CULTIVO DE MICROALGAS PARA PRODUÇÃO DE BIOCOMBUSTÍVEIS Djuna Priscila Camurça Santos 1 , Arion Zandoná Filho 2 , Marcos Henrique Luciano Silveira 3 1. Acadêmico do curso de Tecnologia em Bioprocessos e Biotecnologia da Universidade Tuiuti do Paraná (Curitiba, PR); 2. Centro de Pesquisa em Química Aplicada – (CEPESQ) – PR, Brasil, Profº Doutor da Universidade Tuiuti do Paraná(Curitiba, PR); pesquisador do CEPESQ; 3. Centro de Pesquisa em Química Aplicada – (CEPESQ) – PR, Brasil, Doutorando em química da Universidade Federal do Paraná. Endereço eletrônico para correspondência: [email protected]Endereço: rua Alfredo Barcick nº 320, Curitiba- PR. CEP: 82980-150 Telefone: (41) 9983-0126
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CULTIVO DE MICROALGAS PARA PRODUÇÃO DE BIOCOMBUSTÍV EIS
As microalgas, além do potencial de fornecer substrato para diferentes tipos
de combustíveis renováveis, tais como biodiesel, bioetanol, biometano,
biohidrogénio, entre outros, podem ao mesmo tempo servir outros propósitos como,
tratamento de águas residuais através da remoção de contaminantes como amônia,
nitratos e fosfatos, aproveitamento da biomassa residual para alimentação animal,
como fertilizantes orgânicos, na geração de eletricidade através da incineração
(Wang et al., 2008), ou para a recuperação de compostos com valor comercial tais
como pigmentos, antioxidantes, polissacáridos e certos compostos bioativos com
aplicações nas áreas farmacêutica, nutracêutica e cosmética (Raja et al., 2008).
Este trabalho de pesquisa teve como objetivo realizar o cultivo de microalgas
em condições laboratoriais controladas e analisar o balanço mássico do óleo
extraído dessa oleaginosa.
2. MATERIAL E MÉTODOS
A microalga utilizada neste projeto foi a Scenedesmus subpicatus, adquirida
no Núcleo de Pesquisa e Desenvolvimento de Energia Auto-sustentável – NPDEAS
(UFPR), cultivada em um reator da marca Marconi®/SP, modelo MA. 502/25/1
(figura1).
O trabalho foi realizado no Centro Politécnico da Universidade Federal do
Paraná no laboratório de Fotobiomassa e no Núcleo de Pesquisa e Desenvolvimento
de Energia Auto-Sustentável – NPDEAS, no período de 01/08/2011 à 02/09/2011.
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Figura 1: Reator Marconi®/SP, modelo MA. 502/25/1, utilizado para o cultivo da microalga Scenedesmus subspicatus.
2.1 Preparo das condições necessárias para a realiz ação do cultivo
Primeiramente foi montado um sistema de iluminação com 4 lâmpadas
fluorescentes, posicionadas em um suporte na parte posterior do reator.
Posteriormente a aeração, na qual foi colocada uma pedra porosa em uma
mangueira de silicone presa na parte interna do reator, onde esta foi ligada
diretamente na tubulação de ar do laboratório. A pedra porosa foi utilizada com o
objetivo de dispersar o fluxo de ar aumentando a eficiência da aeração. Em seguida
foi realizada a desinfecção do reator que consistiu em lavagem com água e sabão,
molho com hipoclorito de sódio e enxágue com água destilada. Após desinfetado, o
reator foi completado com 24L de água deionizada e deixado em rotação constante
de 200 rpm, temperatura de 25 °C, e aeração máxima por um período de 24 horas.
Passado esse período foi adicionado 1,800 L do meio de cultura CHU, o qual
consiste em uma solução rica em sais e nutrientes (ver tabela 2), onde inicialmente
as substâncias são pesadas e diluídas separadamente, e posteriormente misturadas
tendo o volume completado com água ultrapurficada. O meio ficou em agitação por
1h, o pH estabilizou-se em 6,70 e então foram adicionados 6 L de inóculo
concentrado de microalgas.
Tabela 2 . Substâncias do meio Chu e suas respectivas massas.
Solução Reagente Fórmula Massa/l 1 Nitrato de sódio NaNO3 25 g 2 Cloreto de sódio
di-hidratado CaCL3.2H2O 2,5 g
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di-hidratado
3 Sulfato de
magnésio hepta-hidratado
MgSO4.7H2O 7,5 g
4 Fosfato de potássio dibásico
K2HPO4 7,5 g
5 Fosfato de potássio
monobásico KH2PO4 17,5 g
6 Cloreto de sódio NaCl 2,5 g Titriplex III C10H14N2Na2O8.2H2O 50 g
7 Hidróxido de sódio
KOH 31 g
Sulfato ferroso hepta-hidratado
FeSO4.7H2O 4,98 g 9
Ácido bórico H3BO3 11,42 g Sulfato de zinco hepta-hidratado
ZnSO4.7H2O 8,82 mg
Cloreto de manganês tetra-
hidratado MnCl2.4H2O 1,44 mg
Óxido de molibdênio
Mo03 0,71 mg
Sulfato de cobre penta-hidratado
CuSO4.5H20 1,57 mg
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Nitrato de cobalto hexa-hidratado
Co(NO3)2.6H2O 0,49 mg
2.2 Avaliações de crescimento
O crescimento das microalgas em cultivo pode ocorrer de maneira muito
rápida, podendo ocorrer diversas alterações em suas propriedades químicas e até
mesmo em suas características morfológicas regidas por diversos processos
metabólicos. Por esse motivo se torna necessário o processo de avaliação do
crescimento das microalgas para determinar o momento exato da coleta para
utilização de sua biomassa (Lourenço 2006). Ao longo do cultivo, o sistema foi
monitorado em relação à: contagem de células/ml e absorbância.
Durante todo o processo de crescimento da microalga S. subspicatus, foram
realizadas contagens de quantidades de células/ml utilizando hemocitômetro tipo
Neubauer, onde as amostras eram colocadas e visualizadas através de microscópio
eletrônico, sendo realizadas em triplicata para melhor confirmação do resultado.
A absorbância foi mensurada através de leitura espectrofotométrica, em
comprimento de onda de 750nm. Mittenzwey et al., (1992) aconselham o uso da
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faixa vermelha (700-750nm), porque a radiação vermelha não penetra
profundamente no líquido da amostra e a abosrção da luz por outras partículas
suspensas é menor nesta faixa do espectro. A absorbância é baseada na densidade
óptica, onde a avaliação do crescimento por este método é fundamentada na
obstrução física da luz pelas células, quanto mais células estiverem presentes na
amostra, maior será a absorção de luz.
2.3 Fase final do cultivo
O cultivo foi cessado quando através dos gráficos foi visualizado que o
crescimento das células atingiu o pico máximo e onde as algas começaram a
morrer. Para retirar a biomassa da S. subspicatus do meio de cultivo foi necessário
induzir floculação das células algais, utilizando solução de hidróxido de sódio, que
altera o pH fazendo com que as células se agreguem formando flocos que
decantam. Em seguida, o sobrenadante foi retirado com o auxilio de uma mangueira
por uma abertura na parte superior do reator, e a biomassa floculada foi levada à
centrifugação para assim produzir agregação consistente das células.
2.4 Esterificação e balanço mássico
Para concluir este projeto, a biomassa centrifugada foi submetida a um
processo de esterificação, que tem como objetivo converter ácidos graxos em
compostos mais voláteis, como ésteres metílicos de ácidos graxos para análise em
cromatografia gasosa. O método utlizado foi uma adpatação ao de Hartman e Lago,
onde a diferença principal foi o solvente utilizado, neste caso o n-heptano.
A extração foi realizada com a biomassa úmida, onde 5g da amostra foi
adicionado em um balão de 250 mL com 14 mL de hidróxido de sódio, o frasco foi
levado ao aquecimento e submetido à refluxo a (90°C) por 10 minutos. Em seguida
foi retirado da fonte de aquecimento e após esfriar a temperatura ambiente foram
adicionados 42 mL de solução esterificante, e novamente o balão foi submetido à
aquecimento por 10 minutos. Mais uma vez esperou-se a mistura ficar em
temperatura ambiente e então foram adicionados 50 mL de solvente, e 100 mL de
água, agitou-se o frasco manualmente por alguns minutos e em seguida o balão
ficou em descanso para separação de fases (Figura 2A), onde posteriormente a
mistura foi levada a centrifugação para produzir agregação consistente das mesmas
(Figura 2B). E então retirou-se uma alíquota do óleo que foi transferido para um
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Eppendorf com peso bruto descontado e levado a secura, para assim analisar o
balanço mássico.
Figura 2: Biomassa algácea após o processo de esterificação. (A) Amostra em descanso após ser agitada manualmente. (B) Amostra centrifugada. 3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
A demanda crescente por combustíveis renováveis para a substituição dos
combustíveis fósseis levou, ao lançamento de programas para a produção de
biocombustíveis. De acordo com as vantagens destes combustíveis já mencionadas
neste trabalho, o cultivo de microalgas levou pequenas e grandes empresas e
muitos centros acadêmicos por todo o mundo, a investirem recursos à pesquisas
empregando algas como fonte de óleo. Os resultados obtidos em escala de
laboratório são animadores. Entretanto, todas as experiências com algas, em grande
escala, para a produção de óleo visando a produção de biocombustíveis falharam .
Dentre os aspectos negativos que podem limitar o desenvolvimento de
processos de produção de biocombustíveis utilizando microalgas , destacam-se:
1. Ataque de cepas selvagens não produtoras de óleo;
2. Preço alto dos nutrientes;
3. O óleo obtido geralmente tem alto teor de ácidos graxos livres e elevado índice
de iodo;
4. Dificuldades em se desidratar a alga para extração do óleo;
5. Controle difícil dos parâmetros tais como: acidez, temperatura, e nutrientes
para evitar quedas bruscas na produção e até mesmo a extinção dos cultivares
das algas.
Para o acompanhamento do crescimento celular, duas técnicas foram
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empregadas conforme descrito no item 2.2, e o gráfico é apresentado na Figura 3.
Figura 3. Cinética de crescimento de Scenedesmus subspicatus em meio CHU.
O acompanhamento por leitura de absorbância é um método de baixo custo e
permite quantificar amostras grandes, porém, não faz distinção entre células vivas e
mortas, e pode considerar também partículas de restos metabólicos, resultando em
pouca precisão. Por outro lado, o método de contagem de células por microscopia
eletrônica também é de baixo custo, permite calcular as taxas reprodutivas e
detectar alterações morfológicas, porém trata-se de um trabalho exaustivo e
subjetivo. Sendo assim, a combinação dos dois métodos aumenta a confiabilidade
dos resultados e a praticidade.
De acordo co a Figura 3, após 25 dias de cultivo, o perfil começa a
apresentar-se com tendência de ordem zero, onde a taxa não muda mais
linearmente. Portanto, a faixa de º produção ideal para este cultivo deve ser até o
25° dia.
A esterificação do óleo obtido apresentou rendimento mássico de 6.18 % em
relação à massa seca de microalga obtida. Desta forma, considerando uma
produção anual com 13 cultivos, empregando o mesmo meio de nutrientes em
escala que possa produzir uma tonelada de massa seca para cada cultivo, teríamos
uma produção anual de 815,61 kg de óleo de microalga.
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No entanto, devemos mencionar que o meio de cultivo empregado não é um
meio otimizado, e sim um meio padrão para que se tenha premissas de
desenvolvimento e otimização do cultivo deste microorganismo. Portanto, a partir de
novos ensaios melhores rendimentos de produção de óleo devem ser alcançados.
4. CONCLUSÃO
A produção de biodiesel capaz de suprir a demanda requer grande
quantidade de óleo o que por sua vez requer a habilidade de produzir a baixo custo
grande quantidade de biomassa. A chave para a produção sustentável de biodiesel
a partir de biomassa de microalgas depende de diversos fatores que se resumem
em três grandes grupos: o cultivo, a colheita e o processamento da biomassa. A
produtividade em óleo, que é a massa do óleo produzido por unidade de volume de
microalgas por dia, depende da taxa de crescimento e do conteúdo lipídico, pelo
que, para a produção de biodiesel, é imprescindível a pesquisa, seleção e
otimização de espécies de microalgas com elevada produtividade.
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