ESPE Carrera de Ingeniería en Biotecnología Química Ambiental NOMBRE: Paula Piedra. FECHA: 26/11/2009 1. TEMA : Métodos analíticos usados en la determinación de Aceites, Detergentes y Plaguicidas en el agua. 2. OBJETIVOS: Investigar todo lo referente a los métodos analíticos que se emplean en la determinación de aceites detergentes y plaguicidas en el agua. Identificar de una manera general en que magnitud contaminan el agua estas sustancias y analizar cuan efectivos son estos métodos para la determinación de las mismas. 3. MARCO TEORICO: Método de Extracción Soxhlet (Determinación de Aceites) 1. FUNDAMENTO Sólo los aceites y las grasas sólidas o viscosas presentes se separan de las muestras líquidas por filtración. Después de la extracción en un aparato Soxhlet con hexano, se pesa el residuo
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ESPE
Carrera de Ingeniería en Biotecnología
Química Ambiental
NOMBRE: Paula Piedra.
FECHA: 26/11/2009
1. TEMA : Métodos analíticos usados en la determinación de Aceites,
Detergentes y Plaguicidas en el agua.
2. OBJETIVOS:
Investigar todo lo referente a los métodos analíticos que se emplean en la
determinación de aceites detergentes y plaguicidas en el agua.
Identificar de una manera general en que magnitud contaminan el agua estas
sustancias y analizar cuan efectivos son estos métodos para la determinación
de las mismas.
3. MARCO TEORICO:
Método de Extracción Soxhlet
(Determinación de Aceites)
1. FUNDAMENTO
Sólo los aceites y las grasas sólidas o viscosas presentes se separan de las muestras
líquidas por filtración. Después de la extracción en un aparato Soxhlet con hexano, se
pesa el residuo que queda después de la evaporación del disolvente para determinar
el contenido en aceite y grasa. Los compuestos que volatilizan a 103ºC se perderán
cuando se seque el filtro. Se elige el Método Soxhlet para fracciones relativamente
polares, o cuando los niveles de grasas no volátiles pueden amenazar el límite de
solubilidad del disolvente. El extractor Soxhlet o simplemente Soxhlet (en honor a su
inventor Franz von Soxhlet es un tipo de material de vidrio utilizado para la extracción
de compuestos, generalmente de naturaleza lipídica, contenidos en un sólido, a través
de un solvente afin. El condensador está provisto de una chaqueta de 100 mm de
longitud, con espigas para la entrada y salida del agua de enfriamiento. El extractor
tiene una capacidad, hasta la parte superior del sifón, de 10 ml; el diámetro interior del
extractor es de 20 mm y longitud de 90 mm. El matraz es de 500 ml de capacidad.
Esta conformado por un cilindro de vidrio, vertical de aproximadamente un pie de alto y
una pulgada y media de diámetro. La columna está dividida en una cámara superior e
inferior. La superior o cámara de muestra sostiene un sólido o polvo del cual se
extraerán compuestos. La cámara de solvente, exactamente abajo, contiene una
reserva de solvente orgánico, éter o alcohol. Dos tubos vacíos, o brazos corren a lo
largo, a un lado de la columna para conectar las dos cámaras. El brazo de vapor, corre
en línea recta desde la parte superior de la cámara del solvente a la parte superior de
la cámara del sólido. El otro brazo, para el retorno de solvente, describe dos U
sobrepuestas, que llevan desde la cámara de la muestra el solvente hasta la cámara
de solvente. El soxhlet funciona cíclicamente, para extraer las concentraciones
necesarias de algún determinado compuesto. Éste funciona de la siguiente forma:
Cuando se evapora el solvente sube hasta el área donde es condensado; aquí, al caer
y regresar a la cámara de solvente, va separando los compuestos, hasta que se llega
a una concentración deseada. Esto puede ocasionar problemas con algunos
compuestos, que con los ciclos llevan a la ruptura del balón, como lo es en la
extracción del ámbar.
2. INTERFERENCIAS
El método es completamente empírico y pueden obtenerse resultados duplicados sólo
con ajustarse de forma estricta a todos los detalles. Por definición, cualquier sustancia
recuperada es aceite y grasa, por lo que cualquier sustancia soluble en el disolvente
será extraída como aceite y grasa. La velocidad y el tiempo de extracción en el Soxhlet
deben ser exactamente los especificados, así como el tiempo de secado y enfriado del
material extraído. Puede producirse un incremento gradual de peso debido a la
absorción de oxígeno, y/o una pérdida gradual de peso debido a la volatilización.
3. MATERIAL
- Equipo de extracción Soxhlet.
- Embudo Buchner.
- Tela de muselina.
- Filtro Watman 40.
- Matraz de fondo redondo.
- Algodón.
- Dedal de extracción: papel.
4. REACTIVOS
- Ácido Clorhídrico concentrado.
- n-Hexano, PA, 65ºC
- Suspensión de tierra de diatomea: 1 g. de tierra en 100 ml de agua destilada.
5. PROCEDIMIENTO
5.1. Toma de Muestra y Almacenamiento
Recoger una muestra representativa en una botella de cristal de boca ancha aclarada
con el disolvente para eliminar cualquier película de detergente, y acidúlese en el
frasco de muestra con HCl concentrado hasta un pH 2. Se marca el frasco de
muestra a la altura del menisco de agua para la determinación posterior del volumen
de la muestra. Nota.- Recoger una muestra separada para hacer esta determinación y
no subdividir en el laboratorio.
5.2. Método de Extracción de Soxhlet
- Después de la preparación de la muestra, preparar dos discos de tela de
muselina del mismo diámetro que el papel de filtro ( Watman 40).
- Colocar el papel de filtro entre los dos discos de tela, y usando el vacío pasar
por el filtro 100 ml de tierra de diatomea; luego, se lava con tres volúmenes de
100 ml de agua
destilada. Se prosigue el vacío hasta que no pase más agua a través del filtro.
- Se filtra la muestra acidificada por la compresa filtrante preparada, mediante
vacío, que se continúa hasta que no pase más agua por el filtro.
- Confeccionar un cartucho de papel de filtro. Introducir en él algodón con
suficiente hexano. Se introducen en este cartucho los filtros utilizados
doblándolos con ayuda de unas pinzas en una especie de rollitos.
- Limpiar el interior y la tapa de la botella de muestra y el interior del embudo de
Buchner con algodón impregnado en hexano para quitar toda la película de
aceite e introducirlo en el cartucho. Una vez realizada esta operación, cerrar
bien el cartucho.
- Desecar el cartucho en estufa a 103ºC durante 30 min exactamente.
- Tarar un matraz de fondo redondo previamente limpiado con mezcla crómica,
para eliminar todo resto de grasas, desecado en estufa durante 30 min y
enfriado a temperatura ambiente en un desecador.
- Colocar el cartucho desecado en el cuerpo de extracción de Sohxlet. Montar el
dispositivo para la extracción, añadiendo la cantidad de hexano suficiente
(unos 250 ml.). La extracción debe hacerse con una frecuencia de 20 ciclos/h
durante 4 horas que se miden desde el primer ciclo. La temperatura debe
mantenerse a unos 70 ºC. Concluida la extracción, eliminar el disolvente por
Recójase una muestra de 1L y márquese el nivel de la muestra en la botella para
determinar después el volumen de la muestra acidifíquese hasta pH 2 o inferior; en
general 5 ml de HCl es suficiente. Pásese a un embudo de separación. Aclárese con
cuidado la botella de muestra con 30 ml de triclorotrifluoroetano y añádanse los
lavados del disolvente al embudo de separación. Es preferible agitar vigorosamente
durante 2 minutos. Sin embargo, si se sospecha que se formará una emulsión estable,
agítese con suavidad durante 5 a 10 minutos. Déjense que se separen las capas.
Drénese la capa de disolvente a través del embudo que contenga papel de filtro
humedecido con el disolvente en un matraz de destilación limpio y tarado. Si no es
posible obtener una capa clara de disolvente, añádase 1 g de Na 2 SO 4 al cono del
papel de filtro y drénese lentamente el disolvente emulsionado sobre los cristales.
Añádase más Na 2 SO 4 si es necesario. Háganse dos extracciones más con 30 ml de
disolvente cada vez pero aclárese primero el envase de la muestra con cada fracción
del disolvente. Combínense los extractos en el matraz de destilación tarado y lávese el
papel de filtro con otros 10 a 20 ml del disolvente. Destílese el disolvente del matraz de
destilación en un baño de agua a 70 °C. Colóquese el matraz en un baño de agua a 70
°C durante 15 minutos y extráigase aire a su través aplicando el vacío durante el
minuto final. Enfríese en un desecador durante 30 minutos y pésese.
Cálculos
Si el disolvente orgánico está libre de residuos, la ganancia de peso del matraz de
destilación tarado se debe principalmente al aceite y la grasa. La ganancia total de
peso, A, del matraz tarado menos el residuo calculado, B, del blanco del disolvente es
la cantidad de aceite y grasa de la muestra:
Método de partición infrarrojo
Aunque el procedimiento de extracción para este método es idéntico que para el
método B, la detección infrarroja permite medir muchos hidrocarburos relativamente
volátiles. Por tanto, los destilados ligeros del petróleo, con excepción de la gasolina,
pueden ser medidos con exactitud. La instrumentación adecuada permite determinar
concentraciones tan pequeñas de aceite y grasa como 0,2 mg/l.
Este método ofrece un cierto grado de selectividad para solventar algunas de las
interferencias de coextracción comentadas en el método B. Los residuos más pesados
del petróleo pueden contener una porción significativa de materiales insolubles en el
triclorotrifluoroetano.
Instrumental
a) Embudo de separación: 1 litro, con llave de cierre de TFE*.
b) Espectrofotómetro infrarrojo: Doble haz, registrador.
c) Células: Sílice infrarrojo próximo.
d) Papel de filtro: Diámetro 11 cm.
Reactivos
a) Ácido clorhídrico: HCl
b) Triclorotrifluoroetano
c) Sulfato de sodio, anhidro.
d) Aceite de referencia: Prepárese una mezcla, por volumen, del 37,5 por 100 de
isooctano, el 37,5 por 100 de hexadecano y del 25 por 100 de benceno. Almacénese
en un envase sellado para evitar la evaporación.
Procedimiento
Remítase al método B para la recogida de muestra, la acidificación y la extracción.
Recójanse extractos combinados en un matraz volumétrico de 100ml y ajustese el
volumen final a 100ml, con disovente. Prepàrese una solución de reserva alrededor
de 1 ml (0,5 a 1,0 g) del aceite a un matraz volumétrico de 100 ml tarado. Tápese el
matraz y pésese aproximando hasta el miligramo.
Añádase disolvente para disolver y diluir hasta la marca. Si la identidad del aceite es
desconocida utilícese un aceite de referencia como patrón. Usando las técnicas
volumétricas, prepárese una serie de patrones que cubran el intervalo de interés.
Selecciónese un par de células de sílice de infrarrojo próximo equiparables. Una célula
de longitud de trayectoria de 1 cm es apropiada para un intervalo de funcionamiento
de aproximadamente 4 a 40 mg. Examínense los patrones y las muestras desde 3.200
cm -1 hasta 2.700 cm -1 con disolvente en el haz de referencia y anótense los
resultados en el papel de absorbancia. Mídanse las absorbancias de las muestras y
los patrones construyendo una línea base recta en todo el intervalo de estudio,
midiendo la absorbancia del pico máximo a 2.930 cm -1 y restando la absorbancia de
la línea base en este punto. Si la absorbancia es superior a 0,8 para una muestra,
selecciónese una longitud de trayectoria más corta o dilúyase si es necesario. Léase la
absorbancia de los patrones en el mismo intervalo para una curva de calibración.2
Cálculos
Método de Sustancias Activas al Azul de Metileno (SAAM)
(Identificación de Detergentes)
La mayoría de los detergentes sintéticos son contaminantes persistentes debido a que
no son descompuestos fácilmente por la acción bacteriana. A los detergentes que no son
biodegradables se les llama detergentes duros y a los degradables, detergentes blandos.
El poder contaminante de los detergentes se manifiesta en los vegetales acuáticos
inhibiendo el proceso de la fotosíntesis originando la muerte de la flora y la fauna
acuáticas. A los peces les produce lesiones en las branquias, dificultándoles la
respiración y provocándoles la muerte. Y por otro lado los detergentes por poseer
moléculas nutrientes, como el fosfato, ocasionan la Eutrofización cultural del agua. Las
industrias pueden presentar este contaminante en sus aguas residuales siempre y
2 J. Romero. Colombia 2000 “Calidad del agua” 2da edición. Pp.:301-303
cuando utilicen estos productos como agentes de limpieza, especialmente con fines de
desengrase. En la industria agroalimentaria por ejemplo, es más frecuente la utilización
de detergentes catiónicos (sales cuaternarias de amonio) ya que se necesita mantener
asepsia en los procesos de elaboración. Los detergentes aniónicos son uno de los
posibles contaminantes encontrados en las aguas residuales, adquiriendo especial
relevancia en las aguas de tipo domésticas
Para determinar detergentes aniónicos se utiliza el Método de Sustancias Activas al
Azul de Metileno (SAAM). Las SAAM llevan a cabo la transferencia del azul de
metileno, un tinte catiónico, desde una solución acuosa a un líquido orgánico
inmiscible, hasta el equilibrio. Esto ocurre a través de la formación de un par iónico
entre el anión SAAM y el catión Azul de Metileno. La intensidad de color azul
resultante en la fase orgánica es una medida de las SAAM. Los surfactantes aniónicos
se encuentran entre las más destacadas de las sustancias que muestran actividad al
azul de metileno por lo que el método es utilizado para determinar y cuantificar
detergentes en aguas naturales y aguas residuales.
Comprende tres extracciones sucesivas en cloroformo a partir de medio acuoso ácido
que contenga azul de metileno en exceso , seguidas de lavado por contracorriente con
agua, y la determinación del color azul en el cloroformo por espectrofotometría a 625
nm. El método es aplicable a concentraciones de SAAM inferiores a 0.025 mg/l. El
sulfonato de alquilbenceno lineal (SAL) es el surfactante aniónico mas utilizado y se
emplea para estandarizar el método SAAM. El alquilbenceno sulfonato puede ser
identificado y cuantificado por espectrofotometría infrarroja después de la purificación.
´
Un agua natural o residual contaminada con detergentes, constituye la fase acuosa.
Cuando se agrega azul de metileno se genera el par iónico Azul de Metileno -SAAM.
Hasta ahí solo se tendría la fase acuosa, pero si se le agrega una porción del
cloroformo, se observará la formación de dos fases, ya que este último es inmiscible
con la fase acuosa. Agitando el sistema se produce la transferencia del par iónico
desde la fase acuosa a la fase clorofórmica, tiñéndose esta última de color azul. La
intensidad de coloración azul resulta proporcional a la concentración de detergente
aniónico. Las SAAM en la fase clorofórmica se valoran por medio de determinación de
absorbancia mediante espectrofotometría. Alternativamente se puede realizar la
valoración por medio de comparación visual en escala cromática.
Materiales y equipos
Ampollas de decantación de 250 ml
Filtro
Matraces
Pipetas
Vasos de precipitado
Probetas
Tubos de ensayo
Espectrofotómetro Visible
Reactivos
Cloroformo
Solución indicadora de fenolftaleina
Reactivo azul de metileno
Acido sulfúrico 1 N y 6 N
Solución de lavado: Ácido sulfúrico 6 N y fosfato diácido de sodio
Procedimiento:
Preparación de la curva de calibración: Se prepara con solución SAL
patrón.
Tamaño de la muestra: Para el análisis directo de las aguas limpias y
residuales se selecciona el volumen de muestra sobre la base de la
concentración de SAAM esperada:
Concentración
de SAAM
esperada (mg/l)
Muestra
tomada (ml)
0.025-0.080 400
0.08-0.40 250
0.4-2.0 100
Si la concentración de SAAM esperada es superior a 2 mg/l se diluye la
muestra que contenga 40 a 200 ug de SAAM hasta 100 ml con agua.
Medir 25 ml de muestra a analizar e introducir en ampolla de decantación
de 250 ml. Completar con agua destilada a 100 ml.
Agregar 2 gotas de fenolftaleina. Si resulta una tonalidad rosada, acidificar
con ácido sulfúrico 6N hasta incoloro.
Medir en probeta 20 ml de solución de azul de metileno y agregar a la
ampolla.
Colocar 10 ml de cloroformo medido en probeta y agitar suavemente
durante 1 minuto.
Dejar reposar hasta que se separen las fases.
Separar fase clorofórmica en vaso de precipitado y desechar la fracción
acuosa que queda en la ampolla.
Agregar nuevamente la fase clorofórmica a la ampolla y, enjuagando el
vaso de precipitado con 50 ml de líquido de lavado repartido en 2 o 3
alícuotas, introducirlo en la ampolla.
Agitar suavemente durante 1 minuto y dejar reposar hasta separación de
fases.
Separar la capa clorofórmica, pasando por filtro, recibiendo el filtrado en
matraz de 25 ml.
Enrasar el matraz con cloroformo.
Realizar lectura de concentración en espectrofotómetro3
3 Miguel Aguilar Romo. 2001. Análisis De Aguas - Determinación De Sustancias Activas Al Azul De Metileno (Saam).Pp.:301-303
Separación de un surfactante por cancelación
Este proceso aísla el surfactante de la solución acuosa diluida produciendo un residuo
seco relativamente libre de sustancias no surfactantes. Se consigue haciendo
burbujear una corriente de nitrógenos hacia arriba en una columna que contenga la
muestra y una capa de acetato de etilo por encima. El surfactante es absorbido en la
interfase agua-gas de las burbujas y es transportado a la capa de acetato de etilo. El
disolvente se separa, deshidrata y evapora, dejando al surfactante como residuo
adecuado para el análisis. Limitaciones
El proceso de cancelación solo separa los surfactantes disueltos, si hay materia en
partículas esta retiene una cantidad del surfactante adsorbido en equilibrio.
Materiales
a) Cancelador
b) Botella de lavado de gas
c) Embudo de separación
d) Equipo de filtración
e) Medidor de flujo de gas
Reactivos
a) Nitrógeno
b) Acetato de etilo
c) Bicarbonato de sodio
d) Cloruro de Sodio
e) Agua libre de surfactantes
CÁLCULOS
Calcular y expresar como SAAM, la concentración aparente de sulfonato de alquilbenceno
lineal como se indica a continuación:
SAAM, mg/L = W * 1 000 / S
W son los mg/100 mL de SAL en la muestra calculada a partir de la ecuación de
la recta de la curva de calibración.
S son los mL de alícuota de la muestra.
METODO DE CROMATOGRAFIA DE GASES
(Determinación de Plaguicidas Organoclorados)
Sus propiedades fisicosicoquímicas los hace muy resistentes a la degradación biológica,
por lo que son altamente persistentes. Una vez absorbidos, los plaguicidas
organoclorados pasan a la sangre y son distribuidos por todo el organismo; se establece
entonces un equilibrio de concentraciones entre los elementos grasos y proteicos
constitutivos de la sangre y otros tejidos ricos en grasas, especialmente el tejido adiposo.
También se pueden encontrar diferentes concentraciones en el hígado, riñones y otros
órganos, dependiendo de la dosis absorbida. La acumulación de estos plaguicidas en le
tejido adiposo impide que lleguen a sitios críticos del sistema nervioso. Sin embargo
cuando ocurre una movilización súbita de la grasa, como pueden ocurrir en situaciones de
tensión o enfermedad, estos productos se movilizan también y pueden llegar a estar en la
sangre en concentraciones suficientes para causar signos de intoxicación aguda. Los
plaguicidas organoclorados también atraviesan la barrera placentaria y se encuentran en
concentraciones importantes en el feto; a esta cantidad se le agregan las procedentes de
la leche materna.
Suelen aplicados en estado líquido en forma de aerosol sobre el cultivo o suelo, aunque
algunas veces se incorporan directamente como sólidos (polvo o gránulos) o a través del
tratamiento de las semillas. La contaminación del agua por estos se da al ser arrastrados
por el agua de los campos de cultivo hasta los ríos y mares donde se introducen en las
cadenas alimenticias provocando la muerte de varios organismos. La cromatografía de
gases es la técnica más ampliamente empleada para el análisis multiresidual de
plaguicidas, siendo, en general, capaz de conseguir los límites de detección más bajos
(μg/L e incluso ng/L). El cromatógrafo de gases más común para los pesticidas que
contiene átomos de cloro es el detector de Captura De Electrones (ECD). La
Cromatografía de fase líquida de alta resolución con detección ultra violeta-visible
(HPLCDAD) también es aplicable.
Un ECD posee 5 milicurios de emisor β. Dicho electrón ioniza el gas portador y se
produce una ráfaga de electrones. Al tener especies orgánicas en el gas, éstas capturarán
parte de los electrones, disminuyendo por tanto la intensidad de la corriente. Normalmente
es necesario aplicar el potencial en forma de impulsos para lograr una respuesta lineal del
detector. Este detector es muy selectivo, y es sensible a la presencia de moléculas con
grupos electronegativos como halógenos, peróxidos, quinonas y grupos nitro, etc.
Los pesticidas órganoclorados se encuentran presentes por lo general en aguas
afectadas por evacuaciones agrícolas. Varios de los pesticidas son bioacumulativos y
relativamente estables; así como agentes tóxicos y carcinógenos; por lo tanto los métodos
consisten en métodos de cromatografía de gases CG según la extracción liquido-liquido
de las muestras de agua, y los métodos de cromatografía de gases/ espectrometría de
masas CG/EM, puede detectar todos los compuestos, además estos métodos resultan de
utilidad para determinar la presencia de los bifenilos policlorados.
Muestreo y preservación de muestras:
Muestrear con un recipiente de vidrio de un dm³ con tapón con contratapa de teflón. La
muestra se toma únicamente en la superficie del cuerpo receptor que se vá a analizar. En
caso de muestras de aguas profundas se debe utilizar para el muestreo frascos Winkler.
Conservar las muestras durante el transporte a 277 K (4 0C).
Conservar las muestras en refrigeración a la misma temperatura.
Para el control del método de extracción y purificación se efectúa en iguales condiciones y
simultáneamente tres muestras: un blanco, un duplicado y una muestra de concentración
conocida de plaguicidas organoclorados. Así mismo preparar un estandar de
recuperación colocando en un tubo de centrífuga graduado de 15 cm³ la misma cantidad
de solución de plaguicidas organoclorados que se usa en la preparación de la muestra de
concentración conocida. Guardar este tubo en el congelador a 253 K (- 20 0C) hasta la
terminación de la preparación de las muestras y en ese momento llevarlo al mismo
volumen de la muestrade concentración conocida de plaguicidas organoclorados. 4
REACTIVOS
Hexano (C6H14) Eter de petróleo punto de ebullición 303
K - 333 K(30ºC-60ºC)
Benceno (C6H6) Cloroformo (CH3Cl)
Acetona (CH3 - CO -
CH3)
Iso-octano (C8H18)
Cloruro de metileno
(CH2Cl2)
Dieldrin.
Endrin. Dicloro difenil etano (DDE).
DDD ó TDE. Keltano o dicofol
4 Navarro F. A. E. 2005. Contaminantes antropogénicos en las descargas de aguas residuales de Izúcar de Matamoros y Atlixco, Puebla. Revista Internacional de Contaminación Ambiental, Pp.:721-728
Epóxido de heptacloro Hepatocloro
Lindano ( β - HCH) Metoxicloro
Toxafeno Lindano ( - HCH)℘
Heptano (C7H16) Sulfato de sodio granular y anhídro
(Na2SO4) grado analítico
Agua grado plaguicida Florisil para cromatografía en columna
malla 60/100
Tolueno (C6H5CH3) Plaguicidas organoclorados (98% al
100% de pureza).
Se toman 3 muestras: un blanco, un duplicado y una muestra de concentración conocida
de plaguicidas organoclorados. Así mismo preparar se dé estándar de recuperación
colocando en un tubo de centrífuga graduado de 15 cm³ la misma cantidad de solución
de plaguicidas organoclorados que se usa en la preparación de la muestra de
concentración conocida. Guardar este tubo en el congelador a 20ºC, hasta la terminación
de la preparación de las muestras y en ese momento llevarlo al mismo volumen de la
muestra de concentración conocida de plaguicidas organoclorados.
Procedimiento:
Extracción:
Se mide en una probeta un dm³ de la muestra y transferirla a un embudo de
separación de 2 dm³. Se agregar 100 cm³ de hexano y agitar vigorosamente al
embudo durante 3 min, dejar reposar hasta que se separen las fases. Si se forma una
emulsión añadir 5 cm³ de una solución saturada de sulfato de sodio.
Drenar la fase acuosa a la probeta empleada para medir la muestra. Pasar la fase
orgánica a través de una columna que contenga una capa de 5 cm de altura de sulfato
de sodio pretratado recibir la fase orgánica en un matraz de fondo redondo de 500
cm³.
Se transfiere nuevamente el agua de la probeta al embudo de separación, repetir
desde el inciso 10.2 con porciones de 50 cm³ de hexano dos veces y colectar los
extractos de hexano en el matraz de 500 cm³.
Se concentran lentamente los extractos obtenidos de 1 a 2 cm³ con ayuda de vacío en
un evaporador rotatorio.
Purificación
En una columna cromatográfica se coloca un tapón de lana de vidrio en el fondo y
enjuagar con acetona y hexano, añadir 2 cm de altura desulfato de sodio pretratado
golpeando ligeramente la columna para tener una superficie uniforme.
Siguiendo el mismo procedimiento agregar 15 g de florisil desactivado al 3% y en la
parte superior añadir nuevamente 2.5 cm de altura de sulfato de sodio pretratado.
Con una pipeta Pasteur transferir cuantitativamente el concentrado a la columna
preparada en 10.3.1 de la siguiente manera:
Pasar el contenido de un recipiente a otro usando una pipeta Pasteur. Enjuagar el
primer recipiente con 2 cm³ de hexano y transferir al segundo recipiente. Repetir
esta operación por tres veces más.
Esperar a que el disolvente baje a 1 mm de la superficie de la capa superior del
sulfato entre cada enjuague (nunca permitir que la columna se seque).
Enseguida del último lavado eluir el extracto que se encuentra en la columna con
200 cm³ de una mezcla benceno-hexano (1:1).
Dejar escurrir el disolvente por la pared de la columna para que no se altere la
superficie del sulfato de sodio y recoger el eluato en un matraz balón de 500 cm³
con boca esmerilada 24/40. Concentrar lentamente el eluato hasta
aproximadamente 1 cm³ con ayuda de vacío en un evaporador rotatorio.
Transferir el concentrado anterior cuantitativamente, como se menciona
anterirormente, a un tubo de centrífuga graduado de 15 cm³ hasta completar un
volumen de 10 cm³.
Cualificación: Se inyecta primero el blanco, el estándar de recuperación y la muestra de
concentración conocida de plaguicidas organoclorados, enseguida, inyectar en forma
alternada las muestras problema y los patrones individuales de los plaguicidas cuando
menos en dos columnas cromatográficas de empaque con polaridad diferente para
identificar con seguridad los compuestos organoclorados que tienen cada una de las
muestras.
Cuantificación: La cuantificación se efectúa usando cualquiera de las dos columnas
cromatográficas. Así, simultáneamente se confirma la identidad de cada plaguicida. La
cuantificación se hace relacionando las alturas de los picos de las muestras con las
alturas de los picos de las soluciones patrón utilizando la siguiente fórmula:
Donde:
Am = Altura del pico de la muestra, en cm.
Ae = Altura del pico del patrón, en cm
Vie = Volumen inyectado del patrón, en μ dm³
Vim= Volumen inyectado de la muestra, en μ dm³
Ce = Concentración del patrón, en g/ cm³
X = Volumen de dilución de la muestra extraída, en cm³
Vm = Volumen inicial de la muestra, en cm³
ATm = Atenuación del amplificador en la muestra
ATe = Atenuación del amplificador en el patrón
106 = Constante para transformar de g/ cm³ a mg/ dm³.5
DIOXINAS, FURANOS, PCBs.
Dioxinas.- Las Dioxinas cubren un grupo de 75 policloro dibenzo dioxinas (PCDD)
congéneres y 135 policloro dibenzofuranos ( PCDF ) congéneres de los cuales 17 son de
preocupación toxicológica. Bifenilos Policlorados (PCBs) son un grupo de 209 congéneres
los cuales pueden ser divididos en dos grupos de acuerdo a sus propiedades
toxicológicas: 12 congéneres exhiben propiedades toxicológicas similares a las dioxinas y
es por eso que son a menudo llamados PCBs con efecto Dioxina.
Los análisis de dioxinas utilizan extracción por disolvente, cromatografía de líquidos antes
de la Cromatografía de Gases/Espectometría de Masa de Alta Resolución, los análisis
involucrarán identificación y cuantificación de las dioxinas y furanos más tóxicos y el
cálculo del I-TEQ (Equivalente Tóxico Internacional) para poder comparar los límites
prescritos y los níveles típicos de fondo. Basado en la separación de los distintos
congéneres por cromatografía de gases y detección por espectrometría de masas
(GC/MS). Para el análisis de las muestras con menor contenido en “dioxinas” se usan
espectrómetros de masas de alta resolución (GM-HRMS) que permiten alcanzar