Distribution intratumorale mammaire des marqueurs Her2 ...

MEMOIRE PRESENTE EN VUE DE L'OBTENTION DU

DIPLOME DE MAGISTER

Option : CANCER ET ENVIRONNEMENT.

Par :

Mme BENSABER Hayette Sénia

Sujet du Mémoire :

Distribution intratumorale mammaire des marqueurs Her2, PS2, MIB1 et des récepteurs

hormonaux selon l'âge et le grade SBR.

Devant le jury composé de :

• Président : Pr. EL KEBIR Fatima Zohra Université d'Oran

• Examinateur : Pr. AOUES Abdelkader Université d'Oran

• Examinateur : Dr BENAMRANE Nacéra USTO Med Boudiaf

• Rapporteur : Pr. SENHADJI Rachid Université d'Oran

• Co-Rapporteur : Dr MESLI Farida Université d'Oran

ii

DEDICACES

Je dédie ce travail :

• A mon père, feu BENSABER : le bon Dieu t’a arraché à nous trop tôt. J’aurai tant voulu que

tu assistes à cette cérémonie car ce travail est le fruit de tes efforts et sacrifices. Tu as été pour

moi un exemple de courage, d’honnêteté, de dignité, de sagesse, de respect des valeurs

humaines. Tu as consacré le meilleur de toi-même à notre éducation pour faire de nous ce que

nous sommes. Que ton âme repose en paix, Papa. Amen ;

• A ma mère chérie, Kheira : les mots me manquent pour te qualifier. Que de sacrifices

consentis, tu as toujours été à mes cotés dans les moments difficiles, partagé mes angoisses et

joies. Je prie le tout puissant de nous donner une longue vie et de me donner les moyens

nécessaires pour combler toutes tes attentes ;

• A mon mari Mohammed, sans toi ce travail n’aura pas vu le jour. Les mots sont faibles pour

t’exprimer mes sentiments. Merci, pour ton affection, ta compréhension et ton soutien. Puisse

Dieu consolider davantage les liens qui nous unissent, amour et profond attachement. Ce travail

est le tien ;

• A mes chères filles adorables Dounia et Lynda, j’exprime mes sincères sentiments de vous voir

toutes les deux persévérer dans vos études ainsi je vous souhaite la réussite dans l’avenir ;

• A mon fils chéri, Hichem : tu es la lumière de ma vie, que Dieu te protège, t’accorde longévité

et réussite ;

• A mes frères et sœur : Abderrahmane, M’Hamed, Amine et Houria ;

Affection, disponibilité, soutien moral et respect ne vous ont jamais manqué à mon égard.

Recevez mon profond attachement. Que Dieu vous garde ;

• A ma sœur, feu Haféda : reposez en paix ;

• A mes nièces et neveux : acceptez ici l’expression de ma gratitude. Je vous souhaite du bonheur

et de la réussite ;

• A la mémoire de mon beau frère Kacimo, disparu dans la fleur de l’âge ;

• .A ma belle famille je vous souhaite de bonheur et de santé ;

• A mes beaux frères et belles sœurs : Trouvez ici l’expression de mes sentiments affectueux et

ma reconnaissance ;

• A mes tantes et oncles : Les liens du sang sont sacrés. Merci pour votre affection et votre

soutien moral ;

iii

• A Madame Arichi Fatima Zohra : Merci pour tes conseils, ta générosité et surtout ton soutien

dans les moments difficiles ;

• Au Docteur Hanane : Merci pour ta générosité et ton profond sens de l’humanité. (service de

Médecine interne Hôpital Militaire d’Ain Naâdja HCA) ;

• A Nadia pour votre précieuse amitié. (surveillante médicale ; service de Médecine interne

Hôpital Militaire d’Ain Naâdja HCA) ;

• A mes collègues et ami(e)s du département de Biologie moléculaire et appliquée pour les

moments de franches amitiés partagées (Université Med Boudiaf USTO) ;

• A Mme le Pr Mahtar Nadira : vos compétences et vos précieuses connaissances resteront

gravées dans ma mémoire ;

• Au Docteur Kheroubi, le chef de service de médecine interne de l’hôpital Militaire

Universitaire et Régional d’Oran (HMURO) qui par sa foi en cette occasion réussit à mener à

bout la lourde et difficile maladie qui lui est confiée. Sa participation à ma guérison et mon

confort moral m’ont beaucoup aidé à achever mon travail ;

• A tous les membres de l’équipe du service du laboratoire d’anatomopathologie de l’hôpital

Militaire Universitaire et Régional d’Oran (HMURO) ;

• A tout le personnel du service d’oncologie de l’hôpital du jour militaire d’Oran (HMURO);

• J’exprime mes sincères remerciements à Mme DALOUCHE Fatiha enseigante à l’Université

d’ES- Sénia d’Oran de m’avoir toujours soutenu et m’encouragé à persévérer et de continuer

mes études ;

• A mes aînés, mes camarades de promotion : pour votre sympathie et bonne collaboration ;

• A toute l’équipe du laboratoire de Biologie du développement et de différenciation (LBDD)

(Université d’ES-Sénia d’Oran) ;

• A mes meilleures et sincères copines d’enfance Myriam et Dalila .fidèle amitié, je vous

souhaite de la gaité et de succès dans votre vie ;

• A tous ceux auxquels je pense et que je n’ai pas pu nommer par omission ;

• A celles et ceux qui nous apprennent, nous aident ou nous soutiennent ;

• A tous les cancéreux .Que Dieu les protège .

.

iv

REMERCIEMENTS

• A mon Maître et Directeur de mémoire : Monsieur Rachid Senhadji Professeur à

l'Université d'Oran - laboratoire de biologie du développement et de la Différenciation

(LBDD), Faculté des sciences,

C’est un honneur d’avoir travaillé sous votre direction. Votre rigueur, vos immenses qualités

humaines, votre souci permanent du travail bien fait, votre sens élevé de la pédagogie font de vous

un encadreur remarquable et admiré. Cher Maître, en espérant avoir été à la hauteur de votre attente

dans la réalisation de ce travail, trouvez ici le témoignage de ma respectueuse reconnaissance.

• A mon Maître et Président du Jury : Madame EL KEBIR FATIMA ZOHRA Professeur

à l'Université d'Oran – Directrice du laboratoire de biologie du développement et de la

Différenciation (LBDD), Faculté des sciences,

Je suis très sensible à l’honneur que vous me faites de présider ce jury malgré vos multiples

occupations. Votre disponibilité, Votre rigueur, votre souci permanent de formation des étudiants

ont forcé mon admiration. Vos critiques et vos sages conseils seront les bienvenus pour

l’amélioration de ce travail. Hommage respectueux.

• A mon Co-encadreur : Mme le Docteur Farida Mesli Taleb Bendiab Maître de

Conférences à l'Université d'Oran - laboratoire de biologie du développement et de la

Différenciation (LBDD), Faculté des sciences,

Je vous exprime ma profonde gratitude pour m’avoir conseillée, co-encadrée dans la réalisation de ce

travail, pour votre bonne humeur, votre savoir et votre gentillesse.

• A mon Examinateur : Monsieur Aoues Abdelkader Professeur à l'Université d'Oran -

laboratoire de Biochimie,

Cher Maître, c'est l'occasion de vous exprimer toute ma reconnaissance. Votre sens social élevé,

votre disponibilité, votre simplicité ont su éveillé mon admiration et mon respect. Recevez ici cher

Maître l’expression de ma gratitude.

• A mon Examinateur : Mademoiselle BENAMRANE Nacéra Maître de Conférences à

l'Université des sciences et de technologie Med Boudiaf,

v

Permettez–moi de vous remercier d'avoir fait l’honneur d’accepter d’évaluer ce travail.

• Je remercie davantage Monsieur le Directeur de l’hôpital Militaire Universitaire et

Régional d’Oran (HMURO) Docteur le Colonel Koudjiti de m’avoir accueillie dans son

établissement, signalisation et innovation thérapeutique.

• J’exprime mes remerciements à Madame Le Docteur Boudinar chef de service d’oncologie

de l’hôpital du jour Universitaire Militaire d’Oran, pour ses conseils, son savoir intellectuel, sa

gentillesse et sa modestie.

• Une grande gratitude à Monsieur le Docteur le commandant BENMEHDI chef de

service des différents laboratoires de l’hôpital Militaire Universitaire et Régional d’Oran

(HMURO), pour son aide précieuse, sa gentillesse et son soutien moral.

• J’exprime mes sincères remerciements à Messieurs Docteur BENJAMAIA et Docteur

BOUAKLINE, pour m’avoir accueillie si chaleureusement et intégrée à leur équipe pour la

réalisation de la partie expérimentale au sein du laboratoire d’anatomopathologie de l’Hôpital

Universitaire Régional et Militaire d’Oran (HURMO) et de m'avoir beaucoup apporté et soutenu

dans mon travail de recherche.

• Des Remerciements particuliers à Monsieur AZZIZ technicien du laboratoire

d’anatomopathologie de l’hôpital Militaire Universitaire et Régional d’Oran (HMURO)avec

qui j’ai partagé la paillasse, pour sa gentillesse, son soutien et sa participation active dans la

réalisation et à l’aboutissement de cette étude.

• Je tiens également à remercier Docteur Yahia Chebloune, PhD, HDR, Directeur de

recherches à L’INRA et Responsable de l’équipe « Pathogénèse et vaccination lentivirale,

PAVAL » au laboratoire Adaptation et Pathogénèse des Micro-organismes, LAPM, UMR

5163 CNRS –Université Joseph Fourier, Institut Jean Roget ; de m’avoir accueillie, et veillé au

bon déroulement de mon travail au cours de mon stage pour la réalisation des acquisitions

d’images. En témoignage de ma profonde et vive reconnaissance.

• Je souhaite également faire part de ma reconnaissance à Monsieur le Docteur Dominique J

.Bicout ,HDR Responsable du groupe Modélisation Equipe Environnement et Prédiction

pour la santé des populations.(EPSP) laboratoire TIMC – UMR 5525 Faculté de Médecine ,

Domaine de la Merci ; pour m’avoir donné les moyens et l’assistance nécessaires à la réalisation

d’une partie de mon mémoire (traitement d’images par le logiciel MATLAB version7,6) .Je tiens à le

remercier pour ses précieux conseils dans le domaine du traitement d'images.

vi

• Je remercie profondément toute l’équipe du laboratoire et leur accueil chaleureux. Adaptation et

Pathogénèse des Micro-organismes, LAPM, UMR 5163 CNRS –Université Joseph Fourier, Institut

Jean Roget et plus particulièrement Jean, Christine et Camille.

vii

TABLE DES MATIERES

I. INTRODUCTION GENERALE ........................................................................................................... 1

II. REVUE BIBLIOGRAPHIQUE ........................................................................................................... 2

II.1. LE SEIN ................................................................................................................................................... 2

II.1.1. Le cancer du sein ............................................................................................................................ 4

II.1.2. Anatomie pathologique des cancers du sein ................................................................................. 12

II.1.3. Biologie du carcinome canalaire infiltrant : ................................................................................ 14

II.2. HETEROGENEITE INTRATUMORALE ....................................................................................................... 17

II.3. LES BIOMARQUEURS DU CANCER DU SEIN ............................................................................................ 21

II.3.1. LE GENE PS2/TFF1 .................................................................................................................... 22

II.3.2. L’antigène Ki67 ............................................................................................................................... 28

II.3.3. L’oncogène c-erbB-2 (Her2 /Neu)......................................................................................................... 29

II.3.4. LES PROTEASES ........................................................................................................................ 32

II.3.5. Les Récepteurs hormonaux aux œstrogènes et à la progestérone (RE, RP) ...................................................... 32

II.4. EPIDEMIOLOGIE DU CANCER MAMMAIRE .............................................................................................. 33

II.4.2.Le cancer du sein chez les femmes jeunes ..................................................................................... 34

II.4.3.Le cancer du sein chez les femmes âgées ...................................................................................... 37

III. MATERIEL ET METHODES.......................................................................................................... 40

III.1. ETUDE CLINICOPATHOLOGIQUE ........................................................................................................... 40

III.2. ETUDE BIOLOGIQUE ............................................................................................................................. 40

III.2.1. Matériel Biologique : .................................................................................................................. 40

III.3. METHODES : ........................................................................................................................................ 41

III.3.1. Préparation des tissus. ................................................................................................................ 41

III.3.2. Histologie classique : .................................................................................................................. 41

III.3.3. Immunohistochimie ..................................................................................................................... 42

III.3.3.1. Préparation des échantillons ....................................................................................................... 42

III.4. QUANTIFICATION DE L’HETEROGENEITE INTRATUMORALE .................................................................. 43

III.4.1. Acquisition des images ................................................................................................................ 43

III.4.2. Evaluation quantitative des marqueurs ...................................................................................... 43

III.4.3. Analyse statistique ...................................................................................................................... 44

IV. RESULTATS ..................................................................................................................................... 45

IV.1. PARAMETRES CLINICOPATHOLOGIQUES............................................................................................... 45

IV.2. ANALYSE QUALITATIVE ...................................................................................................................... 48

viii

IV.2.1. Ki-67............................................................................................................................................ 48

IV.2.2. C-erbB-2 ...................................................................................................................................... 49

IV.2.3. PS2 .............................................................................................................................................. 49

IV.2.4. Récepteurs hormonaux aux œstrogènes (RE) et à la progestérone (RP) .................................... 50

IV.3. ANALYSE QUANTITATIVE DE L'HETEROGENEITE EN FONCTION DE L'AGE ............................................. 51

IV.3.1. Distribution des marqueurs ......................................................................................................... 51

IV.3.2. Etude comparative de l’hétérogénéité par l’estimation de coefficient de variation (CV) ........... 60

IV.4. ANALYSE QUANTITATIVE DE L'HETEROGENEITE EN FONCTION DU GRADE SBR ................................... 67

V. DISCUSSION...................................................................................................................................... 68

VI. CONCLUSION.................................................................................................................................. 72

VII. REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ........................................................................................ 74

VIII. ANNEXES ...................................................................................................................................... 83

ix

Liste des figures Figure 1: Coupe anatomique et schématique d'un sein (RUSSO et al., 2004). .......................................................... 2

Figure 2: Structure et développement des lobules mammaires (RUSSO et al.., 2004). ............................................. 3

Figure 3: Caractéristiques essentielles des cellules cancéreuses (HANAHAN et al., 2000). .................................... 4

Figure 4 : Différenciation de l’épithélium mammaire normal et tumoral. (GINESTIER et al., 2007). ..................... 6

Figure 5 : Schéma simplifié du cycle cellulaire et de quelques régulateurs. .............................................................. 8

Figure 6 : les différentes étapes de l'angiogenèse tumorale (d'après KALLURI, 2003). ..........................................12

Figure 7 : Adénocarcinome canalaire infiltrant (forme massive). Gr (10 x 40).Coupe paraffinée, coloration HE (BAILLY , 2003). ..........................................................................................................................................13

Figure 8 : Illustration de l’hétérogénéité intratumorale .............................................................................................19

Figure 9 : Représentation schématique de l’organisation génomique des gènes TFF humains (MATHELIN et al.., 2005). ........................................................................................................................................................23

Figure 10 : Représentation de la structure secondaire des gènes TFF humains (MATHELIN et al.., 2005). ...........24

Figure 11 : KI67 en métaphase - Atténuation sur la profondeur - aplat avec semi-relief (gradient local). (GILBERT et al.., 1995)......................................................................................................................................29

Figure 12 : Carcinome canalaire infiltrant coloré par la méthode hématoxyline-éosine (Gr10x40). .......................48

Figure 13: Marquage nucléaire au Ki-67 dans un carcinome canalaire infiltrant (Gr10X40) montrant des noyaux en prolifération reflétant la cinétique de croissance de la tumeur. ..........................................................48

Figure 14: Surexpression membranaire du C-erbB-2 dans un carcinome canalaire infiltrant de score 3+ (Gr10X40). ..........................................................................................................................................................49

Figure 15: Marquage membranaire faible ou modéré au C-erbB2 dans un carcinome canalaire infiltrant Score 2+ (Gr10X40). ...........................................................................................................................................49

Figure 16: Marquage cytoplasmique des cellules exprimant la PS2 dans le cas d'un carcinome canalaire infiltrant (Gr1OX40). ..........................................................................................................................................50

Figure 17: Marquage nucléaire aux RE et RP dans le cas de CCI à forte intensité et un pourcentage de marquage élevé. (Gr 10X40) ...............................................................................................................................50

Figure 19 : Distribution des Index de Marquage (%) dans les quatre champs de la coupe histologique chez 2 patientes (A : jeune) et (B: âgée). ........................................................................................................................52

Figure 18: Représentation spatiale du marquage membranaire au C-erbB-2 (b) extrait à partir de l'image originelle (a). .......................................................................................................................................................51

Figure 20 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le C-erbB-2 chez les patientes jeunes. ................................................................................................53

Figure 21 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le C-erbB-2 chez les patientes âgées. .................................................................................................53

Figure 22 : Distribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2 patientes (A: jeune) et (B: âgée). ........................................................................................................................................54

Figure 23 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le Ki 67 chez les patientes jeunes. ......................................................................................................54

Figure 24 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le Ki 67 chez les patientes âgées ........................................................................................................55


Figure 26 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le RP chez les patientes âgées ............................................................................................................56

Figure 27: Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le RP chez les patientes jeunes. ..........................................................................................................56

x


Figure 29 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le RE chez les patientes jeunes. ..........................................................................................................57

Figure 30 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant le RP chez les patientes âgées ............................................................................................................58

Figure 31: Distribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2 patientes (A: jeune) et (B: âgée). ........................................................................................................................................58

Figure 32 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant la PS2 chez les patientes jeunes..........................................................................................................59

Figure 33 Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du marqueur exprimant la PS2 chez les patientes âgées ...........................................................................................................59

Figure 34 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur membranaire CerbB2 chez les patientes jeunes. .....................................................................................................................................60

Figure 35 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur membranaire CerbB2 chez les patientes âgées. ......................................................................................................................................61

Figure 36 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire KI67chez les patientes jeunes....................................................................................................................................................62

Figure 37 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire KI67chez les patientes âgées .....................................................................................................................................................62

Figure 38 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RP chez les patientes jeunes. ..63

Figure 39 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RP chez les patientes âgées. ....63

Figure 40 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RE chez les patientes jeunes ...64

Figure 41 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RE chez les patientes âgées. ...65

Figure 42 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur cytoplasmique PS2 chez les patientes jeunes ..............................................................................................................................................65

Figure 43 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur cytoplasmique PS2 chez les patientes âgées ...............................................................................................................................................66

Figure 44: Coefficients de variation moyens suivis des écarts types des marqueurs en fonction des grades SBR. ..67

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Liste des tableaux Tableau I: Oncogènes et gènes suppresseurs de tumeurs impliqués dans les cancers du sein (OSBORNE et

al., 2004). ................................................................................................................................................................ 7

Tableau II : Nomenclature et structure/organisation des TFF (MATHELIN et al., 2005). ......................................... 23

Tableau III : Impact pronostic et prédictif de la surexpression de pS2 dans différents cancers (BALLEINE et CLARCKE, 1999). ............................................................................................................................................ 25

Tableau IV : Facteurs pronostiques traités des malades recrutées .............................................................................. 40

Tableau V: Le programme automate de la coloration d’hématoxyline-Eosine (HE). ................................................. 41

Tableau VI : Traitement des données manquantes. ..................................................................................................... 45

Tableau VII : Age des groupes de patientes. ............................................................................................................... 45

Tableau VIII : Paramètres clinicopathologiques et leurs fréquences dans la population. ........................................... 46

Tableau IX : Paramètres clinicopathologiques en fonction des deux groupes d'âge. .................................................. 47

Tableau X : Corrélation du CV avec l'âge ................................................................................................................... 67

Tableau XI: Grading SBR (Scarff-Bloom-Richardson) modifié par Elston et Ellis (PENAULT-LIORCA F et al., 2002). ........................................................................................................................................................... 83

Tableau XII: Classification TNM (UICC 1997, révisée en 2002). ................................................................................. 84

Tableau XIII : Données clinicopathologiques des patientes jeunes. ........................................................................... 85

Tableau XIV : Données clinicopathologiques des patientes âgées. ............................................................................ 86

Tableau XV : Moyenne et coefficient de variation du marquage membranaire HER2 des patientes jeunes. ............. 89

Tableau XVI : Moyenne et coefficient de variation du marquage membranaire HER2 des patientes âgées .............. 90

Tableau XVII : Moyenne et coefficient de variation du marquage nucléaire MIB1 des patientes jeunes. ................. 91

Tableau XVIII : Moyenne et coefficient de variation du marquage nucléaire MIB1 des patientes âgées .................. 91

Tableau XIX : Moyenne et coefficient de variation du marquage RP chez les patientes jeunes................................. 91

Tableau XX: Moyenne et coefficient de variation du marquage RP chez les patientes âgées .................................... 92

Tableau XXI: Moyenne et coefficient de variation du marquage du récepteur œstrogène (RE) des patientes jeunes ..................................................................................................................................................................... 92

Tableau XXII: Moyenne et coefficient de variation du marquage du récepteur œstrogène (RE) des patientes âgées ...................................................................................................................................................................... 93

Tableau XXIII: Moyenne et coefficient de variation du marquage cytoplasmique PS2/TFF1 des patientes jeunes ... 94

Tableau XXIV: Moyenne et coefficient de variation du marquage cytoplasmique PS2/TFF1 des patientes âgées .... 94

Tableau XXV : Différence des Coefficeints de Variation des différents marqueurs entre les deux groupes d'âge..... 94

Tableau XXVI : Différence des Coefficients de variation des différents marqueurs en fonction des grades SBR ..... 95

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Résumé

L’objectif de notre travail est d’étudier le profile de l’hétérogénéité intratumorale en fonction de l’âge et le grading au sein d’un échantillon de carcinomes canalaires infiltrants mammaires dans le but d’apporter une participation à l’amélioration du diagnostic et l’évaluation du pronostic individuel des patients. Il va de pair avec une meilleure compréhension des mécanismes de dynamique cellulaire en oncogenèse humaine. Le cancer du sein est hétérogène, son incidence liée à l'âge augmente rapidement jusqu'à la ménopause puis très lentement après, reflétant les stades de cancer mammaire jeune et âgé (THUN et JEMAL, 2006). L'hétérogénéité est estimée par la variabilité d’expression du proto-oncogène C-erbB-2, de la PS2 protéine œstrogéno-dépendante régulée, du marqueur de prolifération cellulaire Ki67 et des récepteurs à la progestérone et à l’œstrogène. L'acquisition d'images et la visualisation simultanée des marqueurs ont été accomplies par microscopie. Les images ont été traitées par le logiciel MATLAB 7,6. Pour l'estimation de l’hétérogénéité intratumorale un échantillonnage systématique des coupes histologiques a été réalisé. Selon le critère 'âge', le groupe des patientes âgées de plus de 40 ans représente la fraction de 87,7%. Parmi les paramètres clinicopathologiques, le sein droit est plus atteint chez les femmes jeunes (66,7%) avec une taille tumorale >4cm plus fréquente (66,7%). Le score '0' est majoritairement présent dans les deux groupes contrairement au marqueur C-erbB-2 où la tendance est plus vers le score '>0' chez les femmes jeunes (55,6%). L’index de marquage (IM) a été utilisé comme paramètre pour l'étude de la répartition spatiale de la surexpression des marqueurs. Pour chaque marqueur, l'IM est retrouvé à des taux variables dans différents champs microscopiques d'une même tumeur appartenant au même groupe d'âge des patientes. Ces résultats confirment le profil hétérogène intratumoral et montrent que les cellules marquées ne suivent pas la même distribution dans les deux groupes. L'analyse de variabilité d’expression des marqueurs estimée par le coefficient de variation (CV) a révélé des valeurs très dispersées démontrant une hétérogénéité intratumorale mais sans discerner de différence significative entre les deux groupes de patientes; la valeur minimale est retrouvée dans le cas de l'expression des récepteurs de progestérone (p=0,221). Le test de corrélation de Pearson n'a révélé aucune relation entre le CV et l'âge également (0,39>r>-0,06). En prenant en considération le grade SBR, il apparaît que l'hétérogénéité ne semble pas influencée par le grading. L'analyse de variance ne révèle aucune différence significative au seuil de 5% entre les grades SBR 2 et 3 pour tous les marqueurs (0,84>p>0,12). En conclusion et selon les méthodes utilisées dans cette étude, il semble qu'aucun marqueur n'est arrivé à démontrer une relation entre l'hétérogénéité intratumorale et la progression tumorale. Cependant, la discordance dans l’expression des marqueurs retrouvée chez les patientes, peut expliquer l’échec connu des traitements thérapeutiques.

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Abstract

The objective of our work is to study the impact of aging and the grading on the intratumoral heterogeneity within a sample of mammary infiltrating ductal carcinomas with the aim of bringing participation to the improvement of the diagnosis and the evaluation of the individual prognostic of patients. It keeps pace with a better comprehension of cellular dynamic mechanisms in human oncogenesis. Its age-specific incidence profile rises until menopause and increases more slowly thereafter, reflecting the superimposition of early-onset and late-onset breast cancer rates. (THUN and JEMAL, 2006). The heterogeneity is expected by the expression variability of C-erbB-2 proto-oncogene, PS2 estrogen-regulated protein, Ki67 cellular proliferation marker and estrogen and progesterone receptors. Image acquisition and simultaneous visualization of labels were assessed by microscopy. Images were treated by MATLAB 7.6 software. A systematic sampling of the histological cuttings was realized for intratumorale heterogeneity estimation. According to 'age' criteria, the majority of assessed patients belonged to the age group 40 years and older (87.7%). Among the clinicopathological parameters, the right breast is more affected in young women (66.7%) with more frequent tumor size >4cm (66.7%). The score '0' is mainly present in the two groups; unlike C-erbB-2 label where the trend is more towards the score '>0' in young women (55.6%). The labeling index (LI) was used as a parameter to evaluate spatial distribution of surexpression markers. For every label, the LI is found at variable rates in various microscopic fields of the same tumor belonging to the same age group of the patients. These results confirm the intratumor heterogeneity profile and show that the labeled cells do not follow the same distribution in both groups. The analysis of labels expression variability estimated by the coefficient of variation (CV) revealed very scattered values demonstrating an intratumor heterogeneity but without discerning significant difference between both groups; the minimal value is found in the case of the expression of progesterone receptors (p=0.221). The Pearson test of correlation revealed no relation between the CV and the age also (0.39>r>-0.06). By considering the SBR grade, it seems that heterogeneity does not seem influenced by the grading. The analysis of variance reveals no significant difference at 5% level between SBR 2 and SBR 3 grades for all the markers (0.84>p>0.12). In conclusion and according to the methods used in this study, it seems that no marker managed to demonstrate a relation between intratumor heterogeneity and tumor progression. However, the conflict in the markers expression found in patients can explain known therapeutic treatments failure.

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ABREVIATIONS

ADN : Acide DésoxyriboNucléique AEC : Acide Ethynyl-corbazole ARNm: Acise RiboNucléique messager AT: ataxia-telangiectasia BRCA1: Breast Cancer 1 BRCA2: Breast Cancer 2 CCC: Columbia clinical classification CCI: carcinome canalaire infiltrant CCIS: Carcinome Canalaire in situ Cdk: cyclin-dependent kinase CerbB-2 (Her2 /Neu) une protéine membranaire Human Epidermal Growth Factor Receptor 2 (HER-2) (ERBB2, neu, c-erbB-2) CLI : Carcinome lobulaire infiltrant CPMC : Centre Pierre et Marie Curie CSC : cellules souches cancéreuses CSN : cellules souches normales DAB : Diaminobenzidine DDT : Dichlorodiphényltrichloroéthane E2F : le facteur de transcription EBM: Evidence-based médicine EGF: Epidermal Growth Factor EGFR1: Epidermal Growth Factor Receptor1 ou HER1 ERα: récepteur alpha des oestrogènes (Estrogen Receptor alpha) FGF: Fibroblast growthfactor". HE:’hématoxyline-Eosine IHC : immunohistochimie KDa : KiloDalton Ki 67(MIB-1) : marqueur de la prolifération l'IGF-I: Insulin-like Growth Factor I MAPK : Mitogen-Activated Protein Kinase Max : protéine induit la prolifération cellulaire MMP : Matrix Metalloprotease OMS’ : Organisation Mondiale de la santé p53 : Le gène p53 code une phosphoprotéine de 53 KDa PCB: Polychlorobiphényls PCNA: proliferating cell nuclear antigen PI3K/Akt: Phosphoinositol-3- Kinase/Akt PKA: protéine kinase A

PKC : protéine kinase C PRb : protéine du retinoblastome PS2 : protéine oestrogéno-régulée encore appelé TFF1 PTEN : Phosphatase and TENsin homolog RE récepteurs aux estrogènes RH : Récepteurs hormonaux RP récepteurs à la progestérone RT-PCR : reverse transcription-polymérase chain reaction SBR : Scarff-bloom-Richardson SFSPM : Société française de sénologie et de pathologie mammaire TFF1: trefoil factor 1 TFF2: ou spasmolytic peptide (SP) TFF3: ou intestinal trefoil factor (ITF). TGF: Transforming Growth Factor TGF-α: Tumor Growth Factor-α TGFα: ou encore le FGF-2 (Fibroblast Growth Factor 2) TGF-β: Tumor GrowthFactor-β TNM (Tumor Node Metastases, Tumeur ganglions métastases) UICC: Union Internationale Contre le Cancer WAF1 / Cip1: pour Wild Type p53-activated fragment et cdk2 inhibiting protein

Introduction Générale

1

I. IntroductionIntroductionIntroductionIntroduction GénéraleGénéraleGénéraleGénérale

La thérapie anticancéreuse est en plein essor mais si pour certains cancers, les taux de guérison sont

élevés, pour d’autres, hélas fréquents, tels les cancers du poumon ou de l’œsophage, demeurent très

faibles. Pour d’autres cancers, malgré un alourdissement considérable des méthodes thérapeutiques, les

progrès restent limités. Le cancer du sein inclus dans cette dernière catégorie est le plus fréquent des

cancers de la femme. Il pose un problème majeur de santé publique et par conséquent, il constitue une

affection qui mérite une grande attention (WILD et al., 2000).

Malgré les performances des techniques moléculaires et immunohistochimiques, aucun facteur ou

association de facteurs capable de prédire le pronostic et la chimiorésistance n'ont pu être isolés de

façon consensuelle. Les raisons en sont multiples. Le cancer du sein est hétérogène tant cliniquement

que biologiquement et le comportement biologique est extrêmement variable. Cette hétérogénéité

tumorale doit être conçue le plus souvent comme l’association de populations cellulaires présentant des

comportements phénotypiques différents, parmi lesquelles certaines malheureusement peuvent être

sélectionnées par des agents thérapeutiques inefficaces sur elles-mêmes mais qui ont pu faire disparaître

d’autres "clones" cellulaires importants pour le maintien d’une homéostasie de l’hétérogénéité tumorale

(MARTIN et al., 1997). L’origine monoclonale se perd pendant la progression tumorale, avec

l’apparition de sous-"clones" cellulaires et par conséquent d'une hétérogénéité intratumorale (FEARON

et VOLGSTEIN, 1990). Afin d’appliquer le traitement le mieux adapté à chaque patiente, en fonction

du type et de la gravité de sa maladie, il est nécessaire d’aborder le cancer du sein dans sa complexité.

Les cancers du sein diffèrent à bien des égards, comme dans leur cellule d’origine, les altérations

moléculaires à l’origine ceux-ci, est la susceptibilité et les défenses du patient, ce qui rend difficile de

donner le traitement le plus approprié (ASSELIN-LABAT et al., 2006).

Ce mémoire comprend deux parties. Une étude rétrospective dont le but était de dégager les

différents paramètres clinicopathologiques du cancer du sein dans une série de 74 patientes âgées entre

22 ans 81 ans. Dans le second axe de ce travail, nous nous intéresserons à travers une étude

comparative d’identifier le profil quantitatif de l’hétérogénéité intratumorale en fonction de l'âge des

patientes (jeunes et âgées) et des grades histopronostiques. Pour cela, nous avons choisi le carcinome

canalaire infiltrant étant le type de cancer mammaire le plus fréquent (65 à 80%).

Le marquage et la quantification de l’expression de la protéine PS2, du Ki-67, du C-erbB-2 et des

récepteurs hormonaux (œstrogène RE, progestérone RP) par les cellules tumorales mammaires tout en

faisant appel à l’immunohistochimie et au traitement d’images par le logiciel MATLAB.

Revue bibliographique

2

II. Revue bibliographiqueRevue bibliographiqueRevue bibliographiqueRevue bibliographique

II.1. Le sein

Le sein est une glande exocrine située sur la paroi antérieure du thorax (Figure 1). De forme conique

ou hémisphérique, son extrémité se termine par un relief de forme cylindrique ou conique appelé

mamelon. Celui-ci est entouré d'un disque cutané pigmenté de diamètre variable : l'aréole. Le

revêtement cutané du sein est épais à la périphérie et devient mince au voisinage de la plaque aréolo-

mamelonaire. La solidarité de la peau avec la glande est d'autant plus intime que l'on se rapproche du

mamelon.

La glande mammaire est discoïde et de contour irrégulier. Elle est constituée de 2 compartiments

cellulaires : le compartiment mésenchymateux, renfermant des vaisseaux sanguins et des nerfs, et le

compartiment épithélial qui s'articule autour d'un réseau de canaux galactophores et de lobules. Ces

deux compartiments sont séparés par une membrane basale composée de collagène de type IV, de

laminine et de glycosaminoglycanes. Les acini sont groupés autour de canaux alvéolaires qui se

réunissent pour former un canal lobulaire qui draine un lobule. Plusieurs canaux lobulaires se réunissent

à leur tour pour former un canal galactophore. Chaque canal galactophore converge vers le mamelon.

Le sein se développe tout au long de la vie de la femme, du stade fœtal à la ménopause, sous

l'influence des hormones sexuelles (œstrogènes et

progestérone) et d'un certain nombre de facteurs de

croissance. Son développement commence au cours

de la vie fœtale, dès la quatrième semaine, à partir de

l'ectoderme. C'est lors du troisième trimestre de la

grossesse que les œstrogènes et la progestérone

produite par la mère, provoquent une canalisation de

l'épithélium mammaire, une différenciation du

parenchyme, la formation des canaux galactophores

ainsi que le développement du réseau lobulo-

alvéolaire. Après la naissance et jusqu'à la puberté, les

modifications morphologiques et

histologiques sont modestes.

Durant l'étape pubertaire, les modifications

sont importantes mais essentiellement dues à

une augmentation du tissu graisseux. Avec la

Figure 1: Coupe anatomique et schématique d'un sein

(RUSSO et al., 2004).

1. Cage thoracique – 2. Muscles pectoraux - 3.

Lobules - 4. Surface du mamelon - 5. Aréole - 6.

Conduit galactophore - 7. Tissu adipeux - 8. Peau.


3

mise en place des cycles menstruels, la glande mammaire est soumise à une alternance d'exposition aux

œstrogènes (1ère moitié du cycle) et à la progestérone (2ème moitié du cycle). Ces changements

d'équilibres hormonaux sont incapables d'induire le véritable développement de la glande mammaire.

Ce sont essentiellement les canaux qui vont se développer et se diviser pour former des bourgeons

terminaux. Ces bourgeons terminaux sont à l'origine de nouvelles ramifications qui vont former des

bourgeons alvéolaires, on parle alors de lobules de type 1(Figure 2). Au cours de la maturation sexuelle,

ces lobules évolueront en lobules de type 2 puis de type 3, et ce lentement jusqu'à l'âge de 35 ans. La

différenciation totale de ces lobules ne pourra être atteinte si aucune gestation ne survient (RUSSO et

al., 2004) (Figure 2).

La gestation et la lactation entraînent des modifications importantes du sein. Il augmente de volume,

le mamelon devient saillant, l'aréole se pigmente comme le mamelon et prend un aspect grenu. Durant

la grossesse, les ramifications terminales des canaux se multiplient et de nombreuses alvéoles se

développent (jusqu'à 80 alvéoles par lobule) sous l'influence notamment des hormones

œstrogènes/progestérone et de facteurs de croissance tels que le TGF-α (Tumor Growth Factor-α)

(LAMOTE et al., 2004). Les cellules sécrétrices sont totalement différenciées et on parle alors de lobules

de type 4. Après l'accouchement, durant 2 à 3 jours, la sécrétion mammaire est fluide et jaunâtre, c'est le

colostrum. Au 3e jour, la sécrétion graisseuse augmente et le colostrum se transforme en lait. Ainsi la

glande mammaire n'achève son développement qu'avec la première lactation.

A la ménopause, le déclin des fonctions ovariennes provoque une régression des structures de la

glande mammaire : les canaux galactophores sont maintenus, mais les alvéoles restantes ainsi que les

lobules continuent de régresser avec l'âge (Figure 2).

Figure 2: Structure et développement des lobules mammaires (RUSSO et al., 2004).

II.1.1. Le cancer du sein

Le cancer du sein, comme tous les cancers

des cellules normales. Par la suite

peuvent également atteindre les cellules qui interagissent avec la tumeur

immunitaires, vasculaires et stromales

génétiques sont acquises, et ne sont présentes que dans les cellules malignes

du sein sporadiques. Dans seuleme

prédisposent les individus à développer ce type de cancer. Dans tous

permettent aux cellules d'acquérir un certain nombre

signaux de croissance cellulaire

système de mort cellulaire programmée (apoptose)

réplication illimité et capacité d'invasion

(Figure 3).

De très nombreuses données tendent à prouver l’existence d’une hiérarchie cellulaire dans les

tumeurs solides, dirigée par des cellules cancéreuses ayant des propriétés de cellules souches :

cellules souches cancéreuses (CSC). L’existence de cellules souches normales (CSN) dans

adulte est très probable au regard même de la biologie de la glande. Les CSN

fonctionnement de la glande mammaire grâce

associent une longue durée de vie et une capacité à

Figure 3: Caractéristiques essentielles des cellules cancéreuses

Le cancer du sein

comme tous les cancers, résulte d'altérations génétiques et épigénétiques

des cellules normales. Par la suite, ces changements touchent non seulement les

indre les cellules qui interagissent avec la tumeur

vasculaires et stromales (OSBORNE et al., 2004). La plupart

et ne sont présentes que dans les cellules malignes,

du sein sporadiques. Dans seulement 10 % des cas, ces altérations génétiques sont héritées et

prédisposent les individus à développer ce type de cancer. Dans tous

permettent aux cellules d'acquérir un certain nombre de caractéristiques : autonomie vis

signaux de croissance cellulaire, insensibilité aux signaux inhibiteurs de croissance cellulaire

système de mort cellulaire programmée (apoptose), capacité à maintenir l'angiogénèse

éplication illimité et capacité d'invasion tissulaire (potentiel métastatique) (H


dirigée par des cellules cancéreuses ayant des propriétés de cellules souches :

cellules souches cancéreuses (CSC). L’existence de cellules souches normales (CSN) dans

adulte est très probable au regard même de la biologie de la glande. Les CSN

fonctionnement de la glande mammaire grâce à des propriétés intrinsèques spécifiques. Ces propriétés

associent une longue durée de vie et une capacité à s’auto-renouveler et à produire des cellules filles

es essentielles des cellules cancéreuses (HANAHAN et al.


4

résulte d'altérations génétiques et épigénétiques affectant

ces changements touchent non seulement les cellules malignes mais

indre les cellules qui interagissent avec la tumeur telles que les cellules

. La plupart des modifications

, on parle alors de cancers

génétiques sont héritées et

les cas, ces évènements

: autonomie vis-à-vis des

de croissance cellulaire, évasion du

capacité à maintenir l'angiogénèse, potentiel de

(HANAHAN et al., 2000)


dirigée par des cellules cancéreuses ayant des propriétés de cellules souches : les

cellules souches cancéreuses (CSC). L’existence de cellules souches normales (CSN) dans le sein à l’état

adulte est très probable au regard même de la biologie de la glande. Les CSN épithéliales organisent le

intrinsèques spécifiques. Ces propriétés

renouveler et à produire des cellules filles

et al., 2000).


5

capables de se différencier. La capacité d’auto-renouvellement permet de préserver et de réguler le pool

de CSN dans la glande mammaire. Dans le cancer du sein, les CSC proviendraient directement des

CSN adultes de l’épithélium mammaire qui seraient seules le siège des altérations génétiques tumorales

(Figure 4) (GINESTIER et al., 2007). Enfin, les données épidémiologiques montrent qu'une grossesse

précoce diminue considérablement le risque de cancer du sein et ce, parce qu'elle entraîne une

différenciation terminale des cellules épithéliales mammaires (POLYAK et al., 2001).

La première étape de la cancérisation est une phase d'initiation durant laquelle une cellule normale

est irréversiblement altérée de telle sorte qu'elle ne peut terminer sa différenciation ou entrer en

apoptose. Sa croissance reste cependant contrôlée par son environnement cellulaire notamment via les

jonctions serrées. Dans un second temps, la division de ces cellules prémalignes va être stimulée, c'est la

phase de promotion. Les cellules filles sont immortelles. La présence de nombreux facteurs endogènes

(hormones, facteurs de croissance, cytokines) et exogènes (composés promoteurs de tumeurs), le

maintien de leur prolifération et l'absence d'apoptose, va favoriser leur accumulation. Par ailleurs elles

acquièrent une indépendance vis à vis des facteurs de croissance et perdent leur capacité de

communication intercellulaire.

Après de multiples divisions, d'autres altérations génétiques et épigénétiques apparaissent. Celles-ci

génèrent de nouveaux phénotypes, stables et totalement indépendants des facteurs externes grâce

notamment à l'activation d'oncogènes ou à l'inactivation de gènes suppresseurs de tumeurs (anti-

oncogènes) : c'est la phase de progression (TROSKO et al., 2005). Les oncogènes et les anti-oncogènes

jouent un rôle prépondérant dans la carcinogenèse mammaire (Tableau I). Les oncogènes sont des

gènes qui, activés ou surexprimés, induisent des signaux de prolifération cellulaire. Les anti-oncogènes

ou gènes suppresseurs de tumeurs, freinent la prolifération cellulaire. Lorsqu'ils sont inactivés par une

mutation, par exemple, ils n'exercent plus leur rôle de régulation négative. Schématiquement, à l'état

normal, il existe un équilibre entre l'expression des oncogènes et des gènes suppresseurs de tumeurs.

Des mutations successives de ces gènes rompent cet équilibre, entraînant une prolifération excessive

des cellules tumorales. Les mutations des oncogènes sont souvent des mutations qui rendent ces gènes

hyperactifs.


6

A.Le pool de cellules souches de l’épithélium mammaire normal (CSN) est globalement dans un état

quiescent. Une CSN peut se diviser de façon asymétrique afin de donner naissance à une cellule souche

identique à la cellule d’origine grâce à la propriété d’auto-renouvellement, et une cellule progénitrice

engagée dans la voie la différenciation.

B. Lors de l’oncogenèse, les cellules ciblées par la transformation maligne pourront être soit les

cellules souches, soit les progéniteurs de l’épithélium normal. Les cellules souches cancéreuses (CSC)

garderont les propriétés des cellules souches de l’épithélium normal, c’est-à-dire l’autorenouvellement

pour guider la tumorigénicité et la capacité à se différencier. Lorsque les CSC ont comme cellule

d’origine un progéniteur, elles réacquièrent la propriété d’auto-renouvellement lors de la transformation

maligne.

Figure 4 : Différenciation de l’épithélium mammaire normal et tumoral. (GINESTIER et al., 2007).


7

Plus d'une centaine d'oncogènes ont été identifiés. Certains sont connus pour causer des cancers

mammaires lorsqu'ils sont surexprimés dans des modèles de souris transgéniques. L'oncogène HER-2,

connu également sous le nom d’erbB-2, est surexprimé dans 20 à 30 % des cancers du sein invasifs. Il

code un récepteur membranaire dont l'activation peut se faire de manière autonome si le nombre de

récepteurs présents dans la membrane cellulaire est suffisant.

L'activation de ce récepteur entraîne la stimulation de nombreuses voies de signalisation dont celle

des MAPK (Mitogen Activated Protein Kinase) et de la PI3K/Akt (Phosphoinositol-3- Kinase/Akt).

Cela favorise la prolifération cellulaire, l'angiogenèse, l'altération des contacts cellulaires, la résistance à

l'apoptose et la migration cellulaire. L'oncogène c-myc est surexprimé dans 15 à 25% des tumeurs

mammaires. Il s'agit d'un facteur de transcription qui forme un dimère avec la protéine Max et induit la

prolifération cellulaire (OSBORNE et al., 2004 ; WAZER et al., 1999). Deux anti-oncogènes majeurs

interviennent dans la régulation du cycle cellulaire : la protéine du rétinoblastome (pRb) et le produit du

gène p53. La protéine Rb, en fonction de son état de phosphorylation, régule la transition du cycle

cellulaire de phase G1 à la phase S. pRb présente de nombreux sites de phosphorylation qui

correspondent pour la plupart à des sérines ou des thréonines. Ces résidus sont la cible des cdk. En

début de phase G1, pRb n’est pas phosphorylée puis subi une phosphorylation partielle. Dans ces 2

états, pRb inhibe le facteur de transcription E2F en interagissant avec lui. A la fin de la phase G1, pRb

est complétement phosphorylée et ne peut plus interagir avec E2F. Ce dernier est alors libéré et permet

la transcription des gènes nécessaire à la réalisation de la phase S. La phosphorylation de pRb suit

l’apparition des complexes cycline/cdk. Dans un premier temps, seule cdk4 associée à la cycline D

phosphoryle pRb. Cette phosphorylation induit le changement de conformation de pRb et permet ainsi

Tableau I: Oncogènes et gènes suppresseurs de tumeurs impliqués dans les cancers du sein (OSBORNE

et al., 2004).


8

le recrutement du complexe cycline E/cdk2 qui phosphoryle une deuxième fois pRb sur des sites

différents de ceux utilisés par cdk4.

Les complexes cyclines A/cdk2 et cycline B/cdk1permettrait de maintenir pRb dans un état

phosphoryle (Figure 5).

Chaque phase du cycle cellulaire est régulée par un ou plusieurs complexe cdk/cycline. La protéine

du rétinoblastome (Rb) à l état hypophosphorylé bloque le cycle cellulaire en phase G1 via la

séquestration du facteur de transcription E2F. Sous l’influence de facteurs mitogènes, la protéine Rb

perd son état hypophosphorylé et le cycle cellulaire progresse. Le facteur de transcription E2F peut

alors aller initier la transcription d’ARNm nécessaires à la phase S du cycle cellulaire. Lorsque l’ADN

est endommagé, la protéine p53 se trouve phosphorylée et induit la production de la protéine p21. Celle

ci se lie aux complexes cycline/cdk de la phase G1 inhibant ainsi leur activité kinase pour Rb, le cycle

cellulaire est alors arrêté.

Le stade hypophosphorylé de pRb est notamment maintenu par le TGF-β (Tumor Growth Factor-

β), qui bloque en même temps l'expression de c-myc. Une mutation ou une perte de fonctionnalité du

TGF-β ou de son récepteur provoque de manière concomitante phosphorylation de pRb donc une

avancée des cellules dans le cycle cellulaire, et l’expression de c-myc, favorisant la prolifération

cellulaire. Le gène p53 code une phosphoprotéine de 53 KDa. Deux rôles particuliers sont dévolus à

cette protéine : soit l'arrêt du cycle cellulaire entre la phase G1 et la phase S, soit la mort cellulaire par

un phénomène d'apoptose. La protéine p53 se fixe sur une séquence spécifique d'ADN aboutissant à la

transcription du gène WAF1 / Cip1, (pour Wild Type p53-activated fragment et cdk2 inhibiting

Figure 5 : Schéma simplifié du cycle cellulaire et de quelques régulateurs.


9

protein). La protéine, p21waf1se lie à la kinase cdk2, et inhibe son activité. La cellule s'arrête alors avant

la synthèse de l’ADN et peut réparer d'éventuels dommages (Figure 5). Lors d'une agression cellulaire,

la concentration et la demi-vie de p53 s'accroissent par une diminution de sa dégradation physiologique.

Il a été montré expérimentalement qu’une simple lésion double brin suffisait à induire une

augmentation du taux de p53. Un autre mécanisme déclenchant est constitué par un mésappariement

de bases ou une insertion/délétion de bases. En présence de p53 mutée, l'ADN n'est plus réparé, il en

résulte une instabilité génomique associée à une accumulation de mutations provoquant une croissance

incontrôlée (WAZER et al., 1999). Les gènes BRCA1 et BRCA2 sont également des anti-oncogènes et

sont avec p53 à l'origine de la plupart des cancers du sein héréditaires.

II.1.1.1. Développement tumoral, invasion et métastases

Les cancers évoluent en deux phases : une phase locale caractérisée par la croissance tumorale et

l'invasion locale, et une phase générale se traduisant par une dissémination tumorale à distance de la

tumeur initiale (métastase). Cette phase de dissémination, spécifique du cancer, est responsable de sa

gravité. Les étapes nécessaires à l'apparition de métastases sont : la croissance de la tumeur,

l'angiogenèse et l'accès aux vaisseaux sanguins et lymphatiques, la réduction de l'adhésivité et de la

cohésion des cellules tumorales, leur mobilité accrue et la production d'enzymes protéolytiques

permettant le passage à travers la matrice extracellulaire et la paroi des vaisseaux (HEIMANN et al..,

2000).

La croissance des tumeurs mammaires se fait essentiellement sous l'influence des hormones et des

facteurs de croissance. En effet, de nombreuses études montrent que l'IGF-I (Insulin-like Growth

Factor I), l'EGF (Epidermal Growth Factor), le TGFα ou encore le FGF-2 (Fibroblast Growth Factor

2) stimulent la prolifération des cellules cancéreuses mammaires (NAMER et al., 2009). Les hormones

impliquées sont essentiellement les oestrogènes. Le récepteur alpha des oestrogènes (Estrogen Receptor

alpha, ERα), est présent dans 50 à 80 % des tumeurs mammaires. De plus, de nombreuses études, in

vivo et in vitro, ont montré que les oestrogènes avaient une activité mitogène sur les cellules cancéreuses

mammaires (PLATET et al., 2004). Les cellules présentes aux environs de la tumeur peuvent également

jouer un rôle important dans son développement. Les cellules myoépitheliales en sont un premier

exemple. Elles présentent à l'état normal des propriétés anti-prolifératives, anti-invasives et anti-

angiogéniques médiées par l'expression d'inhibiteurs de protéases (serpines, TIMP-1) et d'inhibiteurs de

l'angiogenèse (thrombospondine-1, récepteur soluble du FGFβ). Il est possible que la destruction de

ces cellules ou des facteurs produits par celles-ci favorise la prolifération, le comportement invasif et

l'angiogenèse des cellules cancéreuses mammaires. Les fibroblastes jouent également un rôle important

dans la tumorogenèse mammaire. De nombreuses hormones, des facteurs de croissance et de


10

différenciation sont sécrétés par ces cellules. De plus les fibroblastes contribuent à la formation de la

matrice extracellulaire. Enfin, des études suggèrent une implication des macrophages, des granulocytes

éosinophiles et des cellules endothéliales dans la tumorogenèse (POLYAK, 2001).

L'oxygène et les nutriments apportés par le réseau vasculaire sont cruciaux pour le fonctionnement

et la survie cellulaire, obligeant virtuellement les cellules d'un tissu à se situer à moins de 100 µM d'un

capillaire sanguin (HANAHAN et al., 2000). Aussi, lorsqu'une tumeur atteint 1 à 2 mm3 sa croissance

est dépendante de la formation de nouveaux vaisseaux (MILLER et al., 2002). Elle met donc en place

un processus de vascularisation appelé angiogenèse. L'angiogenèse physiologique n'est pas sous le

contrôle d'un facteur unique mais elle est régulée par un équilibre entre des facteurs pro-angiogéniques

et des facteurs antiangiogéniques.

Le premier facteur pro-angiogénique identifié fut le "Fibroblast growth factor" ou FGF.

De nombreux agents ont depuis été identifiés. Ils constituent un ensemble très hétérogène de par

leur nature, leur mécanisme d'activation et leur fonctionnement. Cet ensemble comprend des

substances dont l'activité est essentiellement vasculaire comme l'angiogénine, l'angiotropine, le facteur

de perméabilité vasculaire, des facteurs dont le rôle biologique est complexe ou mal élucidé

(prostaglandines, héparine, TNFα…) et surtout des facteurs de croissance (TGFα, TGFβ, EGF,

βFGF, VEGF…) (GUINEBRETIERE et al., 2005). Parmi ces substances, le VEGF se distingue car

son inhibition par des anticorps spécifiques est suivie d'un arrêt de la croissance tumorale (KIM et al.,

1993). De plus, il est surexprimé dans les cellules cancéreuses ainsi que dans les cellules entourant la

tumeur (BOUDREAU et al., 2003).

L'angiogenèse est mise en place par les cellules tumorales en hypoxie. Sous l'action de facteurs pro-

angiogéniques issus de la tumeur, les cellules endothéliales qui tapissent les vaisseaux existants

synthétisent des enzymes protéolytiques qui vont altérer la lame basale endothéliale. Puis, les cellules

endothéliales prolifèrent sous l'action du VEGF et synthétisent les éléments constitutifs de la lame

basale du nouveau vaisseau (collagènes, protéoglycanes, etc), puis les molécules d'adhésion, les

sélectines (E, P) et les intégrines (IC AM1, IC AM2, VC AM1). Ce nouveau réseau de vaisseaux permet

à la tumeur de se développer et de mettre en place les processus d'invasion métastatique.

Le processus métastatique commence par la réduction de l'adhérence et de la cohésion des cellules

tumorales. L'adhérence des cellules tumorales est assurée par des déterminants moléculaires variés. La

E-cadhérine est le prototype des molécules d'adhésion des épithéliums. C'est une molécule

transmembranaire qui, en présence de calcium, se lie à une structure identique présentée par la cellule

voisine. Une perte d'expression des E-cadherines est observée dans plus de 85% des tumeurs invasives

(COWIN et al., 2005). Par ailleurs, des changements dans l'expression des intégrines, protéines


11

permettant aux cellules de se lier aux différents substrats de la matrice extracellulaire, sont également

observés. En effet, la migration oblige les cellules à s'adapter à de nouveaux environnements tissulaires

et donc à de nouveaux composants de la matrice. En conséquence, la réussite de la colonisation de

nouveaux sites (locaux ou distants) demande une adaptation des cellules cancéreuses. C'est en

changeant de sous-type d'intégrines (on en compte plus de 22), que la cellule tumorale va réussir cette

adaptation. Les intégrines liant préférentiellement la matrice extracellulaire des épithéliums "normaux"

sont remplacées par les intégrines liant les composants du stroma dégradés par les protéases

(HANAHAN et al., 2000). La dégradation de la membrane basale, de la matrice extracellulaire ainsi que

de toutes leurs protéines de structure est une caractéristique importante de l’invasion tumorale. Les

cellules tumorales et environnantes sécrètent les enzymes nécessaires à cette dégradation. Parmi ces

enzymes, on trouve les métalloprotéases (MMP) (Figure 6). Il s'agit d'une famille des endopeptidases

zinc-dépendantes. Il en existe 19 qui peuvent être divisées en sous-groupes : les collagénases (MMP-1, 8

et 13), les gélatinases (MMP-2 et -9), les stromélysines (MMP-3, 7, 10 et 11) et les métalloprotéases

membranaires. Le collagène de type IV, composant majoritaire de la lame basale, peut ainsi être dégradé

par les gélatinases. De nombreuses études ont montré l'implication de ces enzymes dans les processus

invasifs des cellules cancéreuses mammaires. D'ailleurs, dans les cancers du sein, un taux élevé de

MMP-2 est souvent associé à un faible pronostique de survie (DUFFYet al., 2000). Une fois le

processus de migration enclenché, les sites métastatiques peuvent être nombreux.

Néanmoins dans environ 30 % des cas, les métastases sont retrouvées au niveau des os. Les

poumons et le foie sont également des sites privilégiés puisqu'ils sont concernés dans respectivement

12% et 13% des cas.


12

Un mécanisme complexe qui se divise en plusieurs phases distinctes et qui est déclenché par la

cellule tumorale elle même.

II.1.2. Anatomie pathologique des cancers du sein

Deux classifications sont couramment utilisées : la classification clinique et la classification

histologique.

II.1.2.1. Classification histologique

►Les carcinomes non infiltrants

Le carcinome intracanalaire ou canalaire in situ : il se définit comme un carcinome se

développant dans le canal, n'infiltrant pas le tissu conjonctif. Il représente environ 4 % des cancers et se

caractérise par sa découverte fréquente sur des microcalcifications mammographiques et par à

multicentricité.

Le carcinome lobulaire in situ : il se définit comme un carcinome intéressant les canalicules intra-

lobulaires comblés et distendus par une prolifération de cellules de petite taille sans envahissement du

tissu conjonctif voisin. Il représente environ 2, 5 % des cancers et se caractérise par son caractère

multicentrique et sa tendance à la bilatéralisation.

Figure 6 : les différentes étapes de l'angiogenèse tumorale (d'après KALLURI, 2003).

►Les carcinomes infiltrants

Le carcinome canalaire infiltrant :

peut présenter trois types d'architectures

moyennement différencié et indifférencié avec une

Le carcinome lobulaire infiltrant :

tendance à la bilatéralité et à la multicentricité.

Le carcinome mucineux :

Histologiquement, cette tumeur est constituée de nappes de mucus ponctuées de petits îlots

épithéliomateux avec ou sans différenciation glandulaire.

Le carcinome médullaire :

différenciées dans un stroma peu abondant

►Les autres tumeurs malignes :

sont rares. Elles représentent moins de 1% de toutes les tumeurs malignes du sein et

groupe de lésions disparates comportant les sarcomes phyllodes

sarcomes du stroma, les angiosarcomes

Figure 7 : Adénocarcinomeparaffinée, coloration HE

Les carcinomes infiltrants

Le carcinome canalaire infiltrant : c'est la forme la plus fréquente : 70 % des

peut présenter trois types d'architectures : bien différencié avec des structures tubulaires prédominantes

moyennement différencié et indifférencié avec une absence de structures glandulaires

carcinome lobulaire infiltrant : il représente 5 à 15 % des cancers. Il se caractérise par

tendance à la bilatéralité et à la multicentricité.

Le carcinome mucineux : il s'agit d'un carcinome riche en mucus extracellulaire.

cette tumeur est constituée de nappes de mucus ponctuées de petits îlots

différenciation glandulaire.

carcinome médullaire : c'est un carcinome bien limité, constitué de nappes de cellules

différenciées dans un stroma peu abondant, lymphoïde.

Les autres tumeurs malignes : les tumeurs malignes en dehors des carcinomes

sont rares. Elles représentent moins de 1% de toutes les tumeurs malignes du sein et

groupe de lésions disparates comportant les sarcomes phyllodes, les sarcomes

les angiosarcomes, les lymphomes malins non hodgkiniens primitifs du sein.

Adénocarcinome canalaire infiltrant (forme massive). Gr (10 x 40).Coupe

paraffinée, coloration HE (BAILLY, 2003).


13

c'est la forme la plus fréquente : 70 % des cancers du sein. Il

structures tubulaires prédominantes,

absence de structures glandulaires (Figure 7).

il représente 5 à 15 % des cancers. Il se caractérise par sa

il s'agit d'un carcinome riche en mucus extracellulaire.

cette tumeur est constituée de nappes de mucus ponctuées de petits îlots

constitué de nappes de cellules peu

les tumeurs malignes en dehors des carcinomes primitifs du sein

sont rares. Elles représentent moins de 1% de toutes les tumeurs malignes du sein et constituent un

les sarcomes mésenchymateux ou

hodgkiniens primitifs du sein.

(10 x 40).Coupe


14

II.1.3. Biologie du carcinome canalaire infiltrant :

Le carcinome canalaire infiltrant (CCI) c’est la forme la plus fréquente des tumeurs malignes du sein.

Le groupe comprend les canaux infiltrants qui ne peuvent être classés dans une des variétés dites

particulières. Les cellules tumorales se disposent généralement en îlots ou en formation glanduliforme.

Le carcinome canalaire infiltrant avec composante intracanalaire prédominante. Il s’agit d’un carcinome

essentiellement intracanalaire présentant des foyers d’infiltration du tissu conjonctif. La classification de

l’OMS propose de resserrer cette dénomination aux cas où la proportion du carcinome intracanalaire

est au moins 4 fois importante que celle de la composante infiltrante.

Remarque : Dans le rapport des anatomopathologistes du groupe de travail « Dépistage du cancer

du sein » (RECOM 2), le carcinome micro-invasif doit être séparé du CCI avec composante canalaire

prédominante, il est défini comme une tumeur constituée de façon prédominante par un CCIS mais

dans lequel existent un ou plusieurs petits foyers infiltrants dont le diamètre n’excède pas un mm. Cette

définition étant très restrictive, les cas qui répondent à ces critères sont rares. La micro-invasion est la

plus souvent associée au CCIS de haut grade nucléaire.

CCI sans autre indication (CCI-SAI) CCI de type non spécifié (CCI-TNS)

C’est la forme la plus fréquente du CI n’entrant dans aucune autre catégorie et représentant 80% des

carcinomes mammaires (PINDER et al., 1998).

Les qualificatifs ¨SAI ¨ (sans autre indication) ou ¨ TNS ¨ (type non spécifié) constituent les éléments

les distinguant des autres types spécifiques de carcinome canalaire (tubuleux, mucineux, médullaire,

métaplasque…) eux-mêmes définis par des signes histologiques qui leurs sont spécifiques sont plus de

90% de leur surface. Le type histologique des cancers est un élément important pour la conduite

thérapeutique et le pronostic.

Les tumeurs malignes du sein les plus fréquentes sont des adénocarcinomes développés à partir des

canaux galactophores et des lobules. Ils représentent 98% des tumeurs malignes du sein.

II.1.3.1. Classification clinique

1. Classification clinique TNM :

La classification TNM (Tumor Node Metastases, Tumeur ganglions métastases) de l'Union

Internationale Contre le Cancer (UICC) est la plus utilisée. Elle se base sur la taille de la tumeur (T), la

présence de ganglions (N) et la présence de métastases (M) (Tableau XII Cf. Annexe). Une autre

classification clinique, plutôt utilisée par les anglo-saxons, est la classification de l'American Joint

Committee on Cancer (AJCC) (Tableau XI Cf. Annexe).


15

Pierre DENOIX a eu le mérite de proposer une classification dite TNM, le principe retenu par

DENOIX est de starifier la maladie selon son extension clinique et au plan histo pathologique. L’idée

de coder l’extension locale régionale ou générale est basée sur : T (tumor) : Tumeur, N (Nodes) :

ganglions, M(Metastases), (Tableau XII Cf. Annexe). Le travail de DENOIX a été finalement retenu

comme base de classification par le comité de nomenclature et de statistiques de l’UICC (Union

Internationale contre le cancer) en 1953. D’une façon générale, on associe à ces 3 lettres les chiffres

(dont la valeur augmente quand la gravité augmente) variant entre 0 et 4 pour T, entre 0 et 3 pour N, et

soit 0 soit 1 pour M. La juxtaposition de ces lettres donne une description abrégée de l’extension de la

tumeur maligne (FONDRINIER, 2002).

Il existe une nouvelle classification TNM à laquelle sont ajoutés des stades de l’évolution cancéreuse

proposée par l’Américain Joint commitee of cancer (AJCC) et l’union internationale contre le cancer

(UTCC) (Tableau XI Cf. Annexe). C’est une classification chirurgicale qui n’est applicable qu’une fois le

geste chirurgicale, réalisé. Le stade d’un cancer correspond à son degré d’extension .La détermination,

initiale du stade d’un cancer permet d’adapter le protocole thérapeutique et d’évaluer le pronostique et

d’évaluer le pronostic de la maladie (SPRINGER, 1988).

2. Classification anatomopathologique PTNM :

Elle est possible après l’exérèse chirurgicale de la tumeur et des ganglions satellites (WILEY,

2002) .Cette classification est basée sur :

- La taille macroscopique de la tumeur « pT », selon le plus grand diamètre ;

- L’état histologique des ganglions locorégionaux « pN » ;

- Le grade de différenciation et non pas au grade SBR est actuellement utilisé.

3. Classification histologique des cancers du sein selon l’Organisation Mondiale de la santé

(OMS 2002-2003)

La classification de l’OMS des carcinomes infiltrants datant de 1981 définissait, sur un plan

purement morphologique, 14 entités différentes (OMS, 1981). Si cette classification passait très simple

elle ne tenait pas compte de tous les problèmes rencontrés par les pathologistes en pratique quotidienne

.Elle avait le mérite cependant de classifier, selon leurs aspects morphologiques, différents types de

carcinomes infiltrants à pronostic inégal.

Dans la nouvelle classification de l’OMS des carcinomes infiltrants du sein, 21 entités sont définies

au total Cette nouvelle classification tient compte des données morphologiques et immuno-

histochimiques et a le mérite d’être très exhaustive.


16

Finalement la classification histologique utilisée actuellement est celle de l’OMS. Elle classe les

tumeurs en fonction de leur nature anatomopathologique (Tableau XII et Tableau XI).

4. Classification des formes inflammatoires (PEV) : La croissance évolutive clinique

Cette notion de poussée évolutive (PEV) n’est pas reconnue par tous les autres et n’appartient pas à

la classification TNM. Elle a été proposée initialement à l’IGR (Institue Gustave Roussy) (ROCHET et

al., 1986 ; FONDRINIER, 2002).

- La PEV 1 se définit par le doublement du volume tumoral en moins de 6 mois.

- La PEV 2 correspond à une inflammation d’une partie du sein.

- La PEV 3 correspond à une inflammation du sein (inflammations massives : mastite

carcinomateuse).

5. Classification CCC (Columbia clinicat classification)

Elle est très peu utilisée .Elle repose sur le même principe : tumeur, Lymphatiques régionaux et

métastases (FONDRINIER, 2002).

6. Grade hitopronostic

Le rôle du grade histopronostique est maintenant largement admis pour les tumeurs

carcinomateuses infiltrantes, le système le plus utilisé étant le grade de Scarff-Bloom Richardson (SBR).

La méthode de grading SBR consiste à évaluer trois paramètres morphologiques : -La formation de

tubules ; -Le pléomorphisme nucléaire et -La fréquence des mitoses.

Un score allant de 1 à 3 est attribuée à chacun de ces paramètres. Le grade histologique résulte de

l’addition de ces scores (Tableau XI).


17

• Formation de tubules (ou de glandes)

- La majeure partie de la tumeur (plus de 75% de la surface tumorale)

- Modérée (10-75%)

- Faible ou absente (-de 10%)

- Pléomorphisme nucléaire

- Petits noyaux avec peu de variation de taille, à contours réguliers

- Noyaux plus grands que la normale à nucléoles bien visibles avec des variations

modérées de taille et de forme.

- Noyaux vésiculeux (nucléoles souvent proéminents avec des variations importantes

en taille et en forme ; parfois monstrueux

• Mitoses

- Mitose pour quelques champs au fort grossissement.

- Deux à trois mitoses dans la majorité des champs au fort grossissement.

-Plus de 2 à 3 mitoses dans la majorité des champs au fort grossissement.

Les différents scores sont additionnés pour obtenir le grade histologique global : (Tableau XI)

-Grade I = score 3-5 (bon pronostic)

-Grade II = score 6-7 (pronostic inter)

-Grade III =score 8-9 (pronostic défavorable)

Il est actuellement recommandé de ne pas limiter l’évaluation du grade aux carcinomes canalaires

infiltrants mais de l’effectuer pour tous les sous types histologiques et cela pour deux raisons principales

(DEVILEE, 2003) :

� -Il est parfois difficile de déterminer si une tumeur est de type canalaire ou d’un autre type.

� -Il peut y avoir des variations morphologiques importantes dans certains sous types

histologiques, par exemple dans le carcinome lobulaire infiltrant.

II.2. Hétérogénéité intratumorale

Le cancer n'est pas une maladie simple, c'est un ensemble de maladies (il vaut mieux parler des

cancers) hétérogènes à plusieurs titres. Il y a d'abord une variété entre les diverses sortes de cancers

(selon l'organe qu'ils touchent, selon leur aspect microscopique, etc.), mais aussi entre ceux d'un même

type d'un malade à un autre. Tous peuvent différer par le degré de différenciation, la vitesse d'évolution,

l'extension tumorale, la radiosensibilité, etc. Il y a aussi une diversité au sein d'une même tumeur : les


18

cellules qui la composent ne sont pas toutes cancéreuses ; la masse tumorale est aussi constituée de

cellules du stroma (par exemple la vascularisation de la tumeur), de lymphocytes ou de certaines cellules

normales, vestiges du tissu d'origine, sans parler de substances sécrétées ou de dépôts inertes. Il y a

encore une diversité entre les cellules cancéreuses qui siègent en un même lieu anatomique, selon leur

activité : certaines sont au repos, d'autres en activité et à différentes phases du cycle cellulaire ;

quelques-unes, mal alimentées malgré les nouveaux vaisseaux (néoangiogenèse) qui accompagnent le

développement tumoral, peuvent mourir (se nécroser) au centre d'une masse volumineuse. Malgré leur

origine à partir d'une seule cellule mère et leur caractère monoclonal, les cellules d'un même cancer

subissent, de façon variable selon les cas, le phénomène de progression tumorale qui fait apparaître des

sous-populations cellulaires dotées de caractères nouveaux, allant dans le sens d'une plus grande

malignité. Cette particularité explique l'hétérogénéité observée selon qu'on examine la tumeur primitive

ou des foyers secondaires, des métastases (HOERNI et al., 2002).

Les cancers du sein représentent une entité pathologique complexe et hétérogène, résultant de

multiples altérations moléculaires dont l’identification croissante permet d’envisager des retombées

majeures sur la prise en charge des patientes .Un obstacle majeur de cette prise en charge est

l’hétérogénéité du cancer mammaire avec un pronostic et une sensibilité aux traitements très variables

d’une tumeur à l’autre. La catégorisation des patientes selon les critères pronostiques histocliniques

actuels ne reflète pas toujours l’évolution de la maladie. L’identification de facteurs pronostiques et

prédictifs cernant cette hétérogénéité de façon plus précise représente une étape fondamentale pour

améliorer la survie (GONCALVES et al., 2005).

Les nombreuses études réalisées avec les outils traditionnels de biologie ont permis d’élucider

certains mécanismes de la cancérogénèse, de faire un inventaire partiel de gènes altérés tels que myc et

CerbB2 et d’identifier des gènes de prédisposition (BRCA1et BRCA2) utiles au dépistage des formes

familiales. Mais les retombées cliniques de ces connaissances et les bénéfices pour les patientes restent

très limitées. Cela est probablement lié au caractère focalisé des études sur un ou quelques gènes, de

façon réductionniste et ponctuelle, alors qu’il existe au sein de la tumeur toute une accumulation

d’altérations interdépendantes témoignant du caractère pléomorphe et combinatoire de la maladie au

niveau moléculaire (CHOMPRET, 2005).

Le cancer humain commence par une mutation d’une seule cellule. L’évolution ultérieure se poursuit

par l’émergence de nouvelles mutations et la sélection de « sous-clones » cellulaires. Des modifications

génomiques spontanées entrainent une hétérogénéité au sein de la tumeur, avec coexistence de variants

du clone initial. Ces accumulations d’anomalies sont favorisées par l’altération du processus réparateur

de l’ADN. Ces clones variants ont des comportements prolifératifs, invasifs et métastatiques


19

hétérogènes. Un clone variant peut disséminer très tôt, et se développer plus vite que la tumeur

primitive qui peut même régresser et disparaitre.

Au cours de cette prolifération cellulaire accrue, la survenue de mutations additionnelles transmises

aux cellules filles (sans réparation-apoptose) accentue cette hétérogénéité intratumorale et aboutit à

l’acquisition de nouvelles propriétés biologiques, génétiquement déterminées par certains sous-clones

de la tumeur (Figure 8).

L’hétérogénéité dans les caractéristiques de ses différents sous –clones reflète l’hétérogénéité des

cellules mammaires normales originelles ou précancéreuses qui peuvent se distinguer, par exemple, dans

leur réponse aux agents génotoxiques et carcinogènes (SCHNIPPER, 2007).

Selon KUUKASJARVI et

ses collaborateurs (1997) les

cancers du sein sont très

hétérogènes, ils peuvent se

distinguer par le degré de

différentiation, la vitesse

d’évolution, l’extension

tumorale et la radiosensibilité.

Comme la plupart des

néoplasies épithéliales, le cancer

du sein se caractérise par une

grande complexité des

altérations moléculaires qui

participent à son phénotype.

De plus, ces anomalies moléculaires sont plus ou moins opérantes selon la patiente. Il en résulte une

très grande hétérogénéité des tumeurs que des approches univariées (c'est-à-dire abordant l’impact

pronostique d’une seule anomalie à la fois) ont peu de chances d’appréhender ce néoplasme

(GONCALVES et al., 2005).

Récemment, des changements dans le statut de HER2 /neu en fonction de la progression tumorale

ont été rapportés laissant supposer la possibilité d’émergence de nouveaux clones tumoraux.

Figure 8 : Illustration de l’hétérogénéité intratumorale

(SCHNIPPER, 2007)


20

Les études ont également montré l’existence de variations intratumorales pour l’expression de

HER2/neu dans des carcinomes canalaires invasifs. Ceci a été confirmé par l’évaluation du statut

d’amplification du gène HER2/neu en utilisant l’hybridation in situ par fluorescence. Ces résultats

suggèrent que certains cancers mammaires primaires sont hétérogènes vis-à-vis de l’amplification du

gène HER2/neu ou la surexpression de sa proteine.Ce phénomène d’hétérogénéité doit être pris en

considération comme étant un facteur pouvant aider à mieux comprendre les variations des réponses

thérapeutiques dans les cancers mammaires et améliorer l’évaluation du pronostic (HANNA et al.,

2007).

DE OLIVEIRA (1997) a analysé l’hétérogénéité de la distribution spatiale de différents marqueurs

dans des tumeurs mammaires et, plus particulièrement, dans des carcinomes canalaires infiltrants.

Elle a étudié par microscopie confocale et analyse d’images la variabilité d’expression de deux

marqueurs de prolifération (KI67 et PCNA), de l’oncogène c-erbB2 et de la PS2.

De plus, elle a corrélé le contenu en ADN des cellules à l’expression de ces marqueurs. Pour chaque

tumeur, un échantillonnage en cascade a été réalisé : plusieurs blocs pour une même tumeur, plusieurs

régions et sous–régions, en périphérie ou au centre de la tumeur. Une analyse de variance emboitée a

permis de montrer que l’hétérogénéité de distribution de différents marqueurs se retrouve à différents

niveaux de l’échantillonnage. De plus, la distance entre les blocs ou entre les régions accroit la

variabilité d’expression des marqueurs. Ces résultats suggèrent que différents blocs d’une même tumeur

doivent être étudiés afin d’améliorer le diagnostic individuel des patientes et les procédures

thérapeutiques.

Une étude a été réalisée afin de montrer de façon plus aisée l’hétérogénéité intratumorale mammaire,

en étudiant la répartition des sous-populations cellulaires différenciées selon leur mode d’expression

moléculaire. Les proportions des cellules marquées seulement par l’un des deux marqueurs : nucléaire

(KI67) ou cytoplasmique (PS2), montrent une hétérogénéité interzonale significative chez toutes les

patientes. Il ressort de cette analyse que les différents marqueurs se comportent de manière très

hétérogène au niveau de la même coupe histologique tumorale mammaire du carcinome canalaire

infiltrant .Cependant, les « clones » cellulaires marqués par l’association de deux antigènes (PS2 +KI67

ou C-erbB2+PCNA) sont plus stables et répartissent de manière beaucoup moins hétérogène

(SENHADJI et al., 2005).

Cependant, la stratégie du traitement a considérablement évolué et s’est élargie par le développement

de l’hormonothérapie et le ciblage des molécules plus particuliéres.Le dépistage s’est nettement

amélioré avec la découverte des tumeurs limitées de meilleur pronostic que les cancers découverts à un

stade avancé. Il devenait ainsi important d’établir des facteurs moléculaires tels que : les récepteurs


21

hormonaux, le HER2, les marqueurs de prolifération cellulaire, les facteurs moléculaires, plus récents,

en cours d’évaluation (CHRISTINE GALANT et al., 2010).

Dans cette étude, ils ont développé un essai clinique immunohistochimique pratique, et aussi de

distinguer des tumeurs à partir d’une cohorte de 357 patients atteints de cancers du sein invasifs qui ont

été sous-types par profile d’expression génique. Le statut des récepteurs hormonaux, de HER2, et

l'indice KI67 ont été déterminés par immunohistochimie. L’expression des ER, récepteur de la

progestérone, et les protéines HER2 et l’indice KI67 semblent distinguer un luminal de sous –types de

cancer du sein luminal B (MAGGIE et al., 2009). Cette étude a démontré que toutes les patientes

présentant des facteurs de bon pronostic avec une expression supérieure des RE et du PS2 et une

baisse d’expression des MT et CD24. Cette analyse uni variée et multi variée a été effectuée dans

plusieurs sous-groupes des patients et également a démontré l’expression cytoplasmique dont le facteur

pronostique est extrêmement favorable dans le cancer du sein (PSUROWIAK et al., 2006).

L’évaluation des effets de nouvelles thérapies anticancéreuses est basée sur les consensus et les

grands essais randomisés. Cette approche est mise en cause par les avantages de la biologie qui montre

l’hétérogénéité de la maladie tumorale, et par le fait que les médicaments innovants sont pour la plupart

dirigés contre des cibles moléculaires identifiées (AUGER, 2006).

De nos jours, la prise en charge du cancer du sein et de son hétérogénéité intratumorale sont mieux

adaptées aux patientes et tendent à devenir une thérapie ciblée « à la carte » selon le profil moléculaire

du patient (ALLEMAN et al., 2010).

II.3. Les Biomarqueurs du cancer du sein

La prolifération cellulaire peut être mesurée par différentes approches méthodologiques : index de

marquage à la thymidine tritiée (tissu frais), pourcentage de cellules en phase S (S %) mesurée par

cytométrie en flux (tissu congelé ou coupes déparaffinées), expression d’antigènes exprimés au cours du

cycle cellulaire (PCNA, Ki67/MIB1 sur coupes déparaffinées).

Des études très nombreuses ont porté sur l’évaluation du pourcentage de cellules en phase S (S %)

mesurée par cytométrie en flux. En outre, cette technique procure une mesure du contenu en ADN ou

ADN-ploïdie (index d’ADN), permettant de classer les tumeurs en fonction d’un contenu en ADN

normal (ADN-diploïde) ou anormal (ADN-aneuploïde). Les tumeurs ADN-diploïdes ont un taux de

prolifération plus bas que les tumeurs ADN-aneuploïdes et ont une évolution plus favorable.

Les techniques immunohistochimiques tendent progressivement à remplacer les autres approches. Il

s’agit d’évaluer sur coupes histologiques l’expression d’antigènes exprimés au cours du cycle cellulaire.

Les études les plus nombreuses portent sur l’expression d’un antigène exprimé en phase G1, S et G2 M,


22

reconnu par l’anticorps Ki67. Les procédures techniques sont sensiblement les mêmes que celles

utilisées pour la détermination des RH (récepteurs hormonaux). La détermination du seuil de positivité

n’est pas encore consensuelle. Les valeurs observées dans la littérature varient de 5 à 25 %

(SCHOLZEN et GERDES, 2000).

Un nombre important de marqueurs moléculaires a été étudié dans le but de déterminer leur

capacité à prédire le pronostic, la réponse aux traitements, ou les deux. Pour ce qui concerne les cancers

du sein, certains marqueurs biologiques et moléculaires sont déjà utilisés en routine par les

anatomopathologistes et les biochimistes (ALMOUZNI et al., 2008). Il s’agit : Des marqueurs de la

prolifération cellulaire tels que ki-67 ; De la protéine oestrogéno-régulée pS2 ; Des récepteurs à la

progestérone ou à l’œstrogène ; De Her2 (une protéine membranaire). D’autres marqueurs sont

actuellement à l’étude (ALMOUZNI et al., 2008) :

- La mitosine (marqueur de prolifération cellulaire) ;

- Les activateurs ou Les inhibiteurs du plasminogène (impliqué dans l’invasion tumorale ou le

processus métastasique) ;

- Les marqueurs de l’angiogénèse ;

- Les marqueurs de l’apoptose ;

- La Cycline D1 et la Cycline E (impliquées dans la division et la prolifération cellulaire).

À l'Institut Curie, l'équipe CNRS de Geneviève ALMOUZNI (ALMOUZNI et al., 2008) a

découvert un nouveau marqueur de la prolifération cellulaire, le complexe CAF-1. Cette découverte

constitue une avancée en cancérologie mammaire. Les chercheurs ont d'ailleurs validé l'utilisation de

CAF-1 comme marqueur tumoral dans le cas du cancer du sein.

L’index mitotique

L’index mitotique reste le moyen le plus simple d’apprécier la prolifération cellulaire. Cet index est

intégré dans le grade histopronostique sous forme de score. L’activité mitotique peut être évaluée plus

précisément par le nombre exact de mitoses dénombrées sur 10 champs au grandissement 400,

éventuellement rapporté au volume cellulaire (SCHOLZEN et GERDES, 2000).

II.3.1. LE GENE PS2/TFF1

La découverte des peptides dits « en feuille de trèfle », en abrégé TFF date des années 1980. Chez les

mammifères, la famille des TFF comprend trois membres : TFF1 encore appelé pS2, TFF2 ou

spasmolytic peptide (SP) et TFF3 ou intestinal trefoil factor (ITF).


23

Les TFF sont des peptides observés dans le cytoplasme. Ils sont exprimés puis sécrétés par les

cellules à mucus des épithéliaux. Ils sont spécifiques d’un type cellulaire donné. Ainsi, dans l’estomac,

pS2/TFF1 est sécrété par les cellules à mucus de surface, alors que SP/TFF2 est sécrété par les cellules

à mucus du collet. On retrouve des TFF dans l’appareil digestif (estomac, intestin, vésicule biliaire et

glandes salivaires), dans le tractus respiratoire, le larynx, le nez, l’utérus et l’œil (PAULSEN et al., 2002).

Leur présence a également été décelée dans certaines régions du cerveau. Des variations inter-

espèces ont été observées dans leur localisation. Ainsi, chez l’homme, SP/TFF2 n’est pas retrouvé dans

le pancréas, contrairement à ce qui est observé chez le porc, le rat et la souris. Par ailleurs, il n’y a pas de

TFF dans le revêtement cutané, alors que des molécules orthologues sont présentes dans la peau de

xénopes (MATHELIN et al., 2005).

Les gènes codant pour les TFF sont situés chez l’homme de manière contiguë en position q22.3 du

chromosome 21, pS2/TFF1 étant le plus télomérique et ITF/TFF3 le plus centromérique. Composés

de trois exons pour pS2/TFF1 et ITF/TFF3 et de quatre exons pour SP/TFF2, ils sont organisés sur

une région d’environ 50 kb. Leur expression est en partie régulée via un mécanisme épigénétique de

méthylation. La protéine pS2 est codée par le gène TFF1 (trefoil factor 1) localisé dans la région

chromosomique 21q22.3 et également appelé BCEI, HPS2, PNR2, pS2, HP1.A, pNR-2, D21S21, le

gène TFF1 mesure 4, 3 kb et comporte 3 Exons (Tableau II).

NOMENCLATURE STRUCTURE/ORGANISATION

Nouvelle Ancienne Nombre d’acides aminés Masse moléculaire (Da) Dimères

TFF1 pS2 60 6674 +

TFF2 SP 106 11989 -

TFF3 ITF 59 6580 +

Tableau II : Nomenclature et structure/organisation des TFF (MATHELIN et al., 2005).

Figure 9 : Représentation schématique de l’organisation génomique des gènes TFF

humains (MATHELIN et al., 2005).


24

La protéine pS2/TFF1 est synthétisée sous l’action de l’œstradiol sous forme d’un précurseur de 84

acides aminés d’une masse moléculaire de 9140 Daltons avec un signal peptide, elle est sécrétée sous

forme d’une protéine de 60 acides aminés d’une masse moléculaire de 6674 Daltons (TOMASETTO et

RIO, 2000).

Les formes matures de pS2/TFF1, SP/TFF2 et ITF/TFF3 sont respectivement composées de 60,

106 et 59 acides aminés. Les TFF sont caractérisés par la présence, en une (pS2/TFF1 et ITF/TFF3)

ou deux (SP/TFF2) copies, du domaine TFF (aussi appelé domaine P) comprenant 3 boucles formées

par 3 ponts disulfures par association des cystéines 1 et 5, 2 et 4, et 3 et 6. Leur structure trilobée

rappelle celle d’une feuille de trèfle, d’où leur nom. Leur particularité structurale leur permet

notamment de résister à la chaleur, à la dégradation par les protéases et à l’acidité. La présence d’une

septième cystéine libre dans leur extrémité carboxyterminale permet à pS2/TFF1 et ITF/TFF3 de se

dimériser par formation de ponts disulfures intermoléculaires. À l’exemple de SP/TFF2, ces dimères

sont alors composés de deux domaines TFF. Toutefois, leur structure très différente (compacte pour

ITF/TFF3, plus flexible pour pS2/TFF1) confère à ces dimères des propriétés biologiques différentes

(MATHELIN et al., 2005) (Figure 9).

La régulation hormonale qui s'exerce sur le gène pS2 est située au niveau transcriptionnel. Le gène

n'est pas transcrit en l'absence d'œstradiol. TFF1 est considéré comme le prototype des gènes stimulés

par l’œstradiol (TOMASETTO et RIO, 2000). PS2/TFF1 présente des fonctions particulières ; il joue

notamment un rôle de suppresseur de tumeurs gastriques, sa surexpression dans différents cancers a été

largement rapportée (sein, côlon, prostate, pancréas, thyroïde, poumon…). Dans le cas des cancers

Figure 10 : Représentation de la structure secondaire des gènes TFF humains

(MATHELIN et al., 2005).


25

mammaires, elle constitue un facteur de bon pronostic. De plus, pS2/TFF1 est un marqueur prédictif

de la réponse aux hormonothérapies anti-œstrogéniques. La surexpression de pS2/TFF1 dans les

cancers du sein a été à l’origine de sa découverte (MATHELIN et al., 2005)(Figure 10). Depuis, sa

surexpression dans les cancers du sein a été largement rapportée et on estime actuellement à environ

50 % le nombre de tumeurs mammaires qui expriment pS2/TFF1.

Cette surexpression est retrouvée à la fois dans les tumeurs mammaires primitives et les métastases

(ABADJIAN et ANTOUN, 1996).

Il existe une bonne corrélation entre l’expression de pS2/TFF1 par la tumeur et celle du récepteur

aux estrogènes (RE). Cela est dû à la présence d’un élément de réponse aux estrogènes dans le

promoteur du gène pS2/TFF1. De plus, parmi les tumeurs RE-positives, celles qui expriment

également pS2/TFF1 sont celles qui répondent le mieux aux hormonothérapies anti-ostrogéniques. Il a

également été démontré qu’en plus de son caractère prédictif de la réponse à l’hormonothérapie, la

surexpression de pS2/TFF1 par les tumeurs mammaires constitue un facteur de bon pronostic.

L’expression de pS2/TFF1 peut s’observer pour différents types de cancers mammaires (cancer

canalaire in situ, cancer canalaire infiltrant, cancer lobulaire infiltrant et métastases).

Différentes méthodes permettent d’apprécier l’expression de pS2/TFF1 au niveau des tumeurs

mammaires : analyses par western-blot ou RT-PCR quantitative (reverse transcription-polymérase chain

reaction), dosages cytosoliques de la protéine par le kit Elsa-pS2. En pratique clinique, la méthode la

plus utilisée est l’immunohistochimie avec quantification du marquage cytoplasmique de pS2/TFF1 sur

des lames histologiques paraffinées, en utilisant un anticorps monoclonal (p28O2 IGBMC-Euromedex

ou BC4 anti-pS2).

Une étude récente a corrélé le dosage urinaire de pS2/TFF1 à la pathologie mammaire. Il apparaît

ainsi que la présence d’une tumeur mammaire bénigne ne s’accompagne pas d’une augmentation des

taux urinaires de pS2/TFF1. En revanche, la présence d’un cancer mammaire est corrélée à des taux

Tableau III : Impact pronostic et prédictif de la surexpression de pS2 dans différents cancers (BALLEINE

et CLARCKE, 1999).

Organe

Facteur prédictif de réponse à une thérapeutique

Impact pronostic

Sein Oui Bon Estomac non Mauvais

Colon non ? Prostate Non ?

Thyroïde (cancer médullaire) non ? Poumon non ?


26

urinaires dépassant le seuil normal. De plus, ces taux ont été corrélés à la réponse à une

hormonothérapie anti-oestrogénique en cas de tumeur mammaire hormonodépendante. Cependant, le

manque de spécificité de cette protéine, surexprimée dans diverses conditions pathologiques (maladie

de Crohn, ulcères gastroduodénaux) rend délicate l’interprétation des dosages urinaires (Tableau III).

En l’absence de pathologie, les femmes ont un taux sérique de pS2/TFF1 légèrement supérieur par

rapport à l’homme. En revanche, il n’y a pas de variations liées à l’âge ni au cycle menstruel. La prise

d’aliments réduit la concentration sérique de pS2/TFF1 d’environ 15 %. La concentration urinaire de

pS2/TFF1 est nettement plus élevée que la concentration sérique. La grossesse augmente la

concentration urinaire de pS2/TFF. Le niveau d’expression de pS2/TFF1 dans le sein normal est

extrêmement bas. Toutefois, lors de la lactation, de faibles quantités de pS2/TFF1 sont retrouvées dans

le lait (MATHELIN et al., 2005).

ROLES PHYSIOLOGIQUES DE pS2/TFF :

Les TFF ont été récemment décrits pour exercer des fonctions anti-prolifératives, anti‐apoptotiques

et pro‐angiogéniques.

• Rôle anti-prolifératif :

Dans tous les cas étudiés par MALUMBRES et BARBACID (MALUMBRES et BARBACID, 2001)

la présence de pS2/TFF1 est associée de façon significative à une augmentation du nombre de cellules

en phase G1 du cycle cellulaire. L’étude de marqueurs des différentes phases du cycle cellulaire, tels que

la cycline D1, le PCNA (proliferating cell nuclear antigen) et la cycline B1, confirme une modification

de la répartition des cellules dans le cycle au détriment des phases prolifératives S et G2/M. La

régulation du cycle cellulaire est sous le contrôle de kinases spécifiques, les CDK (cyclin dependent

kinases), elles-mêmes contrôlées par des inhibiteurs spécifiques, les CDKI (cyclin dependent kinase

inhibitors). Les quantités de CDKI sont augmentées en présence de pS2/TFF1, conduisant à une

modulation des activités des protéines pRb (suppresseur de tumeur rétinoblastome) et E2F, deux

molécules clés du passage de la phase quiescente G1 à la phase proliférative S. Ainsi, l’activité du

facteur de transcription E2F, responsable de l’expression de molécules indispensables à la phase S, est

diminuée en présence de pS2/TFF1.

• Rôle anti-apoptotique :

Non seulement pS2/TFF1 est antiprolifératif, mais il est également anti-apoptotique, que les stimuli

utilisés pour induire l’apoptose soient d’origine chimique (butyrate, céramides) ou physique (anoikis) ou

encore dus à l’expression forcée de la molécule pro-apoptotique bad. La présence de pS2/TFF1

entraîne toujours une diminution de la mort cellulaire associée à une réduction partielle ou totale de


27

l’activité des caspases 3, 6, 8 et 9 qui sont des effecteurs clés de la mort cellulaire programmée. Ces deux

fonctions, antiproliférative et anti-apoptotique de pS2/TFF1, bien que paradoxales, sont compatibles

avec une fonction de suppresseur de tumeurs.

En effet, la coexistence de ces deux fonctions assure une différenciation tissulaire optimale, bloquant

les cellules en G1, mais les protégeant d’une apoptose souvent associée à un arrêt du cycle cellulaire.

Cette fonction de facteur de différenciation de pS2/TFF1 est en accord avec les données collectées à ce

jour sur pS2/TFF1 tant in vitro qu’in vivo (MATHELIN et al., 2005).

• Rôle dans l’angiogénèse :

PS2/TFF1 possède des propriétés pro-angiogéniques in vivo sur la formation de néovaisseaux dans

la membrane chorio-allantoïde d’embryon de poulets et in vitro sur la formation de pseudo-tubes

vasculaires par les cellules endothéliales du cordon ombilical humain ensemencées sur une matrice de

Matrigel contenant le collagène de type IV et la laminine (RODRIGUES et al., 2003).

TFF1 joue un double-jeu dans les cancers. TFF1 agit comme un gène suppresseur de tumeur

gastrique alors que sa surexpression dans les cancers du sein est associée à des tumeurs hormono-

dépendantes et à la présence de métastases osseuses (BAGUET et al., 2007).

• Rôle dans la migration cellulaire :

PS2/TFF1 joue un rôle clé dans la régénération et la réparation de la muqueuse digestive. Les TFF

ont la capacité d’induire la motilité cellulaire lors du processus de restitution de l’épithélium. Les voies

de signalisation impliquées ne sont pas totalement élucidées. Certaines équipes ont cependant mis en

avant l’implication des voies des tyrosines kinases de la famille src (EMAMI et al., 2004).

Toutes les recherches entreprises montrent que pS2/TFF1 est un gène pléïotropique codant pour

un peptide aux nombreuses fonctions. Les voies de signalisation impliquées restent à découvrir en

grande partie. L’intérêt clinique de pS2/TFF1 est multiple. Il est impliqué dans de nombreuses

pathologies digestives bénignes (ulcère gastroduodénal, rectocolite, maladie de Crohn…) dans

lesquelles il favorise la réparation tissulaire. Dans le cas des cancers mammaires, en plus de son

caractère prédictif de réponse à l’hormonothérapie, la surexpression de pS2/TFF1 par les tumeurs

mammaires constitue un facteur de bon pronostic. Par ailleurs, les taux sériques et urinaires de

pS2/TFF1 sont modifiés dans ces diverses pathologies. Le suivi des dosages de pS2/TFF1 circulants

pourrait constituer une aide à l’appréciation de l’efficacité thérapeutique, voire du risque de récidive

dans certains cas (MATHELIN et al., 2005).


28

II.3.2. L’antigène Ki67

En 1981, TOJO et ses collaborateurs (TOJO et al., 1981) détectent chez un patient lupique un

nouvel anticorps précipitant des antigènes nucléaires solubles auquel ils donnent le nom d'anti-Ki, les

premières lettres du nom de leur patient Kikuta. La même année, HARMON et ses collaborateurs

(HARMON et al., 1981) décrivent un autre anticorps précipitant dans le sérum d'un patient atteint de

lupus et d'un syndrome sec et qu'ils appellent anti-SL (pour Sicca Lupus).

En 1983, GERDES et ses collaborateurs (GERDES et al. 1983) produisent un anticorps monoclonal

qui réagit avec des protéines nucléaires uniquement exprimées dans les cellules prolifératives. GERDES

décrivait donc l’antigène Ki67 après immunisation des souris par injection de noyaux de cellules de

lymphome provenant d’un lymphome de Hodgkin (clone 67 de la plaque 96 puits, étude réalisée dans la

ville de Kiel). Il est présent au niveau du noyau des cellules prolifératives, en phase G1, S, G2 et M. Sa

fonction précise n'est pas connue. Une participation au maintien du pouvoir prolifératif ou au contrôle

du cycle cellulaire est suggérée (ENDL et GERDES, 2000).

L'antigène Ki67 a été identifié par BERNSTEIN et par SAKAMOTO et ses collaborateurs

(SAKAMOTO et al., 1989). Il a été démontré que l’anticorps anti l’antigène ki67 (MIB-1) reconnaît une

protéine non-histone d’une masse moléculaire de 345-395 KDa (2 sous-unités) par analyse en blot dans

uniquement des cellules en prolifération (PETIT et al., 2004).

L’antigène Ki-67 fait partie des marqueurs de prolifération (AHLIN et al., 2007). Des auto- anticorps

anti-Ki-67 ont également été mis en évidence chez des souris MRL (qui développent spontanément des

syndromes lupiques), et dans le sérum de sujets porteurs de lupus systémique (ZUKLYS et al., 1991). Le

gène KI 67 est localisé dans la région chromosomique 10q25-qter (MATSUURA et al., 2000).

En pratique l’index de marquage par le Ki-67 représente le pourcentage de noyaux colorés par

l’anticorps Ki-67 (ENDL et GERDES, 2000). L’antigène KI 67 a une très forte valeur pronostique en

analyse univariée (MATHEUS et al., 2004).

Une étude réalisée par PARK et ses collaborateurs (2007) a démontré que l’antigène KI67 a une

forte expression dans les ganglions lymphatiques atteints par rapport à la tumeur mammaire primaire, et

qu’un index KI67 bas dans la tumeur primaire et ses métastases est un indice de pronostic favorable

quand au développement de la maladie. La protéine KI67 est une protéine nucléaire et nucléolaire non

histone étroitement corrélée au cycle cellulaire. Elle est exprimée dans les cellules prolifératives en mi

G1, son taux augmente durant les phases S et G2 et atteint son pic durant la phase M, la protéine ki67

est rapidement catabolisée à la fin de la phase M et est indétectable dans le reste du cycle cellulaire (G0

et début de G1) (PETIT et al., 2004). La protéine Ki-67 est principalement localisée dans le nucléole


29

durant la phase G1, puis dans le nucléoplasme en fin de phase S (ZUKLYS et al., 1991 ; AHLIN et al.,

2007).

L’antigène KI67 présente une distribution topographique différente au cours des différentes phases

du cycle cellulaire (GILBERT et al., 1995) (Figure 11).

II.3.3. L’oncogène c-erbB-2 (Her2 /Neu)

L’activation et la surexpression des oncogènes cellulaires jouent un rôle majeur dans le

développement des cancers humains. Un membre important de la famille des oncogènes est le gène

Human Epidermal Growth Factor Receptor 2 (HER-2).

Le gène HER-2 (ERBB2, neu, c-erbB-2) est localisé sur le chromosome 17q et code la protéine

transmembranaire HER-2, un récepteur de facteur de croissance ayant une activité tyrosine kinase (ou

RTK). La protéine HER-2 occupe également une place importante dans le développement de nouvelles

classes thérapeutiques antitumorales qui ne sont ni cytotoxiques, ni antihormonales mais qui ciblent les

voies associées à l’activation des RTK et donc, visent à inhiber les différentes étapes de la transduction

des signaux de différenciation, de prolifération, d’invasion ou de survie cellulaires. Le gène HER-2 est

amplifié dans environ 18 à 20 % des cancers du sein primaires, l’amplification génique étant

l’augmentation du nombre de copies de gène par chromosome (MEDECINE NUCLEAIRE 34 (2010)

66–71).

Figure 11 : KI-67 en métaphase - Atténuation sur la profondeur - aplat

avec semi-relief (gradient local). (GILBERT et al., 1995).


30

II.3.3.1. Biologie du récepteur HER-2 dans la cellule normale et dans la cellule tumorale

mammaire

� Structure et activation du récepteur HER-2

Le récepteur HER-2 appartient à la famille HER des récepteurs de facteur de croissance dont le chef

de file est le récepteur de facteur de croissance épidermique epidermal growth factor receptor 1

(EGFR) ou HER-1. C’est un récepteur transmembranaire à activité tyrosine kinase de 185 kDa (ou

p185HER-2) qui présente une structure bien caractéristique organisée en trois domaines :

_ Un domaine extracellulaire présentant deux domaines riches en cystéine (ou boucles de

dimérisation) et deux domaines de liaison du ligand ;

_ Un domaine transmembranaire qui permet l’ancrage du récepteur dans la membrane cellulaire ;

_ Un domaine intracytoplasmique riche en résidus tyrosine qui comprend le domaine catalytique

tyrosine kinase.

Comme tout récepteur transmembranaire, les récepteurs de la famille HER sont activés par

dimérisation induite après fixation d’un ligand spécifique. Pour HER-2, aucun ligand spécifique n’a été

identifié. Le récepteur HER-2 possède en fait une configuration très particulière de son domaine

extracellulaire et, plus précisément, une configuration « ouverte » mimant un état de dimérisation

permanente qui lui permet d’interagir comme partenaire privilégié avec les autres récepteurs de la même

famille (BURGESS et al., 2003) .Alors que les autres récepteurs HER ont une configuration « repliée »

en l’absence de fixation de leur ligand, HER-2 se dimérise sans avoir lui-même fixé de ligand spécifique

direct. Dans la cellule normale, HER-2 est activé par dimérisation avec un autre récepteur de la même

famille.

Les hétérodimères contenant HER-2 (HER-2/HER-1, HER-2/ HER-3 et HER-2/HER-4) sont

très stables, plus puissants que les hétérodimères ne contenant pas HER-2 (HER-1/HER-3, HER-

1/HER-4) et vont activer de multiples voies de signalisation intracellulaire impliquées dans la

transduction des signaux de différenciation, de prolifération et de migration cellulaires (YARDEN et al.,

2001).

� Fonctions physiologiques du récepteur HER-2

Chez l’homme, la protéine HER-2 est normalement exprimée dans l’épithélium de très nombreux

organes (sein, poumon, estomac, vessie, pancréas, prostate, placenta. . .) et à de très faibles niveaux dans

le myocarde. Elle dirige tout un réseau hiérarchisé et complexe de signalisation qui implique les quatre


31

récepteurs de la famille HER (CITRI et al., 2006). Les signaux transmis par les hétérodimères contenant

HER-2 sont contrôlables et conduisent à une croissance cellulaire normale.

� Rôle de cerb-B2

Le c-erbB-2 est présent à la surface des cellules normales où il participe à la croissance et à la

différenciation cellulaire. La protéine c-erbB-2 de 185 KDa ou p185 est codée par le gène c-erb-B2 ou

HER2/neu, proto-oncogène situé sur le bras long du chromosome 17 (17q21.1) (HOLBRO et al., 2003).

Des études in vitro et in vivo ont démontré le rôle de HER2 à différents niveaux du processus tumoral:

• la prolifération cellulaire ;

• la transformation maligne de lignées cellulaires en culture ;

• la mobilité cellulaire (élément déterminant dans le potentiel métastatique des cellules tumorales).

L’amplification et/ou la surexpression de HER2 serait une des causes de transformation cancéreuse

des cellules par un mécanisme de potentialisation de la croissance cellulaire.

HER2 se comporterait donc comme un amplificateur de signaux de la croissance cellulaire par

l’intermédiaire de son activité tyrosine kinase intrinsèque lors d’une liaison avec un autre récepteur de la

famille HER ou lors de sa surexpression, par la formation possible de dimères HER2–HER2 ( THOR,

2001 ; KUMAGAI et al., 2003).

L’intérêt de HER2 est de disposer d’un anticorps thérapeutique, appelé trastuzumab et

commercialisé par le laboratoire Roche sous le nom d’Herceptin®. Le trastuzumab est un anticorps

monoclonal dirigé contre le domaine extracellulaire du récepteur HER2 utilisé dans le cancer du sein

métastatique avec surexpression tumorale de HER2, surexpression classée +++ en immunohistochimie

(IHC) (HORTOBAGYI, 2001).

� Les conséquences de la surexpression HER-2 dans la cancérogenèse mammaire

La cellule épithéliale normale contient environ 20 000 à 50 000 molécules de récepteur HER-2. La

cellule épithéliale tumorale surexprimant HER-2 renferme plus de 500 000, voire jusqu’à deux millions

de molécules HER-2. Lorsque surexprimée, la protéine HER-2 acquiert un pouvoir oncogénique qui lui

confère un rôle-clé dans la tumorigenèse mammaire, d’une part, en se dimérisant de manière

permanente et non contrôlée et, d’autre part, en subissant le clivage de sa partie extracellulaire par les

métalloprotéases matricielles (SINGER et al., 2008). La dimérisation permanente des récepteurs HER-2

conduit à une activation excessive de la transduction des voies de signalisation induite par les récepteurs

de la famille HER, en potentialise les effets et de ce fait, déclenche un signal mitotique très puissant.


32

Le clivage protéolytique du domaine extracellulaire du récepteur HER-2 conduit à la formation d’un

récepteur HER-2 tronqué de sa partie extracellulaire, la protéine intracytoplasmique p95HER-2. Cette

dernière possède une activité tyrosine kinase exacerbée qui lui confère une forte capacité

d’autophosphorylation et de phosphorylation des substrats impliqués dans la transduction du signal

mitogénique. De plus, la surexpression du récepteur HER-2 favorise la formation des homodimères

HER-2 normalement peu actifs, mais qui lorsque tronqués de leur partie extracellulaire sont activés de

manière permanente et acquièrent un pouvoir oncogénique.

II.3.4. LES PROTEASES

Des taux élevés de protéases et de cathepsine D sont retrouvés chez des patientes présentant un

risque de rechute accru. Toutes les études publiées montrent que des taux élevés de protéases et de

cathepsine D sont prédictifs de la survenue de métastases à distance et de rechute, en particulier chez

les patientes sans envahissement ganglionnaire, où ces facteurs ont une valeur pronostique

indépendante de la taille tumorale et du grade (SCHOLZEN et GERDES, 2000).

II.3.5. Les Récepteurs hormonaux aux œstrogènes et à la progestérone

(RE, RP)

La détermination des récepteurs aux œstrogènes (RE) et à la progestérone (RP) permet de prédire

une éventuelle réponse à un traitement hormonal. Environ 50 a 60% des tumeurs du sein confondues

contenant des RE répondent à une hormonothérapie (JANSEN et al., 1971), ce pourcentage

augmentant si le taux des RE est élevé (supérieur à 100 fml/mg protéine). Cependant, il convient de

tenir compte de I’ âge puisque le taux des RE augmente avec I’ âge et l’état ménopausique (MARTIN et

al., 1989). Les récepteurs hormonaux ont également un intérêt pronostic intrinsèque, que ce soit RE ou

RP, seuls ou en association (KNIGHT et al., 1977 ; MCGUIRE, 1980). La plupart des auteurs

rapportent une valeur pronostique de RE qui semblait avoir une valeur pronostique uniquement au

début de la maladie, ou encore limitée à certains sous groupes de patientes.

Le poids pronostic des récepteurs hormonaux ne fait donc pas I ‘objet d'un consensus, en raison

probablement de la difficulté de comparer les différentes études entre elles, en particulier en cas

d'analyse multifactorielle. II est délicat d'obtenir des séries homog6nes de patientes, avec des techniques

et des seuils de dosages comparables, la prise en compte d'autres paramètres biologiques ou encore I’

existence de chimiothérapies adjuvantes. Néanmoins, le mauvais pronostic des tumeurs RE-RP

négatives parait actuellement bien établi.

Les méthodes de dosages des RP et RE font appel aux techniques utilisant un radio ligand (RLA)

(THORPE et al., 1986). Cette méthode reste la référence, bien qu'utilisant une quantité notable de tissu.


33

L'élaboration d'anticorps monoclonaux (KING et al., 1984), a permis de réaliser des méthodes

immunologiques simples (immunodosages) qui sont bien corrélées avec le RLA, à condition toutefois

de respecter complètement les étapes préalables de préparation du cytosol (GOUSSARD et al., 1988).

Les techniques immunohistologiques de détermination des récepteurs connaissent un fort

développement (KING et al., 1985).EIles permettent en effet de travailler sur matériel de

cytoponctions ou sur pinces préalablement incluses en paraffine et d'apprécier I’ hétérogénéité

d'expression des récepteurs. Néanmoins, la reproductibilité délicate et I ‘absence de contrô1e de qualité

en font des outils encore difficilement applicables à la clinique.

L'intérêt pronostic des autres récepteurs hormonaux a aussi été étudié, parmi lesquels le récepteur à

la prolactine et le récepteur à I'IGF1 (CULLEN et al., 1990).

II.4. Epidémiologie du cancer mammaire

Le cancer du sein est aujourd’hui le cancer féminin le plus fréquent, c‘est la première cause de

mortalité par les cancers gynécologiques des femmes dans les pays développés (GORZA et al., 2008).

Environ deux tiers de ces cancers expriment des récepteurs hormonaux à la surface des cellules

cancéreuses. En France, le cancer du sein est le plus fréquent des cancers de la femme, avec 49 814

nouveaux cas par an et 11 308 décès féminins en 2005.

Le taux de mortalité augmente avec l’âge. Le taux d’incidence augmente avec un pic aux alentours de

65 ans. L’incidence du cancer du sein croit régulièrement depuis 1980, de +2, 4% en moyenne par an.

A l’inverse, le taux de mortalité décroit lentement depuis les années 1998-2000, de -1, 3% en moyenne

chaque année (GORZA et al., 2008).

L’extension de la pratique du dépistage organisé entre 1990-2003 puis sa généralisation en 2004

pourrait expliquer en partie l’évolution divergente entre l’incidence et la mortalité, auxquelles s’ajoute

l’amélioration de la prise en charge thérapeutiques (ROCHEFORT et al., 2008).

L’augmentation de l’incidence du cancer du sein est observée dans tous les pays du monde où elle

est mesurée. Cependant, les différences entre pays restent considérables. Un facteur 10 sépare les pays à

bas risque des pays à haut risque. Les études épidémiologiques montrent, en outre, que les femmes

migrant d’un pays à bas risque vers un pays à haut risque acquièrent le risque du pays d’accueil

(ZIEGLER et al., 1993). Ces éléments indiquent clairement que l’environnement est en cause dans

l’étiologie de la maladie.

Toutefois, les facteurs de risque concernés ne sont pas complètement connus. Si l’adoption d’un

style de vie « occidental » est certainement une explication de la tendance observée dans les pays

asiatiques qui étaient initialement à très bas risque, il reste à déterminer les éléments de ce style de vie


34

qui jouent les rôles principaux. Ces mêmes facteurs ont joué un rôle prépondérant dans les pays qui

sont aujourd’hui à haut risque, lorsque la croissance simultanée de l’incidence et de la mortalité y a

débuté. Mais, à partir des années 1980, le dépistage est la principale explication de la croissance de

l’incidence dans les pays qui ont adopté cette méthode de prévention, l’incidence des tumeurs in situ et

des tumeurs de petite taille a augmenté exponentiellement et celles des tumeurs plus agressives a

diminué modestement, suggérant l’existence d’un sur-diagnostic (ANDERSON et al., 2006). Ce

phénomène, ajouté aux progrès thérapeutiques observés dans la même période, a conduit à une

décroissance de la mortalité.

Le cancer du sein est le plus fréquent des cancers dans les pays occidentaux et constitue le premier

cancer féminin dans le monde avec environ 1 million de cas par an (DUMITRESCU et al., 2005). Le

cancer du sein est essentiellement féminin avec moins de 1 % des cas de cancer du sein chez l’homme

(WEISS et al., 2005). Le cancer du sein reste rare chez les hommes puisque 1% d’entre eux présentent

cette pathologie. En 2005, sur 60 000 femmes qui sont décédées d’un cancer, environ 11 000 l’ont été à

la suite d'un cancer du sein, ce qui fait de cette maladie la première cause de mortalité par cancer chez la

femme. Avec près de 42 000 nouveaux cas estimés chaque année, cela représente 36, 7 % de l’ensemble

des nouveaux cas de cancers chez la femme. Une femme sur 10 développera un cancer du sein au cours

de sa vie. Cette pathologie est rare avant 30 ans, 95% des cas surviennent après 40 ans dont près de la

moitié sont diagnostiqués entre 50 et 69 ans. Par ailleurs, son incidence s’accroît régulièrement, + 60%

en 20 ans, ce qui fait de cette pathologie un problème majeur de santé publique (TRETARRE et al.,

2004 ; HILL & DOYON, 2008).

En dépit de la multitude des enquêtes entreprises pour tenter de découvrir des facteurs de risque

susceptibles de jouer un rôle dans la genèse de cette pathologie, de nombreux points ressent à éclaircir.

Les facteurs de risque du cancer peuvent être endogènes (provenant de l’organisme) ou exogènes

(extérieurs de l’organisme). Il n’existerait pas de facteur unique responsable de l’apparition d’un cancer

du sein. En réalité, plusieurs facteurs de risque susceptibles d’augmenter le développement de ce type

de cancer ont été mis en évidence : facteurs familiaux et génétiques, environnementaux et hormonaux.

L’histoire familiale est associée, de manière régulière, à un risque accru de cancer du sein. Le risque

relatif pour toute forme de parente est d’environ 1, 9 et l’excès de risque est plus marqué, chez une

proche parente (mère, fille ou sœur), avant l’âge de 50 ans (http://www.c cancer 2009).

II.4.2.Le cancer du sein chez les femmes jeunes

Le cancer du sein survenant chez la femme jeune représente, dans l'esprit du praticien, un problème

particulier compte tenu des enjeux médicaux et affectifs majeurs que ce diagnostic engendre. La

définition même de cancer du sein de la femme jeune n'est pas univoque. Selon les études, une femme «


35

jeune » correspond à une femme de moins de 35 ans, de moins de 40 ans, voire simplement

préménopausée. Le cancer du sein de la femme de moins de 35 ans représente un problème rare. La

proportion de femmes atteintes avant l'âge de 30 ans est estimée à 1 %, et à 6, 5 % entre 30 et 40 ans,

rapportée à l'ensemble des cancers du sein (WINCHESTER, 1996).

L'âge moyen des patientes et des témoins est respectivement 44, 9±12 ans et 44, 1±10, 2 ans. Il

ressort de cette étude que 35, 7% des patientes ont moins de 50 ans, 33, 7% ont moins de 39 ans, 16,

3% entre 50 et 59 ans et seulement 14, 3% ont plus de 60 ans. 76, 4% des patientes présente un

carcinome canalaire infiltrant (42, 6% de grade III (SBR), 54, 5% de grade II et 2, 9% de grade I).

Chez les femmes jeunes, d'un point de vue épidémiologique, la question d'une prédisposition

génétique se pose avec d'autant plus d'acuité. Trois gènes sont actuellement reconnus comme étant à

l'origine de ces formes héréditaires : TP53 dans le syndrome de Li et Fraumeini (ENG et al., 1997),

BRCA1 et BRCA2, responsables respectivement de la transmission héréditaire de cancers du sein et de

l'ovaire, ou du sein seul (EISINGER et al., 1999). Les mutations des gènes BRCA1 et BRCA2 ont plus

particulièrement été étudiées chez les femmes jeunes. BRCA2 semble moins souvent impliqué chez les

femmes jeunes, même si l'existence d'une mutation germinale augmente significativement le risque de

cancer du sein (KRAINER et al., 1997). Les femmes jeunes atteintes de cancer du sein sont donc

souvent des membres fondateurs, en étant les premières de la famille à porter une mutation germinale

d'un gène de prédisposition, en particulier BRCA1. Le pronostic des cancers du sein de la femme jeune

est généralement considéré comme moins bon. Il est difficile de démontrer que l'âge est en lui-même

un facteur pronostique indépendant, et ce sont surtout les particularités de présentation des cancers

chez la femme jeune qui en altèrent le pronostic global (WINCHESTER, 1996).

Pour Lee et al.(LEE et al., 1992), la survie des femmes de moins de 30 ans est à 5, 10 et 30 ans

inférieure de 10 % à 20 % à la survie des femmes de plus de 30 ans. Ces auteurs insistent également sur

le risque à long terme de cancer controlatéral et de deuxième tumeur primitive. Ces données sont

confirmées par le suivi de 210 femmes de moins de 40 ans du registre du Connecticut, où la survie

spécifique à 50 ans est de 69 % avant 40 ans, et de 71 % à 84 % après 40 ans (CHUNG et al., 1996), et

par les données de la National Cancer Data Base nord-américaine (WINCHESTER et al., 1996). Ce

mauvais pronostic est rattaché avant tout à des caractéristiques biologiques plus généralement

agressives du cancer du sein de la femme jeune et, par exemple, une augmentation du taux d'expression

de la protéine p53, une diminution de l'expression des récepteurs aux œstrogènes et un fort taux de

tumeurs de haut grade ont souvent été rapportés (WALKER et al., 1996). La majorité des données de la

littérature concernant le traitement locorégional évoquent une nette augmentation du risque de rechute

locale tardive après traitement conservateur (tumorectomie associée à la radiothérapie) chez les femmes

de moins de 35 ans (environ 30 %) par rapport aux femmes de plus de 35 ans (environ 3 %)


36

(FOURQUET et al., 1989 ; VILCOQ et al., 1981).Ces chiffres n'ont cependant pas été confirmés par

d'autres équipes (WINCHESTER, 1996 ; KIM et al., 1998).Les facteurs habituellement reconnus

comme étant prédictifs d'une rechute locale (taille tumorale, marges d'exérèse, composante in situ,

envahissement ganglionnaire axillaire) s'appliquent aux femmes jeunes comme aux femmes plus âgées,

et doivent gouverner de la même manière les indications de mastectomie. Aucune étude ne s'est

penchée de manière spécifique sur les indications de traitement systémique des femmes de moins de 35

ans. L'attitude actuelle n'est donc pas spécifique et repose sur les conférences de consensus

européennes ou nord-américaines. Plusieurs questions restent non résolues. Les cancers de la femme

jeune ont un pronostic moins bon, essentiellement attribué à leurs caractéristiques biologiques qui

permettront peut-être de mieux définir les sous-groupes pronostiques et les indications thérapeutiques.

Une étude rétrospective de cas de carcinomes infiltrants du sein a été établie avec le recueil des

paramètres cliniques, histologiques et thérapeutiques. Établissement des taux de survie sans récidive et

de survie globale à 5 ans. Treize cas de carcinomes ont été observés parmi les 9900 cas traités de janvier

1977 à juillet 2005. L’âge moyen des patientes au moment du diagnostic était de 23, 3 ans (IC = 1). Le

délai diagnostique était de 6, 6 mois (IC = 2, 5). Cliniquement, la taille tumorale moyenne était de 28, 78

mm (IC = 6, 06) se répartissant en 46 % de T1, 31 % de T2 et 23 % de T4d. Nous retrouvions 92, 3 %

de carcinome canalaire infiltrant, avec dans 30 % des cas une composante in situ, dans 53, 8 % des cas

un grade 3 histopronostique et dans 23 % des cas un envahissement ganglionnaire axillaire. Les

récepteurs hormonaux étaient positifs dans 61, 5 % des cas. Au cours du suivi de la maladie, nous

avons déploré deux décès soit un taux de survie globale à 5 ans de 91 % et 6 récidives soit un taux de

survie sans récidive à 5 ans de 66, 5 %. Globalement le pronostic du cancer du sein chez les femmes

jeunes (âge < 40 ans) apparaît plus défavorable mais sans déceler de différence pronostique dans le

sous-groupe des femmes très jeunes (âge <26 ans), ni de caractéristiques propres sur le plan clinique ou

histologique (La Presse Medicale, 2006).

Le cancer du sein survenant chez la femme très jeune est rare et son diagnostic et sa prise en charge

sont parfois difficiles. Les résultats soulignent que le pronostic défavorable du cancer du sein chez les

femmes très jeune et incitent à adapter en fonction de l’ensemble des facteurs pronostiques les

indications des thérapeutiques locales et des traitements adjuvants systémiques et hormonaux.

(BAKKALI et al., 2003).

D'après une observation de la Société française de sénologie et de pathologie mammaire (SFSPM),

7% des femmes touchées par le cancer du sein auraient moins de 40 ans, tandis que 27% des cas

recensés concernent les femmes de moins de 50 ans. (http://www.maxisciences.com, 2010) lettre de

sénologue sept 2010. Il a ainsi été révélé que près d'une femme sur dix atteintes d'un cancer du sein est


37

âgée de moins de 40 ans. De plus, il a également été mis en évidence que le nombre de cancers du sein

pour ces jeunes femmes a augmenté de 25% entre 2002 et 2008, une augmentation expliquée par des

premières grossesses de plus en plus tardives chez les femmes françaises. Pour autant, les cancers

diagnostiqués chez les femmes de moins de 40 ans sont souvent plus agressifs.

II.4.3.Le cancer du sein chez les femmes âgées

Il n’y a actuellement pas de consensus sur la nature évolutive des cancers du sein chez la femme âgée

; ils ne sont probablement pas de meilleur pronostic. Il est probablement faux de penser que ces

cancers sont obligatoirement moins évolutifs, même chez les femmes âgées le cancer du sein est

hétérogène. Touchant une femme sur douze, le cancer du sein est un réel problème de santé publique.

Moins fréquent avant 40 ans (principalement des cancers prédisposés par des mutations de gènes

suppresseurs de tumeurs), son incidence croît rapidement pour atteindre un pic entre 60 et 65 ans, un

tiers se développant chez des femmes de plus 70 ans. Les projections pour les années à venir montrent

que 60 à 65% des personnes traitées pour cancer dans la communauté européenne auront plus de 65

ans (PIGNON et al., 2000).Le cancer du sein chez la personne âgée représente, et représentera donc de

plus en plus, une pathologie couramment rencontrée dans notre pratique médicale. Or,

malheureusement, à l'heure actuelle, beaucoup de médecins considèrent l'âge comme le principal

facteur limitant le traitement du cancer du sein. Cette attitude est principalement expliquée par le

manque d'informations et de consensus thérapeutiques précis. Cette lacune est elle-même secondaire au

manque d'études randomisées susceptibles de déterminer des lignes thérapeutiques basées sur l'EBM

(Evidence-based médicine).

Tout d'abord, malgré le lien évident entre l'âge et le cancer du sein, ce diagnostic est en général posé

plus tard chez les femmes plus âgées (intérêt limité de la femme âgée pour l'auto-examen ou la

mammographie, accessibilité des centres de dépistage, etc.). Ensuite, le cancer du sein présente des

caractéristiques biologiques propres aux personnes âgées. Ainsi, on observe un plus grand nombre de

tumeurs présentant des récepteurs hormonaux (œstrogène et progestérone) et l'expression des

marqueurs d'agressivité biologiques (le grade, le pourcentage de cellules en phase S, la mutation du p-53

et la surexpression de c-erbB-2) est moins fréquente (WYLD et al., 2003). Concernant le type

histologique de la tumeur, on remarque une proportion plus importante de cancers mucineux,

lobulaires ou papillaires par rapport aux femmes jeunes (DIAB et al., 2000 ; BERG et al., 1995). Au

niveau macroscopique, on observe un nombre plus important de tumeurs dont le volume est supérieur

à 5 centimètres et moins d'infiltration ganglionnaire. En règle générale, les cancers du sein chez la

femme âgée semblent moins agressifs mais cette population n'est pas pour autant épargnée par des

cancers d'emblée très agressifs ou par les cancers inflammatoires. De récentes observations montrent


38

qu'environ 48% des patientes âgées de 65 ans ou plus sont diagnostiquées au stade déjà métastatique

(RIESLAG et al., 2002).

Une fois le diagnostic posé, la discussion principale se situe dans le choix du traitement adéquat. En

effet, le cancer du sein représente la principale cause de décès des femmes entre 35 et 55 ans ; par

contre à partir de 70 ans, ce sont les maladies cardiovasculaires qui entraînent le plus grand nombre de

décès. De plus, les personnes âgées se montrent souvent plus réticentes à un schéma thérapeutique plus

agressif. Lors du choix du traitement à appliquer, il est donc essentiel de tenir compte de facteurs

généraux tels que l'âge physiologique, les pathologies associées et le niveau d'autonomie de la personne

âgée afin de ne pas «sur-traiter» une personne qui va peut-être développer ou aggraver une pathologie

sévère qui lui sera fatale. Les données du National Cancer Institute aux États-Unis tendent à montrer

qu’à stade égal la survie à cinq ans est identique pour toutes les tranches d’âge entre 35 et 84 ans.

Environ 30% des cancers du sein se développent chez les patientes âgées de 70 ans et plus

(YANICK et al., 1997) et cette proposition est amenée à s’accroître parce que l’âge en lui – même est un

facteur de risque de développer un cancer et que l’espérance de vie augmente. Les patientes jeunes (<40

ans) ont plus volontiers des tumeurs aux caractéristiques plus péjoratives puisqu’elles évoluent plus

défavorablement que les tumeurs des patientes plus âgées.

Les tumeurs des patientes jeunes ont tendance à être moins bien, différenciées que celles des

patientes plus âgées et de suivre une évolution plus agressive bien que des données contradictoires

soient également disponibles (HOLMES et al., 1989) .Certains suggèrent que l’évolution clinique est

essentiellement semblable pour touts les groupes d’âge sauf pour les femmes jeunes (<40 ans) comme

mentionné plus haut (HERBSMAN et al., 1981). Lorsque les femmes post-ménopausées sont

subdivisées en plusieurs groupes en fonction de leur âge (50 -64-65-74, >74 ans) il a été observé que le

groupe le plus âgé avait des tumeurs d’un diamètre supérieur aux autres, ainsi qu’une plus grande

fréquence de l’envahissement ganglionnaire. En revanche, les récepteurs hormonaux, récepteurs

d’œstrogène et de progestérone, étaient observés plus souvent dans le groupe des personnes les plus

âgées contrairement à l’invasion vasculaire péri tumoral et à la surexpression d’ HER 2.

Certains types histologiques de tumeurs tendent à être plus fréquents chez les patientes plus âgées

comme le carcinome colloïde. L’association positive entre l’âge croissant et certaines caractéristiques

biologiques des cancers du sein est confirmée par les analyses de la base de données de San Antonio

dans laquelle autre l’association avec la positivité des récepteurs hormonaux, on observe que les

tumeurs des patientes âgées ont un taux de prolifération en moyenne, inférieur aux tumeurs de

patientes plus jeunes et qu’elles sont plus souvent diploïdes qu’aneuploïdes. De même, la protéine p53

est plus souvent normale et le gène HER2 présente moins souvent de surexpression ou d’amplification.


39

Dans cette même analyse, la surine observée des patientes ne présentant pas de métastase

ganglionnaire locorégionale et /ou ayant des petites tumeurs, est quasi superposable à celle de la

population générale du même âge (DIAB et al., 2000). En France, 20% des cancers du sein surviennent

après 75 ans. A cet âge, l’espérance de vie moyenne est encore supérieure à 13 ans. Comment s’inscrire

dans une attitude de renoncement ? « Que la femme soit jeune ou âgée, l’annonce du cancer fait

toujours l’effet d’une bombe » rappelle le Dr Elisabeth Carola, oncogériatre au centre hospitalier de

Senlis. Mais, à partir de 75 ans, il n’y a plus de dépistage organisé comme entre 50 et 74 ans. « Il faut

cependant continuer à pratiquer un dépistage individuel. Car le pronostic est meilleur si le dépistage est

précoce, comme pour les femmes plus jeunes » prévient-elle. « Les indications chirurgicales sont les

mêmes, et si une ablation de la tumeur seule est possible la mastectomie doit être évitée. »

Matériel et Méthodes

40

III. Matériel et MéthodesMatériel et MéthodesMatériel et MéthodesMatériel et Méthodes

III.1. Etude clinicopathologique

74 patientes atteintes de carcinomes canalaires infiltrants mammaires ont été recrutées dans cette

étude. Il s’agit de patientes diagnostoquées à l’Hôpital Militaire Universitaire et Régional d’Oran

(HMURO) depuis l'an 2006 jusqu'au 2009. Les patientes ont été réparties en deux groupes selon l’âge.

Le premier groupe représente les femmes jeunes ne dépassant pas 40 ans (Tableau XIII), le second est

composé de femmes âgées de plus de 40 ans (Tableau XIV). Les données pronostiques recueillies sont

présentées sur le Tableau IV.

Facteur Définition

Age L’Age des patientes estimé en Années

Sein Le sein touché : Droit, Gauche ou les Deux

Diam Diamètre de la tumeur

Grd SBR Grade SBR : I, II ou III

Q Analyse qualitative des marqueurs RO, RP, HER2, Mib1 et PS2

Sc Score des marqueurs : RO, RP, HER2, Mib1 et PS2

% Pourcentage des marqueurs RO, RP, HER2, Mib1 et PS2

III.2. Etude biologique

III.2.1. Matériel Biologique :

L’étude a porté sur 49 patientes parmi les femmes recrutées. Pour chaque patiente, un bloc de

paraffine de la tumeur fournie par le laboratoire d’anatomopathologie de l’Hôpital Militaire

Universitaire et Régional d’Oran (HMURO), a été étudié.

Tableau IV : Facteurs pronostiques traités des malades recrutées


41

III.3. Méthodes :

III.3.1. Préparation des tissus.

Les blocs tumoraux ont été préparés selon les techniques standards : Fixation dans du formol (4%),

déshydratation dans des bains d’alcool à concentrations croissantes, substitution dans des bains de

toluène puis dans de la paraffine.

Pour notre étude, 7 lames (de coupes sériées) de 4 à 5 µm par bloc ont été réalisées à l’aide du

microtome (Biocut de Reichert-jung) : 5 lames pour l’immunohistochimie et deux autres lames pour

l’histologie, ce qui correspond à un total de 343 lames dont 98 lames histologiques et 245 lames

immunohistochimiques. Les coupes ont été étalées sur les lames en suivant la technique du bain-marie

qui consiste à faire flotter le ruban dans ce dernier, préchauffé à 40°c puis récupérer la coupe

histologique désirée directement via la lame qui y adhère sans substance collante.

III.3.2. Histologie classique :

Les lames sont colorées dans un automate à coloration d’hématoxyline-Eosine. L’ hématoxyline de

HARRIS colore les noyaux en violet foncé, l’éosine, les cytoplasmes en rose (Tableau V). Les lames

colorées et lamelles sont montées à l'Eukitt.

Tableau V: Le programme automate de la coloration

d’hématoxyline-Eosine (HE).

N° bac Solution utilisée Temps

1 Xylène 10 min

2 Xylène 10 min

3 Xylène 10 min

4 Alcool Absolu 30 sec



7 Hématoxyline 8 min

8 Eau distillée 10 min

9 Alcool Acide 2 sec

10 Eau distillée 2min

11 Eau Ammoniaque 15 sec


13 Eosine 3 min




17 Xylène 10 min

18 Xylène 10 min


42

III.3.3. Immunohistochimie

III.3.3.1. Préparation des échantillons

Avant le marquage immunohistochimique, les tissus sont fixés et traités. La fixation prévient

l’autolyse et la putréfaction des coupes de tissus, pré suivre l’antigénicité, améliore l’indice de réfraction

des composantes du tissu et augmente la résistance des éléments cellulaires au traitement du tissu. Le

traitement du tissu inclut la déshydratation et l’élimination des agents déshydratants.

III.3.3.2. Immunomarquage

L’immunomarquage à la protéine PS2, à l’antigène Ki67, à l’oncoproteine HER2, aux récepteurs RE

et RP passe par des étapes identiques qui sont :

• Etape 1 → Solution de blocage à la peroxydase

• Etape 2 → Anticorps primaire ou réactif de contrôle négatif

• Etape 3 → Anticorps de liaison Biottinyle / LINK

• Etape 4 → Streptavidine (HRP)

• Etape 5 → Solution substrat chromogène

• Etape 6 → Contre-coloration à l’hématoxyline de Mayer (facultative)

• Etape 7 → Montage des lames par Faramount / code S3025

La technique immunohistochimique que nous avons suivie est celle utilisée au CPMC (Centre Pierre

et Marie Curie) d’Alger adaptée au niveau du laboratoire d’anatomopathologie.

Des coupes histologiques d’une épaisseur de 2 à 3 µm ont été réalisées et montées sur des lames

silanisées afin d’éviter le décollement des coupes lors des différentes procédures

immunohistochimiques. Les lames sont déparaffinées dans des bains de xylène et réhydratées dans des

bains successifs d’alcool à concentrations décroissantes (100°c, 90°c, 70°c) puis rincées à l’eau distillée.

Les échantillons passent au démasquage antigénique avec une dilution de 1/10 ème de solution pour

restaurer l’immunoréactivité de l’antigène recherché : la protéine Ps2, le ki-67 ; l’Her2, les récepteurs RE

et RP ensuite ils sont délimités par le DAKOPEN. Ces échantillons sont trempés dans un bac

contenant la solution de démasquage, ramenés la température à 99°C au bain –marie. Ces échantillons

subissent un refroidissement de 20 minutes sur la paillasse. Les lames sont ensuite rincées à l’eau

distillée, placées dans la chambre humide et délimitées par le Dakopen. Afin d’effectuer le blocage des

peroxydasses endogènes, on applique suffisamment la solution oxygénée (H2O2) pour recouvrir le tissu

dont il est incubé pendant quelques minutes. Les lames sont placées dans un bain de TBS dilué au 1/10

ème. Elles sont incubées avec l’anticorps primaire, puis rincées au TBS (solution de lavage) ensuite


43

incubées avec l’anticorps secondaire couplé au complexe streptavidine /biotine / peroxydase (méthode

enzymatique). Les lames sont rincées une autre fois puis on applique le révélateur DAB

(Diaminobenzidine Tetrahydrochloride) associé avec quelques gouttes de chromogène incubées dans la

chambre humide.

III.3.3.3. Coloration des lames immunohistochimiques

La coloration des lames passe par trois différents bacs, le premier renferme l’hématoxyline de Mayer

avec quelques plongées, le second bac contient de l’eau distillée ammoniaquée (quelques plongées) et le

dernier bac est le bac d’eau distillée avec toujours quelques plongées. Enfin, les échantillons peuvent

être montés et couverts avec un milieu de montage aqueux tel que Faramount (code S3025) ou

Glycergel (code C0563).

III.4. Quantification de l’hétérogénéité intratumorale

III.4.1. Acquisition des images

Cette partie de travail a été réalisée au laboratoire « Adaptation et Pathogénèse des Micro-

organismes, LAPM, UMR 5163 CNRS –Université Joseph Fourier, Institut Jean Roget ; GRENOBLE.

Nous avons utilisé un microscope Axio cam MRm Zeiss (Axioskop2 plus HAL100-Références :

98595). L’ensemble est géré par un micro-ordinateur. Pour pouvoir estimer l’hétérogénéité

intratumorale, en plus du multimarquage, un échantillonnage systématique a été réalisé sur les coupes

histologiques. Chaque coupe histologique sur lame et lamelle a été fractionnée en plusieurs champs. A

partir d’un champ microscopique quatre images aléatoires ont été acquises pour réaliser la

quantification des marqueurs membranaire, cytoplasmique, nucléaire, récepteurs hormonaux (RE, RP).

Le nombre de champs varie selon la surface de la coupe.

III.4.2. Evaluation quantitative des marqueurs

Les images ont été traitées à l’aide du logiciel Matlab 7,6. La quantification des biomarqueurs a été

réalisée par le pourcentage des noyaux marqués identifiés par l’intensité lumineuse d'une couleur

spécifique.

Cette étude est réalisée suivant le protocole d’échantillonnage mis en place pour évaluer

l’hétérogénéité intratumorale, nous avons choisi une méthode d’échantillonnage aléatoire selon

HOWARD et REED, 1998 subdivisant les lames en champs allant de 9 à 13 champs selon la surface de

l’échantillon.

Les paramètres étudiés sont l’index de marquage (IM) et le coefficient de variation (CV) de

l’expression de chaque marqueur.


44

IM (%) = (nM i /nTi) x 100.

(i : champs ; nM : nombre de cellules marquées au Ki-67 ; nT : nombre totales des cellules

marquées et non marquées).

CV= δ / µ. (δ : écart type ; µ : moyenne)

III.4.3. Analyse statistique

L’analyse statistique des données a été réalisée à l’aide du logiciel SPSS® sur PC. Dans la règle

générale, l’ensemble des résultats est représenté par la moyenne du groupe étudié suivie de son écart

type. Les résultats des comparaisons ont été considérés comme statistiquement significatifs dès lors où

la valeur de la probabilité critique "p" est inférieure ou égale à 5%. Une analyse de variance a été réalisée

pour comparer les niveaux des différents marqueurs (Ki-67, C-erbB-2, PS2 et les récepteurs

hormonaux). Une étude de corrélation a été réalisée dans le but de rechercher la relation entre les

différentes classes de marqueurs dans chaque lame, pour chaque patiente et par type de tumeurs

primaire et secondaire.

Résultats

45

IV. RésultatsRésultatsRésultatsRésultats

IV.1. Paramètres clinicopathologiques

Avant de présenter les résultats, il est utile de donner un aperçu sur la qualité des données exploitées

dans cette étude. Les résultats figurant dans le Tableau VI représentent la quantité des données

manquantes des différents paramètres recueillis. Hormis le facteur âge, tous les autres paramètres

présentent un manque de données allant de 5,5% pour le siège de la tumeur représentée par le sein

touché jusqu'à 75,3% pour la variable taille de la tumeur. Les observations manquantes pour la variable

Grade (SBR) sont sensiblement notées avec une fréquence égale à 19,2% à la différence avec celles des

différents marqueurs biologiques lesquelles varient entre 30,1% et 31,5%.

Paramètre Données

Incluses Manquantes N Pourcentage N Pourcentage

Age 73 100,00% 0 0,00% Sein 69 94,50% 4 5,50%

Taille 18 24,70% 55 75,30% SBR 59 80,80% 14 19,20%

RE Qualitatif 51 69,90% 22 30,10% Score RE 51 69,90% 22 30,10%

RP Qualitatif 51 69,90% 22 30,10% Score RP 51 69,90% 22 30,10%

C-erbB-2 Qualitatif 51 69,90% 22 30,10% Score C-erbB2 51 69,90% 22 30,10%

Ki-67 Qualitatif 50 68,50% 23 31,50% Score Ki-67 50 68,50% 23 31,50%

PS2 Qualitatif 50 68,50% 23 31,50% Score PS2 50 68,50% 23 31,50%

Avec un âge moyen égal à 54,0±12,4 ans (Tableau VII), notre population de 73 patientes est

composée de 9 patientes jeunes âgées entre 22 et 40 ans (33,8±6,8) et 64 patientes formant le groupes

des femmes âgées de plus de 40 ans (56,9±10,1) (Tableau VII).

Âge (ans) Moyenne Ecart type Minimum Maximum <=40 33,8 6,8 22 40 >40 56,9 10,1 41 81

Population 54,0 12,4

Selon les paramètres clinicopathologiques et leurs fréquences dans la population (Tableau VIII), Le

pourcentage de l’âge chez les femmes âgées représente une valeur d’ordre 87,7% par rapport aux

jeunes patientes. Les résultats montrent que parmi les patientes, plus de la moitié (53,6%) de la

population présente des tumeurs mammaires au niveau du sein gauche. Nous avons cependant, relevé

Tableau VI : Traitement des données manquantes.

Tableau VII : Age des groupes de patientes.

Résultats

46

l'absence d'atteinte simultanée des deux seins. Le grade SBR 2 dans la population est de 55,9% par

rapport au grade SBR 3. La taille de la tumeur inférieure ou égale à 4cm représente un pourcentage de

55,6% dans la population. Hormis le marqueur C-erbB2 , les autres biomarqueurs représentent des

valeurs de pourcentage presque identiques.

Paramètre Groupe Fréquence Pourcentage

Âge <=40 9 12,3 >40 64 87,7

Sein Droit 32 46,4

Gauche 37 53,6

SBR 2 33 55,9 3 26 44,1

Taille (Tumeur) <=4 cm 10 55,6 >4 cm 8 44,4

RE Qualitatif 0 35 68,6 1 16 31,4

Score RE =0 35 68,6 >0 16 31,4

RP Qualitatif 0 35 68,6 1 16 31,4

Score RP =0 35 68,6 >0 16 31,4

C-erbB2 Qualitatif 0 30 58,8 1 21 41,2

Score C-erbB2 =0 26 51 >0 25 49

Ki-67 Qualitatif 0 40 80 1 10 20

Score Ki-67 =0 40 80 >0 10 20

PS2 Qualitatif 0 42 84 1 8 16

Score PS2 =0 42 84 >0 8 16

Tableau VIII : Paramètres clinicopathologiques et leurs fréquences dans la population.

Résultats

47

Selon le critère 'âge', les données clinicopathologiques présentées dans le Tableau IX montrent que

le sein droit est le plus touché par rapport au sein gauche chez les femmes jeunes avec une fréquence

de 66,7% contre 56, 7% dans l'autre groupe de femmes. La taille de la tumeur supérieure à 4cm est

retrouvée beaucoup plus chez la femme jeune (66,7%) par rapport à la femme âgée (40%). Le grade

SBR est semblable dans les deux groupes de femmes avec des fréquences légèrement plus élevées du

grade SBR2 retrouvées respectivement chez les femmes jeunes et âgées (57,10% et 55,80%) par

rapport au grade SBR3. Hormis le C-erbB-2 chez la femme âgée, les résultats de l'étude qualitative et

ceux des scores relatifs aux marqueurs RE, RP, Ki-67 et PS2, sont identiques au sein d'un même

groupe. Le score '0' est majoritairement présent dans les 2 groupes contrairement au marqueur C-

erbB-2 où la tendance est plus vers le score '>0' chez les femmes jeunes avec une fréquence de

55,6%.

Paramètre Groupe Groupes d'âge

Age<=40 Age>40

Sein Droit 66,7% 43,3%

Gauche 33,3% 56,7%

Taille (Tumeur) <=4 cm 33,3% 60,0% >4 cm 66,7% 40,0%

SBR 2 57,1% 55,8% 3 42,9% 44,2%

RE Qualitatif 0 77,8% 66,7% 1 22,2% 33,3%

Score RE 0 77,8% 66,7% >0 22,2% 33,3%

RP Qualitatif 0 66,7% 69,0% 1 33,3% 31,0%

Score RP 0 66,7% 69,0% >0 33,3% 31,0%

C-erbB-2 Qualitatif 0 44,4% 61,9% 1 55,6% 38,1%

Score C-erbB-2 0 44,4% 52,4% >0 55,6% 47,6%

Ki-67 Qualitatif 0 55,6% 85,4% 1 44,4% 14,6%

Score Ki-67 0 55,6% 85,4% >0 44,4% 14,6%

PS2 Qualitatif 0 88,9% 82,9% 1 11,1% 17,1%

Score PS2 0 88,9% 82,9% >0 11,1% 17,1%

Tableau IX : Paramètres clinicopathologiques en fonction des deux groupes d'âge.

Résultats

48

IV.2. Analyse Qualitative

Ce travail a porté sur des échantillons de

tumeurs de 49 patientes atteintes de cancer

canalaire infiltrant (CCI) du sein dont 9

patientes jeunes et 40 patientes âgées. Un

exemple d’un CCI coloré par la méthode

classique (hématoxyline-éosine) est représenté

sur la Figure 12. Toutes les lames

histologiques de 4µ d’épaisseur ont été traitées

par la technique d’immunohistochimie afin de localiser les marqueurs Ki-67, l’oncoproteine C-erbB2,

PS2 et les récepteurs hormonaux de l'œstrogène et de la progestérone. L'analyse des 49 patientes

révèlent respectivement une surexpression des cinq marqueurs.

IV.2.1. Ki-67

Une nette expression du Ki-67 a permis d’identifier différents types de marquage dans les coupes

histologiques des carcinomes canalaires infiltrants mammaires des patientes jeunes et âgées selon les

grades histopathologiques où les noyaux présentant surtout un marquage nucléolaire isolé (phase S).

Quelques fois, le marquage est réparti plus ou moins uniformément dans tout le noyau (phase G2) et il

peut être intense lorsque l’antigène est localisé à la périphérie de tous les chromosomes (métaphase).

Dans les cellules en prolifération, il est généralement réparti de façon plus homogène dans les cellules

(Figure 13).

Figure 12 : Carcinome canalaire infiltrant coloré

par la méthode hématoxyline-éosine

(Gr10x40).

Figure 13: Marquage nucléaire au Ki-67 dans un carcinome

canalaire infiltrant (Gr10X40) montrant des noyaux en

prolifération reflétant la cinétique de croissance de la tumeur.

Résultats

49

IV.2.2. C-erbB-2

Le C-erbB-2 présente un type de marquage

des cellules où seules les membranes sont

marquées (Figure 14 et Figure 15). Il est absent

ou très faible dans les cellules épithéliales

malignes peu transformées et localisées à la

périphérie des zones tumorales. Dans les zones

tumorales indifférenciées, le C-erbB2 forme des

plages d’amas et de travées homogènes.

IV.2.3. PS2

Le marquage immunohistochimique de la protéine PS2 est localisé dans le cytoplasme des cellules

tumorales du carcinome canalaire infiltrant mammaire. Il peut être diffus ou granuleux et d’intensités

variables comme le montre la Figure 16 .

Figure 14: Surexpression membranaire du C-erbB-2

dans un carcinome canalaire infiltrant de score

3+ (Gr10X40).

Figure 15: Marquage membranaire faible ou modéré au C-erbB2 dans un

carcinome canalaire infiltrant Score 2+ (Gr10X40).

Résultats

50

IV.2.4. Récepteurs hormonaux aux œstrogènes (RE) et à la

progestérone (RP)

La Figure 17 illustre un pourcentage de marquage nucléaire élevé des récepteurs hormonaux RE et

RP à forte intensité par détection immunohistochimique. Les résultats sont considérés comme positifs

si au moins 10% des cellules sont marquées, quelque soit l’intensité du marquage.

Figure 17: Marquage nucléaire aux RE et RP dans le cas de CCI à forte intensité et un

pourcentage de marquage élevé. (Gr 10X40)

Figure 16: Marquage cytoplasmique des cellules exprimant

la PS2 dans le cas d'un carcinome canalaire infiltrant

(Gr1OX40).

Résultats

51

IV.3. Analyse quantitative de l'hétérogénéité en fonction de l'âge

IV.3.1. Distribution des marqueurs

L’utilisation du microscope à fluorescence Axio Cam MRm (Zeiss) a permis d’obtenir et de réaliser

des images d’une grande qualité. Le traitement d’images a été réalisé par le logiciel MATLAB 7.6.

Vu le nombre important des images traitées, des exemples de visualisation des marqueurs avant et

après traitement sont présentés. La présence des différentes catégories cellulaires et leur variabilité dans

la distribution au sein des échantillons est la preuve de l’existence d’une hétérogénéité importante à

l’intérieur des carcinomes canalaires infiltrants mammaires. L’étude quantitative a permis de déceler un

grand nombre de catégories cellulaires en fonction de l’expression des différents marqueurs utilisés. A

partir de ces données, un nombre de pixels en fonction de l'intensité du marqueur a été calculé pour

chaque catégorie cellulaire.

L’image « b » (Figure 18) du marquage membranaire au C-erbB-2 analysée par le logiciel MATLAB

est une représentation spatiale de l'ensemble de pixels extraits à partir de l’image d’origine « a ».

Une description de la distribution spatiale pour chaque marqueur a été réalisée sur des histogrammes

pour les deux tranches d’âge (≤40 ans et >40 ans ; Figure 19). L’axe des abscisses exprime les champs

explorés, l’axe des ordonnées représente l'intensité d'expression des cellules marquées. Nous avons

Figure 18: Représentation spatiale du marquage membranaire au C-erbB-2 (b) extrait à partir de

l'image originelle (a).

b a

choisi deux exemples représent

Ki-67, RP, RE et PS2).

IV.3.1.1.

Chez la patiente jeune, le marqueur

montrant un profil hétérogène dont la valeur maximale est de 0

âgée, la tumeur présente une distribution variable

hétérogénéité intratumorale avec

La Figure 20 et la Figure 21

moyens en pourcentage (IMM%) dans les deux groupes d’âge

les cellules exprimant le marqueur membranaire C

l’autre, ce qui explique une grande fluctuation

ans); l'IMM minimal (0,120%

d’hétérogénéité variable inter individus. Au sein d'une même tumeur (patiente)

confirment l'existence d'une h

observée chez la patiente 2 avec un écart type égale à

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0,14

0,16

1 2

IM (

%)

Champs

Figure 19 : Distribution des Index de Marquage (%) dans les

chez 2 patientes (A : jeune) et (

choisi deux exemples représentant deux groupes d’âge exprimant les différents marqueurs (C

IV.3.1.1. Marqueur membranaire C-erbB-2

le marqueur C-erbB-2 est réparti dans tous les champs à des taux variable

montrant un profil hétérogène dont la valeur maximale est de 0,139% pour le champ 2.

la tumeur présente une distribution variable également d’un champ à l’autre

avec une valeur maximale d'IM de 0,114%.

21 représentent respectivement les distributions des index de marquage

tage (IMM%) dans les deux groupes d’âge (≤40 et >40). Les

les cellules exprimant le marqueur membranaire C-erbB-2 se répartissent différemment

ce qui explique une grande fluctuation avec une valeur maximale de

120%) est observé chez la patiente 3 (22 ans). Il existe donc un niveau

inter individus. Au sein d'une même tumeur (patiente)

confirment l'existence d'une hétérogénéité intratumorale. La distribution la plus hétérogène est

observée chez la patiente 2 avec un écart type égale à 0,06%.

3 4

Champs

A

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0,14

1 2IM

(%

)Champs

: Distribution des Index de Marquage (%) dans les quatre champs d

jeune) et (B : âgée).

Résultats

52

exprimant les différents marqueurs (C-erbB-2,

dans tous les champs à des taux variables

139% pour le champ 2. Chez la patiente

d’un champ à l’autre exprimant une

les distributions des index de marquage

40 et >40). Les données montrent que

2 se répartissent différemment d'une patiente à

valeur maximale de 0,207% (Patiente 1 * 37

Il existe donc un niveau

inter individus. Au sein d'une même tumeur (patiente), les écarts types calculés

étérogénéité intratumorale. La distribution la plus hétérogène est

3 4

Champs

B

champs de la coupe histologique

Résultats

53

Comme chez les femmes jeunes, l'étude de l'IMM montrent une grande variabilité entre les patientes

âgées de plus de 40 ans et au sein même d'une patiente. En effet, le degré de cette hétérogénéité inter-

individu est clairement identifié par les valeurs d'IMM qui fluctuent d'une patiente à l'autre entre

0,096% trouvée chez la patiente 6 (56 Ans) et 0,171% chez la patiente 13 (61ans). Les écarts types

retrouvés fluctuant entre 0,025% et 0,013% démontrent la perte d'homogénéité intratumorale (intra-

individu).

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

1 2 3 12 19 23 34 38

IMM

(%

)

Patientes

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

4 6 8 10 13 15 17 20 22 25 27 29 31 33 36 39 41 43 45 47

IMM

%

Patientes

Figure 20 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du

marqueur exprimant le C-erbB-2 chez les patientes jeunes.


marqueur exprimant le C-erbB-2 chez les patientes âgées.

IV.3.1.2. Ki

L'étude de la distribution spatiale du marqueur de prolifération Ki

l'index de marquage en fonction des quatre champs

0,142% chez la femme âgée (Figure

Dans la Figure 23, le marqueur de prolifération Ki

patientes jeunes avec un IMM maximal égale

minimale de l'IMM est retrouvée chez la patiente 12 âgée de 23 ans (0

femmes âgées de plus de 40 ans

(patiente 16 âgée de 64 ans) à 0

0

0,05

0,1

0,15

0,2

1 2

IM(%

)

Champs

IMM

(%)

Figure 22 : Distribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2

patientes (A : jeune) et (B: âgée).


marqueur exprimant le Ki 67 chez les patientes jeunes.

Ki-67

L'étude de la distribution spatiale du marqueur de prolifération Ki-67 montre une fluctuation de

en fonction des quatre champs avec des pics de 0,161% chez la femme jeune et de

Figure 22).

le marqueur de prolifération Ki-67 représente une légère fluctuation chez les 5

patientes jeunes avec un IMM maximal égale à 0,151% chez la patiente 1 âgée

minimale de l'IMM est retrouvée chez la patiente 12 âgée de 23 ans (0,113%). Dans le groupe de

ans, l'IMM est très variable d'une patiente à l'autre passant de 0

(patiente 16 âgée de 64 ans) à 0,152% (patiente 8 âgée de 45ans, Figure 24)

3 4

Champs

A

0

0,02

0,04

0,06

0,08

0,1

0,12

0,14

0,16

1

IM(%

)

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

1 2 3 12 19

Patientes

: Distribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2

jeune) et (B: âgée).

: Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du

rimant le Ki 67 chez les patientes jeunes.

Résultats

54

montre une fluctuation de

% chez la femme jeune et de

67 représente une légère fluctuation chez les 5

151% chez la patiente 1 âgée de 37 ans ; la valeur

113%). Dans le groupe de

l'IMM est très variable d'une patiente à l'autre passant de 0,104%

2 3 4

Champs

B



IV.3.1.3. RP

La distribution du récepteur

d’expression du récepteur est également différent d’une région à l’autre avec des zones de cellules

marquées. Cette fluctuation du taux d’exp

intratumorale est retrouvée aussi bien chez la femme jeune (A) que chez la femme âgée (B)

Les résultats illustrés dans les deux histogrammes représentés sur la

27montrent une importante fluctuation de l'intensité du marquage de RP dans les deux groupes d’âge.

Cette distribution du marqueur est variable

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

IMM

(%)

0

0,05

0,1

0,15

1 2

IM(%

)

Champs


marqueur exprimant le Ki- 67 chez les patientes âgées


patientes (A : jeune) et (B : âgée).

RP

La distribution du récepteur de la progestérone (RP) est variable d’un champ à l’autre et le taux


fluctuation du taux d’expression du récepteur démontrant

est retrouvée aussi bien chez la femme jeune (A) que chez la femme âgée (B)

Les résultats illustrés dans les deux histogrammes représentés sur la

montrent une importante fluctuation de l'intensité du marquage de RP dans les deux groupes d’âge.

Cette distribution du marqueur est variable au sein d'une même patiente ; les écarts types ret

4 5 6 7 8 9 10 11 13 14 15 16 17

Patientes

3 4

Champs

A

0

0,05

0,1

0,15

0,2

1

IM(%

)


67 chez les patientes âgées

ribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2

âgée).

Résultats

55

variable d’un champ à l’autre et le taux


ression du récepteur démontrant une hétérogénéité

est retrouvée aussi bien chez la femme jeune (A) que chez la femme âgée (B) (Figure 25).

Les résultats illustrés dans les deux histogrammes représentés sur la Figure 26 et la Figure

montrent une importante fluctuation de l'intensité du marquage de RP dans les deux groupes d’âge.

au sein d'une même patiente ; les écarts types retrouvés

17 18 20

2 3 4

Champs

B


ribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2

Résultats

56

expliquent cette variabilité surtout chez les patientes 2 et 5 avec des valeurs respectives de 0,007% et

0,041%.

IV.3.1.4. RE

Chez la patiente jeune, l’histogramme montre une répartition spatiale du récepteur œstrogénique

(RE) hétérogène montrant des index de marquage différents dans les 4 champs avec des valeurs allant

de 0,068% à 0,130%. Chez la patiente âgée, la tumeur présente également une distribution variable

d’une région à l’autre avec des zones marquées et d'autres peu marquées. Les valeurs de pixellisation

varient d'un champ à autre entre 0,065% et 0,115%(Figure 28).

0

0,05

0,1

0,15

0,2

1 2 3 12

IMM

(%)

Patientes

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

4 5 6 7 8 9 10 11

IMM

(%)

Patientes


marqueur exprimant le RP chez les patientes âgées

Figure 27: Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du

marqueur exprimant le RP chez les patientes jeunes.

Un profil hétérogène a été démontré chez les deux groupes d’âge. Les histogrammes de la

distribution spatiale des IMM du récepteur œstrogénique (RE) montrent une répartition très

hétérogène entre les patientes au sein d'un même groupe et au sein d'une même patiente. Les

valeurs des IMM et leurs écarts types sont la preuve de la présence de ce

(Figure 29et Figure 30).

0

0,05

0,1

0,15

1 2

IM(%

)

IMM

(%)




marqueur exprimant le RE chez les patientes jeunes.




valeurs des IMM et leurs écarts types sont la preuve de la présence de ce

3 4

Champs

A

0

0,05

0,1

0,15

1

IM(%

)

0

0,05

0,1

0,15

0,2

1 2 3 12 19 23

IMM

(%)

Patientes


: âgée).


marqueur exprimant le RE chez les patientes jeunes.

Résultats

57




valeurs des IMM et leurs écarts types sont la preuve de la présence de ces 2 types d'hétérogénéité

2 3 4

Champs

B



IV.3.1.5. PS2

Une variabilité dans l’expression de la PS2

patiente jeune. La valeur la plus élevée est retrouvée dans le champ

à 0,181% alors qu’elle est égale à

sur les quatre champs de la lame appartenant à

Cette dernière est confirmée par le

champ 1 et 0,145% pour le champ

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

4 5 6 7

IMM

(%)

0,155

0,16

0,165

0,17

0,175

0,18

0,185

1 2

IM(%

)

Champs

Figure 30 : Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types


Figure 31: Distribution des Index de Marquage (%) dans les différents champs d'une lame chez 2


PS2

ne variabilité dans l’expression de la PS2 est observée entre les quatre champs analysés

. La valeur la plus élevée est retrouvée dans le champ 1 avec un

égale à 0,165% dans le champ 4. La variabilité d’expression de la PS2 analysée

de la lame appartenant à la patiente âgée, reflète une hétérogénéité intratumorale

par le nombre de pourcentage de pixels fluctuant entre

pour le champ 4 (Figure 31).

8 9 10 11 13 14 15 16 17 18 20 21 22 24 25 26

Patientes

3 4Champs

A

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

1 2

IM(%

)

Champs

: Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types



âgée).

Résultats

58

entre les quatre champs analysés chez la

1 avec un index de marquage évalué

’expression de la PS2 analysée

reflète une hétérogénéité intratumorale.

fluctuant entre 0,203% pour le

27 28 29 30 31 32 33

3 4Champs

B



Résultats

59

Selon la Figure 32et la Figure 33, le même profil hétérogène est décelé. Dans le même sens des

résultats des index de marquage moyens des différents biomarqueurs obtenus précédemment, il

existe une variabilité dans la distribution spatiale du marqueur cytoplasmique PS2 dans les deux

groupes d'âge. A l'échelle individuelle, le constat est le même ; les écarts type obtenus des

différentes patientes montrent une hétérogénéité intratumorale au sein des deux groupes de

patientes.

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

1 2 3

IMM

(%)

Patientes

0

0,05

0,1

0,15

0,2

0,25

4 5 6 7 8 9

IMM

(%)

Patientes


marqueur exprimant la PS2 chez les patientes jeunes.

Figure 33 Index de marquage moyen en pourcentage (IMM%) suivis des écarts types (ET) du

marqueur exprimant la PS2 chez les patientes âgées

IV.3.2. Etude comparative de l’hétérogénéité p

coefficient de variation (CV

L'analyse du CV nous a permis de constater que tous les marqueurs s'expriment à différents taux et

se répartissent différemment d'une patiente à l'autre dans les deux tranches d'âge.

IV.3.2.1. Marqueur membranaire


(Tableau XV et Tableau XVI

témoigne de la dispersion du marquage membranaire C

valeur minimale est retrouvée chez la patiente1 âgée de 37 ans avec une valeur de 4

la plus élevée est retrouvée chez la patiente 2 âgée de 36 ans avec un CV égal à 41

dispersion des cellules marquées au C

mais sans déceler de différence significative (

relativement moins élevé chez la patiente 33 âgée de 42 ans

de 64 ans qui présente le CV le plus élevé (55

0

10

20

30

40

50

CV

(%)

Figure 34 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur membranaire

CerbB2 chez les patientes jeunes

Etude comparative de l’hétérogénéité par l’estimation de

coefficient de variation (CV)



Marqueur membranaire C-erbB-2

35 illustrent les différents CV calculés pour les patientes jeunes et âgées

XVI). Chez les patientes jeunes (tranche d’âge<=40)

témoigne de la dispersion du marquage membranaire C-erbB-2 avec une moyenne de

valeur minimale est retrouvée chez la patiente1 âgée de 37 ans avec une valeur de 4

la plus élevée est retrouvée chez la patiente 2 âgée de 36 ans avec un CV égal à 41

dispersion des cellules marquées au C-erbB-2 est plus importante chez les patientes âgées (16

mais sans déceler de différence significative (p=0,874) (Tableau XVI; Cf

relativement moins élevé chez la patiente 33 âgée de 42 ans (1,692%), par rapport à l

e le CV le plus élevé (55,062%), reflétant une dispersion importante du marquage.

0

10

1 2 3 12 19 23 34 38

Patientes

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur membranaire

CerbB2 chez les patientes jeunes.

Résultats

60

ar l’estimation de



calculés pour les patientes jeunes et âgées

<=40), l’estimation du CV

2 avec une moyenne de 15,39±11,2. La

valeur minimale est retrouvée chez la patiente1 âgée de 37 ans avec une valeur de 4,812%. La dispersion

la plus élevée est retrouvée chez la patiente 2 âgée de 36 ans avec un CV égal à 41,512%. Cette

2 est plus importante chez les patientes âgées (16,04±10,48)

Cf. Annexe). Le CV est

par rapport à la patiente 10 âgée

reflétant une dispersion importante du marquage.

38


IV.3.2.2. Marqueur de prolifération Ki

L'analyse du CV de l'expression du Ki

les deux groupes d'âge (p=0,975

XVIII ; Cf. Annexe), une hétérogénéité est notée chez les patientes jeunes

Figure 37). Chez les femmes âgées

la dispersion maximale du marquage au Ki

minimal (4,396%). La distribution des cellules en prolifération varie chez les patientes jeunes. Nos

résultats montrent en effet cette fluctuation individuelle du marqueur nucléaire Ki

âgée de 40ans présente le plus haut de

CV est observée chez la patiente 2 âgée de 36 ans (7

0

10

20

30

40

50

60

4 6 8 10

CV

(%)

Figure 35 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur membranaire

CerbB2 chez les patientes âgées

Marqueur de prolifération Ki-67

L'analyse du CV de l'expression du Ki-67 ne montre pas de façon substantielle une

975). Néanmoins, vu les valeurs obtenus des CV

une hétérogénéité est notée chez les patientes jeunes et âgées

). Chez les femmes âgées, le CV de la patiente 20 âgée de 52 ans est de 31

la dispersion maximale du marquage au Ki-67. Par contre, la patiente 9 âgée de 52 ans

396%). La distribution des cellules en prolifération varie chez les patientes jeunes. Nos

résultats montrent en effet cette fluctuation individuelle du marqueur nucléaire Ki

âgée de 40ans présente le plus haut degré de dispersion avec un CV de 25,81%. La valeur minimale du

CV est observée chez la patiente 2 âgée de 36 ans (7,599%).

13 15 17 20 22 25 27 29 31 33 36 39 41

Patientes


CerbB2 chez les patientes âgées.

Résultats

61

67 ne montre pas de façon substantielle une différence entre

vu les valeurs obtenus des CV (Tableau XVIIetTableau

et âgées (la Figure 36 et la

le CV de la patiente 20 âgée de 52 ans est de 31,468% révélant ainsi

la patiente 9 âgée de 52 ans présente le CV

396%). La distribution des cellules en prolifération varie chez les patientes jeunes. Nos

résultats montrent en effet cette fluctuation individuelle du marqueur nucléaire Ki-67. La patiente19

81%. La valeur minimale du

43 45 47


IV.3.2.3. Récepteur Progestérone (RP)

L’estimation du coefficient de variation dans les deux tranches

dispersion du RP chez les différentes patientes appartenant aux deux groupes d'âge (

etTableau XX ; Cf. Annexe) mais sans noter de différence significative entre eux (

XIX et Tableau XX (Cf. Annexe

âgées. Chez ce dernier groupe

14,119±4,468. Dans le groupe d’âge inférieur ou égal à 40 ans

2 âgée de 36 ans avec une valeur de 8

âgée de37 ans (Figure 38). L’histogramme de la distribution des CV représentée sur la

CV

(%)

10

15

20

25

30

35

CV

(%)

Figure 36 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire

KI67chez les patientes jeunes

Figure 37 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire KI67chez

les patientes âgées

Récepteur Progestérone (RP)

L’estimation du coefficient de variation dans les deux tranches d’âge montre de manière claire la

dispersion du RP chez les différentes patientes appartenant aux deux groupes d'âge (

. Annexe) mais sans noter de différence significative entre eux (

Annexe) présentent cette variabilité du CV au sein des patientes jeunes et

Chez ce dernier groupe, la variabilité est très marquée avec une moyenne de 21

468. Dans le groupe d’âge inférieur ou égal à 40 ans, le minimum est retrouvé chez la patiente

2 âgée de 36 ans avec une valeur de 8,761%; Un CV élevé (18,181%) est retrouvé chez la patiente 1

). L’histogramme de la distribution des CV représentée sur la

0

5

10

15

20

25

30

1 23

1219

Patientes

0

5

10

15

20

25

30

35

4 5 6 7 8 9 10 11 13 14 15 16 17 18 20

Patientes

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire

entes jeunes.

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire KI67chez

Résultats

62

d’âge montre de manière claire la

dispersion du RP chez les différentes patientes appartenant aux deux groupes d'âge (Tableau XIX

. Annexe) mais sans noter de différence significative entre eux (p=0,21). Les Tableau

) présentent cette variabilité du CV au sein des patientes jeunes et

la variabilité est très marquée avec une moyenne de 21,07±9,698 vs

le minimum est retrouvé chez la patiente

81%) est retrouvé chez la patiente 1

). L’histogramme de la distribution des CV représentée sur la Figure 39 montre

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur nucléaire KI67chez

une répartition très hétérogène dans la tranche d'’âge supérieure à 40 ans fluctuant entre 11

la patiente 8 âgée de 45ans et 41

CV

(%)

CV

(%)

Figure 38 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RP chez les patientes

jeunes.

Figure 39 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RP chez les pat

âgées.

une répartition très hétérogène dans la tranche d'’âge supérieure à 40 ans fluctuant entre 11

la patiente 8 âgée de 45ans et 41,250% chez la patiente7 âgée de 55 ans.

0

5

10

15

20

12

312

CV

(%)

Patientes

0

10

20

30

40

50

4 5 6 7 8 9 10 11

CV

(%)

Patientes

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RP chez les patientes

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RP chez les pat

Résultats

63

une répartition très hétérogène dans la tranche d'’âge supérieure à 40 ans fluctuant entre 11,203% chez



IV.3.2.4. Récepteur œstrogène (RE)

Le Tableau XXI et le

variation obtenues chez cha

Ces valeurs représentées sur les histogrammes (

distribution des cellules exprimant le récepteur œstrogénique (RE) varie d’une patiente à l’autre. La

patiente 12 âgée de 23 ans présente le CV le plus élevé (32

importante du marquage. Ceci interprète une grande biodiversité clonale et par conséquent une

hétérogénéité importante chez cette jeune patiente. La valeur du CV minimale est retrouvée

patiente 23 âgée de 38 ans (16

été observés chez les patientes 4

37,266% ce qui reflète également une grande dispersion

tumoral par rapport à la patiente 8 (45 ans) qui présente le CV le moins élevé (3

une hétérogénéité intratumorale moins marquée.

L'étude comparative des dispersions de marquage ne montre pas de diff

entre les deux groupes d'âge (

Figure 40 : Distribution du Coefficient de variation

patientes jeunes

Récepteur œstrogène (RE)

le Tableau XXII (Cf. Annexe) regroupent les valeurs des coefficients de

variation obtenues chez chacune des patientes appartenant aux deux tranches d’âge jeune et âgée.

Ces valeurs représentées sur les histogrammes (Figure 40et Figure


23 ans présente le CV le plus élevé (32,808%),


hétérogénéité importante chez cette jeune patiente. La valeur du CV minimale est retrouvée

patiente 23 âgée de 38 ans (16,095%). Pour la tranche d’âge supérieure à 40 ans

été observés chez les patientes 4,13 et 5 avec des valeurs respectives de 44

266% ce qui reflète également une grande dispersion des cellules marquées dans l'échantillon

tumoral par rapport à la patiente 8 (45 ans) qui présente le CV le moins élevé (3

une hétérogénéité intratumorale moins marquée.

L'étude comparative des dispersions de marquage ne montre pas de diff

entre les deux groupes d'âge (Tableau XXII, Cf. Annexe).

0

5

10

15

20

25

30

35

1 2 3 12 19 23

CV

(%)

Patientes

: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RE chez les

Résultats

64

regroupent les valeurs des coefficients de

cune des patientes appartenant aux deux tranches d’âge jeune et âgée.

Figure 41) indiquent que cette


, reflétant une dispersion


hétérogénéité importante chez cette jeune patiente. La valeur du CV minimale est retrouvée chez la

095%). Pour la tranche d’âge supérieure à 40 ans, des CV élevés ont

13 et 5 avec des valeurs respectives de 44,909%, 42,581% et

des cellules marquées dans l'échantillon

tumoral par rapport à la patiente 8 (45 ans) qui présente le CV le moins élevé (3,566%) exprimant

L'étude comparative des dispersions de marquage ne montre pas de différence notable (p=0,628)

(CV%)exprimant le récepteur RE chez les

IV.3.2.5. Marqueur cytoplasmique PS2


tranches d’âge précoce et tardive. Présentés également sur les

Annexe), les résultats obtenus pour le groupe d’âge inférieur ou égal à 40 ans

dispersion intra-individu. Notons que chez la patiente 2 âgée de 36 ans le CV est le plus élevé

(12,735%) tandis que chez la patiente 3 âgé

hétérogénéité intratumorale moins importante.

0

10

20

30

40

50

4 5 6 7 8

CV

(%)

Figure 41 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le récepteur RE chez les

patientes âgées.

Figure 42 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur cytoplasmique PS2

chez les patientes jeunes

Marqueur cytoplasmique PS2

43 montrent les différents coefficients de variation calculés pour les deux

’âge précoce et tardive. Présentés également sur les Tableau XXIII

les résultats obtenus pour le groupe d’âge inférieur ou égal à 40 ans

individu. Notons que chez la patiente 2 âgée de 36 ans le CV est le plus élevé

735%) tandis que chez la patiente 3 âgée de 22 ans, le CV est le moins élevé (4

hétérogénéité intratumorale moins importante.

9 10111314 15 16 17 18 20 21 22 24 25 26 27 28 29 30Patientes

0

2

4

6

8

10

12

14

12

3

CV

(%)

Patientes


: Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur cytoplasmique PS2

Résultats

65

montrent les différents coefficients de variation calculés pour les deux

XXIII etTableau XXIV (Cf.

les résultats obtenus pour le groupe d’âge inférieur ou égal à 40 ans, montrent l'inégalité de la

individu. Notons que chez la patiente 2 âgée de 36 ans le CV est le plus élevé

le CV est le moins élevé (4,208%) montrant une

30 31 32 33



Parmi les patientes âgées, l’estimation du CV chez la patiente 6 âgée de 56 ans

du marquage le plus élevé avec une valeur égale à 16

âgée de 44 ans avec une valeur de 2

marqueur PS2 est identique dans les deux groupes de femme

cette égalité exprimée par un degré de signification (

9,556±4,658 pour les femmes jeunes et 9

En conclusion pour cette partie

cellulaires étudiées selon le marqueur étudié est relativement la même dans les deux groupes de

patientes à l'exception de l'expression de RP où

autres marqueurs avec des valeurs supérieures à 0

Ceci nous amène à se prononcer mais avec beaucoup de prudence à cause de la taille faible des

échantillons que l'âge n'influe pas sur le profil de l'hétérogénéité intratumorale.

Pearson n'a révélé aucune relation

(r) obtenues entre -0,063 et 0,386

Figure 43 : Distribution du Coefficient de variation (CV%)exprimant le marqueur cytoplasmique PS2

chez les patientes âgées

l’estimation du CV chez la patiente 6 âgée de 56 ans

du marquage le plus élevé avec une valeur égale à 16,404%; Le minimum est retrouvé chez la patiente4

âgée de 44 ans avec une valeur de 2,545%. Cependant, l'analyse du CV montre que la répartition du

marqueur PS2 est identique dans les deux groupes de femmes. Le Tableau XXIV

cette égalité exprimée par un degré de signification (p) égale à 0,998 et des moyennes presque égales

es jeunes et 9,568±4,845 pour les femmes âgées.

En conclusion pour cette partie, nous pouvons dire que l'expression


tion de l'expression de RP où p est relativement faible (0,221) par rapport à ceux des

autres marqueurs avec des valeurs supérieures à 0,6 (Tableau XXV).


échantillons que l'âge n'influe pas sur le profil de l'hétérogénéité intratumorale.

Pearson n'a révélé aucune relation entre le CV et l'âge ; les valeurs faibles de coefficient de corrélation

386 confirment cette disparité (Tableau X).

0

5

10

15

20

4 5 6 7 8 9C

V(%

)

Patientes


Résultats

66

l’estimation du CV chez la patiente 6 âgée de 56 ans, reflète la dispersion

404%; Le minimum est retrouvé chez la patiente4

l'analyse du CV montre que la répartition du

XXIV (Cf. Annexe) montre

998 et des moyennes presque égales

nous pouvons dire que l'expression de toutes les catégories


221) par rapport à ceux des


échantillons que l'âge n'influe pas sur le profil de l'hétérogénéité intratumorale. Le test de corrélation de

les valeurs faibles de coefficient de corrélation


Paramètre

Her2

Mib1

RE

RP

PS2

A la lumière de ces résultats comparatifs

hétérogénéité dans l’expression des différentes catégories cellulaires qui varie d'une femme à l'autre.

IV.4. Analyse quantitative de l'hétérogénéité en fonction du grade

SBR

Selon les résultats obtenus,

L'analyse de variance ne révèle aucune différence significative au seuil de 5% entre les gr

pour tous les marqueurs utilisés ; les valeurs de signification (

XXVI, Cf. Annexe). Aucun des marqueurs cytoplasmiques ou nucléaires ou encore au niveau des

récepteurs, n’est arrivé à démontrer une relation entre l'hétérogénéité intratumorale et l'évolution

tumorale.

0

5

10

15

20

25

30

35

40

Her2

Co

eff

icie

nt

de

Var

iati

on

Tableau X : Corrélation du CV avec l'âge

Figure 44: Coefficients de variation moyens suivis des écarts types des marqueurs en fonction des

grades SBR.

r p

0,097 0,513

0,086 0,719

-0,063 0,726

0,166 0,605

0,386 0,305

A la lumière de ces résultats comparatifs, il est clair que les patientes jeunes et âgées manifestent une


Analyse quantitative de l'hétérogénéité en fonction du grade

, l'hétérogénéité ne semble pas influencée par le grading (

L'analyse de variance ne révèle aucune différence significative au seuil de 5% entre les gr

pour tous les marqueurs utilisés ; les valeurs de signification (p) sont toutes supérieures à 0

Annexe). Aucun des marqueurs cytoplasmiques ou nucléaires ou encore au niveau des

arrivé à démontrer une relation entre l'hétérogénéité intratumorale et l'évolution

Mib 1 RO RP PS2

Marqueur

du CV avec l'âge

variation moyens suivis des écarts types des marqueurs en fonction des

Résultats

67

il est clair que les patientes jeunes et âgées manifestent une


Analyse quantitative de l'hétérogénéité en fonction du grade

l'hétérogénéité ne semble pas influencée par le grading (Figure 44).

L'analyse de variance ne révèle aucune différence significative au seuil de 5% entre les grades SBR 2 et 3

) sont toutes supérieures à 0,05 (Tableau

Annexe). Aucun des marqueurs cytoplasmiques ou nucléaires ou encore au niveau des

arrivé à démontrer une relation entre l'hétérogénéité intratumorale et l'évolution

PS2

SBR 2

SBR 3

variation moyens suivis des écarts types des marqueurs en fonction des

Discussion

68

V. DiscussionDiscussionDiscussionDiscussion

L’objectif de notre travail était d’étudier la relation de l’hétérogénéité intratumorale en fonction de

l’âge des malades et le grading au sein d’un échantillon de carcinomes canalaires infiltrants mammaires.

Pour cela, nous avons eu recours à l'utilisation de marquage immunohistochimique. Nous avons choisi

d’étudier la répartition spatiale des marqueurs "reconnus" pour leur importance dans la biologie des

tumeurs mammaires chez les patientes jeunes et âgées et selon le grade histopathologique. Nous nous

sommes limités à l'utilisation de l’oncoprotéine C-erbB2 (HER2/Neu), de la protéine PS2 régulée par

les œstrogènes (TFF1), du K-i67 (MIB 1) et des récepteurs hormonaux (RE et RP).

La quantification de l’hétérogénéité a été réalisée par l’étude du coefficient de variation des index de

marquage obtenus pour chaque marqueur chez les femmes jeunes et âgées et selon les différents grades

SBR. Nous nous proposons ainsi de discuter les résultats obtenus.

Chez toutes les patientes, les résultats montrent la présence de différentes catégories cellulaires

surexprimant les marqueurs utilisés. La présence de ces catégories cellulaires dans différents loci à des

taux variables est la preuve de l’existence d’une hétérogénéité à l’intérieur des carcinomes canalaires

infiltrants du sein. Nos résultats concordent avec ceux de plusieurs auteurs qui ont estimé les IM dans

des carcinomes canalaires infiltrants mammaires (BEERMAN et al., 1991 ; ABADJLAN et ANTOUN,

1996 ; MACGROGAN et al., 1996 ; DE OLIVEIRA, 1997 ; KETTAF, 1997 ; KARAM et al., 2004 ;

EMANI et al., 2004 ; MARTIN et al., 2004 ; SENHADJI, 2004). Ceci explique qu’il existe une

variabilité d’expression phénotypique qui peut être le reflet des clones différents (KLEIN et al., 2002).

Notre étude démontre l’existence de ces différents clones (sous-populations cellulaires) dans la tumeur

mammaire primaire. La présence de ces derniers est due au processus cancérogène lui-même, processus

en multi-étapes, produisant ainsi différentes sous-populations à travers l’expansion clonale. Selon

Montserrat et ses collaborateurs (2008), les variantes génétiques influencent le sous-type pathologique

du cancer du sein en fournissant un soutien supplémentaire. CHENG et al., (2008) montrèrent que

l'hétérogénéité de l'environnement de la glande mammaire pourrait être le résultat d'une hétérogénéité

des maladies bénignes du sein (MBS) considérées comme facteur de risque du cancer mammaire. Cette

hétérogénéité des MBS est corrélée avec l'âge des patientes. Elle est élevée chez les femmes âgées de 46

ans et plus. Cependant, une diminution du risque d'une hétérogénéité des MBS chez des femmes âgées

de 56 ans et plus comparées à des femmes jeunes âgées de moins de 46 ans peut refléter un

environnement mammaire moins hétérogène à cause d'une atrophie du tissu glandulaire (SANTEN et

MANSEL, 2005).

Bien que l’hétérogénéité des tumeurs primaires soit bien connue, KLEIN et ses collaborateurs

(2002) ont montré que les cellules cancéreuses disséminées précocement sont génomiquement très

Discussion

69

instables. Les thérapies adjuvantes sont confrontées à un immense réservoir de cellules variantes à

partir de cellules tumorales résistantes en engendrant des résultats contradictoires dans le pronostic et le

diagnostic. Les caractéristiques de ses différentes catégories cellulaires reflètent l’hétérogénéité des

cellules mammaires précancéreuses qui peuvent se distinguer dans leur réponse aux agents

génotoxiques et carcinogènes (SCHNIPPER, 2007). La répartition spatiale des différents marqueurs

dans les différentes zones d’une lame, mais également entre les différentes lames d’une tumeur donnée,

est hétérogène (SENHADJI et al., 2005). C’est une notion très importante car elle pourrait offrir de

meilleurs moyens pour des applications cliniques (antitumorales).

Hormis le facteur âge, tous les autres paramètres présentent un manque de données entre 5, 5%

pour le siège de la tumeur et 75,3% pour la variable taille de la tumeur. Ces observations manquantes et

le nombre réduit des cas exploités affectent probablement nos résultats qui seront discutés avec

beaucoup de réserves. Certes, l'hétérogénéité intratumorale s'installe au cours de la cancérogenèse

mammaire mais, changera-t-elle de profil avec l'âge des patientes ?

Très peu de résultats décrivent cette relation âge et hétérogénéité. D'après notre étude, il s'avère que

l'âge n'a pas d'effet sur le degré de l'hétérogénéité. Les résultats ne montrent pas de différences

significatives au seuil de 0, 05 dans l’expression des marqueurs utilisés entre les patientes jeunes et

âgées.

L'étude de l'index de marquage moyens (IMM) du C-erbB-2 montre une variabilité entre les patientes

jeunes et âgées de plus de 40 ans. D'une autre part, l’estimation du Coefficient de variation (CV)

témoigne de la dispersion du marquage membranaire C-erbB-2 aussi bien chez les patientes jeunes

âgées de moins de 41 ans (15,39±11,2) que chez les patientes âgées de plus de 40 ans (16,04±10,48)

mais sans déceler de différence significative (p=0,874). DAIDONE et ses collaborateurs (2003)

suggèrent l'utilisation des marqueurs biologiques des tumeurs des patientes âgées de la même manière

que celles des patientes plus jeunes, leur profil d’expression étant superposable. Tandis que les cancers

du sein précoces représentent en grande partie les effets de transformation héréditaire ou de jeunesse

sur l'épithélium mammaire immature, les cancers du sein âgés sont dus probablement aux expositions

prolongées à des stimuli menant à la promotion d'épithélium susceptible de vieillir anormalement. Les

observations cliniques et les études de marquage indiquent que les cancers à un âge tardif sont

biologiquement moins agressifs que les cancers précoces (BENZ, 2008) et génomiquement plus stables

(EPPENBERGER-CASTORI, 2002).

Les études ont également montré l’existence de variations intratumorales pour l’expression de HER2

dans des carcinomes canalaires invasifs. Ceci a été confirmé par l’évaluation du statut d’amplification du

gène HER2 en utilisant l’hybridation in situ par fluorescence. Ces résultats suggèrent que certains

Discussion

70

cancers mammaires primaires sont hétérogènes vis-à-vis de l’amplification du gène HER2/neu ou la

surexpression de sa protéine.

Vu les valeurs obtenues des CV relatifs à la surexpression du Ki-67, une hétérogénéité est notée chez

les patientes jeunes et âgées sans montrer de manière substantielle une différence entre les deux

groupes d'âge (p=0,975) pourtant la majorité de la littérature se concerte sur l'idée de l'agressivité du

cancer mammaire chez les femmes jeunes avec pronostic plus défavorable (SIDANI et al., 2003 ;

KOTHARI et al., 2002).

L'étude des récepteurs hormonaux montre une dispersion importante du marquage. Ceci interprète

une grande biodiversité clonale et par conséquent une hétérogénéité importante dans les deux groupes

de patientes mais sans discerner de différence notable entre les deux groupes d'âge. La relation de l'âge

avec l'instabilité génétique a soulevé des problèmes importants relatifs à l'âge versus statut ER dans la

détermination de la biologie du cancer mammaire. Des études récentes ont abordé cette question en

utilisant l'âge précoce moins de 45 ans et 70 ans et plus comme âge tardif. L'investigation du statut ER

et le profil de la p53 a montré des différences très significatives ; les cancers âgés sont 1,5 fois plus ER-

positif par rapport aux cancers précoces alors qu'aucune différence significative n'est trouvée en

utilisant la p53 (FEDELE et al., 2007).

En se basant sur le statut ER, les cancers du sein jeunes présentent un potentiel prolifératif

beaucoup plus grand que celui des cancers du sein à un âge tardif, expliquant potentiellement en partie

leur apparition clinique précoce. Les cancers mammaires jeunes ne présentent pas de différences

génomiques significatives par rapport au cancer mammaire des sujets âgés mais présentent

suffisamment des différences épigénétiques ce qui amène à conclure que les cancers jeunes et âgés

apparaissent par des mécanismes biologiques fondamentalement différents. Cependant, d'autres études

de cohorte sont nécessaires pour affirmer les différences biologiques potentielles liées à l'âge conduisant

à la tumorigenèse du sein (YAU et al., 2007) Dans le même sens, ANDERSON et ses collaborateurs

(2007) décrivent que les interactions de l'âge suggèrent une hétérogénéité du cancer mammaire. Ceci

pourrait impliquer différentes voies étiologiques pour les types de cancers mammaires jeunes et âgés.

Le grade de différenciation est utilisé comme un marqueur de pronostic du CCI. Une corrélation

entre l'altération génétique et le grade histologique a été peu rapportée. L'hétérogénéité

immunohistochimique est corrélée avec les altérations génétiques. Plus le grade est élevé plus

l'hétérogénéité est marquée. Cependant, aucune corrélation n'a été trouvée entre des génotypes de

cellules tumorales et les formes histologiques, tel que rapporté dans le carcinome de la prostate

(KONISHI et al., 1995) et l'adénocarcinome colorectal (BAISSE et al., 2001).Cependant, l'étude réalisée

par WANG et ses collaborateurs (2006) révèle que l'hétérogénéité génétique intratumorale existe dans

Discussion

71

les différentes régions histologiques dans le carcinome à cellules squameuses de la cavité orale et

quelques génotypes de cellules tumorales particulières ont une corrélation avec des formes

histologiques.

Selon les résultats obtenus, l'hétérogénéité ne semble pas influencée par le grading. L'analyse de

variance ne révèle aucune différence significative au seuil de 5% entre les grades SBR 2 et 3 pour tous

les marqueurs utilisés. Aucun des marqueurs membranaires, cytoplasmiques ou nucléaires ou encore au

niveau des récepteurs, n'est arrivé à démontrer une relation entre l'hétérogénéité intratumorale et le

statut clinique. La taille tumorale est plus importante chez certaines femmes de moins de 35 ans. Le

grade histologique est souvent plus élevé, comme dans notre série (53,8% de grade III). En revanche, la

présence d’hyperplasie atypique apparait plus rare chez les femmes jeunes, ce qui laisse supposer la

formation de novo de ces cancers très agressifs car à grade nucléaire élevé.

Conclusion

72

VI. ConclusionConclusionConclusionConclusion

Le cancer du sein est la première cause de mortalité par tumeur maligne chez la femme. Les grandes

avancées en terme de compréhension des mécanismes de prolifération tumorale ont permis la mise en

place de traitements très efficaces. Cependant, le stade de développement de la maladie est très

important dans la prise en charge thérapeutique. Diagnostiqué et traité précocement, le cancer du sein a

un très bon pronostic en terme de survie. Comme dans beaucoup de processus de cancérisation,

l'échappement thérapeutique qui caractérise les adénocarcinomes mammaires influence l’évaluation du

pronostic et le choix du schéma thérapeutique. Certaines questions restent encore en suspens mais,

comme nous venons de le voir, le cancer du sein chez la femme âgée n'est pas une fatalité devant

laquelle les médecins seraient désarmés. Des traitements adaptés et aux bénéfices démontrés sont

disponibles et de nouvelles stratégies sont en cours d'élaboration.

Or, le cancer du sein est caractérisé par une instabilité génétique importante incluant de fréquents

balancements alléliques qui résultent d’amplifications de gènes et/ou de pertes d’allèles. Ces altérations

contribuent à la grande hétérogénéité des cancers du sein d’un point de vue génétique, histologique,

biochimique et clinique. A la lumière de cette hétérogénéité génétique nous avons essayé dans ce travail

de mettre en évidence l’hétérogénéité phénotypique d'une part et de voir son profil en fonction de l'âge

et du grade clinique. Tout ceci bien sûr dans le but de relier les connaissances acquises pour la mise en

œuvre de nouveaux outils pronostiques et thérapeutiques.

A la lumière des résultats comparatifs, il est clair que les patientes jeunes et âgées manifestent une

hétérogénéité dans l’expression des différentes catégories cellulaires qui varie d'une femme à l'autre. Les

résultats des études sur la diversité génétique des populations cellulaires traduisent une multitude de

niveaux d'hétérogénéité et une combinaison de mécanismes moléculaires différents, formant la base de

l'hétérogénéité du cancer mammaire. La compréhension de ces mécanismes moléculaires facilitera le

développement de méthodes plus efficaces pour traiter et empêcher le cancer du sein.

Ce phénomène d’hétérogénéité doit être pris en considération comme étant un facteur pouvant aider

à mieux comprendre les variations des réponses thérapeutiques dans les cancers mammaires et

améliorer l’évaluation du pronostic (HANNA et al., 2007). Les études sur l'hétérogénéité doivent être

réalisées en intégrant les définitions cliniques et histologiques avec les définitions cellulaires et

moléculaires. Les études montrent également que seulement à l'échelle moléculaire, la complexité est

importante et nécessitent une investigation complexe par l'utilisation des analyses intégrées.

Les mesures quantitatives de l’hétérogénéité tumorale peuvent être utiles cliniquement pour

améliorer le diagnostic et les décisions thérapeutiques ainsi qu’expérimentalement pour chercher à

Conclusion

73

comprendre les mécanismes moléculaires et cellulaires de base qui initient et maintiennent

l’hétérogénéité intratumorale. Il est donc recommandé que l’hétérogénéité intratumorale doive être

couramment définissable et quantifiable.

Références bibliographiques

74

VII. RéférencesRéférencesRéférencesRéférences bibliographiquesbibliographiquesbibliographiquesbibliographiques

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Annexes

83

VIII. Annexes Annexes Annexes Annexes

1. Différenciation tubulo-glandulaire :

proportion de tubes ou glandes dans la tumeur (en % de surface tumorale)

Score > 75 % : Tumeur bien différenciée 1

10-75 % : Tumeur moyennement différenciée 2 < 10 % : Tumeur peu différenciée 3

2. Pléomorphisme nucléaire : degré d'atypie apprécié sur la population tumorale prédominante

Noyaux petits, réguliers, uniformes 1 Pléomorphisme modéré 2

Variations marquées de taille, de forme, avec nucléoles proéminents 3 3. Nombre de mitoses

(à compter sur 10 champs au grossissement x 400)

0 à 6 mitoses 1 7 à 12 mitoses 2 > 12 mitoses 3

TOTAL Grade I 3, 4, 5 Grade II 6, 7 Grade III 8, 9

Tableau XI: Grading SBR (Scarff-Bloom-Richardson) modifié par Elston et Ellis (PENAULT-

LIORCA F et al., 2002).

84

Tableau XII: Classification TNM (UICC 1997, révisée en 2002).

Tx Détermination de la tumeur primitive impossible

T0 Pas de signe de tumeur primitive (non palpable)

Tis Carcinome in situ (canalaire ou lobulaire), ou maladie de Paget du mamelon sans tumeur décelable

T1 Tumeur ≤ 2 cm dans sa plus grande dimension

T1mic : Micro-invasion ≤ 0, 1 cm T1a : ≤0, 5cm

T1b : 0, 5 cm < T1b ≤ 1cm T1c : 1cm < T1c≤ 2cm

T2 Tumeur > 2 cm et ≤ 5 cm dans sa plus grande dimension

T3 Tumeur > 5 cm dans sa plus grande dimension

T4 Tumeur de toute taille avec extension directe à la paroi thoracique (a) ou à la peau (b)

T4a : Extension à la paroi thoracique

T4b : Extension à la peau (Œdème y compris la « peau d'orange », ou ulcération cutanée du sein, ou nodules de perméation cutanés limités au même sein)

T4c : T4a + T4b

T4d : Cancer inflammatoire

Nx Appréciation impossible de l'atteinte ganglionnaire

N0 Absence d'envahissement ganglionnaire régional

N1 Ganglions axillaires homolatéraux mobiles

N2 Ganglions axillaires homolatéraux fixés entre eux ou à d'autres structures, ou présence clinique d'adénopathies mammaires internes en l'absence d'adénopathies cliniques axillaires

N2a : Ganglions axillaires homolatéraux fixés

N2b : Ganglions mammaires internes homolatéraux

N3 Ganglions sous-claviculaires homolatéraux ou mammaires internes ou ganglions sus-claviculaires

N3a : Ganglions sous-claviculaires et axillaires homolatéraux

N3b : Ganglions mammaires internes et axillaires homolatéraux

N3c : Ganglions sus-claviculaires homolatéraux

Mx Renseignements insuffisants pour classer les métastases à distance

M0 Absence de métastases à distance

M1 Présence de métastase(s) à distance

85

N° Age Sein Diam Grd

SBR RO Q

RO

Sc RO% RP Q RP Sc RP%

HER2

Q

HER2

Sc HER2%

Mib1

Q Mib1 Sc Mib1%

PS2

Q

PS2

Sc PS2%

1 37 droit PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

8 36 droit 6.5 3 ⁺ 1 10 ⁺ 1 10 ⁺ 2 25 ₋ 0 0 ₋ 0 0

26 40 droit PR 2 ₋ 0 0 ⁺ 3 40 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

35 23 droit 4 3 ₋ 0 0 ⁺ 3 60 ₋ 0 0 ⁺ 5 50 ₋ 0 0

61 33 droit PR PR ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 2 25 ₋ 0 0 ₋ 0 0

66 40 droit 8 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 1 10 ⁺ 2 25 ₋ 0 0

9 22 gauche PR 2 ⁺ 2 25 ₋ 0 0 ⁺ 25 50 ⁺ 3 30 ₋ 0 0

29 35 gauche PR PR ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 30 ⁺ 1 10 ₋ 0 0

48 38 gauche PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 1 10

Tableau XIII : Données clinicopathologiques des patientes jeunes.

Annexes

86


SBR RO Q

RO

Sc RO% RP Q RP Sc RP% HER2 Q

HER2

Sc HER2%

Mib1

Q Mib1 Sc Mib1%

PS2

Q PS2 Sc PS2%

56 61 Bilat 2.5 d3-

g2 ⁺ 2 25 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

59 42 Bilat PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

4 47 droit PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

5 56 droit PR 2 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR





20 52 droit 2.5 3 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

30 45 droit PR PR ⁺ 5 50 ⁺ 6 60 ⁺ 1 20 ₋ 0 0 ₋ 0 0

33 50 droit PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 2 40 ₋ 0 0

37 61 droit PR 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 60 ₋ 0 0 ⁺ 2 40

39 54 droit PR PR ⁺ 4 10 ₋ 0 0 ⁺ 3 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0

41 43 droit PR PR ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 35 ₋ 0 0 ₋ 0 0

43 69 droit PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 1 0 ₋ 0 0 ⁺ 2 30

46 66 droit PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

49 46 droit PR 2 ⁺ 4 50 ⁺ 1 10 ⁺ 2 20 ₋ 0 0 ₋ 0 0

50 54 droit 2 2 ⁺ 5 20 ⁺ 5 25 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

Tableau XIV : Données clinicopathologiques des patientes âgées.

Annexes

87


SBR RO Q

RO


HER2

Sc HER2%

Mib1

Q Mib1 Sc Mib1%

PS2

Q PS2 Sc PS2%

51 57 droit PR 2 ⁺ 4 50 ₋ 0 0 ⁺ 2 25 ₋ 0 0 ⁺ 1 10

53 44 droit PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

55 56 droit PR 3 ⁺ 5 50 ₋ 0 0 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0

62 62 droit PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

65 75 droit PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 35 ₋ 0 0 ₋ 0 0

69 63 droit PR 2 ⁺ 3 35 ₋ 0 0 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ⁺ 5 50

70 52 droit 6 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0

71 56 droit PR 3 ⁺ 2 25 ⁺ 2 25 ⁺ 3 30 ⁺ 1 10 ₋ 0 0

75 48 droit PR 2 ⁺ 1 10 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

76 41 droit PR 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

78 53 droit 3.5 2 ₋ 0 0 ⁺ 3 35 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

79 65 droit 3 2 ⁺ 2 25 ⁺ 1 15 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0

3 54 gauche PR 3 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

10 61 gauche 5 3 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR





15 59 gauche 4 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

16 74 gauche PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

Annexes

88


SBR RO Q

RO


HER2

Sc HER2%

Mib1

Q Mib1 Sc Mib1%

PS2

Q PS2 Sc PS2%


21 56 gauche 3.5 2 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR



25 44 gauche PR PR ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

27 50 gauche PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 35 ₋ 0 0

28 56 gauche PR 3 ₋ 0 0 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 2 20

31 52 gauche PR 2 ₋ 0 1 ₋ 0 0 ₋ 1 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

32 64 gauche PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 1 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

34 80 gauche 6 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0


38 47 gauche PR PR ₋ 0 1 ⁺ 6 60 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 60

40 64 gauche 4.5 PR ₋ 0 0 ⁺ 2 35 ₋ 0 0 ⁺ 1 10 ₋ 0 0

42 44 gauche PR 2 ⁺ 6 50 ₋ 0 0 ₋ 0 0 PR PR PR PR PR PR

44 58 gauche 3 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

45 52 gauche 2.5 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 1 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

47 59 gauche PR PR ₋ 0 0 ⁺ 2 25 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

52 48 gauche PR 3 ⁺ 1 15 ⁺ 2 30 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0

54 51 gauche 4 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

58 76 gauche PR 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

Annexes

89


SBR RO Q

RO


HER2

Sc HER2%

Mib1

Q Mib1 Sc Mib1%

PS2

Q PS2 Sc PS2%

67 73 gauche PR 2 ⁺ 5 50 ⁺ 5 50 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ₋ 0 0

68 68 gauche PR 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

72 50 gauche PR 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 3 30 ₋ 0 0 ₋ 0 0

73 58 gauche 3 2 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

74 58 gauche PR 3 ⁺ 1 10 ⁺ 1 10 ₋ 0 0 ⁺ 2 25 ₋ 0 0

77 41 gauche 6 3 ⁺ 1 10 ⁺ 1 10 ⁺ 3 35 ⁺ 1 15 ⁺ 1 15

2 63 PR PR 3 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

24 73 PR PR 2 PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR PR

63 45 PR PR 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ₋ 0 0

64 65 PR PR 3 ₋ 0 0 ₋ 0 0 ⁺ 5 50 ₋ 0 0 ₋ 0 0

Tableau XV : Moyenne et coefficient de variation du marquage membranaire HER2 des patientes

jeunes.

Patiente Âge Moy Es CV

1 37 0, 2073315 0, 00997735 4, 812270142

2 36 0, 167413 0, 0694971 41, 51236771

3 22 0, 12064575 0, 01464729 12, 14074153

12 23 0, 12083125 0, 02031702 16, 81437739

19 40 0, 1435325 0, 01442338 10, 04885729

23 38 0, 129762 0, 01182794 9, 115105511

34 33 0, 13001625 0, 01966262 15, 12319895

38 40 0, 1347725 0, 01826607 13, 55325937

90

Patiente Âge Moy Es CV 4 44 0, 15272575 0, 04804526 31, 45851661 5 50 0, 153581 0, 02040249 13, 28451353 6 56 0, 0966895 0, 0258442 26, 72906612 7 55 0, 126885 0, 04346558 34, 25588881 8 45 0, 1661345 0, 03075451 18, 51181311 9 52 0, 1334355 0, 00895939 6, 714395606 10 64 0, 12573175 0, 06923046 55, 06203124 11 50 0, 12052525 0, 04223715 35, 04423536 13 61 0, 1717325 0, 01352992 7, 878488271 14 47 0, 14377275 0, 03078463 21, 41200767 15 54 0, 12190875 0, 02392195 19, 62283252 16 64 0, 126367 0, 02850472 22, 55708824 17 69 0, 1461405 0, 03045762 20, 84132616 18 58 0, 148384 0, 00368136 2, 480967189 20 52 0, 147005 0, 01318908 8, 971856607 21 66 0, 14499925 0, 01215873 8, 385372016 22 59 0, 137237 0, 00609937 4, 444403262 24 46 0, 1484285 0, 00532437 3, 587161945 25 54 0, 12913075 0, 01466441 11, 35625319 26 57 0, 145604 0, 02188218 15, 02855702 27 48 0, 13071375 0, 02315846 17, 71692935 28 44 0, 136489 0, 0224159 16, 42322471 29 51 0, 14780275 0, 01932779 13, 07674827 30 56 0, 1396225 0, 02617856 18, 74953114 31 61 0, 1414895 0, 02834475 20, 03311091 32 76 0, 1363005 0, 02749444 20, 17192986 33 42 0, 14561525 0, 00246413 1, 692219773 35 45 0, 14827975 0, 01113699 7, 510793429 36 65 0, 1166755 0, 01610064 13, 79950639 37 75 0, 10361825 0, 02575372 24, 85442803 39 73 0, 11631425 0, 01272014 10, 936009 40 68 0, 1183605 0, 00608028 5, 137089653 41 63 0, 1115325 0, 01737291 15, 57654144 42 52 0, 1272515 0, 00885616 6, 959572942 43 56 0, 1123385 0, 01489718 13, 26097701 44 50 0, 13328825 0, 03169527 23, 77949247 45 58 0, 12313175 0, 01087979 8, 835895791 46 58 0, 1203225 0, 01797385 14, 93806568 47 48 0, 13969975 0, 01790283 12, 8152224 48 41 0, 12840475 0, 0101212 7, 882265262

Tableau XVI : Moyenne et coefficient de variation du marquage membranaire HER2 des patientes

âgées

Annexes

91

Patiente Âge Moy Es CV 1 37 0, 151266 0, 01626995 10, 755855 2 36 0, 15086625 0, 01146566 7, 59988648 3 22 0, 1374055 0, 02100832 15, 2892837 12 23 0, 113449 0, 01005139 8, 85982935 19 40 0, 13828575 0, 03569749 25, 8142912

Patiente Âge Moy Es CV 4 44 0, 12391475 0, 01471639 11, 8762222 5 50 0, 12015075 0, 01128716 9, 39416832 6 56 0, 123385 0, 01307449 10, 5965001 7 55 0, 140451 0, 01162231 8, 27498997 8 45 0, 15211425 0, 01315994 8, 65135141 9 52 0, 13753675 0, 00604627 4, 39611532 10 64 0, 13592725 0, 00717533 5, 27880149 11 50 0, 1302895 0, 01385718 10, 6356812 13 61 0, 12313875 0, 00841888 6, 83690198 14 47 0, 12691925 0, 01402309 11, 0488256 15 54 0, 12607675 0, 03404059 26, 9998944 16 64 0, 10428575 0, 01991764 19, 0990967 17 69 0, 123038 0, 02062526 16, 7633227 18 58 0, 12110525 0, 02625453 21, 6791 20 52 0, 13639775 0, 04292214 31, 4683645


1 37 0, 1014095 0, 01843824 18, 181964

2 36 0, 0888185 0, 00778215 8, 76185698

3 22 0, 106512 0, 01853198 17, 3989586

12 23 0, 11654925 0, 01413988 12, 1321058

Tableau XVII : Moyenne et coefficient de variation du marquage nucléaire MIB1 des patientes jeunes.

Tableau XVIII : Moyenne et coefficient de variation du marquage nucléaire MIB1 des patientes âgées

Tableau XIX : Moyenne et coefficient de variation du marquage RP chez les patientes jeunes

Annexes

92


4 44 0, 13442875 0, 01845719 13, 730094 5 50 0, 14372275 0, 04145858 28, 8462217 6 56 0, 14392425 0, 0283022 19, 6646516 7 55 0, 122021 0, 0136708 11, 2036472 8 45 0, 10234675 0, 04221871 41, 2506621 9 52 0, 091222 0, 01647305 18, 058196 10 64 0, 1278655 0, 02027172 15, 8539415 11 50 0, 10432975 0, 02085121 19, 9858695

Patiente Âge Moy Es CV 1 37 0, 09068675 0, 01835513 20, 2401403 2 36 0, 07622825 0, 01476167 19, 3650897 3 22 0, 09943175 0, 02560788 25, 7542313 12 23 0, 07182725 0, 02356537 32, 8083967 19 40 0, 148114 0, 03377205 22, 8013916 23 38 0, 13776525 0, 02217427 16, 0956892

Tableau XX: Moyenne et coefficient de variation du marquage RP chez les patientes âgées

Tableau XXI: Moyenne et coefficient de variation du marquage du récepteur œstrogène (RE) des

patientes jeunes

Annexes

93

Patiente Âge Moy Es CV 4 44 0, 10954525 0, 04919673 44, 9099605 5 50 0, 1037215 0, 03865351 37, 2666312 6 56 0, 097976 0, 02329344 23, 7746397 7 55 0, 07264725 0, 01272388 17, 51461 8 45 0, 09513375 0, 00339294 3, 56649233 9 52 0, 09406675 0, 01176195 12, 5038361 10 64 0, 07713225 0, 01804319 23, 3925424 11 50 0, 08858925 0, 02436149 27, 4993712 13 61 0, 09934225 0, 042301 42, 5810769 14 47 0, 09779125 0, 01280537 13, 094602 15 54 0, 08535425 0, 01943586 22, 7708165 16 64 0, 11544675 0, 00431964 3, 74167269 17 69 0, 09845625 0, 00829538 8, 42544864 18 58 0, 08753125 0, 02444989 27, 9327581 20 52 0, 17751125 0, 01073965 6, 05012131 21 66 0, 15940825 0, 03264497 20, 4788438 22 59 0, 15638725 0, 03597775 23, 0055536 24 46 0, 1611435 0, 02684418 16, 6585563 25 54 0, 1536155 0, 0231545 15, 0730203 26 57 0, 16222375 0, 03009186 18, 5496044 27 48 0, 1281745 0, 01832718 14, 2986168 28 44 0, 14351175 0, 02539349 17, 6943628 29 51 0, 15302925 0, 02782781 18, 1846334 30 56 0, 16883475 0, 01957058 11, 5915607 31 61 0, 136955 0, 03402112 24, 8410936 32 76 0, 132611 0, 04788855 36, 1120524 33 42 0, 11932075 0, 02971637 24, 9046129

Tableau XXII: Moyenne et coefficient de variation du marquage du récepteur œstrogène (RE) des

patientes âgées

Annexes

94


1 37 0, 1693575 0, 01985367 11, 7229373

2 36 0, 1653555 0, 02105841 12, 735233

3 22 0, 17522 0, 00737399 4, 20842078

Patiente Âge Moy Es CV 4 44 0, 16796475 0, 00427579 2, 54564672 5 50 0, 18643625 0, 01840474 9, 87187 6 56 0, 16444525 0, 02697591 16, 4041886 7 55 0, 14205125 0, 00900168 6, 33692183 8 45 0, 14577475 0, 01368505 9, 38780585 9 52 0, 153292 0, 01969154 12, 8457728

Paramètre Groupe Âge N % Mean Std. Deviation Sig.

Her2 Age<=40 8 16, 70% 15, 390 11, 2008

0, 874 Age>40 40 83, 30% 16, 044 10, 4829

Mib1 Age<=40 5 25, 00% 13, 664 7, 3923

0, 975 Age>40 15 75, 00% 13, 533 8, 0259

RO Age<=40 6 18, 20% 22, 844 5, 8683

0, 628 Age>40 27 81, 80% 20, 608 10, 7594

RP Age<=40 4 33, 30% 14, 119 4, 4689

0, 210 Age>40 8 66, 70% 21, 074 9, 6981

PS2 Age<=40 3 33, 30% 9, 556 4, 6583

0, 998 Age>40 6 66, 70% 9, 565 4, 8447

Tableau XXIII: Moyenne et coefficient de variation du marquage cytoplasmique PS2/TFF1 des

patientes jeunes

Tableau XXIV: Moyenne et coefficient de variation du marquage cytoplasmique PS2/TFF1 des

patientes âgées

Tableau XXV : Différence des Coefficeints de Variation des différents marqueurs entre les deux

groupes d'âge

Annexes

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Marqueur SBR N Mean Std. Déviation Sig.

Her2 2 24 13.721 6.6917

0.122 3 18 18.826 13.8526

Mib 1 2 9 13.982 7.0255

0.840 3 7 13.17 8.8149

RO 2 17 18.559 8.0222

0.262 3 11 22.93 12.2099

RP 2 7 21.903 9.7881

0.383 3 3 16.137 6.3895

PS2 2 5 11.011 4.487

0.711 3 2 9.536 4.5243

Tableau XXVI : Différence des Coefficients de variation des

différents marqueurs en fonction des grades SBR

Résumé :L’objectif de notre travail est d’etudier le profile de l’heterogeneite intratumorale enfonction de l’age et le grading au sein d’un echantillon de carcinomes canalaires infiltrantsmammaires dans le but d’apporter une participation a l’amelioration du diagnostic etl’évaluation du pronostic individuel des patients. Il va de pair avec une meilleurecompréhension des mécanismes de dynamique cellulaire en oncogenèse humaine. Lecancer du sein est heterogene, son incidence liee a l'age augmente rapidement jusqu'a lamenopause puis tres lentement après, reflétant les stades de cancer mammaire jeune etage (THUN et JEMAL, 2006).L'heterogeneite est estimée par la variabilite d’expressiondu proto-oncogène C-erbB-2, de la PS2 proteine œstrogèno-dépendante régulée, dumarqueur de prolifération cellulaire Ki67 et des récepteurs a la progestérone et al’œstrogène. L'acquisition d'images et la visualisation simultanée des marqueurs ont étéaccomplies par microscopie. Les images ont été traitées par le logiciel MATLAB 7,6.Pour l'estimation de l’hétérogénéité intratumorale un échantillonnage systématique descoupes histologiques a été réalisé. Selon le critère 'âge', le groupe des patientes âgées deplus de 40 ans représente la fraction de 87,7%.Parmi les paramètres clinicopathologiques,le sein droit est plus atteint chez les femmes jeunes (66,7%) avec une taille tumorale>4cm plus fréquente (66,7%). Le score '0' est majoritairement présent dans les deuxgroupes contrairement au marqueur C-erbB-2 ou la tendance est plus vers le score '>0'chez les femmes jeunes (55,6%). L’index de marquage (IM) a été utilise commeparamètre pour l'étude de la répartition spatiale de la surexpression des marqueurs. Pourchaque marqueur, l'IM est retrouve a des taux variables dans différents champsmicroscopiques d'une même tumeur appartenant au même groupe d'âge des patientes.Ces résultats confirment le profil hétérogène intratumoral et montrent que les cellulesmarquées ne suivent pas la même distribution dans les deux groupes. L'analyse devariabilité d’expression des marqueurs estimée par le coefficient de variation (CV) arévèle des valeurs très dispersées démontrant une hétérogénéité intratumorale mais sansdiscerner de différence significative entre les deux groupes de patientes; la valeurminimale est retrouvée dans le cas de l'expression des récepteurs de progestérone(p=0,221). Le test de corrélation de Pearson n'a révèle aucune relation entre le CV etl'âge également (0,39>r>-0,06). En prenant en considération le grade SBR, il apparaitque l'hétérogénéité ne semble pas influencée par le grading. L'analyse de variance nerévèle aucune différence significative au seuil de 5% entre les grades SBR 2 et 3 pourtous les marqueurs (0,84>p>0,12). En conclusion et selon les méthodes utilisées danscette étude, il semble qu'aucun marqueur n'est arrive a démontrer une relation entrel'hétérogénéité intratumorale et la progression tumorale. Cependant, la discordance dansl’expression des marqueurs retrouvée chez les patientes, peut expliquer l’échec connu destraitements thérapeutiques

Mots clés :

Cancer; Sein; Femme; Hétérogénéité; Age; SBR; C-erbB-2; Ki67; PS2; Récepteurs

hormonaux.

Distribution intratumorale mammaire des marqueurs Her2 ...

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