UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL FACULDADE DE AGRONOMIA PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA DO SOLO DEGRADAÇÃO DE FENOL POR MICRORGANISMOS ISOLADOS DE EFLUENTE DA GASEIFICAÇÃO DO CARVÃO Julio Bernardo da Silva Filho Farmacêutico, Ms.C.(UFRJ) Tese apresentada como um dos requisitos à obtenção do Grau de Doutor em Ciência do Solo Porto Alegre (RS) Outubro, 1998
135
Embed
degradação de fenol por microrganismos isolados de efluente da ...
This document is posted to help you gain knowledge. Please leave a comment to let me know what you think about it! Share it to your friends and learn new things together.
Transcript
UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO GRANDE DO SUL FACULDADE DE AGRONOMIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGRONOMIA CURSO DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA DO SOLO
DEGRADAÇÃO DE FENOL POR MICRORGANISMOS ISOLADOS
DE EFLUENTE DA GASEIFICAÇÃO DO CARVÃO
Julio Bernardo da Silva Filho Farmacêutico, Ms.C.(UFRJ)
Tese apresentada como um dos requisitos à obtenção do Grau de
Doutor em Ciência do Solo
Porto Alegre (RS) Outubro, 1998
AGRADECIMENTOS
Ao Dr. Robert W.S.P. Thomas, pelos ensinamentos, orientação
e amizade sincera.
À Dra. Tereza Cristina P. Barbosa e ao Dr. Nelson H.
Gabilan, pelo apoio, amizade, auxílio no trabalho e acolhida na UFSC.
Aos professores, colegas e funcionários do Laboratório de
Microbiologia Aquática - Departamento de Ecologia e Zoologia (UFSC) e
do Laboratório de Microbiologia do Solo - Departamento de Solo
(UFRGS), pela acolhida e os bons momentos de convivência.
Aos amigos Juvenal, Zamir, Luiz Fernando, Lígia, Ivana,
Osni, Maria e Salete, do Sítio San German - Brunópolis (SC), pelo
fraterno convívio e grande amizade.
À Jane, Maurício e Gustavo, por me oportunizarem o estudo, e
com o seu amor tornarem possível vencer os obstáculos, tornando a
vida maravilhosa.
Aos amigos Ademir, Milo, Eddy, Mari, Toninho, Clair, Edson,
que conheci ainda na antiga FUCRI quando iniciava meus trabalhos na
região sul.
DEGRADAÇÃO DE FENOL POR MICRORGANISMOS ISOLADOS
DE EFLUENTE DA GASEIFICAÇÃO DO CARVÃO(1)
Autor: Julio Bernardo da Silva Filho Orientador: Dr. Robert W.S.P. Thomas Co-orientadora: Dra. Tereza C.P. Barbosa
SINOPSE
O efluente líquido de um gaseificador de carvão mineral tratado em um sistema de lodo ativado, é descartado no rio Urussanga (SC) com um teor de fenóis totais, compostos aromáticos e metais que inibem a germinação do trevo (Trifolium pratense) e o crescimento da aveia (Avena sativa) nos ensaios de crescimento em vasos. A população microbiana e o pH do solo elevaram-se após a adição do lodo ativado ao solo. Aproximadamente 40% dos microrganismos isolados caracterizaram-se como bactérias gram negativas produtoras de pigmentação amarelada, e os outros 60% como bactérias gram negativas, não pigmentadas e predominantemente não fermentadoras de carboidratos. Algumas bactérias foram identificadas como estirpes dos gêneros Pseudomonas e Acinetobacter. As 2 estirpes de leveduras isoladas e não identificadas, apresentaram atividades metabólicas nos meios com teores mais elevados de fenol, comparativamente às bactérias. O desenvolvimento microbiano nos meios suplementados com proteínas (TFn) apresentou-se mais efetivo que nos meios com sais minerais e amonium (MMO-II), incluindo a taxa de degradação do fenol, que diminui com o aumento da concentração de fenol no meio. O solo e a argila testados como suplementos (2,0% - p/v), seja como suporte, adsorventes ou fornecedores de nutrientes (matéria orgânica) e de sais minerais, forneceram taxas de degradação do fenol mais baixas. ___________________________________________________________
1 Tese apresentada para obtenção do Grau de Doutor em Ciências do Solo, Faculdade de Agronomia, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre. (122 p.) Outubro, 1998.
PHENOL DEGRADATION BY MICROORGANISMS ISOLATED FROM COAL GASIFICATION WASTEWATER(1)
SUMMARY Coal-tar effluents treated in na activated sludge is
discarded in Urussanga river (SC) with high phenol, aromatic compounds and metal concentration, that inhibit Trifolium pratense germination and Avena sativa developing in contaminated soils. Approximately 40% of the isolated microorganisms was characterizated as Gram negative bacterias producing yellow pigments, and 60% like Gram negatives and Gram variables bacterias, not pigmented and not fermenting sugars, identified as Pseudomonas and Acinetobacter. Two yeasts were isolated and not identified, they developed in higher phenols concentrations than bacteria did, and growth was better in protein supplemented medium (TFn), mineral salts and ammonium (MMO-II), although phenol degradation rate dropped with rising phenol concentration medium. Soil and clay tested like supplements (2,0% - p/v), like support or nutrient (organic matter) and minerals, showed shorter phenol degradation rate with slowler yeast metabolism.
______________________________
1 Ph.D. Thesis in Soil Science. Agronomy Department, Federal University of Rio Grande do Sul, Porto Alegre (RS) - October, 1998.
1. Características físico-químicas do efluente do gaseificador de
carvão mineral tratado (lodo ativado) em uma Estação de Tratamento, Cocal do Sul (SC)...................................40
2. Características físico-químicas do solo coletado no município de
Brunópolis (Sítio San German), localizado no planalto de Santa Catarina, e da argila coletada no município de Viamão - RS..............................................................44
3. Meios de cultura para o isolamento microbiano...................46 4. Descrição do teste de crescimento vegetal em vasos..............53 5. Isolamento das bactérias nos meios TFn, TEG-1% e MEL-Fn, a partir
do lodo ativado da Estação de Tratamento de um gaseificador de carvão mineral..................................................58
6. Isolamento das leveduras nos meios TEG-1% e AGR-Fn, a partir do
lodo ativado da Estação de Tratamento de um gaseificador de carvão mineral.........................................................59
7. Características do crescimento bacteriano nos meios de cultura com
proteínas (TFn), com sais minerais e nitrato (MMO-I) e com sais minerais e amonium (MMO-II), acrescidos de fenol (0,5 g/l)............................................................60
8. Características fisiológicas das culturas bacterianas isoladas a
partir do lodo ativado da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador e das águas de lixiviação do carvão mineral.........................................................61
9. Crescimento microbiano no meio TFn com diferentes concentrações de
fenol, após 21 dias de incubação sob temperatura ambiente e agitação constante (32 rpm).....................................63
10. Taxa de degradação do fenol (mg/l/h) no teste de batelada com:
solo (2,0 % - p/v); argila (2,0% - p/v); sais minerais e amonium; fenol (0,5 e 1,0 g/l) e a levedura LEV-2, incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação constante (32 rpm)............................................................70
11. População de leveduras (UFC/ml) recuperadas no meio TFn (Tryptic Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l) no teste de batelada com: solo (2,0 % - p/v); inóculo da levedura LEV-2 (3,7 + 0,2 x 107 UFC/ml); e fenol (0,4 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão)..............................73
12. População de leveduras (UFC/ml) recuperadas no meio TFn (Tryptic
Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l) no teste de batelada com:
solo (2,0 % - p/v); sais minerais e amonium (MMO-II); inóculo da levedura LEV-2 (7,7 + 0,2 x 107 UFC/ml); e fenol (0,4 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).........................................................74
13. População de leveduras (UFC/ml) recuperadas no meio TFn (Tryptic
Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l) no teste de batelada com: argila (2,0 % - p/v); solo (2,0 % - p/v); inóculo da levedura LEV-2 (1,7 + 0,3 x 107 UFC/ml); e fenol (1,0 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).................75
14. Quantificação das bactérias totais (meio Thorton) e das
leveduras totais (meio GPENC) do solo testado nos tubos percoladores, antes e após a adição do lodo ativado, realizado em triplicata (média + desvio padrão)..............................76
15. Quantificação dos microrganismos heterotróficos (UFC/g) do solo
testado nos tubos percoladores (TP-I) e recuperados no meio com sais minerais e amonium (MMO-II) e fenol (0,03; 0,1; 0,5 e 1,0 g/l), antes e após a adição do lodo ativado (25% - v/v), realizado em triplicata (média + desvio padrão)...........................77
16. Quantificação dos microrganismos heterotróficos (UFC/g) do solo
no teste de crescimento vegetal em vaso (TCV-I), recuperados no meio TFn (Tryptic Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l), após a adição do lodo ativado líquido (16 l/vaso); lodo concentrado (10 % - v/v); esterco e calcário, realizado em triplicata (média + desvio padrão).....................78
17. Determinação da condutividade e do pH do solo, antes e 30
dias após a adição do lodo ativado da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral, realizado em triplicata (média + desvio padrão)......................80
18. Determinação da massa fresca e da massa seca de Avena sativa
(aveia) e do número de brotamentos de Trifolium pratense (trevo) no teste de crescimento vegetal em vaso (TCV), após a adição do efluente (16 l/vaso) e do lodo (10 % v/v) da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral, realizado em triplicata (média + desvio padrão)..............................81
RELAÇÃO DE FIGURAS páginas
1. Estação de Tratamento do Efluente (ETE) do gaseificador de carvão
mineral, Cocal do Sul - SC......................................39 2. Esquema da análise dos fenóis totais............................42 3. Isolamento e conservação das cepas microbianas..................45 4. Esquema dos testes de degradação do fenol em batelada com
microrganismos isolados da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão..........................................49
5. Esquema do teste de recuperação microbiana nos meios com fenol, a
partir do solo contaminado com os resíduos da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral........51
6. Esquema do teste de crescimento vegetal em vasos,
com solo contaminado com resíduos (efluente e lodo) da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral........53
7. Crescimento das leveduras LEV-1 e LEV-2, e da bactéria BIR-4
(Acinetobacter calcoaceticus) no meio MMO-II-Fn (50,0 + 5,0 mg fenol/l) e concentração residual do fenol após a adição de concentrações crescentes de fenol (250,0 + 5,0; 440,0 + 10,0 e 840,0 + 5,0 mg/l) no teste de batelada incubado sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm)...........65
8. Concentração residual do fenol (mg/l) no teste de batelada com:
meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l); com solo (2,0 % - p/v), sais minerais e amonium (MMO-II); com solo (2,0 % - p/v) e fenol (500 mg/l), após a adição do inóculo (1,0 %) da levedura LEV-2 (1,8 + 0,4 x 107 UFC/ml), incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm)................................67
9. Concentração residual do fenol (mg/l) no teste de batelada nos
meios com: argila (2,0 % - p/v); solo (2,0 % - p/v) e fenol (500 mg/l), após a adição do inóculo (1,0 %) da levedura LEV-2 (3,8 + 0,2 x 107 UFC/ml), incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm)............................68
10. Concentração residual do fenol (mg/l) no teste de batelada com:
meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l); solo (2,0 % - p/v) e sais minerais com amonium (MMO-II); solo (2,0 % - p/v) sem sais minerais; fenol (500 mg/l), após a adição do inóculo (1,0 %) da levedura LEV-1 (3,6 + 0,3 x 107 UFC/ml), incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm)..........72
11. Massa seca de aveia (Avena sativa) e pH da solução do solo, após
a contaminação do solo com o lodo ativado (LAt: 384,0 ml/Kg; LA-c: 77,0 ml/Kg), e a adição de calcário (Cal: 4,3 g/Kg) e esterco bovino (Est: 46,0 g/Kg), após a semeadura (100 sementes/vaso) e o crescimento da planta (30 a 40 dias)............................82
LISTA DE ABREVIATURAS, EXPRESSÕES E FORMULAÇÕES Abs - absorbância
Flavobacterium, Mycobacterium, Pseudomonas e Xanthomonas
(Bailly et.al., 1977; Harayama e Timmis, 1989).
Os compostos intermediários derivados do catecol e
do ácido gentísico, são catabolizados nas vias bioquímicas
denominadas de orto-clivagem e meta-clivagem (Hamzah e Al-
Baharna, 1994). O processo de degradação anaeróbica dos
compostos fenólicos ocorre geralmente após as reações de
redução e de carboxilação, formando benzoil-CoA como
intermediário. A clivagem do anel benzênico é geralmente
efetuada por uma população microbiana mais específica. O
surgimento de uma sub-população com novas atividades
metabólicas depende do fenômeno de aclimatação microbiana
às frequentes alterações ambientais e permite o incremento
da atividade microbiana total sobre um determinado resíduo,
e algumas vezes sobre compostos relacionados (Kennedy e
Smith, 1995).
Os compostos aromáticos afetam a microbiota do
solo, estimulando a produção de enzimas específicas à sua
metabolização. Na medida em que aumenta a concentração dos
resíduos industriais em um ambiente, ocorre a seleção dos
microrganismos mais resistentes e adaptados (van der Meer
et.al, 1992; Liu e Suflita, 1993). Microrganismos
manipulados geneticamente ou aclimatados experimentalmente,
possuem amplas possibilidades de utilização nos sistemas de
tratamento e na recuperação de áreas contaminadas por
substâncias tóxicas (Robinson et.al., 1990). Os mecanismos
genéticos permitem a ampliação da capacidade metabólica e
da especificidade de utilização dos mais variados
substratos. Os plasmídios expandem a adaptação genética e
estão presentes no catabolismo bacteriano dos compostos
aromáticos e podem conferir ainda, resistência aos
antibióticos e às substâncias tóxicas (Harayama e Timmis,
1989).
Vários trabalhos relatam a utilização dos
microrganismos na metabolização dos compostos aromáticos
naturais e dos contaminantes do solo (Otte et.al., 1994). A
extensa variedade de novos compostos industriais
produzidos, contribui com o aumento e a persistência de
substâncias estranhas às moléculas de origem biológica,
denominada biologicamente de compostos xenobióticos que se
depositam no solo e podem contaminar os lençóis freáticos
ao longo do tempo, ocasionando alguma toxicidade (Hammer,
1993; Kelsey e Alexander, 1997).
4. MATERIAL e MÉTODOS
4.1 - O lodo ativado
A Figura 1 mostra os locais de coleta do lodo
ativado, a partir de um sistema de tratamento situado nas
instalações de uma indústria de revestimentos cerâmicos,
localizada na região sul do Estado de Santa Catarina. A
estação de tratamento biológico recebe o efluente líquido
do gaseificador de carvão mineral (Apêndice 3), denominado
de licor fenólico e diluído a 25% em água (v/v) com uma
vazão média de entrada no sistema é de 1.200 l/h. Após um
período de 6 meses de recirculação e tratamento sob aeração
mecânica (Apêndice 4), o lodo ativado concentrado em um
tanque de sedimentação (Apêndice 5) é descartado sem
tratamento nos solos da região.
4.2 - Águas de lixiviação do carvão mineral
As amostras de água foram coletadas em dois locais
da região carbonífera sul-catarinense: (a) nascente do rio
Sangão; (b) lagoa de recepção das águas de um lavador de
carvão, situados em Criciúma (Apêndice 6).
FIGURA 1 - Estação de Tratamento do Efluente (ETE) do gaseificador de carvão mineral, Cocal do Sul - SC.
4.3 - Análises físico-químicas
As análises do efluente foram efetuadas no
laboratório do setor de Gaseificação da indústria cerâmica,
por Mariese Olivo de Brida (Tabela 1), conforme metodologia
descrita no Standard Methods for Water and Wastewater
(APHA, 1985). O efluente líquido do gaseificador de carvão
apresenta uma composição físico-química variável, em função
da composição e procedência do carvão utilizado (Apêndice
G TA TS G G ELG
EF
RE
RU
ETG
G - gaseificador; ETG - energia térmica e efluente gasoso; ELG - efluente líquido do gaseificador; TA - tanque de aeração (1,0 mg O2/l); TS - tanque de sedimentação; RE - recirculação do efluente; EF - efluente final; RU - Rio Urussanga; LAt - lodo ativado; LA-c - lodo ativado concentrado.
LAt LA-c
7). Análises dos compostos aromáticos foram efetuadas no
laboratório de Microbiologia Aquática e Ambiental,
Departamento de Ecologia e Zoologia, Universidade Federal
de Santa Catarina (UFSC), Florianópolis (SC).
TABELA 1 - Características físico-químicas do efluente do gaseificador de carvão mineral tratado (lodo ativado) em uma Estação de Tratamento, Cocal do Sul (SC).
Características
Efluente (1)
Remoção (%)(2)
fenol 0,6 ppm 99,0 - 99,9
cianetos 1,8 ppm 82,0 - 94,0
tiocianatos 599,5 ppm até 50,0
sulfetos 65,7 ppm até 78,1
sulfatos 831,4 ppm -
Nitrogênio orgânico 269,0 ppm -
amônia 867,0 ppm 65,3 - 78,3
cloretos 93,6 ppm 94,1
cálcio 172,0 ppm 89,2
sódio 17,4 ppm -
magnésio 26,2 ppm -
fósforo 45,7 ppm -
ferro 2,5 ppm -
chumbo 0,2 ppm -
sílica 8,0 ppm 20,0
DBO (3) 388,7 ppm 95,7 - 97,2
DQO (4) 2.894,0 ppm 85,5 - 90,3
(1) efluente descartado com pH entre 7,8 e 8,8;
(2) vazão média do efluente tratado: 3 m3/h; (3) demanda bioquímica de oxigênio;
(4) demanda química de oxigênio.
4.4 - Determinação da concentração do fenol
A concentração dos fenóis totais foi determinada
segundo o método colorimétrico da amino-antipirina (der
Yang e Humphrey, 1975) modificado (Apêndice 8). As amostras
líquidas dos experimentos realizados em batelada
(erlenmeyers) foram centrifugadas (10.000 rpm, 3 minutos).
As amostras de solo coletadas dos vasos e frascos, foram
inicialmente tratadas em solução aquosa (1,0 g solo/10 ml
água destilada) por 15 minutos, e centrifugadas (10.000
rpm, 3 minutos) após a extração. A extração em pH ácido
(4,0) foi efetuada em solução aquosa com tampão citrato-
fosfato (0,5 M) e a extração em pH alcalino (13,0), com
solução aquosa de hidróxido de sódio (2 M) (Whitehead
et.al., 1983). A análise do sobrenadante foi efetuada após
a adição dos reagentes (4-amino-antipirina e ferrocianeto
de potássio) e determinada automaticamente em uma Leitora
de Microplacas (WHITTAKER BIOPRODUCTS) e em
espectrofotometria (MICRONAL), utilizando o comprimento de
onda de 505 nm (Figura 2). O cálculo da concentração dos
fenóis totais foi efetuado segundo a análise da regressão
linear da curva padrão do fenol, nas concentrações de 0,0;
2,0; 4,0; 6,0; 8,0 e 10,0 mg/l. Acima desta concentração a
curva perde a sua linearidade (Apêndice 9).
FIGURA 2 - Esquema da análise dos fenóis totais.
4.5 - O solo e a argila testados
O solo foi coletado no Sítio San German, localizado
a 2 Km da BR-270, no município de Brunópolis (SC), situado
no planalto serrano com relevo ondulado a fortemente
ondulado (45,0% a 75,0%). O levantamento geológico situa a
região nos Patamares da Serra Geral, com solos profundos e
bem drenados e o predomínio de rochas efusivas de seqüência
básica e cobertura sedimentar. O clima da região é
superúmido (classificação de Thornthwaite) com precipitação
média entre 1.600 mm e 2.000 mm/ano e temperatura média
anual entre 16,0 oC e 18,0 oC. O levantamento presente no
Atlas de Santa Catarina, classifica o solo da região do
Planalto dos Campos Gerais como Terra Bruna Estruturada
intermediária para Terra Roxa Estruturada álica e
Centrifugação (10.000 rpm) (3 minutos)
Leitura (505 nm)
solo
Caldo 5,0 ml
Solo (1,0 g/10 ml
Método: amino-antipirina
pH 4,0
pH 13,0
extração Reagentes a: 210 l b: 1.050 l
distrófica, com o perfil A proeminente, Tb (argila de baixa
atividade), argiloso (Gaplan, 1986).
A argila coletada em um corte da estrada RS-118 (a
1,0 Km da BR-290) no município de Viamão (RS) foi
classificada como montmorilonita (argila 2:1) e é
encontrada nos solos do Rio Grande do Sul (Asturias, 1989).
A Tabela 2 apresenta as características físico-
químicas do solo e da argila, analisadas nos laboratórios
da Faculdade de Agronomia (UFRGS), Porto Alegre (RS). As
análises físico-químicas e a concentração dos nutrientes
zinco, boro, manganês e enxofre totais) foram determinadas
segundo metodologia descrita por Tedesco et.al. (1995).
4.6 - Isolamento, crescimento e conservação dos
microrganismos
O isolamento das colônias microbianas foi efetuado
a partir das amostras do lodo ativado diretamente (LAT);
após uma prévia incubação do lodo ativado sob temperatura
ambiente por 3 dias em meio líquido (BIR); e a partir das
águas de lixiviação do carvão (ALC). Após o isolamento e a
purificação efetuado em sucessivas etapas em meio sólido
(TFn), as cepas microbianas foram conservadas sob
refrigeração (4,0 oC) em meio semi-sólido suplementado com
TABELA 2 - Características físico-químicas do solo coletado no município de Brunópolis (Sítio San German), localizado no planalto de Santa Catarina, e da argila coletada no município de Viamão - Rio Grande do Sul (1).
Características
físico-químicas
Solo
Argila(2)
Argila 70,0 % -
pH 4,6 4,9
M.orgânica 2,9 % 0,4 %
CTC (3) 9,3 me/100 ml 10,7 me/100 ml
H + Al (4) 8,4 me/100 ml 8,3 me/100 ml
alumínio (Al) 5,6 me/100 ml 6,1 me/100 ml
cálcio (Ca) 0,5 me/100 ml 1,2 me/100 ml
magnésio (Mg) 0,2 me/100 ml 1,0 me/100 ml
fósforo (P) 4,0 ppm 1,0 ppm
potássio (K) 85,0 ppm 78,0 ppm
enxofre (S) 36,4 ppm 6,2 ppm
manganês (Mn) 22,0 ppm 1,0 ppm
cobre (Cu) 9,0 ppm 2,2 ppm
zinco (Zn) 0,4 ppm 0,4 ppm
boro (B) 0,4 ppm 0,2 ppm
(1) Análise efetuada nos Laboratórios da Faculdade de Agronomia - UFRGS, Porto Alegre (RS);
(2) tipo montmorilonita; (3) capacidade de troca catiônica; (4) acidez trocável.
proteínas e fenol (Tabela 3), até o momento da realização
dos testes de degradação (Barbosa et.al., 1995).
Após o desenvolvimento em meio líquido com fenol
(TFn) sob agitação contínua (32 rpm) e temperatura ambiente
(26,0 + 2 ºC), as culturas microbianas foram semeadas em
meio sólido e incubadas em estufa DBO (28,0 + 1 oC) por um
período de até 21 dias, para a diferenciação e
caracterização das colônias isoladas, conforme o esquema da
Figura 3.
FIGURA 3 - Isolamento e conservação das cepas microbianas.
LAT ALC BIR
MCS
Incubação (28 oC)
(até 21 dias)
Isolamento das colônias
Conservação (4 oC)
meio TFn semi-sólido
Crescimento (26 oC)
meio TFn líquido
LAT - lodo ativado; ALC - água de lixiviação do carvão; BIR - lodo ativado pré-enriquecido; MCS - meio de cultura sólido
TABELA 3 - Meios de cultura para o isolamento microbiano.
Componentes TFn TEF AGR-Fn(1) MEL-Fn(2)
Tryptic Soy
broth(3)
2,5 g/l 2,5 g/l - -
Nitrogênio total - - 16,0% 0,5%
potássio - - 4,0% -
sais minerais(4) - - 0,4% -
carbohidratos - - - 70,0%
lodo ativado - 1,0% - -
fenol 0,5 g/l - 0,5 g/l 0,5 g/l
(1) resíduo de Agrosix (derivado do xisto betuminoso); (2) resíduo de melado; (3) extrato proteico de soja (DIFCO); (4) magnésio, molibdênio, cálcio, enxofre.
4.7 - Caracterização e quantificação microbianas
Os testes efetuados para a caracterização das
bactérias foram descritos por Palleroni (1984) e Ward
et.al. (1986). As cepas purificadas foram testadas em
microplacas, para a caracterização fisiológica microbiana
da assimilação dos nutrientes (fontes de carbono e
nitrogênio) e da produção de enzimas específicas no sistema
de testes API-NE e API-ZYM (Biomérieux). A produção de
pigmentos das culturas foi observado após o desenvolvimento
nos meios de cultura TFn (sólidos e líquidos) e a coloração
das células microbianas (método Gram) foi observado após o
desenvolvimento no meio Tryptic Soy broth (TSB) após 24 h.
As populações microbianas dos experimentos foram
quantificadas pelos métodos de espalhamento (spread plate)
e micro-pipetagem (10 l e 20 l) em placas com meio sólido
(Riis et.al., 1998). As amostras do solo (1,0 g) coletadas
dos tubos de percolação (Apêndice 10) e dos vasos (Apêndice
11), e as amostras coletadas dos meios líquidos TFn e MMO-
Fn (1,0 ml) do teste de batelada, foram diluídas em solução
salina estéril (NaCl 0,85 %) e agitadas em Vórtex (1,0
min). Os resultados obtidos após um período de incubação
sob temperatura constante (28 oC) até 21 dias, foram
expressos em unidades formadoras de colônias por mililitro
de meio (UFC/ml) ou por grama de solo (UFC/g). A contagem
das colônias foi efetuada em triplicata para o cálculo das
médias e do desvio padrão (Berquó et.al., 1980).
4.8 - Ensaios de degradação do fenol
Três culturas microbianas previamente isoladas do
lodo ativado: BIR-4, LEV-1 e LEV-2, foram incubadas sob
temperatura ambiente por 24 h no meio TFn, para obtenção do
inóculo (107 UFC/ml) a ser testado. O desenvolvimento
microbiano foi efetuado em testes de batelada (erlenmeyers
de 250 ml) com 100 ml dos meios com fenol (até 1,5 mg/ml),
proteínas, sais minerais, solo e argila esterilizados (121
oC, 15 minutos), conforme a descrição nos Apêndices 12 a
15. Os testes foram efetuados sob temperatura ambiente (26
+ 2 ºC) e agitação contínua (32 rpm), na presença e na
ausência do solo (2,0 % - p/v) e da argila (2,0 % - p/v),
com proteínas (TFn), com sais minerais e amonium (MMO-II),
conforme a descrição da Figura 4.
Alíquotas do meio líquido foram coletadas em
intervalos de tempo para análise da turbidez (ABS540 nm) da
concentração residual do fenol (Powlosk e Shingler, 1994;
Providenti et.al., 1995).
4.9 - Teste da concentração inibitória mínima
O desenvolvimento das colônias microbianas
previamente isoladas foi efetuado no meio TFn (0,5 g
fenol/l) para obtenção do inóculo, após um período de
incubação de 24 h na temperatura de (28,0 + 1 ºC). Uma
alíquota (0,1 ml) do caldo de cultura foi adicionado ao
meio TFn (10,0 ml) com diferentes concentrações do fenol e
do licor fenólico, oriundo do efluente do gaseificador. O
desenvolvimento do teste foi acompanhado pela turbidez
(Abs540nm) e análise do fenol residual, durante um período
de incubação de 14 dias sob temperatura ambiente (26,0 + 2
ºC) e agitação contínua (32 rpm), conforme a metodologia
descrita por Rubin e Alexander (1983).
FIGURA 4 - Esquema dos testes de degradação do fenol em batelada com microrganismos isolados da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão.
Solo Argila Sais minerais
Fenol
121 oC; 15 min
26 + 2 oC; 32 rpm; 24 h
Fenóis Totais (leitura 505 nm)
26 + 2 oC; 32 rpm; 10 dias
Inóculo microbiano
28 + 1 oC; 21 dias
Turbidez (leitura 540 nm)
UFC/ml
TFn MMO-II- Fn
UFC/ml - unidade formadora de colônias por mililitro.rpm - revoluções por minuto; nm - nanômetro
4.10 - Teste de tolerância microbiana no solo
O teste de tolerância ao fenol foi efetuado em
tubos cilíndricos de plástico perfurados (volume de 1.100
cm3), preenchidos com solo (1.000 g) sobre um suporte de
areia lavada com água, peneirada (diâmetro de 4,00 mm) e
esterilizada a seco (150 oC, 3 horas). Após a adição de
alíquotas do lodo ativado (250 ml), do inóculo microbiano
(25 ml) e de água destilada esterilizada (121 oC, 15
minutos), conforme os Apêndices 16 a 19. A umidade do solo
foi monitorada e mantida entre 20% e 30% (p/p) (Apêndice
20).
A recuperação microbiana foi efetuada nos meios TFn
e MMO-II-Fn, com diferentes concentrações de fenol (0,03;
0,1; 0,5 e 1,0 mg/ml); nos meios Thorton para bactérias e
no meio GPENC para leveduras (Apêndice 21), respectivamente
antes e após 7 dias da adição do lodo. A Figura 5 mostra
graficamente o esquema.
FIGURA 5 - Esquema do teste de recuperação microbiana nos
meios com fenol, a partir do solo contaminado com os resíduos da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral.
4.11 - Teste de crescimento vegetal em vasos
Os testes de crescimento vegetal foram efetuados em
10 vasos de amianto com 40 cm de diâmetro e 40 cm de altura
(Apêndice 11), preenchidos com areia lavada e peneirada
(diâmetro de 4,00 mm) como suporte filtrante e preenchido
com solo seco (volume de 20,0 litros) e peneirado (diâmetro
de 4,00 mm). Alíquotas do lodo ativado diluído e
concentrado (resíduo sólido) da Estação de Tratamento de
Efluentes; 10% de esterco bovino seco e estabilizado (por
60 dias aproximadamente) e calcário dolomítico (IMBRACAL -
PRNT - 90,2%) para correção do pH a 6,0, foram adicionados
Lodo ativado
Solo
UFC/ g solo (28,0 + 1 ºC; 21 dias) Inóculo
Água
Tubo percolador TFn, MMO-II-Fn Thorton, GPENC
ao solo 30 dias antes da semeadura (Apêndices 22 a 24). O
teor de umidade dos vasos foi mantido entre 30% e 40%
(p/p), calculados segundo a fórmula abaixo (Bidone, 1995).
Após um período de estabilização de 30 dias, foram
semeadas 625 sementes (1,0 g) de trevo (Trifolium pratense)
e 100 sementes de aveia (Avena sativa). A contagem das
plântulas de trevo e de aveia foi efetuada 21 dias após o
plantio. A aveia desenvolveu-se após 3 semanas e desbastou-
se a 50 plantas/vaso. A coleta da parte aérea das folhas
foi efetuada cortando-se a 2,0 cm do chão, para
determinação da massa seca (secagem em estufa a 60 oC até
peso constante), conforme o esquema gráfico da Figura 6 e a
Tabela 4, modificado a partir de Salé et.al. (1996).
FIGURA 6 - Esquema do teste de crescimento vegetal em vasos, com solo contaminado com resíduos (efluente e lodo) da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral.
TABELA 4 - Descrição do teste de crescimento vegetal em
vasos.
Vasos(1)
Tratamento (litros/vaso)
areia
solo
esterco(2)
LA-c(3)
LAt(4)
A e B 2 20 - - 16
C e D 2 20 - 2 -
E e F 2 20 2 - -
G e H 2 20 - - -
I e J(5) 2 20 - - -
(1) Vaso de amianto de 40 cm (diâmetro) x 40 cm (altura); (2) esterco estabilizado (por 2 meses); (3) lodo ativado concentrado (umidade de 50% p/p); (4) lodo ativado; (5) calcário dolomítico (IMBRACAL - PRNT 90,2%) (4,3 g/Kg).
Lodo ativado Água
solo Umidade 30 - 40 % (p/p) (18,0 + 6 ºC)
Esterco Calcário
Vasos aveia, trevo
21 dias
30 dias
plantio coleta
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 - O lodo ativado e o descarte
A combustão do carvão mineral produz os gases e o
calor necessário à queima dos revestimentos cerâmicos
argilosos, entretanto o processo libera vários compostos
inorgânicos e orgânicos, que formam o efluente líquido a
ser tratado e posteriormente descartado. Em virtude do
incêndio ocorrido nos laboratórios da Engenharia Sanitária
da Universidade Federal de Santa Catarina, e da falta de
recursos para a realização das análises em outro
laboratório de referência, as análises complementares não
puderam ser realizadas convenientemente.
O sistema de tratamento biológico denominado de
Lodo Ativado, utilizado na Estação de Tratamento de
Efluentes de uma indústria localizada em Cocal do Sul (SC),
possibilitou a remoção de uma parte considerável da matéria
orgânica do efluente, fato observado com a redução na
demanda bioquímica de oxigênio (DBO) superior a 95%,
conforme os resultados observados na Tabela 1.
As análises do efluente tratado mostraram uma baixa
diminuição nos teores finais de tiocianatos, segundo Raizer
Neto (1991) o aumento da concentração deste composto inibe
a degradação do fenol, contudo a adição de alguns compostos
orgânicos suplementares (ácido p-benzóico por exemplo) aos
reatores, poderia aumentar a velocidade de degradação dos
tiocianatos. A utilização de reatores apropriados e de
microrganismos selecionados poderiam ser utilizados para o
tratamento simultâneo dos tiocianatos e do fenol, presentes
no efluente originário da carbonização do carvão (Banerjee,
1996).
As concentrações dos sais de amonium e de sulfato
após o tratamento, contribuíram para uma demanda química de
oxigênio (DQO) residual elevada (próximo a 3.000 ppm),
mostrando a necessidade de um tratamento complementar. A
Tabela 1 mostra ainda, uma eficiência superior à 90% na
redução dos teores dos fenóis totais neste sistema de
tratamento, eficiência que tambem foi observada em vários
trabalhos que utilizaram reatores experimentais otimizados
(Gallagher e Felix, 1985). Entretanto, conforme relatam
Watson-Craik e Senior (1989), o teor de fenol superior a
0,01 mg/l pode ser tóxico para plantas e animais, valor
este inferior aos teores de fenóis descartados no rio
Urussanga (SC).
Face aos escassos dados obtidos sobre a
caracterização do efluente final, não foi possível avaliar
convenientemente o processo biológico de tratamento,
ressaltando a inexistência do tratamento terciário e a
ausência de informações sobre a disposição final do rejeito
sólido. Desta forma, os esforços foram centralizados no
isolamento e na caracterização de alguns microrganismos
adaptados ao efluente e que metabolizam o fenol, discutindo
a participação microbiana no solo e os efeitos da
contaminação deste resíduo, sobre microrganismos e plantas.
5.2 - Isolamento e caracterização microbiana
O meio de cultura tamponado com nutrientes
proteicos e fenol (meio TFn), propiciou o isolamento das
7) e uma cepa de levedura LEV-1 (Tabela 6). O meio com
fenol e melaço (meio MEL-Fn) permitiu o isolamento das
cepas bacterianas LAT-20, LAT-21, LAT-22, LAT-23, LAT-24 e
LAT-25 (Tabela 5), e o meio com fenol mais o rejeito
industrial Agrosix (meio AGR-Fn) permitiu apenas o
isolamento da levedura LEV-2 (Tabela 6), a partir do lodo
ativado da Estação de Tratamento do Efluente do
gaseificador.
A Tabela 5 apresenta a produção de uma pigmentação
marrom no meio suplementado com proteínas, após 96 horas de
incubação sob agitação contínua em temperatura ambiente,
das culturas bacterianas LAT-2, LAT-3, LAT-4, LAT-11, LAT-
15, LAT-17, LAT-22, LAT-23 e LAT-24. A formação de uma
pigmentação desta tonalidade nos meios de cultura ricos foi
descrita por Bailly et.al. (1977), durante a transformação
microbiana das substâncias fenólicas simples em substâncias
para-húmicas, evidenciando uma polimerização dos compostos
aromáticos por bactérias e leveduras, nos meios testados.
A Tabela 6 mostra um tempo de crescimento similar
para as leveduras LEV-1 e LEV-2, mais lento nos meios com
sais minerais e fenol (0,5 g/l), quando comparados ao meio
suplementado com proteínas e fenol (0,5 g/l). A Tabela 7
mostra um desenvolvimento bacteriano mais lento nos meios
com sais minerais, com nitrato ou amonium, acrescidos de
fenol (0,5 g/l). Nenhuma das culturas isoladas apresentou
crescimento nos meios com sais minerais sem fenol e nos
meios com sais minerais e ácido tânico (0,5 g/l) como fonte
de energia e carbono.
TABELA 5 - Isolamento das bactérias nos meios TFn, TEG-1% e MEL-Fn, a partir do lodo ativado da Estação de Tratamento de um gaseificador de carvão mineral.
Numeração Meio Características do crescimento
da
cepa(1)
de
isolamento
Meio de
crescimento
Tempo
(h)
coloração
meio(2)
LAT-1 TEG-1%(3) TFn 24 amarelo
LAT-2 TEG-1% TFn 24 marrom
LAT-3 TEG-1% TFn 24 marrom
LAT-4 TEG-1% TFn 24 marrom
LAT-6 TFn(4) TFn 24 amarelo
LAT-7 TFn TFn 96 amarelo
LAT-8 TFn TFn 48 amarelo
LAT-9 TFn TFn 24 amarelo
LAT-11 TFn TFn 24 marrom
LAT-12 TFn TFn 48 amarelo
LAT-14 TFn TFn 24 amarelo
LAT-15 TFn TFn 24 marrom
LAT-17 TFn TFn 48 marrom
LAT-18 TFn TFn 24 amarelo
LAT-20 MEL-Fn(5) TFn 24 amarelo
LAT-21 MEL-Fn TFn 24 amarelo
LAT-22 MEL-Fn TFn 48 marrom
LAT-23 MEL-Fn TFn 24 marrom
LAT-24 MEL-Fn TFn 24 marrom
LAT-25 MEL-Fn TFn 48 amarelo
(1) LAT: lodo ativado; (2) após 96 h de incubação (temperatura ambiente e
API-ZYM (Biomérieux), permitiu a identificação das cepas
BIR-1 e BIR-6 como Pseudomonas alcaligenes, a cepa BIR-4
como Acinetobacter calcoaceticus e a cepa ALC-304 como
Acinetobacter baumanii, confirmado por Tereza C. P.
Barbosa (comunicação pessoal). As cepas de leveduras e as
demais cepas bacterianas não foram identificadas,
entretanto as características fisiológicas estão presentes
na Tabela 8 e as características morfológicas coloniais no
Apêndice 25.
TABELA 7 - Características do crescimento bacteriano nos meios de cultura com proteínas (TFn), com sais minerais e nitrato (MMO-I) e com sais minerais e amonium (MMO-II), acrescidos de fenol (0,5 g/l).
Numeração Tempo de crescimento (h)
da
cepa(1)
TFn(2)
(proteínas)
MMO-I-Fn(3)
(nitrato)
MMO-II-Fn(4)
(amonium)
LAT-2 24 nhc 288
LAT-9 24 96 nhc
LAT-14 24 nhc(5) 264
LAT-17 48 nhc nhc
LAT-18 24 nhc 288
LAT-22 48 nhc 264
BIR-1 24 96 nhc
BIR-4 24 nhc 96
BIR-6 24 96 264
ALC-103 24 nhc 288
ALC-304 24 nhc 264
(1) LAT: lodo ativado; BIR: lodo ativado pré-incubado (temperatura ambiente por 3 dias, agitação contínua - 32 rpm); ALC: água de lixiviação do carvão;
(1) inóculo 20 l (caldo de crescimento de 24 h) em 5 ml meio TFn;
(2) LAT: lodo ativado; LEV: levedura; BIR: lodo ativado pré-incubado (temperatura ambiente por 3 dias, agitação contínua - 32 rpm); ALC: água de lixiviação do carvão.
A Figura 7a apresenta os resultados do crescimento
das leveduras LEV-1 e LEV-2, e da bactéria Acinetobacter
calcoaceticus (BIR-4), com uma turbidez mais elevada no
caldo de cultura bacteriano até a adição de 250 mg fenol/l.
O desenvolvimento das leveduras tornou-se mais pronunciado
após 68 h de teste, denotando o crescimento mais lento
destes microrganismos comparado ao crescimento da bactéria
testada nas mesmas condições. Os testes de degradação do
fenol estão presentes na Figura 7b, efetuados em um meio
com fenol como única fonte de carbono e o inóculo de 1,0%
(v/v). No meio com sais minerais e cloreto de amonium (MMO-
II) e uma concentração inicial de 50 mg fenol/l, o
experimento mostrou o declínio da concentração após a
adição de 250 mg fenol/l, após 92 h para as leveduras e
após 115 h para a bactéria BIR-4 (Acinetobacter
calcoaceticus), com taxas de degradação de 9 mg/h e 3 mg/h
respectivamente. A adição subsequente de 440 mg fenol/l e
840 mg fenol/l, para a bactéria e as leveduras
respectivamente, mostrou um declínio mais lento na
concentração do fenol residual, com taxas de degradação
inferiores à 1 mg/h.
0
0,05
0,1
0,15
0,2
0,25
0,3
0 20 44 65 68 92 115 160 165 192
Tempo (h)
Abs
orbâ
ncia
(540
nm
)
LEV-2LEV-1BIR-4
0
100
200
300
400
500
600
700
800
900
0 20 44 65 68 92 115 160 165 192 240 336Tempo (h)
Con
c. F
enol
(mg/
l)
LAT-27LEV-1BIR-4
a)
b) 840 mg/l 840 mg/l 840 mg/l
250 mg/l 440 mg/l
FIGURA 7 - (a) Crescimento das leveduras LEV-1 e LEV-2, e da bactéria BIR-4 (Acinetobacter calcoaceticus) no meio MMO-II-Fn (50,0 + 5,0 mg fenol/l) e (b) concentração residual do fenol após a adição de concentrações crescentes de fenol (250,0 + 5,0; 440,0 + 10,0 e 840,0 + 5,0 mg/l) no teste de batelada incubado sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm).
Na Figura 8, observa-se que a levedura LEV-2
proporcionou a eliminação de 500 mg fenol/l (100%) no meio
com proteínas (TFn); no meio com solo (2,0% - p/v), sais
minerais e cloreto de amonium após 24 h. A quantidade do
fenol diminuiu em 20% e 60%, em 24 h e 72 h
respectivamente, no meio com solo (2,0% - p/v) sem o
acréscimo de sais minerais e cloreto de amonium.
Na Figura 9 observa-se que a quantidade de fenol
diminuiu entre 10% e 15% em 24 h; entre 20% e 50% no meio
com solo e entre 20% a 40% no meio com argila, sem o
acréscimo de sais minerais e o cloreto de amonium, em 240 h
de incubação sob agitação contínua e temperatura constante.
As Figuras 8 e 9 mostram o efeito da suplementação
dos sais minerais e do cloreto de amonium na degradação do
fenol, no qual a levedura testada apresentou um
comportamento semelhante ao teste com o meio TFn,
diminuindo o tempo necessário para a completa degradação do
fenol (em 24 h), comparado ao meio com solo e argila que
apresentaram um tempo superior à 240 h para a degradação
completa ou parcial do fenol, evidenciando a importância da
suplementação de compostos orgânicos (proteínas) e
inorgânicos (sais minerais e amonium) para o
desenvolvimento microbiano, conforme os trabalhos de Rubin
e Alexander (1983).
050
100150200250300350400450500
0 h 24 h 48 h 72 h 240 hTempo (h)
Con
c. fe
nol m
g/l)
TFn (Tryptic Soy broth)
solo (2,0 % sol. sais minerais MMO-II*)
solo (2,0 % )
água destilada
FIGURA 8 - Concentração residual do fenol (mg/l) no teste de batelada com: meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l); com solo (2,0 % - p/v), sais minerais e amonium (MMO-II); com solo (2,0 % - p/v) e fenol (500 mg/l), após a adição do inóculo (1,0 %) da levedura LEV-2 (1,8 + 0,4 x 107 UFC/ml), incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm).
LEV-2 + fenol
0
100
200
300
400
500
600
0 h 6 h 12 h 24 h 240 h
Tempo (h)
Con
c.Fe
nol (
mg/
l)
argila (2,0 %) solo (2,0 %)
água destilada
FIGURA 9 - Concentração residual do fenol (mg/l) no
teste de batelada nos meios com: argila (2,0 % - p/v); solo (2,0 % - p/v) e fenol (500 mg/l), após a adição do inóculo (1,0 %) da levedura LEV-2 (3,8 + 0,2 x 107 UFC/ml), incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm).
Na Tabela 10 observou-se que as maiores taxas de
degradação aconteceram nas primeiras 24 h, nos testes com a
levedura LEV-2 e solo (21,7 mg/l/h); com a levedura, solo e
solução de sais minerais com amonium (15,7 mg/l/h); com a
levedura e solução de sais minerais com amonium (15,1
mg/l/h); e com a levedura e a argila (13,3 mg/l/h). Com o
aumento da concentração do fenol no meio, de 0,5 g/l para
1,0 g/l, foi verificado e efeito mais pronunciado do solo e
da argila, contribuindo para a adsorção e a metabolização
do fenol, relatado nos trabalhos de Pal et.al. (1994).
LEV-2 + fenol
Durante o segundo dia do experimento, a taxa de
degradação do fenol no meio sem sais minerais e amonium,
foi ligeiramente superior no meio com solo quando comparado
ao meio sem a presença do solo (9,7 mg/l/h e 1,7 mg/l/h,
respectivamente), possivelmente devido a lenta
disponibilização dos nutrientes pelo solo e a baixa
mineralização do fenol no solo, conforme o relato de
Dobbins et.al. (1987).
As taxas de degradação calculadas de 4,2 e 5,0
mg/l/h nas primeiras 12 e 24 h, diminuíram para 0,6 e 1,7
mg/l/h, apenas com o inóculo da levedura nos testes com
0,5 e 1,0 g de fenol/l, respectivamente. Este fato se deve
possivelmente, em virtude do arraste dos nutrientes do
caldo de crescimento e da população microbiana do inóculo,
para o teste de degradação, razão das taxas mais elevadas
em um primeiro momento. Dentre os poucos trabalhos
encontrados sobre a degradação do fenol por leveduras,
destacamos os trabalhos de Silveira Pinto et.al. (1979)
sobre a metabolização de vários compostos aromáticos por
leveduras isoladas de um estuário contaminado com petróleo,
embora não sejam relatadas as taxas de degradação do fenol.
A taxa de degradação do fenol de 1,9 mg/l/h
observada inicialmente com o solo, sem a levedura e sem a
solução de sais minerais, baixou para 0,4 mg/l/h até o
final do experimento. O solo esterilizado pode ter
metabolizado ou adsorvido o fenol durante os seis dias de
duração do teste, além da possível volatilização deste
composto. As análises do teor de fenol realizadas com as
amostras de solo e da própria solução do solo, através do
método da amino-antipirina, não foram satisfatórias e os
resultados apresentaram-se bastante variáveis, em virtude
dos baixos teores de fenol no solo natural utilizado na
padronização, e ao próprio processo extrativo discutido nos
trabalhos de Whitehead et.al. (1983).
Os testes de adsorção do fenol no solo e as
análises da atividade enzimática total do solo sobre o
fenol não apresentaram a reprodutibilidade necessária,
deste modo a análise da metabolização e adsorção do fenol
pelo solo e pelas argilas necessitam de novos trabalhos.
TABELA 10 - Taxa de degradação do fenol (mg/l/h) no teste de batelada com: solo (2,0 % - p/v); argila (2,0% - p/v); sais minerais e amonium; fenol (0,5 e 1,0 g/l) e a levedura LEV-2, incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação constante (32 rpm).
Tempo
(h)
TAXA de DEGRADAÇÃO
(mg fenol/l/h)
Fn-0,5(1) SI-sm(3) I-sm SI I S
até 12 - - - - -
até 24 15,7 15,1 5,4 5,0 1,9
24 - 48 - - 9,7 1,7 -0,2
48 - 192 - - - 0,2 0,4
Fn-1,0(2) SI AI I A S
até 12 9,4 4,7 4,2 - -
12 - 24 21,7 13,3 0,6 5,4 3,9
(1) concentração inicial de fenol: 0,5 g/l; (2) concentração inicial de fenol: 1,0 g/l; (3) S: Solo; I: inóculo da LEV-2 (7,7 + 0,2 x 107 UFC/ml
meio TFn); A: argila; sm: sais minerais e amonium.
A Figura 10 apresenta os resultados do teste
efetuado com a levedura LEV-1, que apresentaram-se
similares ao teste efetuado com a LEV-2, sugerindo ser a
mesma levedura isolada em meios de cultura diferentes.
no teste de batelada com: meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l); solo (2,0 % - p/v) e sais minerais com amonium (MMO-II); solo (2,0 % - p/v) sem sais minerais; fenol (500 mg/l), após a adição do inóculo (1,0 %) da levedura LEV-1 (3,6 + 0,3 x 107 UFC/ml), incubados sob temperatura ambiente (26,0 + 2,0 oC) e agitação contínua (32 rpm).
Os teores da concentração de fenol nos testes de
degradação efetuados estão discriminados nos Apêndices 26 a
28.
5.5 - Quantificação microbiana
A Tabela 11 mostra um pequeno aumento da população
total no meio com solo (2,0%) e o inóculo da levedura LEV-2
(105 UFC/ml), quando comparada com a população do ensaio
com o inóculo e sem o solo (104 UFC/ml). Em ambos os meios
utilizados para a quantificação, meio TFn com 0,5 e 1,0 g
fenol/l, a população permaneceu constante no experimento.
LEV-1 + fenol
TABELA 11 - População de leveduras (UFC/ml) recuperadas no meio TFn (Tryptic Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l) no teste de batelada com: solo (2,0 % - p/v); inóculo da levedura LEV-2 (3,7 + 0,2 x 107
UFC/ml); e fenol (0,4 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).
recuperadas no meio com 0,5 e 1,0 g fenol/l, mais elevada
no meio com sais minerais e amonium (107 UFC/ml) quando
comparada ao meio com solo (105 UFC/ml).
Na Tabela 13, a presença da argila e do solo no
meio não alterou significativamente a população de
leveduras, que permaneceu constante (105 UFC/ml) no meio
com 1,0 g fenol/l, nas primeiras 48 h de incubação no
ensaio de degradação, sob agitação contínua e temperatura
ambiente.
TABELA 12 - População de leveduras (UFC/ml) recuperadas no meio TFn (Tryptic Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l) no teste de batelada com: solo (2,0 % - p/v); sais minerais e amonium (MMO-II); inóculo da levedura LEV-2 (7,7 + 0,2 x 107 UFC/ml); e fenol (0,4 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).
TABELA 13 - População de leveduras (UFC/ml) recuperadas no meio TFn (Tryptic Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l) no teste de batelada com: argila (2,0 % - p/v); solo (2,0 % - p/v); inóculo da levedura LEV-2 (1,7 + 0,3 x 107 UFC/ml); e fenol (1,0 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).
Tempo
População total (UFC/ml)
meio TFn-0,5(1)
(h) LEV-2 +
Argila
LEV-2 +
Solo
LEV-2
6 1,6 + 0,5 x 105 1,8 + 0,5 x 105 3,5 + 0,8 x 105
12 9,8 + 3,3 x 104 2,6 + 0,1 x 105 6,8 + 1,1 x 105
24 1,1 + 0,8 x 105 2,0 + 0,6 x 105 5,8 + 1,5 x 105
48 1,8 + 0,9 x 105 4,2 + 0,2 x 105 nd(2)
População total (UFC/ml)
meio TFn-1,0(3)
6 1,5 + 0,1 x 104 1,4 + 0,3 x 105 2,7 + 0,3 x 105
12 2,7 + 1,3 x 104 2,4 + 0,2 x 105 5,7 + 0,2 x 105
24 2,3 + 1,0 x 105 1,9 + 0,9 x 105 3,8 + 0,6 x 105
suplementação dos sais minerais, no desenvolvimento
microbiano e consequentemente na metabolização dos
compostos orgânicos, com o aumento da população e da taxa
de degradação. Os teores de solo e de argila utilizados no
teste (2,0%) não apresentaram influência significativa
sobre a população de leveduras, embora os trabalhos de
Stotzky (1986) e Asturias (1989) tenham relatado o aumento
do crescimento e a diminuição do período inicial de
adaptação microbiana, especialmente sobre os efeitos da
argila montmorilonita no desenvolvimento bacteriano.
A Tabela 14 apresenta o efeito da adição do lodo
ativado ao solo, com o aumento da população de bactérias
(105 a 107 UFC/g solo) e de leveduras (104 a 106 UFC/g solo)
após 72 h. O lodo ativado apresentou uma população de 107
UFC/ml no meio Thorton e 106 UFC/ml no meio GPENC.
TABELA 14 - Quantificação das bactérias totais (meio Thorton) e das leveduras totais (meio GPENC) do solo testado nos tubos percoladores, antes e após a adição do lodo ativado, realizado em triplicata (média + desvio padrão).
(2) em g/l: Glicose (20,0); Peptona (10,0); Extrato de Levedura (5,0); NaCl (25,0); Cloranfenicol (0,4); pH 4,0;
(3) 72 h após.
A Tabela 15 apresenta a população de
microrganismos recuperados no meio com sais minerais e
amonium (MMO-II), e fenol como única fonte de carbono.
Com o aumento da concentração do fenol no meio TFn (0,03 a
1,0 g/l) utilizado na quantificação microbiana, a
população do solo não contaminado (104 e 106 UFC/g)
aumentou (106 e 108 UFC/g) após a adição do lodo ativado,
contribuindo para o aumento da população microbiana do
solo de modo geral.
TABELA 15 - Quantificação dos microrganismos
heterotróficos (UFC/g) do solo testado nos tubos percoladores (TP-I) e recuperados no meio com sais minerais e amonium (MMO-II) e fenol (0,03; 0,1; 0,5 e 1,0 g/l), antes e após a adição do lodo ativado (25% - v/v), realizado em triplicata (média + desvio padrão).
população do solo, de 105 para 107 UFC/g solo no meio TFn
(com 0,5 e 1,0 g fenol/l), no teste efetuado em vasos.
TABELA 16 - Quantificação dos microrganismos heterotróficos (UFC/g) do solo no teste de crescimento vegetal em vaso (TCV-I), recuperados no meio TFn (Tryptic Soy broth) com fenol (0,5 e 1,0 g/l), após a adição do lodo ativado líquido (16 l/vaso); lodo concentrado (10 % - v/v); esterco e calcário, realizado em triplicata (média + desvio padrão).
Segundo Riis et.al. (1998), a extração microbiana a
partir do solo é da ordem de 20% a 30% nos métodos que
utilizam a contagem em placas com meios seletivos e poucas
etapas extrativas, devido a forte adsorção microbiana.
Entretanto, os resultados mostraram o aumento da população
microbiana (107 UFC/g solo) após a adição do lodo ativado
ao solo, nas concentrações testadas (77 e 384 ml/Kg). A
adição de calcário e de esterco bovino proporcionaram menor
aumento da população microbiana (106 UFC/g solo).
O solo não contaminado apresentou normalmente uma
população microbiana aproximada de 105 UFC/g solo,
recuperada no meio TFn com 0,5 e 1,0 g fenol/l, mostrando o
metabolismo aromático natural dos microrganismos presentes
no solo, conforme o relato de vários trabalhos (Bailly
et.al., 1977; Pal et.al., 1994).
5.6 - Crescimento vegetal em vasos
O solo classificado como podzólico coletado no
planalto catarinense, apresentou discreta participação nos
testes de degradação do fenol nos testes em batelada, em
meio líquido com microrganismos selecionados. A Tabela 17
apresenta as características físico-químicas do solo
testado nos vasos, com uma pequena elevação do pH do solo
após a adição do lodo ativado (pH 5,7), correspondente ao
valor alcançado após a adição do calcário (pH 5,9).
O ensaio de crescimento vegetal efetuado nos vasos
com solo, permitiu uma melhor observação do efeito da
contaminação do solo, com o resíduo da Estação de
Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral. A
Tabela 18 mostra uma redução no desenvolvimento da aveia
(Avena sativa) e do trevo (Trifolium pratense) após a
adição do lodo ativado ao solo.
TABELA 17 - Determinação da condutividade e do pH do solo, antes e 30 dias após a adição do lodo ativado da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral, realizado em triplicata (média + desvio padrão).
(1) 30 dias após a adição do lodo ativado; (2) LAt: lodo ativado (384,0 ml/Kg solo); (3) LA-c: lodo ativado concentrado (umidade 50% - p/v) (77,0 ml/Kg); (4) Est: esterco bovino estabilizado (46,0 g/Kg); (5) Cal: calcário dolomítico (PRNT 90,2)(4,3 g/Kg); (6) Solo: teste controle (sem resíduos/corretivos).
A concentração média de 12,2 + 5,6 mg/l de fenóis
totais presente no lodo ativado, proporcionou uma
concentração residual média inferior a 5,0 mg/l no solo
coletado ao término do ensaio, após extração em solução
aquosa (pH 7,0). Os demais componentes do lodo ativado não
foram avaliados individualmente, entretanto os efeitos da
adição proporcionaram modificações nas caraterísticas
físico-químicas do solo após 30 dias, e consequentemente no
desenvolvimento vegetal. Os resultados estão presentes na
Figura 11.
TABELA 18 - Determinação da massa fresca e da massa seca de
Avena sativa (aveia) e do número de brotamentos de Trifolium pratense (trevo) no teste de crescimento vegetal em vaso (TCV) (1), após a adição do efluente (16 l/vaso) e do lodo (10 % v/v) da Estação de Tratamento do Efluente do gaseificador de carvão mineral, realizado em triplicata (média + desvio padrão).
Teste(1)
Avena sativa(2)
massa fresca
(g)
Avena sativa(2)
massa seca
(g)
Trifolium
pratense(3)
(% germinação)
LAt(4) 1,66 + 0,04 0,15 + 0,02 0
LA-c(5) 3,49 + 0,03 0,24 + 0,01 16,2 + 4,5
Est(6) 3,82 + 0,11 0,26 + 0,01 39,7 + 5,8
Cal(7) 4,54 + 0,16 0,26 + 0,01 46,7 + 6,9
Solo(8) 3,44 + 0,09 0,25 + 0,01 34,2 + 4,8
(1) semeadura 30 dias após a adição do resíduo/corretivos; (2) 100 sementes aveia/vaso; (3) 625 sementes trevo (1,0 g)/vaso; (4) LAt: lodo ativado (384,0 ml/Kg solo); (5) LA-c: lodo ativado concentrado (umidade 50% - p/v) (77,0 ml/Kg); (6) Est: esterco bovino estabilizado (46,0 g/Kg); (7) Cal: calcário dolomítico (PRNT 90,2)(4,3 g/Kg); (8) Solo: teste controle (sem resíduos/corretivos).
O efeito da contaminação do solo com o resíduo da
Estação de Tratamento do fluente do gaseificador de carvão
mineral, ficou melhor evidenciado no ensaio de crescimento
vegetal do que no ensaio com microrganismos. A utilização
de bioensaios com plantas nos testes que avaliam a
remediação do solo em locais contaminados com rejeitos
industriais sugerido por Meier et.al (1997), torna-se
promissor e necessita da continuação dos trabalhos, uma vez
que está bem difundida a importância do crescimento vegetal
para a melhoria da qualidade do ambiente, e do solo em
particular; seja participando da troca de nutrientes ou
absorvendo compostos presentes no solo de forma excessiva.
FIGURA 11 - Massa seca de aveia (Avena sativa) e
pH da solução do solo, após a contaminação do solo com o
0,0
1,0
2,0
3,0
4,0
5,0
6,0
LAt LA-c Est Cal Solo
pH e massa seca (g)
pHAveia (g)
lodo ativado (LAt: 384,0 ml/Kg; LA-c: 77,0 ml/Kg), e a adição de calcário (Cal: 4,3 g/Kg) e esterco bovino (Est: 46,0 g/Kg), após a semeadura (100 sementes/vaso) e o crescimento da planta (30 a 40 dias).
6 - CONCLUSÕES
a) A adição do lodo ativado ao solo proporcionou
uma diminuição no número de sementes germinadas de trevo
(Trifolium pratense) e no peso final da biomassa verde da
cultura de aveia (Avena sativa); embora não tenha sido
observado sintomas de fitotoxicidade.
b) A população microbiana aumentou e houve uma
elevação do pH do solo, após a adição do lodo ativado.
c) Os trabalhos relacionados à remediação dos solos
contaminados por compostos aromáticos, enfatizam a
utilização dos fungos filamentosos, e os trabalhos
relacionados à degradação do fenol enfatizam a utilização
das bactérias. Este trabalho enfatizou a utilização das
leveduras.
d) Os isolados de leveduras mostraram tolerância
aos maiores teores de fenol testados (até 480 mg/l), quando
comparados aos isolados bacterianos do lodo ativado;
entretanto a adição contínua de fenol possibilitou a
adaptação microbiana à concentrações maiores.
e) As leveduras (LEV-1 e LEV-2) e a bactéria
Acinetobacter calcoaceticus (BIR-4) isoladas do lodo
ativado, apresentaram melhor atividade no meio tamponado
com proteínas (Tryptic Soy broth) e menor atividade no meio
com sais minerais, acrescidos de fenol (0,5 g/l).
f) A solução de sais minerais com cloreto de
amonium possibilitou uma taxa de degradação do fenol mais
elevada, quando comparada à solução aquosa com solo (2,0%)
ou argila (2,0%), no ensaio com a levedura isolada (LEV-2).
A adição de sais minerais ao meio de cultura proporciona um
melhor desenvolvimento microbiano, independentemente da
adição do solo e da argila nas concentrações testadas.
g) A adição do solo (2,0%) proporcionou uma taxa de
degradação mais elevada com o aumento da concentração do
fenol no meio (de 0,4 para 1,0 g/l), quando comparada à
adição da argila (2,0%), no ensaio com a levedura isolada.
h) A adição de concentrações crescentes de fenol no
teste de batelada (em Erlenmeyers), mostrou-se um modelo
apropriado para a adaptação microbiana e para a
determinação da taxa de degradação de compostos orgânicos,
de fundamental importância para os reatores industriais.
7. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALTSCHULER, Z.S.; SCHNEPFE, M.M.; SILBER, C.C. et al. Sulfur everglades peat and origin of pyrite in coal. Science, Washington, v.221, n.4607, p.221-227, 1983.
ALVAREZ, R.; CLEMENTE, C.; GOMEZ-LIMON, D. Reduction of thermal coals environment impact by nitric precombustion desulfurization. Environmental Science & Technology, Easton, v.3, n.11, p.3148-3154, 1997.
AMBUJOL, S.; MANILAL, V.B. Phenol degradation by a stable aerobic consortium and its bacterial isolates. Biotechnology Letters, Northwood, v.17, n.4, p.443-448, 1995.
ANEX, R.P. Optimal waste decomposition - landfill as treatment process. Journal of Environment Engineering, New York, v.11, p.964-974, 1996.
ASTURIAS, R.C. Utilização de aditivos em inoculantes a base de turfa não estéril de Bradyrhizobium japonicum Estirpe Semia 587. Porto Alegre, 1989. 125 p. Dissertação (Mestrado em Agronomia - Ciência do Solo) - Programa de Pós-Graduação em Agronomia, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre, 1989.
APHA. Standard Methods for Water and Wastewater. 16 ed. New York: American Public Health Association, 1985. p.556-612.
BAE, B.; AUTENRIETH, R.L.; BONNER, J.S. Kinetics of multiple phenolic compounds degradation with a mixed culture in a continuous-flow reactor. Water Environmental Research, Alexandria, v.67, p.215-223, 1995.
BAHAM, J.; SPOSITO, G. Adsorption of dissolved organic carbon extracted from sewage sludge on montmorillonite
and kaolinite in the presence of metal ions. Journal of Environmental Quality, Madison, v.23, p.147-153, 1994.
BAILLY, J.R.; NKUNDIKIJE-DESSEAUX, V.; AGBEKO, K. Transformation d’acides phenoliques simples en substances para-humiques par des microorganismes du sol. In: SOIL ORGANIC MATTER STUDIES, 1977, Vienna. Proceedings...Vienna: International Atomic Energy Agency, Viena, 1977. p.33-41.
BANERJEE, G. Phenol-and thiocyanate-based wastewater treatment in RBC reactor. Journal of Environmental Engineering, New York, v.122, n.10, p. 941-948, 1996.
INTERNATIONAL SYMPOSIUM MICROBIOLOGY ECOLOGY, 7., Santos. Anais...Santos: SBM, 1995. p.211.
BERQUÓ, E.S.; SOUZA, J.M.P.; GOTLIEB, S.L.D. Bioestatística. São Paulo: Editora Pedagógica e Universitária Ltda, 1980. 325 p.
BERTI, W.R.; JACOBS, L.W. Chemistry and phytoxicity of soil trace elements repeated sewage sludge applications. Journal of Environmental Quality, Madison, v.25, p.1025-1032, 1996.
BETTMANN, H.; REHM, H.J. Degradation of phenol by polymer entrapped microrganisms. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v. 20, p.285-290, 1984.
BIANCHI, A. e BIANCHI, M. Bacterial diversity and ecosystem maintenance: an overview. In: ALLSOPP, D.; COLWELL, R.R.; HAWKSORT, D.L. (Ed.) Microbial Diversity and Ecosystem Function. Wallingford: Centre for Agriculture Bioscience International, 1995. p.185-198.
BIDONE, F.R.A. A vermicompostagem dos resíduos sólidos de curtume, brutos e previamente lixiviados, utilizando composto de lixo orgânico urbano como substrato. São Carlos: Universidade de São Paulo, 1995. 184 p. Dissertação (Doutorado em Engenharia) - Escola de Engenharia de São Carlos, Universidade de São Paulo, 1995.
BOSSIER, P.; VERSTRAETE, W. Triggers for microbial aggregation in activated sludge? Applied Microbiology and Biotechnoly, Berlin, v.45, p.1-6, 1996.
BRAILE, P.M.; CAVALCANTI, J.E.W.A. Manual de Tratamento de Aguas Residuárias Industriais. São Paulo: CETESB, 1993. 321 p. Cap.12: Ferro e Aço.
BRITO, O. Carvão: termeletricidade abre boas perspectivas. Brasil Mineral, São Paulo, n.147, p.12-14, 1997.
BURNS, R.G. Interactions of enzymes with soil mineral and organic colloids. In: HUANG, P.M.; SCHNITZER, M. (Ed.) Interactions of Soil Minerals with Natural Organics and Microbes. Madison: Soil Science Society of America, 1986. p.428-451.
CARDINAL, L.J.; STENTROM, M.K. Enhanced biodegradation of polyaromatic hydrocarbons in the activated sludge process. Research Journal of Water Pollution Control Federation, Alexandria, v.63, n.7, p.950-957, 1991.
CARMICHAEL, L.M.; CHRISTMAN, R.F.; PFAENDER, F.K. Desorption and mineralization kinetics of phenanthrene and chrysene in contaminated soils. Environmental Science & Technology, Easton, v.3, n.1, p.126-132, 1997.
CHAPMAN, P.M. Do sediment toxicity tests require field validation? Environmental Toxicology and Chemistry, Tarrytown, v.14, n.9, p.1451-1453, 1995.
CHURCHILL, S.A.; WALTERS, J.V.; CHURCHILL, P.F. Sorption of heavy metals by prepared bacterial cell surfaces. Journal of Environmental Engineering, New York, v.121, n.10, p.706-711, 1995.
CLAUS, H.; FILIP, Z. Behaviour of phenoloxidases in the presence of clays and others soil-related adsorbents. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.28, p. 506-511, 1988.
DER YANG, R.; HUMPHREY, A. Dynamic and steady state studies of phenol biodegradation in pure and mixed cultures. Biotechnology and Bioengineering, New York, v.17, p.1211-1235, 1975.
DOBBINS, D.C.; THORTON-MANNING, J.R.; JONES, D.D. et al. Mineralization potential for phenol in subsurface soils. Journal of Environmental Quality, Madison, v.16, n.1, p. 54-58, 1987.
FIELD, J.A.; STAMS, A.J.M.; KATO, M. et al. Enhanced biodegradation of aromatic pollutants in cocultures of anaerobic and aerobic bacterial consortia. Antonie von Leeuwenhoek, Dordrecht, v.67, n.1, p.47-77, 1995.
FUNDACENTRO. Inventário preliminar das fontes poluidores atmosféricas e hídricas nas coquerias de Criciúma, Lauro Muller e Urussanga - SC. Florianópolis: Fundação Jorge Duprat Figueiredo, de Segurança e Medicina do Trabalho - Centro Regional RS/SC, 1983. 87 p.
GALLAGHER, J.R.; FELIX, G.G. Process performance of pilot-scale activated sludge treatment of pretreated coal gasification wastewater. In: INDUSTRIAL WASTE CONFERENCE, 40., 1985, Purdue. Proceedings... Purdue: Purdue University, 1985. p. 1-12.
GAPLAN. Atlas de Santa Catarina. Florianópolis: Gabinete do Planejamento e Coordenação do Estado de Santa Catarina, 1986. 173 p.
GOODIN, J.D.; WEBBER, M.D. Persistence and fate of anthracene and benzo(a)pyrene in municipal sludge treated soil. Journal of Environmental Quality, Madison, v.24, p.271-278, 1995.
GRANT, I.F.; BANCROFT, K.; ALEXANDER, M. Effect of SO2 and bissulfite on heterotrophic activity in na acid aoil. Applied and Environmental Microbiology, Washington, v.38, n.1, p.78-83, 1979.
HAGLER, A .N.; MENDONÇA-HAGLER, L.C.; SILVA FILHO, J.B. Ascomycetous yeast communities in coastal forest ecosystems of southeast Brazil. In: INTERNATIONAL SYMPOSIUM ON MICROBIAL ECOLOGY, 17., 1997, Santos. Proceedings...Santos: SBM/ICOME, 1997. p.189-195.
HAMZAH, R.Y.; AL-BAHARNA, B.S. Catechol ring-cleavage in Pseudomonas cepacia: the simultaneous induction of ortho
and meta pathways. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.41, p.250-256, 1994.
HAMMER, G. Bioremediation: a response to gross environmental abuse. Trends in Biotechnology, Barking, v.11, n.8, p.317-319, 1993.
HARAYAMA, S.; TIMMIS, K.N. Catabolism of aromatic hydrocarbons by Pseudomonas. In: HOPWOOD, D.A.; CHATER, K.F. (Ed). Genetics of Bacterial Diversity. London: Academic Press, 1989. p. 151-174.
HEDGES, J.I. Polymerization of humic substances in natural environments In: FRIMMEL, F.H.; CHRISTMAN, R.F. (Ed.) Humic Substances and their Role in the Environment. Berlin: J.Wiley & Sons Ltd., 1987. p. 45-58.
HEDIN, R.S. Treatment of coal mine drainage with constructed wetlands. In: WETLANDS ECOLOGY AND CONSERVATION: EMPHASIS IN PENNSYLVANIA, 1989, Pennsylvania. Proceedings...Pensylvannia: Academy of Science, 1989. p. 349-362.
HERBES, S.E. Rates of microbial transformation of polycyclic aromatic hydrocarbons in water and sediments in the vicinity of a coal-coking wastewater discharge. Applied and Environmental Microbiology, Washington, v.41, p.20-28, 1981.
HINTEREGGER, C. LEITNER, R.; LOIDL, M. et al. Degradation of phenol and phenolic compounds by Pseudomonas putida EKII. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.37, n.2, p.252-259. 1992.
HUANG, W.; SCHLAUTMAN, M.A.; WEBBER, W.J. A distributed reactivity model for sorption by soils and sediments. The influence of near-surface characteristics in mineral domains. Environmental Science & Technology, Easton, v.30, n.10, p.2993-3000, 1996.
KASTNER, M.; BREUER-JAMMALI, M.; MAHRO, B. Enumeration and characterization of the soil microflora from hydrocarbon-contaminated soil sites able to mineralize polycyclic aromatic hydrocarbons (PAH). Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.41, p.267-273, 1994.
KELSEY, J.W.; ALEXANDER, M. Declining bioavalability and inappropriate estimation of risk of persistent compounds. Environmental Toxicology and Chemistry, Tarrytown, v.16, p.582-585, 1997.
KENNEDY, A.C.; SMITH, K.L. Soil microbial diversity and the sustainability of agricultural soils. In: COLLINS, H.P.; ROBERTSON, G.P.; KLUG, M.J. (Ed.) The significance and regulation of soil biodiversity. London: Kluwer Academic Publishers, 1995. p.75-86.
KIM, J.W.; ARMSTRONG, N.E. A comprehensive study on the biological treatabilities of phenol and methanol. II: the effects of temperature, pH, salinity and nutrients. Water Research, Tarrytown, v.15, p.1233-1247, 1981.
KINDZIERSKI, W.B.; FEDORAK, P.M.; GRAY, M.R. et al. Activated carbon and synthetic resins as support material for methanogenic phenol-degrading consortia-comparison of phenol-degrading activities. Water Environmental Research, Alexandria, v.67, n.1, p.108-117, 1995.
LABIENIC, P.A.; DZOMBAK, D.A.; SIEGREST, R.L. Soil risk: risk assessment model for organic contaminants in soil. Journal of Environmental Engineering, New York, n.05, p.388-398, 1996.
LANE, D.A.; MOE, H.K.; KATZ, M. Analysis of polynuclear aromatic hydrocarbons, some heterocyclics, and aliphatics with a single gas chromatograph column. Analytical Chemistry, Washington, v.45, n.9, p.1776-1778, 1973.
LANKFORD, P.W.; ECKENFELDER JR., W.W.; TORRENS, K.D. Reducing wastewater toxicity. Chemical and Engineering News, Washington, n.11, p.72-82, 1988.
LARSON, R.J.; COWAN, C.E. Quantitative application of biodegradation data to environmental risk and exposure
assessment. Environmental Toxicology and Chemistry, Tarrytown, v.14, n.8, p.1433-1442, 1995.
LIU, S.; SUFLITA, J.M. Ecology and evolution of microbial populations for bioremediation. Trends in Biotechnology, Barking, v.11, n.8, p.344-352, 1993.
LO, I.M.C.; MAK, R.K.M.; LEE, S.C.H. Modified clays for waste containment and pollutant attenuation. Journal of Environmental Engineering, New York, n.01, p.25-32, 1997.
LOTHENBACH, B.; FURRER, G.; SCHULIN, R. Immobilization of heavy metals by polynuclear aluminum and montmorillonite compounds. Environmental Science & Technology¸ Easton, v.31, n.5, p.1452-1462, 1997.
MANAHAN, S.E. Environmental Chemistry. 5 ed. Monterrey: Lewis Publisher, 1991. 583 p.
MARA, D.D.; CLAPHAM, D. Water-related carcinomas: environmental classification. Journal of Environmental Engineering, New York, n.05, p.416-422, 1997.
MARTINEZ, D.; POCURULL, E.; MARCÉ, R.M. et al. Comparative study of the use of high-performance liquid chromatography and capillary electrophoresis for determination of phenolic compounds in water samples. Chromatographia, Berlin, v.43, n.11, p. 619-624, 1996.
MARVIN, C.H.; LUNDRIGAN, J.A.; McCARRY, B.E. et al. Determination and genotoxicity of high molecular mass polycyclic aromatic hydrocarbons isolated from coal-tar-contaminated sediment. Environmental Toxicology and Chemistry, Tarrytown, v.14, n.12, p.2059-2066, 1995.
MASSEY, I.J.; AITKEN, M.D.; BALL, L.M. et al. Mutagenicity screening of reaction products from the enzyme-catalyzed oxidation of phenolic pollutants. Environmental Toxicology and Chemistry, Tarrytown, v.13, n.11, p.1743-1752, 1994.
MEANS, J.C.; WOOD, S.G.; HASSETT, J.J. et al. Sorption of polynuclear aromatic hydrocarbons by sediments and soils. Environmental Science & Technology, Easton, v.14, n.12, p.1524-1528, 1980.
MEIER, J.R.; CHANG, L.W.; JACOBS, S. et al. Use of plant and earthworm bioassays to evaluate remediation of soil from a site contaminated with polychlorinated biphenyls. Environmental Toxicology and Chemistry, Tarrytown, v.16, n.5, p.928-938, 1997.
METCALF, L.; EDDY, H.P. Tratamiento y Depuración de las Aguas Residuales. Barcelona: Editorial Labor SA, 1981. 837 p.
MORGAN, P.; WATKINSON, R.J. Hydrocarbon degradation in soils and methods for soil biotreatment. CRC Critical Review in Biotechnology, Berlin, v.8, n.4, p.305-333, 1989.
NAKAMURA, K. Biological metal removal from mine drainage. In: MINE DRAINAGE AND SURFACE MINE RECLAMATION, 1988. Proceedings...Pensilvannya: United States Department of the Interior, 1988. v.1, p. 274-278.
OTTE, M.P; GAGNON, J.; COMEAU, Y. et al. Activation of an indigenous microbial consortium for bioaugmentation of pentachlorophenol/ creosote contaminated soils. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.40, p.926-932, 1994.
PAL, S.; BOLLAG, J-M.; HUANG, P.M. Role of abiotic and biotic catalysts in the transformation of phenolic compounds through oxidative coupling reactions. Soil Biology and Biochemistry, Elmsford, v.26, n.7, p.813-820, 1994.
PALLERONI, N. Gram-negative aerobic rods and cocci. KRIEG, N.R.; HOLT, J.G. (Ed.) Bergey’s Manual of Systematic Bacteriology. 8 ed. Baltimore: Williams & Wilkins Co., 1984. p.140-219.
PITTER, P.; CHUDOBA, J. Biodegradability of Organic Substances in the Aquatic Environment. Boca Raton: CRC Press, 1990. 306 p.
PÖRSCHMANN, J.; STOTTMEISTER, U. Methodical investigation of interactions between organic pollutants and humic organic material in coal wastewaters. Chromatographia, Berlin, v.36, p.207-211, 1993.
POWLOSK, J.; SHINGLER, V. Genetics and biochemistry of phenol degradation by Pseudomonas sp. strain CF 600. Biodegradation, Dordrecht, v.5, n.3, p.219-236, 1994.
PROVIDENTI, M.A.; GREER, C.W.; LEE, H. et al. Phenanthrene mineralization by Pseudomonas sp UG 14. World Journal of Microbiology and Biotechnology, Oxford, v.11, n.3, p. 271-279, 1995.
RAIZER NETO, E. Amélioration de la stabilité de fonctionnement et performances des stations d’épuration biologique d’effluent de cockerie. Nancy: Institut National Polytechnique de Lorraine, 1991. 119 p. These doctorat (Génie des Procedés), Nancy, France, 1991.
RAMASWAMI, A.; LUTHY, R.G. Mass transfer and bioavailability of PAH compounds in coal tar NAPL - slurry systems. 1. model development. Environmental Science & Technology, Easton, v.31, n.8, p.2260-2267, 1997.
RASMUSSEN, K.; LINDEGAARD, C. Effects of iron compounds on macroinvertebrate communities in a danish lowland river system. Water Research, Tarrytown, v.22, n.9, p.1101-1108, 1988.
REED, J.D. Nutritional toxicology of tannins and related polyphenols in forage legumes. Journal of Animal Science, Champaign, v.73, n.5, p.1516-1528, 1995.
RHODES, E.O. The chemical nature of coal tar. In: Chemistry of Coal Utilization. Madison: John Willey & Sons, 1945. v.2, p.1287-1370.
RIIS, V.; LORBEER, H.; BABEL, W. Extraction of microorganisms from soil: evaluation of the efficiency by counting methods and activity measurements. Soil Biology and Biochemistry, Elmsford, v.30, n.12, p.1573-1581, 1998.
RITTMAN, B.E. Innovations in biological processes for pollution control. In: Environmental Microbiology, New York: Wiley-Liss Inc., 1992. p.265-286.
ROBINSON, K.G.; FARMER, W.S.; NOVAK, J.T. Availability of sorbed toluene in soils for biodegradation by acclimated bacteria. Water Research, Tarrytown, v.24, n.3, p.345-350, 1990.
RODNEY, P.J.; GREENFIELD, P.F. A review of yeast ionic nutrition. Part I: growth and fermentation requirements. Process Biochemistry, Barking, n.04, p.48-60, 1994.
ROZICH, A.F.; GAUDY JR., A.F.; D’ADAMO, P.D. Predictive model for treatment of phenolic wastes by activated sludge. Water Research, Tarrytown, v.17, n.10, p.1453-1466, 1983.
RUBIN, H.E. e ALEXANDER, M. Effect of nutrients on the rates of mineralization of trace concentrations of phenol and p-nitrophenol. Environmental Science & Technology, Easton, v.17, p.104-107, 1983.
SALÉ, L.Y.; NAETH, M.A.; CHANASYK, D.S. Growth response of barley on unnweathered fly ash-amended soil. Journal of Environmental Quality, Madison, v.25, n.4, p.684-691, 1996.
SANCHEZ, L.E.; HENNIES, W.T.; ESTON, S.M. et al. Cumulative impacts and environmental liabilities in the Santa Catarina coalfield in Southern Brazil. In: INTERNATIONAL CONFERENCE ON ENVIRONMENTAL ISSUES AND WASTE MANAGEMENT IN ENERGY AND MINERAL PRODUCTION, 1994, Perth. Proceedings...Perth: Curtin University of Technology, 1994. p.75-85.
SAYLER, G.S.; SHERRILL, T.W.; PERKINS, R.E. et al. Impact of coal-coking effluent on sediment microbial communities: a multivariate approach. Applied and Environmental Microbiology, Washington, v.44, n.5, p. 1118-1129, 1982.
SIKKEMA, J.; BONT, J.A.M.; POOLMAN, B. Mechanisms of membrane toxicity of hydrocarbons. Microbiology Review, Berlin, v.59, n.2, p.210-222, 1995.
SILVEIRA PINTO, A.; BOMFIM, M.E.P.; HAGLER, A.N. et al. Metabolism of aromatic compounds by yeasts isolated from a polluted estuary in Rio de Janeiro. Revista Brasileira
de Pesquisas Médicas e Biológicas, Rio de Janeiro, v.12, p.339-346, 1979.
SRIVASTAVA, S,K,; TYAGI, R. Competitive adsorption of substituted phenols by activated carbon developed from the fertilizer waste slurry. Water Research, Tarrytown, v.29, n.2, p.483-488, 1995.
STONER, D.L.; WEY, J.E.; BARRET, K.B. et al. Modification of water-soluble coal-derived products by dibenzothiophene-degrading microrganisms. Applied and Environmental Microbiology, Washington, v.56, n.9, p.2667-2676, 1990.
STOZKY, G. Influence of soil mineral colloids on metabolic processes, growth, adhesion, and ecology of microbes and viruses. In: HUANG, P.M.; SCHNITZER, M (Ed.) Interactions of Soils Minerals with Natural Organic and Microbes. Madison: Soil Science Society American Incorporation, 1986. p.305-428.
SWINDOLL, C.M.; AELION, C.M.; PFAENDER, F.K. Influence of inorganic and organic nutrients on aerobic biodegradation and on the adaptation response of subsurface microbial communities. Applied and Environmental Microbiology, Washington, v.54, n.1, p.212-217, 1988.
TEDESCO, M.J.; GIANELLO, C.; BISSANI, C.A. et al. Análise de solo, plantas e outros materiais. Porto Alegre: Universidade Federal do Rio Grande do Sul, 1995. 174 p. Boletim técnico 5.
VALE, M.G.R. Extração de hidrocarbonetos em carvão mineral usando SFE, ultra-som e Soxhlet. Porto Alegre: Universidade Federal do Rio Grande do Sul, 1997. 152 p. Dissertação (Doutorado em Engenharia de Minas, Metalúrgica e Materiais) - Escola de Engenharia, Universidade Federal do Rio Grande do Sul, Porto Alegre.
VANCE, G.F.; DAVID, M.B. Dissolved organic carbon and sulfate sorption by spodosol mineral horizons. Soil Science, Baltimore, v.154, n.2, p.136-144, 1992.
VAN DER MEER, V.W.M.; HARAYAMA, S.; ZEHNDER, A.J.B. Molecular mechanisms of genetic adapation to xenobiotic compounds. Microbiology Review, Berlin, v.56, n.4, p. 677-694, 1992.
VARADACHARI, C.; MONDAL, A.H.; NAYAK, D.C. et al. Clay-humus complexation: effect of pH and the nature of bonding. Soil Biology and Biochemistry, Elmsford, v.26, p.1145-1149, 1994.
ZELMANOWITZ, S.; BOYLE, W.C.; ARMSTRONG, D.E. et al. Ability of subsoils to buffer extremely acidic simulated coal-pile leachates. Journal of Environmental Engineering, New York, n.11, p.816-823, 1995.
WAINWRIGHT, M. Sulfur oxidation in soils. Advances in Agronomy, San Diego, v.37, p.349-396, 1984.
WARD, N.R.; WOLFE, R.L.; JUSTICE, C.A. et al. The identification of gram-negative, nonfermentative bacteria from water: problems and alternative approaches to identification. Advances in Applied Microbiology, San Diego, v.31, p.293-365, 1986.
WATSON-CRAIK, I.A.; SENIOR, E. Treatment of phenolic wastewaters by co-disposal with refuse. Water Research, Tarrytown, v.23, n.10, p.1293-1303, 1989.
WEISSENFELS, W.D.; KLEWER, H.J.; LANGHOFF, J. Adsorption of polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs) by soil particles: influence on biodegradability and biotoxicity. Applied Microbiology and Biotechnology, Berlin, v.36, p. 689-696, 1992.
WHITEHEAD, D.C.; DIBB, H.; HARTLEY, R.D. Bound phenolic compounds in water extracts of soils, plant roots and leaf litter. Soil Biology and Biochemistry, Elmsford, v.15, n.2, p.133-136, 1983.
WILD, S.R.; JONES, K.C. Polynuclear aromatic hydrocarbon uptake by carrots grown in sludge-amended soil. Journal of Environmental Quality, Madison, v.21, p.217-225, 1992.
WORLD HEALTH ORGANIZATION. IARC Monographs on the Evaluation of the Carcinogenic Risk of Chemicals to Humans. Lyon: International Agency Research Cancer, 1985. v.35, p.83-99.
8 - APÊNDICES
APÊNDICE 1 - Características físico-químicas do efluente de coqueria e eficiência do sistema de tratamento, em um reator experimental de lodo ativado (E.U.A.).
Características
físico-químicas
Afluente (1)
(mg/l)
Efluente
(mg/l)
Eficiência
(%)
DQO (2) 5.652,0 2.689,0 52,4
Fenóis totais 132,0 1,7 98,7
Cresóis 30,0 nd 100,0
Dimetil-hidantoína 974,0 935,0 4,0
Cianetos 29,0 14,5 50,0
Tiocianatos 193,0 50,0 74,0
Sulfatos 28,0 436,0 nd
Metanol 180,0 nd 100,0
Amônia 571,0 606,0 nd
Alcalinidade 1.191,0 1.265,0 nd
(1) volume de efluente tratado: 2.040 litros; oxigênio dissolvido: 2,0 a 3,0 mg/l;
tempo de retenção hidráulica: 3 dias; tempo de retenção de sólidos: 20 dias. (2) demanda química de oxigênio Fonte: Gallagher e Felix(1985).
APÊNDICE 2 - Características físico-químicas do efluente de coqueria e eficiência do sistema de tratamento, em uma estação experimental de lodo ativado (Polônia).
Características
físico-químicas
Afluente (1)
(mg/l)
Efluente (2)
(mg/l)
Eficiência
(%)
DQO (3) 1.610,0 161,0 90,0
Fenóis totais 990,0 8,5 99,2
Fenóis voláteis 650,0 0,5 99,9
Fenóis não voláteis 340,0 8,0 97,7
Cianetos 16,0 1,4 91,2
Tiocianatos 580,0 58,0 90,0
Tiossulfatos 640,0 122,0 75,0
Sulfitos 135,0 45,0 66,0
Sulfetos 60,0 27,0 55,0
(1) vazão média de entrada na estação de tratamento: 85 m3/dia.
(2) efluente final do sistema de tratamento (3) demanda química de oxigênio Fonte: Gallagher e Felix (1985).
APÊNDICE 3 - Características físico-químicas (média e desvio padrão) da água de lixiviação do carvão mineral, coletada em Criciúma (SC).
Local
pH
Acidez(1)
(ppm)
Sulfatos (2)
(ppm)
Ferro(3)
(ppm)
L-1
(nascente do
rio Sangão)
7,3 + 0,3
2,2 + 1,6
0,2 + 0,1
< 0,1
L-4
(lagoa de
captação de
um lavador)
5,0 + 1,1
196,5 + 65,1
18,3 + 4,9
8,0 + 2,3
(1) método da titulação com hidróxido de sódio; (2) método da precipitação do sulfato de bário; (3) método da fenantrolina. Fonte: Silva Filho (em publicação).
APÊNDICE 4 - Características físico-químicas do efluente do gaseificador (licor fenólico), após a queima do carvão mineral procedente do Rio Grande do Sul.
(3) Inóculo (1,0 ml) do crescimento (24 h) no meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l; fenol 0,5 g/l);
(4) Método colorimétrico da amino-antipirina.
APÊNDICE 7 - Modelo do teste de batelada(1) com a levedura LEV-2 isolada do lodo ativado, com fenol (0,5 g/l), argila (2,0 % p/v), sais minerais e amonium (MMO-II)(2).
Teste
Inóculo(3)
Fenol
Argila
Solução
Análises(4)
(g/l) (g) (ml)
TD-1 LEV-2 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-2 LEV-2 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-3 LEV-2 0,5 - 100,0 fenol
TD-4 LEV-2 0,5 - 100,0 fenol
TD-5 - 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-6 - 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-7 - 0,5 - 100,0 fenol
(1) Erlenmeyer (250 ml) com 100 ml, incubação sob agitação contínua (32 rpm), temperatura ambiente (26 + 2 oC);
(3) Inóculo (1,0 ml) do crescimento (24 h) no meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l; fenol 0,5 g/l);
(4) Método colorimétrico da amino-antipirina.
APÊNDICE 8 - Modelo do teste de batelada(1) com a levedura LEV-1 (isolada do lodo ativado) com fenol (0,5 g/l), argila montmorilonita (2,0 % p/v) em solução de sais minerais e amonium (MMO-II)(2).
Teste
Inóculo(3)
Fenol
Solo
Solução
Análises(4)
(g/l) (g) (ml)
TD-1 LEV-1 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-2 LEV-1 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-3 LEV-1 0,5 - 100,0 fenol
TD-4 LEV-1 0,5 - 100,0 fenol
TD-5 - 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-6 - 0,5 2,0 100,0 fenol
TD-7 - 0,5 - 100,0 fenol
(1) Erlenmeyer (250 ml) com 100 ml, agitação contínua (32 rpm), temperatura ambiente (26 + 2 oC);
(3) Inóculo (1,0 ml) do crescimento (24 h) no meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l; fenol 0,5 g/l);
(4) Método colorimétrico da amino-antipirina.
APÊNDICE 9 - Modelo do teste de batelada(1) com as leveduras LEV-1 e LEV-2 isoladas do lodo ativado, no meio de cultura TFn (Tryptic Soy Broth - 2,5 g/l), fenol (0,5 g/l), solução de sais minerais e amonium (MMO-II)(2).
(4) Inóculo (1,0 ml) do crescimento (24 h) no meio TFn (Tryptic Soy broth 2,5 g/l;fenol 0,5 g/l);
(5) Método colorimétrico da amino-antipirina.
APÊNDICE 10 - Teste de tolerância microbiana em tubos plásticos percoladores (TP-I). Esquema da adição do lodo ativado de um sistema de tratamento de efluentes de um gaseificador de carvão mineral e das leveduras LEV-1 e LEV-2, ao solo.
Teste
Suporte(1)
Inóculo(2
)
Resíduo adicionado(3)
P(4) - 1 solo LEV-1 250 ml de lodo ativado
P - 2 solo LEV-2 250 ml de lodo ativado
P - 3 solo - 250 ml de lodo ativado
P - 4 solo
esterilizado
- 250 ml de lodo ativado
P - 5 solo - -
P - 6 solo - -
(1) 1.000 g de solo seco peneirado (2,00 mm de diâmetro); (2) Inóculo (50 ml) a partir do meio TFn (Tryptic Soy
broth 2,5 g/l; fenol 0,5 g/l); (3) Lodo ativado da estação de tratamento do efluente do
gaseificador de carvão, diluído a 25% (v/v) em água destilada estéril;
(4) P: tubo percolador.
APÊNDICE 11 - Cronograma do teste de tolerância microbiana
no tubo plástico percolador (TP-I).
Datas
Descrição do material adicionado ao percolador
15/05/96 Início dos testes P-1, P-2 e P-3(1)
16/05/96 200 ml de água(2) em P-1 e P-2.
16/05/96 25 ml do inóculo de LEV-2(3) (1,5 x 106 UFC/ml)
em P-2.
16/05/96 25 ml do inóculo de LEV-1(3) (2,5 x 106 UFC/ml)
em P-1.
21/05/96 200 ml de água em P-3
27/05/96 200 ml de água em P-1, P-2 e P-3
03/06/96 25 ml do inóculo de LEV-2 (1,5 x 106 UFC/ml) em
P-2.
03/06/96 25 ml do inóculo de LEV-1 (2,5 x 106 UFC/ml) em
P-1
03/06/96 50 ml de água em P-3
15/06/96 Início dos testes P-4, P-5 e P-6
15/06/96 200 ml de água em P-4
17/07/96 250 ml do lodo ativado diluído (25% - v/v) em
P-1, P-2, P-3 e P-4
31/07/96 Últimas determinações
(1) P: tubo percolador. (2) Adição de água para manutenção da umidade; (3) LEV-1 e LEV-2: leveduras isoladas do lodo ativado.
APÊNDICE 12 - Teste de percolação (TP-II). Esquema da adição do lodo ativado e do inóculo da levedura LEV-2 isolada do lodo ativado (107 UFC/ml).
Tubo
percolador
Material
suporte(1)
Inóculo(2)
(% - v/v)
Lodo ativado(3)
(% - v/v)
P(4) - 10 solo 10,0 20,0
P - 11 solo 10,0 100,0
P - 12 solo 10,0 20,0
P - 13 solo 10,0 100,0
P - 14 solo 50,0 20,0
P - 15 solo 50,0 100,0
P - 16 solo 50,0 20,0
P - 17 solo 50,0 100,0
P - 18 solo - -
P - 19 solo - -
(3) solo seco peneirado (diâmetro de 2,00 mm) - 1.000 g; (4) crescimento no meio TFn, temperatura 28 oC, 24 h; (5) lodo ativado diluído em água destilada esterilizada; (6) P: tubo percolador.
APÊNDICE 13 - Cronograma do teste de percolação (TP-II).
Datas
Descrição do material adicionado ao percolador
24/07/97 Início dos testes P-10 a P-19
24/07/97 100 ml do inóculo de LEV-2(1) (10%) em P-10
a P-13
24/07/97 100 ml do inóculo de LEV-2 (50%) em P-14 a
P-17
24/07/97 100 ml de água(2) em P-18 e P-19
14/08/97 100 ml do efluente (20%) em P-10, P-12, P-14
e P-16
14/08/97 100 ml do efluente (100%) em P-11, P-13, P-
15 e P-17
14/08/97 100 ml de água em P-18 e P-19
13/11/97 100 ml do efluente (20%) em P-10, P-12, P-14
e P-16
13/11/97 100 ml do efluente (100%) em P-11, P-13, P-
15 e P-17
13/11/97 100 ml de água em P-18 e P-19
02/12/97 Últimas determinações
(1) LEV-2: levedura isolada do lodo ativado; (2) Água para manutenção da umidade (20 a 30% p/p); (3) P: tubo percolador.
APÊNDICE 14 - Monitoramento da umidade do solo nos tubos de percolação (TP-I), após a adição de água destilada esterilizada e do lodo ativado concentrado (diluído a 25% - v/v).
Data
Umidade(1) (% - p/p)
TP-1 TP-3 TP-4 TP-5 TP-6
15/05/96 13,5(2) 13,5(2) nd(3) nd nd
16/05/96 nd nd nd nd nd
27/05/96 nd nd nd nd nd
29/05/96 31,7 25,9 nd nd nd
03/06/96 nd nd nd nd nd
13/06/96 21,3 26,8 13,0(2) 13,0(2) 13,0(2)
15/06/96 nd nd nd nd nd
18/06/96 15,0 27,3 22,4 nd nd
02/07/96 12,6 27,2 18,1 nd nd
17/07/96 nd nd nd nd nd
18/07/96 20,9 32,3 27,8 nd nd
31/07/96 28,6 28,4 24,7 12,2 11,7
(1) peso líquido/peso total; (2) umidade inicial média do solo seco peneirado (2,0 mm);
APÊNDICE 20 - Concentração residual do fenol (mg/l) no teste de batelada com: solo (2,0 % - p/v); inóculo da levedura LEV-2; e fenol (0,4 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).
Tempo
Fenol residual(1) (mg/l)
(h) LEV-2 + Solo Solo LEV-2
0 406,1 + 8,7 405,3 + 12,1 401,4 + 6,6
24 276,7 + 18,2 359,7 + 21,4 281,0 + 16,0
48 42,9 + 2,2 365,7 + 20,7 240,5 + 12,5
168 < 5,0(2) 378,7 + 23,3 221,5 + 20,3
192 nd(3) 307,7 + 22,8 210,3 + 23,3
(1) método colorimétrico: amino-antipirina; (2) limite de detecção do método; (3) não determinado.
APÊNDICE 21 - Concentração residual do fenol no teste de batelada com: solo (2,0 % - p/v); sais minerais e amonium (MMO-II); inóculo da levedura LEV-2 (7,7 + 0,2 x 107 UFC/ml); e fenol (0,4 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).
(3) limite de detecção do método; (4) não determinado.
APÊNDICE 22 - Concentração residual do fenol (mg/l) no teste de batelada com: argila (2,0 % - p/v); solo (2,0 % - p/v); inóculo da levedura LEV-2 (1,7 + 0,3 x 107 UFC/ml); e fenol (1,0 g/l), sob incubação a temperatura ambiente (26 + 2 oC) e agitação contínua (32 rpm), realizado em triplicata (média + desvio padrão).