4.4. Importancia en el control de insectos plaga 20
2.6.4.5. Características morfológicas de B. bassiana (Vuillemin) 20
2.6.4.6. Taxonomía 21
2.6.4.7. Importancia en el control de insectos plaga 21
2.7. Técnicas que apoyan el control biológico de plagas 22
2.7.1. Importancia de la cría de insectos 22
2.7.2. Cría de noctuidos 23
2.8. Producción masiva de hongos entomopatógenos en medio líquido 24
III. JUSTIFICACIÓN 25
IV. HIPÓTESIS 26
V. OBJETIVOS 26
5.1. Objetivo general 26
5.2. Objetivos específicos 26
VI. METODOLOGÍA 27
6.1. Colecta de H. virescens en campo 27
6.2. Establecimiento de la cría H. virescens 27
6.3. Aislamientos nativos de B. bassiana y M. anisopliae 29
iii
6.4. Propagación de los aislamientos en medio PDA 30
6.5. Obtención del inóculo 31
6.6. Estimación de la concentración de esporas 32
6.7. Evaluación de la patogenicidad de los aislamientos 32
6.8. Determinación de los indicadores de virulencia DL50 y TL50 33
6.9. Evaluación de la efectividad de los aislamientos en campo 33
6.9.1. Establecimiento de la parcela experimental de tomate 33
6.9.2. Control de plagas y malezas 35
6.9.3. Infestación artificial de la parcela experimental de tomate con
H. virescens 36
6.10. Producción del hongo B. bassiana en medio líquido 37
6.11. Productos biorracionales 38
6.12. Conteo de larvas vivas después de la infestación 38
6.13. Aplicación de los tratamientos 39
6.14. Conteo de larvas muertas después de la aplicación de los tratamientos 40
6.15. Evaluación del rendimiento en frutos 40
6.16. Evaluación de daño en frutos causados por H. virescens 41
6.17. Análisis estadístico 41
VII. RESULTADOS 42
7.1. Ciclo biológico de H. virescens en laboratorio 42
7.2. Bioensayo con aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae sobre H. virescens 44
7.3. Determinación de indicadores de virulencia (DL50 y TL50) 47
7.4. Evaluación de la efectividad de los aislamientos B1 y en cultivo de tomate
infestado con H. virescens 47
7.5. Rendimiento en fruto de cultivo de tomate 48
iv
VIII. DISCUSION 50
IX. CONCLUSIONES 56
X. RECOMENDACIONES 57
XI. BIBLIOGRAFIA 58
v
GLOSARIO
Agricultura orgánica. Sistemas agrícolas de producción que prescinden del empleo
de productos de síntesis química para el mejoramiento de la calidad de los suelos y
el tratamiento de plagas y enfermedades en los cultivos. Se fundamenta en optimizar
las condiciones edáficas (características físicas y químicas de los suelos) a partir de
enmiendas orgánicas, abonos verdes, sustancias minerales, y de prácticas culturales
tales como la labranza mínima, la asociación y rotación de cultivos. Con ello,
además, disminuye la probabilidad de ocurrencia de plagas y enfermedades
específicas y la extracción desbalanceada de nutrientes del suelo. Para los
tratamientos fitosanitarios se emplean productos de síntesis natural, de muy baja
toxicidad y sin efectos residuales sobre el suelo y los productos cosechados.
Agroquímico. Sustancia química o una mezcla de sustancias, destinadas a matar,
repeler, atraer, o interrumpir el crecimiento de seres vivos considerados plagas.
Apresorio. Estructura adhesiva, despuntada, a partir de la cual se origina una hifa
afilada que rompe la cutícula de una célula epidérmica del huésped por punción
permitiendo la penetración del micelio para establecer la infección de un hongo
parásito de plantas superiores.
Biorracional. Son sustancias que se derivan de microorganismos, plantas o
minerales. También pueden ser sustancias sintéticas idénticas a las que hay en la
naturaleza.
Ciclo agrícola. Ciclo agrícola es todo el "desarrollo de vida" de la planta cultivada.
Va desde la siembra hasta la cosecha generalmente. Hay plantas cuyo ciclo agrícola
es anual, otra bianual, y otras como los árboles frutales son perennes.
Cutícula. Capa exterior no celular de la pared del cuerpo de los artrópodos.
Defoliador. Insecto con aparato bucal masticador que se alimenta de del follaje de
las plantas.
vi
Dieta artificial. Mezcla de sustancias nutritivas para la alimentación de las colonias
en la cría masiva de insectos.
DL50. Cantidad de una substancia tóxica requerida para matar al 50 % de una
población de organismos.
Estadío larval. Se conoce como el espacio de tiempo comprendido entre muda y
muda generalmente pasan 5 o 6 previo al estado de pupa. (5 ó 6 dependiendo de la
especie)
Entomófago. Animal que se alimenta de insectos ya sea matándolo o comiéndolo
vivo.
Entomopatógeno. Organismo causante de enfermedades en los insectos,
normalmente, bacterias, virus, protozoos u hongos.
Fertilidad. Es una cualidad resultante de la interacción entre las características
físicas, químicas y biológicas del mismo y que consiste en la capacidad de poder
suministrar condiciones necesarias para el crecimiento y desarrollo de las plantas.
Hemocele. Parte corporal de los insectos donde se encuentran los cuerpos grasos
o adiposos.
Hortaliza. Es toda aquella planta de la que se puede consumir raíz, tallo, hojas y
fruto en estado fresco.
Metabolito. Es cualquier sustancia producida durante el metabolismo (digestión u
otros procesos químicos corporales).
Umbral económico. Grado de daño que puede soportar un cultivo al ser afectado
por insectos plaga y enfermedades sin causar pérdidas económicas.
TL50. Tiempo requerido para matar al 50 % de una población de organismos.
Virulencia. Intensidad de producir enfermedad; habilidad para invadir y afectar al
huésped o alguno de sus órganos o tejidos.
vii
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Frutos inmaduros de tomate 3
Figura 2. Larva de H. virescens perforando frutos de tomate 7
Figura 3. A) Adulto de H. virescens en planta de tomate B) Pupa de H. virescens
en el suelo 9
Figura 4. Cultivo de M. anisopliae en medio PDA 19
Figura 5. Cultivo de B. bassiana con medio PDA 21
Figura 6. Colecta de H. virescens en el cultivo de tomate 27
Figura 7. A) Larva de H. virescens alimentándose de dieta artificial. B) Pupa de H.
virescens obtenidas en laboratorio. C) Trampa para colectar los adultos al
emerger de las pupas. D) Bolsas de papel donde se lleva a cabo la cópula, la
oviposición y la eclosión de huevecillos. E) Bolsa de papel de las cuales se
obtienen larvas recién eclosionadas. F) Generación (F1) colocadas en recipientes
de plástico. 29
Figura 8. Propagación de los aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae en
medio PDA. 31
Figura 9. Tubos falcón con inóculo de B. bassiana y M. anisopliae utilizado
para realizar bioensayos 31
Figura 10. Cámara de Neubauer utilizada para el coteo de esporas. 32
Figura 11. Bioensayo para determinar la patogenicidad de B. bassiana y
M. anisopliae sobre larvas de H. virescens. 32
Figura 12. Parcela experimental de tomate a los dos meses después del
trasplante. 35
Figura 13. Control de malezas en el cultivo de tomate. 36
viii
Figura 14. A) Huevecillos utilizados en la infestación B) Larvas
de primer estadío utilizadas en la infestación. 36
Figura 15. A) Incubadora agitadora utilizada para la producción en
medio líquido de los aislamientos B1 y B2 de B. bassiana
B) Matraz con inóculo crecido después de 72 horas. 37
Figura 16. Aplicación de los tratamientos en la parcela
experimental. 39
Figura 17. Rendimiento en el tratamiento Versa®. 40
Figura18. Frutos dañados en la parcela experimental de H.virescens. 41
Figura 19. Ciclo de vida de H. virescens en laboratorio. 41
Figura 20. A) Larva infectada con el aislamiento B1 y micosada a las 120 horas. B) Larva infectada con el aislamiento B2 y micosada a las 120 horas. 46
Figura 21. A) Larva de H. virescens infectada con el aislamiento B2 y micosada a las 120 horas B) Larva de H. virescens infectada con el aislamiento B1 y micosada a las 120 horas C) Larva de H. virescens infectada por nematodos a las 48 horas observada al estereoscopio. 48
ix
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Formulaciones comerciales de M. anisopliae producidos y
comercializados en México. 20
Cuadro 2. Formulaciones comerciales de B. bassiana producidas
y comercializadas en México. 22
Cuadro 3. Sitios de muestreo de suelo en el estado de Sinaloa para
la obtención de aislamientos con potencial entomopatógeno contra H.
virescens. 30
Cuadro 4. Larvas vivas de H. virescens a las 72 horas después
de la infestación. 38
Cuadro 5. Tratamientos, dosis y número de aplicaciones 39
Cuadro 6. Virulencia de aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae,
expresado en % de mortalidad de larvas. 46
Cuadro 7. % de mortalidad de larvas de H. virescens en campo con
diferentes tratamientos. 48
Cuadro 8. Rendimiento de tomate en los diferentes tratamientos
probados contra H. virescens en campo. 49
x
Resumen
En el presente trabajo se evaluaron en laboratorio 10 aislamientos nativos de hongos
entomopatógenos, tres de M. anisopliae y siete de B. bassiana sobre larvas de
segundo y tercer estadío de gusano del fruto (Heliothis virescens) provenientes de
una cría axénica; los dos aislamientos más patogénicos fueron B. bassiana con clave
B1 y B2, por presentar mortalidad de larvas superior a 55%. Con estos mismos
aislamientos se realizó un bioensayo para determinar la DL50 y la TL50. También se
evaluó su efectividad biológica comparándola con otros tratamientos a base de
thurringiensis) Abatec ® (S. carpocapsidae) and the chemical insecticide Abatec ®
(pyrethrins), applied in an experimental plot in tomato crop season (autumn-winter
2011-2012), plants were artificially infested with neonate larvae of H. virescens and
field variables evaluated were mortality of larvae, and damaged fruit yield. Data were
analyzed using ANOVA. The DL50 and TL50 for B1 was 2.1x106 spores/ml with a lethal
time of 3 days and for the isolation B2 1.6x106 spores/ml in 2.7 days. The best
treatments for control of larvae were Versa® with 39.66%, Abatec® 32.33% and
Capsanem® 23.33% mortality of larvae at 72 hours, there was significant difference
(p=0.05), these treatments with respect to B1 6.66 % and B2 with 6.33% and these
were not different to the control 2.66%. Regarding the percentage of damaged fruit
there was no difference between Versa® 1.8% Abatec® to 3.2% and Capsanem®
with 5.9%, but no isolation between 8.5% and Capsanem B1 10.2%, B213.8% and
also treatment and control. With the performance, there was no difference between
Versa® with 16,900 t h -1, with 16,400 t h -1, Abatec®, with 16,200 t h -1 Capsanen®
and B1 with 14,800 t h -1, but there was difference regarding treatment B2, the which
yielded 13,200 t h -1 and 11,100 t h -1 surrendered control. It is confirmed that the
native isolates of entomopathogenic fungi in the laboratory had high mortality and low
effectiveness in controlling H. virescens in tomato crop field level so it is
recommended based formulations and entomopathogenic fungi to increase the
effectiveness and persistence in the field
1
I. INTRODUCCIÓN
El tomate Solanum esculentum (Mill) es atacado durante su crecimiento y
desarrollo fenológico por una diversidad de insectos fitófagos, destacando el
complejo de larvas del orden Lepidoptera, formado por el gusano soldado
Spodoptera exigua (Hübner), gusano del fruto Heliothis zea (Boddie) Heliothis
virescens (Fabricius) y gusano alfiler Keiferia lycopersicella (Walsh) además de otros
de menor importancia (Gastelum et al., 2008). Trumble y Alvarado-Rodríguez (1993)
reportan que en tres Sinaloa, en ausencia del control químico los, daños en frutos de
tomate causados por S. exigua y las especies de Heliothis spp, oscilaron entre 11 y
17% según la región y la fecha de plantación. Estudios realizados por Brewer et al.,
(1990) establecieron que el número de aplicaciones de insecticidas químicos
necesarias para el control de estos Lepidopteros usualmente es de 29 a 40 por ciclo
de cultivo en el estado de California, Estados Unidos.
El gusano del fruto es controlado principalmente mediante insecticidas
convencionales, cuyo uso irracional a través del tiempo ha causado daños en el
medio ambiente, se estima que 5 millones de toneladas de productos químicos son
aplicados anualmente en el mundo. Por otra parte, a pesar de su eficiencia, estos
compuestos carecen de selectividad, por lo que resultan altamente perjudiciales para
la salud humana y los ecosistemas (Hajek y St. Leger, 1994). Además, debido a su
persistencia en el medio ambiente, favorecen la selección de insectos resistentes a
ellos, lo que ha motivado el uso de dosis cada vez mayores o de productos cada vez
más tóxicos (Asaff et al., 2002). Así mismo, el abuso de estos productos trae como
consecuencias la disminución de la fertilidad del suelo, la reducción de la
biodiversidad, la contaminación de aguas subterráneas, ríos y lagos, además de las
consecuencias globales negativas sobre la atmósfera y el clima (García y Medrano,
2006).
Las estrategias de control biológico son congruentes con las exigencias en la
producción agrícola mundial, orientadas a buenas prácticas agrícolas más limpias y
amigables con el medio ambiente, de ahí que el uso de organismos
2
entomopatógenos nativos como B. bassiana y M. anisopliae representa una
alternativa, dentro de una estrategia para el control de esta plaga.
Dentro de esta estrategia de control, los insecticidas biológicos elaborados a
base de hongos entomopatógenos, se consideran como candidatos promisorios,
dado su bajo impacto ambiental además de tener algunas ventajas únicas entre los
entomopatógenos (bacterias, virus y nemátodos entomopatógenos), ya que son
capaces de infectar al hospedero, por contacto y adhesión de las esporas a las
paredes bucales, membranales, intersegmentales o a través de los espiráculos, por
lo que la ingestión del microorganismo es innecesaria para lograr la infección (Hajek
y Leger, 1994). La aplicación por el método inundativo de microorganismos benéficos
específicos contra el insecto plaga, no es dañino a la fauna benéfica; además son
biodegradables e inocuos para el humano, de tal forma que se pueden aplicar con
las aspersores comunes. El uso de hongos entomopatógenos es una alternativa que
además de disminuir los daños antes mencionados, puede favorecer e impulsar la
industria local y/o regional para la elaboración, formulación y distribución de los
bioplaguicidas (García y Medrano., 2006).
En el presente trabajo se evaluó la virulencia de aislamientos nativos de B.
bassiana y M. anisopliae provenientes de suelos agrícolas de Sinaloa, contra el
gusano del fruto H. virescens en el cultivo del tomate; con la finalidad de contribuir a
desarrollar un método de control de esta plaga mas inocuo con el medio ambiente.
3
II. ANTECENTES
2.1. Importancia del tomate
El tomate rojo (jitomate) es una de las hortalizas más importantes del mundo
no solo por la superficie que se destina para este cultivo y la producción obtenida,
sino además por la alta remuneración económica, generación de empleos y
propiedades nutricionales que posee la hortaliza (Figura 1) (Ramírez y Sainz, 2006). En México, durante 2009 se sembraron 53,572.62 hectáreas de tomate, con una
producción de 2,043,814.55 ton; siendo el rendimiento promedio de 39.2 ton/ha. El
tomate se siembra en toda la República Mexicana, aunque la producción se
concentra en cinco estados principalmente: Sinaloa, Jalisco, Michoacán, Baja
California y San Luis Potosí (S.I.A.P-SAGARPA, 2009). Durante el ciclo agrícola
2009-2010, al igual que en el caso del maíz cultivado en Sinaloa se ubicó como el
primer productor nacional de tomate se sembraron 14,907.13 ha, cosechándose
668,302.70 ton que representaron el 32.7% de la producción nacional, con un
rendimiento promedio de 45.02 ton/ha, generando así un ingreso económico de
3,056 millones de pesos.
Figura1. Frutos inmaduros de tomate
4
2.1.2. Origen del tomate
El tomate es una planta perenne, pertenece a la familia solanácea y su centro
de origen se localiza en la región de los Andes integrada por Colombia, Bolivia, Chile
y Perú, donde existe la mayor variabilidad genética y abundancia de especies
silvestres. Sin embargo, México es considerado como el centro de origen más
importante en cuanto a la domesticación del tomate; ya que la utilización de las
formas domésticas en nuestro país es muy antiguo; sus frutos eran bien conocidos y
empleados como alimento para las culturas indígenas que habitaban el centro y sur
de México quienes lo llamaban en su lengua náhuatl “tomatl” (Ramírez y Sainz,
2006).
2.1.3. Taxonomía
El tomate es una planta dicotiledónea perteneciente a la familia de las
solanáceas. Los miembros de esta familia presentan haces bicolaterales y sus flores
son radiales y con cinco estambres. El ovario es súpero y bicarpelar; contiene
numerosos primordios seminales, produciendo bayas polispermas. Los carpelos se
presentan en posición oblicua con respecto al plano mediano de la flor (Nuez, 1995).
Con la domesticación y cultivo es frecuente observar flores con mayor número de
pétalos y sépalos así como ovarios multioculares, en adición al bilocular que se
podría considerar normal. De acuerdo con Spooner et al., (2003), la taxonomía
general aceptada es:
Clase: Dicotyledoneas
Orden: Solanales
Familia: Solanacea
Subfamilia: Solanoideae
Género: Solanum
Especie: Solanum lycopersicum (Mill)
5
2.2. Plagas que afectan el desarrollo vegetativo y la producción del cultivo del tomate
2.2.1. Minador de la hoja Liriomyza spp.
El adulto del minador de la hoja o mosquita minadora, mide alrededor de 2 mm
de Iongitud, tiene el cuerpo rechoncho, de color amarillo y el tórax negro; las alas son
de color transparente y con el sol se aprecian de colores brillantes. Durante el día los
adultos son muy activos, se dedican a ovipositar y alimentarse de las hojas
causando pequeñas perforaciones; insertan los huevecillos en el follaje y al
eclosionar las larvas se empiezan a alimentar del mesófilo, causando pequeñas
galerías; en la medida que la larva se desarrolla, las galerías son de mayor tamaño y
grosor; en ataques severos producen un sinnúmero de galerías en las hojas y es
capaz de defoliar al cultivo.
Está considerado como una plaga secundaria, sin embargo, en algunas
ocasiones la incidencia se incrementa considerablemente, por la eliminación de los
enemigos naturales que en condiciones normales mantienen reguladas sus
poblaciones, debido a la aplicación temprana de insecticidas sintéticos de amplio
espectro. En esta situación, la plaga causa severas defoliaciones que reducen el
área foliar y con ello la actividad fotosintética de las plantas, y finalmente afecta el
rendimiento, a menos que se controle con insecticidas específicos de elevado precio
(Cortez, 2005).
2.2.2. Gusano soldado Spodoptera exigua (Hübner)
Los adultos son palomillas de color café grisáceo, miden alrededor de 1.5 cm
de Iongitud; generalmente durante el día es difícil observarlas, ya que su mayor
actividad ocurre por las noches. Las hembras depositan masas de 50 a 150
huevecillos en el follaje en las hojas de la parte inferior de las plantas y los cubre con
las escamas de su cuerpo; éstos inicialmente son esféricos, de color blanco y en la
medida que pasa el tiempo, se toman de color oscuro, después de tres a cinco días
de ovipositados, dependiendo de las condiciones ambientales, emergen las larvas
que son de color verde claro, con la cabeza oscura (Cortez, 2005).
6
En los últimos ciclos agrícolas, el gusano soldado ha alcanzado el estatus de
plaga principal en diferentes cultivos; esto se debe a que se presenta en poblaciones
elevadas y ocasiona defoliaciones que originan reducción en los rendimientos al no
llevar a cabo normalmente el proceso fotosintético la planta; además, este insecto es
difícil de controlar, y se encuentra durante gran parte del ciclo vegetativo del cultivo.
El cambio del gusano soldado a plaga principal seguramente se debe al repetido
empleo de plaguicidas en los cultivos en los que se presenta, posiblemente por la
selección de poblaciones resistentes a los insecticidas que se utilizan para su control
Capsanem® (Nemátodos) 50 millones S. carpocapseae 1
Abatec® (Piretrinas) 250 gr Piretrinas 1
Versa® (Bt) 300 gr B. turhingiensis 1
Control 200 lt Agua 1
40
6.14. Conteo de larvas muertas después de la aplicación de los tratamientos
La evaluación de la efectividad biológica de los productos aplicados cada 24 hr
se tomaron lecturas de mortalidad de larvas en la parcela útil para esto se retiraron
los túneles de madera para facilitar el conteo. Con la ayuda de una lupa
entomológica se revisó todo el follaje de las plantas colectando las larvas muertas y
trasladándolas al laboratorio. Con la ayuda de un estereoscopio (ZEISS®) se
observaron las larvas para corroborar la muerte del insecto, las larvas colectadas en
los tratamientos B1, B2 y Capsanem se colocaron en cámaras húmedas para
favorecer el desarrollo de los nemátodos así como la esporulación del hongo.
6.15. Evaluación del rendimiento de frutos
La cosecha de tomate se realizó de forma manual, colectando frutos maduros
únicamente de la parcela útil, se utilizaron cubetas de 20 L de capacidad, se pesaron
los frutos de cada tratamiento en una báscula digital marca TORO REY® (Figura 15);
y se clasificaron los frutos de tomate por el tamaño que presentaron. Los resultados
de rendimiento se extrapolaron a ton ha-1.
Figura 17. Rendimiento en el tratamiento con Versa®
41
6.16. Evaluación de daño en frutos causados por H. virescens
Una vez que se obtuvo el rendimiento de tomate en la parcela útil se procedió a
sacar el porcentaje de frutos dañados. Se contaron los frutos que presentaron el
daño característico causado por la larva, que son perforaciones irregulares en todo el
fruto.
Figura 18. Frutos dañados en el tratamiento control por H. virescens.
6.17 Análisis estadístico
Los resultados de patogenicidad obtenidos en laboratorio fueron corregidos
con la fórmula de Abbot (1925), para establecer una línea de respuesta logaritmo-
dosis-mortalidad y determinar así los aislamientos más patogénicos. Para determinar
DL50 y TL50 se utilizo el programa estadístico PC Probit.
Los datos obtenidos de campo fueron analizados a través de un análisis de
varianza y un análisis de comparación de medias por la prueba de Tukey con un
nivel de significancia del 95% (alpha≤0.05) empleando el programa estadístico SAS.
42
VII. RESULTADOS
7.1. Ciclo biológico de H. virescens en laboratorio
La cría del insecto dio inicio a partir de marzo del 2011 hasta abril del 2012,
obteniéndose diez generaciones filiales del insecto en laboratorio. En cada
generación se obtuvieron alrededor de 1500 a 2000 larvas. A continuación se
describe el ciclo de vida del insecto reproducido en laboratorio a una temperatura de
28 ± 2 oC.
Los huevecillos de H. virescens fueron ovipositados individualmente, éstos son
esféricos, al ser recién ovipositados presentan un color blanco hialino, conforme
avanza el desarrollo de la larva se torno de color gris obscuro. Midieron de 0.8 a 1.1
mm de ancho y 0.8 a 1.0 mm de altura, ésta etapa de desarrollo duro 3 días desde la
oviposición hasta la eclosión.
La larva del primer estadío tuvo una duración de 3.2 días en promedio,
presentaron la cabeza de color negro, con un tamaño de 0.25 mm de largo y de 0.3
mm de ancho. El tamaño de las larvas recién eclosionadas fue de 1 mm de largo, 0.2
mm de altura y 0.2 de ancho. Antes de mudar la larva midió 3 mm de largo, 0.7 mm
de altura y 0.7 mm de ancho; mientras que la cápsula cefálica midió 0.35 mm de
largo y 0.45 mm de ancho.
El segundo estadío tuvo una duración 2.2 días en promedio, la larva midió 3
mm de largo, 0.7 mm de altura y 0.7 mm de ancho; y la cápsula cefálica midió 0.35
mm de largo y 0.45 mm de ancho. Antes de pasar al siguiente estadio la larva midió
7.2 mm de largo, 1.2 mm de altura y 1.2 mm de ancho, y la cápsula cefálica midió
0.40 mm de largo y 0.90 de ancho.
En el tercer estadío larval duro 2.3 días; la cabeza ya no presento color negro
intenso, sino que cambio a un color más claro. La larva midió 7.2 mm de largo, 1.2
mm de altura y 1.2 mm de ancho; la cápsula cefálica midió 0.40 mm de largo y 0.90
mm de ancho. Antes de mudar al siguiente estadío la larva midió 13 mm de largo,
2.75 mm de altura y 2.75 mm de ancho; y la cápsula cefálica midió 1.2 mm de largo y
43
1.3 mm de ancho. Las larvas en éste estadío se tornaron de diferentes colores:
amarillo claro, rosa, verde claro y grises.
Para el cuarto y quinto estadío las larvas presentaron las mismas medidas
durando 2.8 días y 3.3 días, respectivamente, la cabeza midió de 4.0 mm de altura y
4.0 de ancho; y la larva 35 mm de largo y 5 mm de ancho. Para el quinto estadío la
larva alcanzo su máximo tamaño; al finalizar este estadío las larvas se mantuvieron
por 24 horas en prepupa. La larva empezó a engrosar, tomando un tamaño más
pequeño, durante este periodo las larvas no se alimentaron sólo se cubrieron con la
dieta y los desechos corporales preparándose para pupar.
La pupa es de tipo obtecta, recién formada presentó un color verde a café
claro conforme se aproximo a la emergencia del adulto se torno café obscuro, las
medidas fueron de 17.2 a 19.8 mm de largo y de 4.0 a 4.7 mm de ancho, el estado
de pupa duro de 10 ± 2 días a una temperatura de 28 ± 2 oC.
En los adultos (palomillas), la cabeza tuvo una coloración amarillenta, en la
cual se podían observar las antenas filiformes, el aparato bucal tipo sifón la cual tiene
forma de espiral o enrollado cuando está en reposo. Su expansión alar fue de 30 a
36 mm y tardaron de 2 a 3 días en ovipositar, los adultos presentaron una longevidad
de 10 ± 5 días.
44
Figura 19. Ciclo de vida de H. virescens en laboratorio.
7.2. Bioensayo con aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae sobre H. virescens.
Después de 24 horas de incubación, posteriores a la inoculación de la solución
de esporas sobre las larvas de H. virescens. No se observó mortalidad en ninguno de
los aislamientos y en el control.
A las 48 horas hubo mortalidad de larvas. Se observo diferencia significativa
entre los diferentes aislamientos probados. Los aislamientos de B. bassiana fueron
los que presentaron mayor virulencia; el aislamiento B1 presentó la mayor
mortalidad con un 30% de mortalidad, mientras que B2 mostró la segunda mortalidad
más alta con un 16.66%. A las 48 horas los aislamientos B1 y B2 de B. bassiana
mostraron mayor virulencia que los aislamientos de M. anisopliae.
45
A las 72 horas de incubación los porcentajes de mortalidad se incrementaron,
probablemente conforme se desarrollo la infección del hongo dentro del insecto. De
la misma forma los aislamientos de B. bassiana B1 y B2 mostraron los mayores
porcentajes de mortalidad con 53.33% y 26.66%, respectivamente. Hasta este
tiempo transcurrido los tres aislamientos de M. anisopliae probados, M4 y M5
presentaron 23.33% y 10% de mortalidad, relativamente bajos si los comparamos
con el aislamiento B1 que presentaron mayor mortalidad que estos. B1 fue el único
aislamiento que mostró diferencia significativa respecto a los demás tratamientos.
A las 96 horas de incubación, ambos aislados (B1 y B2) mostraron los mismos
porcentajes de mortalidad, y las larvas comenzaron a mostrar crecimiento de micelio
blanco sobre su cuerpo, característica particular de B. bassiana (muscardina blanca).
Los aislados B7 y B8 mostraron 23.33 % de mortalidad en ambos casos. Hasta éste
periodo de tiempo podemos inferir que el aislamiento B1 fue el mejor tratamiento, ya
que fue el único que mostró diferencia significativa respecto a los demás,
incluyendo el control, igual que a las 72 hr.
A las 120 horas el porcentaje de mortalidad del aislamiento B1 siguió siendo el
mejor en cuanto a la mayor mortalidad, incrementando su porcentaje de 53.3% a
70.0%, mientras que el aislamiento B2 aumentó su porcentaje de 26.6% a 56.6% de
mortalidad, así mismo el aislamiento B8 aumento de 23.3% a 50.0%
A las 120 horas de incubación se muestran más contundentes los efectos del
hongo entre los diferentes aislamientos, siendo B1, B2 y B8 las cepas que mostraron
diferencia significativa respecto a los demás aislamientos probados, incluyendo el
control. De acuerdo a lo anterior B1 y el B2 fueron seleccionados para realizar las
pruebas de efectividad en campo, a pesar de que B7 obtuvo el mismo porcentaje de
mortalidad que B2 56.6 %; sin embargo la agresividad de B2 fue evidente ya que
empezó a mostrar mortalidad desde las 48 horas a diferencia de B7 con mortalidad
hasta las 96 horas.
46
Cuadro 6. Virulencia de aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae, expresado en %
de mortalidad de larvas.
Aislamiento Tiempo en horas 48 72 96 120
B1 30.00 a 53.33 a 53.33 a 70.00 a B2 16.66 a 26.66 b 26.66 b 56.66 a b B3 0.00 b 23.33 b 23.66 b c 43.33 b c d M4 0.00 b 23.33 b 23.33 b 23.33 b c d M5 0.33 b 10.00 b c 10.00 b c 20.00 b c B6 0.00 b 6.66 b c 6.66 c 36.66 b c d B7 0.00 b 0.00 c 23.33 b 56.66 a b B8 0.00 b 0.00 c 23.33 b 50.00 a b c M9 0.00 b 0.00 c 0.00 c 0.00 e B10 0.00 b 0.00 c 0.00 c 30.00 c d
Control 0.00 b 0.00 c 0.00 c 0.00 e En cada columna se presenta el promedio de tres repeticiones por tratamiento. Letras distintas indican diferencias significativas entre tratamientos, de acuerdo a prueba de Tukey (p≤ 0.05).
Figura 20. A) Larva de H. virescens infectada con el aislamiento B1 y micosada a las 120 hr. B) Larva de H.virescens infectada con el aislamiento B2 y micosada a las 120 hr.
A B
47
7.3. Determinación de indicadores de virulencia DL50 y TL50
Para el aislado B1 la DL50 y TL50 del aislamiento fue de 2.1 x 106 esporas/ml
con límites de confianza inferior y superior de 2.3 x 105 a 2.2 x 107 esporas/ml en un
tiempo de 3 días y límites de 2.5 a 3.1 días respectivamente,
Para el aislamiento B2, a mayor concentración de esporas mayor porcentaje
de mortalidad de larvas de H. Virescens, determinando la DL50 y TL50 de 1.6 x 106
esporas/ml con límites de confianza de 1.9 x 105 a 2.6 x 106 esporas/ml en 2.7 días
con límites de 2.4 a 2.9 días, respectivamente.
7.4. Evaluación de la efectividad de los aislamientos B1 y B2 en cultivo de tomate infestado de H. virescens.
La aplicación de los tratamientos en la parcela experimental se llevó a cabo a
las 72 horas después de la infestación con larvas de H. virescens, las lecturas de
mortalidad en la parcela útil indican cual fue tratamiento con mayor efectividad
biológica. En la primera lectura, a las 24 hr de aplicación se observó que el
tratamiento que mostró diferencia significativa fue Versa (B.t) presentando 5.0% de
mortalidad, siendo el tratamiento más efectivo, seguido por Abatec y Capsanem con
una efectividad de 2 y 3% de mortalidad respectivamente, en cuanto a los 2
tratamientos con aislamientos B. bassiana no mostraron mortalidad, mientras que
con el control se observó un 0.33 % de mortalidad.
A las 48 horas después de aplicados los tratamientos se observaron
porcentajes de mortalidad más altos con el tratamiento de Versa® 16.66%, seguido
por el Capsanem® 9.33% mientras que Abatec® mostro una mortalidad de 4.66 %, y
los aislamientos B1 y B2 mostraron mortalidad por primera vez de 2.33% y 3.0%.
A las 72 hr Los tratamientos: Versa®, Abatec® y Capsanem® mostraron un
39.6%, 32.3% y 23.3% de efectividad respectivamente. B1 y B2 tuvieron 6.6 % y 6.3
% mientras el control 2.6% de mortalidad.
48
Cuadro 7. Porcentaje de mortalidad de larvas de H. virescens en campo con diferentes tratamientos.
Tratamiento Tiempo en horas 24 48 72 B1 (B. bassiana) 0.00 c 2.33 c 6.66 c
B 2 (B. bassiana) 0.00 c 3.00 c 6.33 c
Capsanem® (Nemátodos) 2.00 b c 9.33 b 23.33 b
Abatec® (Piretrinas) 3.00 a b 4.66 c 32.33 a
Versa® (B. turrhingiensis) 5.00 a 16.66 a 39.66 a
Control 0.33 c 2.33 c 2.66 c En cada columna se presenta el promedio de tres repeticiones por tratamiento. Letras distintas indican diferencias significativas entre tratamiento, de acuerdo a prueba de Tukey (p≤0.05).
Figura 21. A) Larva de H. virescens infectada con el aislamiento B2 y micosada a las 120 horas B) Larva de H. virescens infectada con el aislamiento B1 y micosada a las 120 horas C) Larva de H. virescens infectada por nematodos a las 48 horas observada al estereoscopio.
7.5. Rendimiento de fruto del cultivo del tomate
En el Cuadro 9 se presenta el rendimiento de la cosecha de tomate en
relación a los productos evaluados, tanto de rendimiento comercial como de fruto
dañado (extrapolada a ton ha-1). Entre Versa® y Abatec® se diferenciaron
estadísticamente del resto de los tratamientos, mostrando el menor porcentaje de
daño obteniéndose un porcentaje de daño en fruto más bajo 1.8% para el primero,
B
C
A
A B C
49
(3.2%) para Abatec® y (5.9%) para Capsanem®. Así mismo éste último no
presento diferencia significativa con el aislamiento de B. bassiana B1 (8.5% de
pérdida). Finalmente entre B2 y el control no hubo diferencia significativa, obteniendo
los porcentajes de perdida más altos (10.2 % y 13.8 %) respectivamente. Se obtuvo
diferencia significativa entre los tratamientos, Capsanem®, Abatec®, Versa®,
respecto a B2 y el control, de igual forma B2 fue diferente significativamente del
control. B1 no se diferenció de B2.
Cuadro 9. Rendimiento de tomate en los diferentes tratamientos probados contra H.
virescens en campo.
Tratamiento % en fruto dañado Producción comercial (t h -1)
B 1 (B. bassiana) 8.5 b 14.800 ab
B 2 (B. bassiana) 10.2 a 13.200 b
Capsanem® (Nemátodos) 5.9 ab 16.200 a
Abatec® (Piretrinas) 3.2 c 16.400 a
Versa® (Bt) 1.8 c 16.900 a
Control 13.8 a 11.100 c En cada columna se presenta el promedio de tres repeticiones por tratamiento. Letras distintas indican diferencias significativas entre tratamiento, de acuerdo a prueba de Tukey (p≤0.05).
50
VIII. DISCUSIÓN
García (1960), reporta la cría de H. virescens en laboratorio para el desarrollo
de investigaciones de susceptibilidad de insecticidas, así como en el estudio de
depredación y parasitismo de esta especie. Lezama (1993), realizó una dieta de
gusano cogollero en laboratorio para determinar la patogenicidad de hongos
(Hyphomycetes) y del nematodo entomopatógeno Heterorhabditis bacteriophora
(Poinar). Vázquez et al., (2002), con el fin de realizar bioensayos con el virus SfVPN
en larvas libres de contaminantes químicos y biológicos establecieron una cría de
gusano cogollero en laboratorio para lo cual colectaron larvas de quinto estadío larval
en cultivos de maíz infestados con esta plaga.
Se obtuvieron en total diez generaciones filiales (F10), de H. virescens en el
laboratorio durante 13 meses que duró la cría. López, (2010) obtuvo 7 generaciones
de Spodoptera frugiperda durante 8 meses de cría donde estudio su ciclo de vida a
diferentes temperaturas, la diferencia en el número de generaciones se debe a las
temperaturas utilizadas durante el desarrollo de los dos trabajos.
Los huevecillos presentaron medidas de 0.8 – 1.1 mm de ancho y 0.8 - 1.0
mm de altura, los huevecillos tardaron en eclosionar 3 días lo que concuerda con
Bernhardt y Phillips (1985) quienes realizaron su estudio a una temperatura de 280C.
Las hembras ovipositaron de 300 - 400 huevecillos, lo que concuerda por lo
reportado (Fye y McAda, 1972).
Las larvas pasaron por 5 estadios larvales coincidiendo con lo reportado por
López, (2010), en contraste Murua et al.,(2003) reportan que obtuvieron de 6 a 8
estadios larvales en una cría de gusano cogollero, utilizando una dieta meridica
similar a la utilizada en el presente trabajo, sometiendo la cría a una temperatura de
25± 2 oC, 70-75 % de H.R, y 14-10 horas de fotoperiodo, mientras que en el presente
trabajo se obtuvieron solo 5 a una temperatura de 28± 2oC, 60 % de H.R, la
diferencia en cuanto al número de estadios se debe los rangos de T, HR y
fotoperiodo utilizados ya que estos afectan directamente el desarrollo del insecto
51
(López, 2010). Los rangos de tamaño en las larvas fueron similares a los obtenidos
por (Fye y McAda 1972;).
La pupa duró de 10±2 días a una temperatura de 28 oC, los resultados
concuerdan con Henneberry (1994), quien reporta una duración del estado de pupa
de 13 días a una temperatura de 25 oC y 11.2 días a una temperatura de 30 oC.
Los adultos (palomillas), presentaron 30-36 mm de expansión alar tardaron de
2 a 3 días en ovipositar, presentaron una longevidad de 10-12 días con alimentación,
Tumlinson et al., (1975) reportaron un rango de longevidad de 25 días cuando las
temperaturas son de 20 oC y de 15 días cuando las temperaturas son de 30o C.
A nivel de campo el ciclo de vida de H. virescens no está reportado con
exactitud, pero la importancia del estudio del ciclo de vida en laboratorio sirve como
información básica para el estudio del ciclo de vida en campo en el norte de Sinaloa.
Al someter los aislamientos de B. bassiana y M. anisopliae a prueba de
patogenicidad en larvas de segundo estadío de H. virescens, en condiciones de
laboratorio se determinó que nueve de los diez aislamientos fueron patogénicos en
porcentajes que van desde el 30% al 70 % para los siete aislamientos de B.
bassiana, y de 0 a 23 % para dos los aislamientos de M. anisopliae, a las 120 horas
de exposición. En comparación con Castro (2009), quien evaluó dos aislamientos de
hongos entomopatógenos y obtuvo mortalidades de 100 % con B. bassiana con
clave (CCB-LE265) y 86 % con M. anisopliae con clave (CCB-LE302) en larvas de
primer estadío larval de H. virescens.
A las 48 horas posteriores a la inoculación solo dos aislados mostraron
mortalidad el B1 y el B2, conforme aumento el tiempo de incubación se observó que
la mortalidad de larva fue mayor. La mayor virulencia se determino en B. bassiana y
particularmente en el aislamiento B1 con una mortalidad total del 70% a una
concentración de (1X108) en un periodo de 120 horas, en contraste Castro (2009)
obtuvo mortalidades de 96% usando la misma concentración de esporas en el mismo
tiempo de incubación sobre larvas de H. virescens.
52
Así también, la mortalidad causada por el aislamiento B1 fue menor a la reportada
por Luna (2009) a las 120 horas posteriores a la inoculación, pero en larvas de
gusano cogollero S. frugiperda, inoculadas en segundo estadio, observo 88% de
mortalidad y además utilizo una concentración más alta (1X109)
En cuanto a los aislamientos de M. anisopliae de los tres aislamientos
evaluados solo dos presentaron patogenicidad el M4 y el M5 con 23.33 % y 20.00 %
respectivamente. En contrataste Castro (2009), obtuvo mortalidades del 86%, 80% y
78% en concentraciones de 1.5x108, 1.0x107, y 1.0x106 respectivamente, a las 120
horas de incubación.
Lo anterior nos indica que aunada a la concentración del inoculo la
patogenicidad de los hongos entomopatógenos se ve afectada por el origen o fuente
de donde se aisló, ya que aislamientos del mismo género presentan virulencias
diferentes contra el mismo insecto blanco (Vélez et al., 1999; Samuels et al., 2002).
Esto probablemente ocurre por la variación de los factores que definen la virulencia
de los aislamientos como niveles de proteasas, quitinasas y lipasas (Bridge et al.,
1990; Valera y Morales, 1996) así como los mecanismos de defensa de los insectos
(barreras físicas y químicas, grosor de la cutícula, sistema inmune innato y de
comportamiento como cambios de temperatura (Neves y Hirose, 2005).
En el presente trabajo el porcentaje de mortalidad mayor fue con el aislamiento B1
de 70% a una concentración de (1X108) a las 120 hr posteriores a la inoculación lo
que sugiere que aumentando la concentración se podría alcanzar una mortalidad
más alta. Sin embargo, se obtuvieron evidencias de que los aislamientos nativos de
la región norte del estado de Sinaloa, aislados de agroecosistema y de suelos no
impactados fueron patogénicos contra larvas de segundo estadío larval de H.
virescens.
53
Al evaluar los aislamientos B1 y B2 para determinar los parámetros de
virulencia (DL50 y TL50), se obtuvieron resultados, que difieren con otros
investigadores en cuanto a concentraciones utilizadas, Méndez et al., (2004),
reportaron una DL50 de 9.5X105 esporas /mL-1 y un TL50 de 4.4 días para gusano
cogollero con un aislamiento de Nomuraea rileyi (Nr-003). En contraste nuestros
resultados fueron: con el aislamiento B1 se obtuvo una DL50 de 2.1x106 esporas/mL-1,
y una TL50 de 3 días; para el aislamiento B2 una DL50 de 1.6x106 esporas/mL-1 y
una TL50 de 2.7 días.
Los resultados del presente estudio, con los dos aislamientos son
relativamente similares tomando en cuenta lo que reporta Hafes et al., (1994),
quienes señalaron que los niveles de infección se deben al contacto entre el inoculo
de una cepa virulenta y la susceptibilidad de la cutícula del insecto a la germinación,
penetración del tubo germinativo y finalmente de la micosis del insecto, esto es
cuando los insectos utilizados provienen de una cría de laboratorio donde se les ha
dado el mismo cuidado a todos los individuos por lo tanto tienen las mismas
defensas contra patógenos.
Los mejores tratamientos en la reducción del porcentaje de frutos dañados por
H. virescens fueron: Versa®, Piretrinas® y Abatec®, donde hubo promedios por
debajo del umbral de económico recomendado por la Universidad de California
(1999), que es de (3.25 %) para tomate industrial, por su parte Capsanem® presento
un 5.9 %. Aunque no hubo diferencias significativas dentro de los tres tratamientos
Nematodos Capsanem presento un porcentaje por encima del umbral económico
recomendado, en cuanto a nuestros aislamientos se obtuvieron porcentajes
relativamente altos para B1 se obtuvo un 8.5% y B2 un 10.2 % más, sin embargo se
observo mortalidad en campo lo que no se había podido observar con aislamientos
de otra región.
Los porcentajes de efectividad en campo causada por B bassiana sobre el
insecto H. virescens a las 120 horas de evaluación probablemente se debe al
mecanismo lento de infección de los hongos para causar mortalidad en insectos; en
cambio el porcentaje de eficacia causada por el insecticida a base de Bt
54
probablemente se debe a la actividad de las δ-toxinas que actúan en la post-sinapsis
del impulso nervioso causando un efecto de mortalidad inmediato. El efecto lento de
infección de los hongos para producir mortalidad en insectos, es una desventaja
frente a los productos químicos que causan una muerte rápida; pero a diferencia de
éstos no generan poblaciones de insectos resistentes.
Al comparar los resultados causados por los hongos en estudio en laboratorio
y en campo, se corrobora que no siempre los porcentajes de mortalidad de
laboratorio son equivalentes a los obtenidos en campo, ya que la cantidad de inóculo
que capta el insecto en campo es menor que en laboratorio; y la influencia de los
factores ambientales.
En las cepas de B. bassiana se obtuvieron resultados muy por debajo de los
esperados, tomando en cuenta los aspectos por los cuales se obtuvieron estos
resultados a nivel de campo tenemos tres que son los más importantes que son:
temperatura y H.R (Quesada et al., 2006), dosis (Hafes et al., 2004) y la presencia
de aleloquimicos como la tomatina presentes en la hojas de tomate que es conocida
por sus propiedades antifungicas y pueden retardar la infección de Beauveria ya que
estudios realizados por Tanada y Kaya., (1993), reportan que inhibe la germinación y
el desarrollo de esporas a nivel in vitro de la colonias de B. bassiana.
En diferentes trabajos se menciona que la efectividad para el control de plagas
agrícolas se atribuye a la calidad del bioinsecticida, el equipo de aspersión, las
condiciones ambientales especialmente temperatura, humedad relativa, topografía y
dinámica de la plaga al momento de la aspersión (Vélez y Montoya, 1993; Bustillos et
al., 1996). Edginton et al., (2000), observó que las esporas de B. bassiana fueron
completamente inactivadas por la acción de la luz después de 60 minutos de
exposición. Esto hace pensar en el desarrollo de nuevas tecnologías como los
nanoencapsulados, protectores solares, antidesecantes, abrillantadores que reflejen
la luz solar.
Al analizar los resultados de rendimientos obtenidos en un solo corte
podemos observar que el mejor tratamiento fue Versa®, con 16.900 t ha-1. Los
55
resultados obtenidos con los aislamientos (B1 y B2) fueron de 13.200 t ha-1 y 16.200
t ha-1 respectivamente en un solo corte de fruto, no existiendo diferencias
significativas en cuanto al control y siendo buenos rendimientos ya que el promedio
por hectárea para el estado de Sinaloa es de 45 t ha -1 y se realizan tres o más
cortes (Airola, 2010).
56
IX. CONCLUSIONES
El ciclo de vida completo de H. virescens en laboratorio a temperatura de 28 oC±2 y
una H.R de 60-70 % fue de 36 ±2 días.
Al realizar las pruebas de virulencia en laboratorio obtuvimos que nueve de los diez
aislamientos evaluados causaron mortalidad contra larvas del primero y segundo
estadío larval de H. virescens, con porcentajes de mortalidad del 20 al 70% a las 120
hr.
La DL50 y TL50 del aislamiento B1 fue de 2.1 x 106 esporas/mL a los tres días y para
el aislamiento B2 fue de 1.6 x 106 esporas /mL en 2.7 días, por lo que ambos
aislamientos se consideran virulentos contra el insecto de prueba.
Los aislamientos B1 y B2 fueron mostraron toxicidad aguda contra H. virescens en
condiciones de campo, causando porcentajes de mortalidad de larvas de 6. 3 al
6.6%.
El tratamiento Versa® tuvo el menor daño en fruto 1.8 %, seguido Abatec® y
Capsanem®; los aislamientos B1 y B2 mostraron 8.5 % y 10.2 % de daño
respectivamente,
El tratamiento Versa obtuvo el mejor rendimiento de frutos con 16.9 t h -1 mientras
con los aislamientos B1 y B2 se obtuvo 14.6 t h -1 y 13 .2 t h -1.
57
X. RECOMENDACIONES
Realizar más muestreos en suelos agrícolas y no agrícolas con el fin de obtener
aislamientos de hongos entomopatógenos, hasta encontrar cepas que presenten
una virulencia superior al 90% sobre larvas de H. virescens de primer y segundo
estadío larval en condiciones de laboratorio.
Realizar aplicaciones en cultivos de tomate infestados con larvas de H. virescens
a concentraciones mayores a las que se utilizaron en el presente trabajo.
Realizar formulaciones de hongos entomopatógenos con el fin de mejorar la
efectividad y la persistencia de los hongos entomopatógenos en campo
58
X. BIBLIOGRAFÍA
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