Universidad de Antofagasta Facultad de Recursos del Mar Departamento de Acuicultura “Crecimiento y capacidad de biorremediación de Chlorella vulgaris cultivada en aguas residuales generadas en la producción de Seriola lalandi (Valenciennes, 1833)” SEMINARIO PARA OPTAR AL TITULO DE: INGENIERO EN ACUICULTURA ALUMNO: ROBERTO ANDRES PIZARRO HUERTA PROFESOR ORIENTADOR: DR. ROBERTO OMAR RAMOS DIAZ Contacto: [email protected]ANTOFAGASTA 2012
44
Embed
Crecimiento y capacidad de biorremediación de Chlorella vulgaris cultivada en aguas residuales generadas en la producción de Seriola lalandi (Valenciennes, 1833)
This document is posted to help you gain knowledge. Please leave a comment to let me know what you think about it! Share it to your friends and learn new things together.
Transcript
Universidad de Antofagasta Facultad de Recursos del Mar Departamento de Acuicultura
“Crecimiento y capacidad de biorremediación de Chlorella vulgaris cultivada en aguas residuales generadas en la producción de Seriola lalandi
(Valenciennes, 1833)”
SEMINARIO PARA OPTAR AL TITULO DE: INGENIERO EN ACUICULTURA
4.4. Condiciones de Cultivo 8 4.4.1 Masificación 8 4.4.2 Crecimiento y eficiencia de remoción de nutrientes. 9
4.5 Procedimientos Experimentales 11 4.5.1 Crecimiento 11 4.5.2 Eficiencia de Remoción (ER) 12 4.5.3 Determinación de Amonio (NH!!), Nitrito (NO2 ) Nitrato (NO3) Y Fosfato (PO!!) 12 4.5.4 Determinación de temperatura, salinidad, pH, oxigeno disuelto (OD) e intensidad de luz 12
4.6 Análisis Estadístico 13
5. RESULTADOS 13
5.1. Parámetros físico-químicos del efluente bruto. 13 5.1.2 Parámetros físico-químicos e intensidad de luz. Condición experimental indoor 13 5.1.3 Parámetros físico-químicos. Condición experimental outdoor 15 5.1.4 Intensidad de luz. Condición experimental outdoor 15
5.2 Crecimiento. Condición experimental indoor 16 5.3 Crecimiento. Condición experimental outdoor 18 5.4 Remoción de Nutrientes en condiciones experimentales indoor y outdoor 20
6. DISCUSIÓN 25
7. CONCLUSIÓN 30
8. SUGERENCIAS 31
9. BIBLIOGRAFÍA 32
Índice de figuras
Figura 1. Microalga Chlorophyta Chlorella vulgaris utilizada en los experimentos 8
Figura 2. Etapa de masificación, cultivo de Chlorella vulgaris 9
Figura 3. Crecimiento y remoción de nutrientes en condiciones indoor 10
Figura 4. Diagrama de la condición experimental indoor 10
Figura 5. Estanques de crecimiento y remoción de nutrientes en condición outdoor 11
Figura 6. Diagrama de la condición experimental outdoor 11
Figura 8. Valores promedios de intensidad de luz en condición indoor 14
Figura 7.Parámetros físico – químicos registrados en condición indoor. 14
Figura 9. Parámetros físico – químicos registrados en condición outdoor. 15
Figura 10.Valores promedios de intensidad de luz en condición outdoor. 16
Figura 11. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condición indoor 18
Figura 12. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condición outdoor 20
Figura 13. Proceso de remoción de amonio por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor. 22
Figura 14. Proceso de remoción de Nitrito por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor. 23
Figura 15. Proceso de remoción de Nitrato por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor . 23
Figura 16. Proceso de remoción de Fosfato por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor . 24
Índice de Tablas
Tabla 1. Crecimiento (n°cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones indoor. 17 Tabla 2. Crecimiento (n° cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones outdoor 19 Tabla 3. Eficiencia de remoción de Chlorella vulgaris en efluente 21
Dedicatoria
Este seminario se lo dedico especialmente
A mis Padres Thelma y Humberto.
A mis hermanos Daniela, Javiera y Pablo.
Los quiero Inmensamente.
AGRADECIMIENTOS
A mis padres quienes me criaron con esfuerzo y cariño. Que confiaron en mí, para finalizar mis estudios, que los logre gracias a su enseñanza “Que toda meta se logra con perseverancia, tenacidad y amor por uno mismo”. A mis queridos hermanos que siempre nos hemos mantenido juntos y lo estaremos en un futuro.
También Agradecer a mis amigos Sebastián Gallardo, Priscilla Mancilla y Pilar Iribarren, por los consejos técnicos acerca del seminario, por la compañía incondicional de Catherine, Daniel y Juan Pablo.
En los aspectos técnicos del seminario agradecer a Juan Morales a quien me enseño todo lo relacionado en la producción y cultivo de microalgas. A Gloria Segovia por realizar los análisis de este seminario.
Finalmente, al Profesor Orientador Dr. Roberto Ramos Díaz, quien desde un principio se mostro interesado en mi propuesta de seminario, otorgándome la completa confianza de hacer y deshacer, para que finalmente me diera cuenta en donde enfocar de una manera eficaz en el estudio de efluentes.
“Mar- Ciencia - Pasión” (Ordenes, 2003)*
*datos sin publicar
1
1. RESUMEN
A escala de laboratorio se evaluó el crecimiento y la eficiencia de remoción de nutrientes
disueltos en el efluente producido por la psicultura de Seriola lalandi en la Facultad de
Recursos del Mar por la microalga Chlorella vulgaris. Para el proceso de investigación se
evaluaron condiciones experimentales indoor y outdoor en un tiempo de 8 días, con un
efluente filtrado, desinfectado e inoculado con una concentración inicial de
2.06·106±4.16·103 cel/mL de Chlorella vulgaris cultivada en estanques de 50 litros de
capacidad. El diseño experimental para evaluar el crecimiento y la remoción de nutrientes
se realizo con 6 estanques para cada condición experimental (indoor y outdoor), de estos 6
estanques 3 fueron para un control de crecimiento, cultivando en estos, Chlorella vulgaris
en agua de mar filtrada, desinfectada y enriquecida con F2, mientras que los 3 estanques
restantes se cultivo Chlorella vulgaris en efluente filtrado y desinfectado en donde se
evaluó el crecimiento y la remoción de nutrientes por parte de Chlorella vulgaris. Los
resultados de crecimiento obtenidos en la condición indoor, los cultivos en efluente
alcanzaron valores máximos de 4.17·106±7.57·105 cel/mL en el día 6, crecimiento similar
en los cultivos controles que obtuvieron 4.75·106 ±2.29·105 cel/mL, mientras que en la
condición experimental outdoor el crecimiento máximo obtenido por los cultivos en
efluentes fueron de 2.81·106±2.69·105 cel/mL alcanzado en el día 2, en comparación que
los controles tuvieron un crecimiento máximo de 1.83·107 ±2.29·105 cel/mL. Los mejores
resultados de remoción de nutrientes se registraron con nitrito, alcanzando valores de
91.67% y 88.41%, en las condiciones indoor y outdoor. Por su parte, el nitrato fue
removido en un 57.47% y 29.31% para las condiciones indoor y outdoor. En cuanto a la
remoción de amonio los valores fueron de 42.22% para ambas condiciones experimentales.
Finalmente, el fosfato registro una remoción del 65.78% en indoor y un 75.78% en outdoor.
La selección de la cepa de microalga es un aspecto muy importante si se quiere
tener un crecimiento adecuado y una óptima capacidad de remoción de los nutrientes.
Existen estudios sobre abundancia de microalgas en aguas residuales, por ejemplo,
Escorihuela (2007) en una laguna de estabilización de efluentes reportó que las
microalgas con mas abundancia en dicha laguna fueron de las divisiones Chlorophyta y
Cianophyta, encontrando valores de abundancia entre 99.5 y el 98.11%, respectivamente.
Por su parte, estudios realizados por Chacón (2004), con el objetivo de probar la eficiencia
de Chlorella sp y Scenedesmus sp, en la remoción de nitrógeno, fosforo y DQO en aguas
residuales, concluyo que la remoción de nitrógeno y el fosfato, entre 44,0% y 48,7%; y la
DQO entre 54,8% y 55,8%, favorecen el uso potencial de Chlorella sp y Scenedesmus sp,
para el tratamiento de aguas residuales.
Con la finalidad de desarrollar tecnologías eficientes y de bajo costo para la
acuicultura el siguiente estudio está orientado en evaluar la capacidad de crecimiento y
biorremediación de Chlorella vulgaris en los efluentes generados por la producción de
Seriola lalandi.
6
3. OBJETIVOS
3.1 Objetivo General
• Desarrollar tecnologías eficientes y de bajo costo para el tratamiento de aguas
residuales de la acuicultura.
3.2 Objetivos Específicos
• Evaluar el crecimiento de Chlorella vulgaris en efluentes generados por la
producción de Seriola lalandi en condiciones indoor y outdoor.
• Evaluar la eficiencia de remoción de nutrientes de Chlorella vulgaris en
condiciones indoor y outdoor.
7
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. Local y Periodo de experimentación
El proceso de experimentación se realizó desde mayo del 2011 hasta febrero del 2012,
en las dependencias del Laboratorio de Cultivo de Microalgas del Laboratorio de Estudios
en Acuicultura (LEA), de la Facultad de Recursos del Mar, Universidad de Antofagasta.
Dicho proceso se dividió en dos sub etapas como:
a. Masificación de Chlorella vulgaris
b. Crecimiento y eficiencia de remoción de nutrientes
La primera etapa se llevó a cabo desde mayo a septiembre del 2011, realizando la
masificación del material biológico en condiciones de laboratorio, hasta llegar a la
concentración de 2.06·1007±4.16·10+03 cel/mL y volúmenes requeridos, partiendo desde
cepa hasta bidón de 20 litros de capacidad.
En la segunda etapa experimental se llevo a cabo desde diciembre 2011 hasta Febrero
del 2012. En esta etapa se probó la capacidad de crecimiento y eficiencia de remoción de
nutrientes de Chlorella vulgaris en condiciones controladas de laboratorio (indoor) y en
condiciones exteriores (outdoor).
4.2. Material Biológico
La microalga Chlorella vulgaris, (Fig. 1), fue obtenida del cepario del laboratorio de
microalgas del Departamento de Acuicultura para luego ser masificada hasta llegar a
cultivos en bidones de 20 litros.
8
Figura 1. Microalga Chlorophyta Chlorella vulgaris utilizada en los experimentos (disponible sitio: http://botany.natur.cuni.cz/algo/CAUP/H1998_Chlorella_vulgaris.htm)
4.3. Obtención del Efluente
El efluente para la segunda etapa de experimentación se obtuvo a partir de la
piscicultura de reproductores de dorado Seriola lalandi localizado en la Facultad del Mar
(FAREMAR). En esta piscicultura se encontraban 12 reproductores con un peso promedio
15 kilogramos, que eran mantenidos en un estanque de tipo australiano de 180 𝑚!.
La obtención del efluente fue mediante una bomba sumergible ubicada en la cámara de
descarte del estanque de los reproductores. Desde allí se bombearon 264 litros de efluente,
utilizados solo una vez, que representaron el volumen total necesario para realizar la
segunda etapa de experimentación. Posteriormente, el efluente fue filtrado a 1µ,
desinfectado con cloro y neutralizado con tiosulfato de sodio.
4.4. Condiciones de Cultivo
4.4.1 Masificación
La masificación de Chlorella vulgaris fue, desde cepa a bidón de 20 L en condiciones
controladas de aireación y una intensidad lumínica constante de 15.71±1.09 µmol/m!/seg.
Para lograr este cultivo, se inoculó la cepa en matraces de 2 L con agua de mar filtrada a 1µ
autoclavada y enriquecida con medio de cultivo general F2 (Guillard, In: Stein, 1979),
posteriormente se siguió el crecimiento durante 10 días, finalizando cuando los matraces
9
alcanzaron el crecimiento exponencial. Luego los matraces que registraron un crecimiento
exponencial con una concentración de 2.01·106 cel/ml aproximadamente, fueron
inoculados en bidones de 20 litros con agua filtrada a 1µ, desinfectada con cloro y
neutralizada con tiosulfato de sodio, enriquecida con medio de cultivo general F2
(Guillard, In: Stein, 1979). Este cultivo también estuvo en condiciones controladas de
aireación e intensidad de luz constante de 15.71±1.09 µmol/m!/seg. El crecimiento fue
monitoreado por 10 días. Aquellos que se encontraban en la fase exponencial, fueron
desdoblados y mantenidos en un stock de 80 litros de biomasa microalgal con una
concentración de 2.06·107±4.16·103 cel/mL.
El volumen del inoculo para los matraces y bidones fue del 10% del volumen total del
recipiente (Fig. 2)
Figura 2. Etapa de masificación, cultivo de Chlorella vulgaris en bidones de policarbonato
con capacidad de 20 L.
4.4.2 Crecimiento y eficiencia de remoción de nutrientes.
En la determinación del crecimiento y remoción de nutrientes se utilizaron 12 estanques
cilindro cónicos transparentes de 50 litros de capacidad, utilizando un volumen de 44 L. El
experimento se realizó en dos condiciones experimentales, indoor y outdoor. El diseño
experimental para evaluar el crecimiento y la remoción de nutrientes se realizo con 6
estanques para cada condición experimental (indoor y outdoor), de estos 6 estanques, 3
fueron para un control de crecimiento, cultivando en estos Chlorella vulgaris en agua de
mar filtrada, desinfectada y enriquecida con medio de cultivo general F2, mientras que los
10
3 estanques restantes se cultivo Chlorella vulgaris en efluente filtrado y desinfectado en
donde se evaluó el crecimiento y la remoción de nutrientes por parte de Chlorella vulgaris.
(Fig. 3, 4, 5 y 6).
Figura 3. Crecimiento y remoción de nutrientes en condiciones indoor
Figura 4. Diagrama de la condición indoor
11
Figura 5. Estanques de crecimiento y remoción de nutrientes en condición outdoor.
Figura 6. Diagrama de la condición experimental outdoor
4.5 Procedimientos Experimentales
4.5.1 Crecimiento
Para las etapas de masificación, crecimiento y remoción de nutrientes, se utilizó el
método de recuento celular mediante la cámara de Neubauer. Las muestras para el recuento
12
celular eran extraídas cada dos días de cultivo en tubos Eppendorf de 50 mL. Una vez
extraídas las muestras de las unidades experimentales se colocaba 1mL en la cámara de
Neubauer para realizar el contaje utilizando un microscopio con un aumento de 40x.
El procedimiento para cuantificar la concentración celular fue el siguiente:
Concentracion celular !"#!"
= !"!!"!!"!!"!
∗ 1 · 10!, donde
C= Numero de células por cuadro, de medida de 1mm por lado.
4.5.2 Eficiencia de Remoción (ER)
Para evaluar la eficiencia de remoción de nutrientes se utilizó la relación propuesta por
Paniaguia-Michel & García (2003):
ER (%) = !"!!"!"
∗ 100, donde
Ca= Concentración del Afluente
Ce= Concentración del Efluente
4.5.3 Determinación de Amonio (𝐍𝐇𝟒!), Nitrito (𝐍𝐎𝟐), Nitrato (𝐍𝐎𝟑) y Fosfato (𝐏𝐎𝟒!)
Para la determinación de la eficiencia de remoción de nutrientes, se extrajeron
muestras de 50 mL cada dos días de cultivo, para luego ser centrifugadas a 2000 G por 5
minutos en una centrifuga Eppendorf modelo 5804, el sobrenadante se analizó en el
Laboratorio de Análisis Químicos del LEA, utilizando un test de análisis en cubetas de
Merk!", para ser finalmente leído en un fotocolorímetro Nova 60 Espectroquant.
4.5.4 Determinación de temperatura, salinidad, pH, oxigeno disuelto (OD) e
intensidad de luz
Los parámetros de temperatura (Tº), salinidad (‰), pH y oxígeno disuelto (OD),
fueron medidos todos los días en la etapa de crecimiento y remoción de nutrientes,
13
mediante la utilización de un equipo multiparámetro HANNA Instruments modelo HI9828,
para la medición de intensidad de luz se utilizó un Luxómetro HANNA modelo HI97500.
4.6 Análisis Estadístico
En el análisis estadístico de los resultados fue utilizado el software Assistat versión
7.5 beta (Silva & Azevedo, 2006).
Se aplicó el análisis de varianza (ANOVA) de una vía para determinar diferencias
significativas en los resultados de crecimiento y eficiencia de remoción. Cuando se verificó
diferencias significativas entre los tratamientos se aplicó el test de TUKEY (P<0.05). El
análisis estadístico para los resultados de crecimiento y remoción de nutrientes se realizó
comparando los resultados día a día, tanto en las condiciones indoor como en la outdoor.
5. RESULTADOS
5.1. Parámetros físico-químicos del efluente bruto.
En el efluente bruto, antes de ser filtrado, desinfectado y neutralizado con tiosulfato
de sodio, se controlaron los parámetros físico químicos, oxigeno disuelto, pH, temperatura
y salinidad, registrando valores de 4.8 mgO2/L, 8.30, 27.26ºC y 35.03‰, respectivamente.
5.1.2 Parámetros físico-químicos e intensidad de luz. Condición experimental
indoor
Los parámetros físico-químicos fueron medidos diariamente a las 11:00, 16:00 y
18:00 h, respectivamente (Fig. 7). En la condición indoor los parámetros de oxígeno
disuelto (OD), pH, temperatura (Cº) y salinidad (‰), se mantuvieron estable a lo largo del
experimento. Los valores promedio de oxigeno disuelto fueron de 5.37±0.16 mgO2/L, el pH
alcanzó 8.32±0.06, la temperatura alcanzó 27.26±0.05ºC y la salinidad registró un valor
promedio de 36.34±0.05‰. Mientras que la intensidad de luz tuvo un comportamiento
Al igual que la condición experimental anterior, se siguió la misma frecuencia de
tiempo en las mediciones de los parámetros físico-químicos. En esta condición
experimental los parámetros de oxígeno disuelto (OD), pH, temperatura (Cº) y salinidad
(‰), registraron variaciones a lo largo del tiempo. Los valores alcanzados para el oxigeno
disuelto alcanzaron un valor mínimo 4.06±0.57 mg O2/L a las 18:00 h y 5.40±0.30 mg O2/L
como valor máximo las 11:00 h, por su parte el pH varió entre 8.14±0.19 a las 16:00 h y
9.81±0.14 a las 18:00 h, la temperatura alcanzó un valor mínimo de 27.93±2.19ºC y un
máximo de 39.52±0.75ºC, la salinidad registró un valor mínimo y máximo de 36.25±0.16 y
38.65±0.36‰, respectivamente. (Fig.9)
Figura 9. Parámetros físico – químicos registrados en la condición outdoor, en diferentes horas de día
5.1.4 Intensidad de luz. Condición experimental outdoor
Los resultados de intensidad de luz en la condición experimental outdoor, se
muestran en la figura 10.
11:00
16:00
18:00
0
10
20
30
40
Salinidad Temperatura Ph Oxigeno disuelto
11:00
16:00
18:00
16
Los valores más elevados de la intensidad de luz fueron registrados a las 11:00 y
15:00 h con 1508.12 ± 25.51 y 1672.25 ± 22.69 µmol/m2/s, respectivamente. Mientras que
los menores valores fueron registrados a las 18:00 y 20:00 h con 755.17±69.92 y
164.946±6.65 µmol/m2/s respectivamente, como se aprecia en la figura 10.
Figura 10.Valores promedios de intensidad de luz durante en el día medida en µmol/m2/s. En condición Outdoor
5.2 Crecimiento. Condición experimental indoor
Los resultados de crecimiento en la condición experimental indoor, se muestran en
la Tabla 1 y Figura 11.
Con los datos de crecimiento se elaboró una ecuación de regresión entre la
concentración celular y los días de cultivo. Verificándose que la relación entre las dos
variables es lineal. Y fue representada por la ecuación Y= 0.601x+2.044 con un índice de
correlación positivo r2= 0.9148 para el cultivo control, (cultivo con F2), mientras que el
cultivo con efluentes fue definido por la ecuación Y= 0.27x+1.87 con un índice correlación
positivo r2= 0.7866 (Fig.11).
0
200
400
600
800
1000
1200
1400
1600
1800
2000
Intensidad
de Luz
Horas del dia
17
El cultivo de Chlorella vulgaris con efluente (EF) y enriquecidos con F2 (control),
se inició con una concentración promedio de 2.06·106±4.16·103 cel/mL. El crecimiento
experimentado por Chlorella vulgaris en ambos medios, fue gradual, se identificaron las
fases de inicio y exponencial de crecimiento, que en el caso de Chlorella vulgaris con
efluentes fue hasta el día 6 de cultivo, mientras que los estanques con F2 (controles) fue
hasta el día 8 la fase exponencial de crecimiento. La fase estacionaria para el tratamiento
con efluente se inició el día 6 hasta 7, mientras que el tratamiento con F2 esta fase se
verificó después del día 8. Por su parte, la fase de caída de la curva de crecimiento
microalgal, en los estanques con efluentes se inicia al finalizar el día 7, mientras que en los
estanques con F2 fue al día 15.
Durante el experimento de crecimiento de Chlorella vulgaris, en ambos
tratamientos, estos presentaron diferencias significativas (P<0.05) en los días 2,4 y 8,
mientras que en el día 6 no se observan diferencias significativas (P >0.05), porque ambos
tratamientos registraron un crecimiento similar, es decir, los estanques con efluente (EF)
registraron 4.17·106±7.57·105cel/mL en comparación con el estanque control que registró
un crecimiento de 4.75·106±2.29·105 cel/mL (Fig.11).
Tabla 1. Crecimiento (n°cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones indoor.
Días de Cultivo
Tratamientos 0 2 4 6 8
Efluente
2.06·106a
±4.1·1003
2.23·106b
±1.81·105
2.50·106b
±1.57·105
4,17·106a
±7.57·105
3.71·106b
±6.92·105
Control
2.06·106a
±6.60·103
3.59·106a
±1.76·105
4.35·106a
±5.50·105
4.75·106a
±2.29·105
7.49·106a
±4.71·105
Letras diferentes en la misma columna muestran diferencias significativas (p < 0,05)
18
Figura 11. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en ambos medios de cultivo
(EF = Efluente ; Control = F Medio).
5.3 Crecimiento. Condición experimental outdoor
Los resultados de crecimiento de la condición experimental outdoor, se muestran en
la Tabla 2 y Figura 12.
Con los datos de crecimiento se elaboró una ecuación de regresión entre la
concentración celular y los días de cultivo. Verificándose que la relación entre las dos
variables es lineal. Y fue representada por la ecuación Y= 2.3525x+0.47 con un índice de
correlación positivo r2= 0.9057 para el cultivo control, (cultivo con F2), mientras que el
cultivo con efluentes fue definido por la ecuación Y= -0.0285x+2.498 con un índice
correlación positivo r2=0.0642 (Fig.11).
El cultivo de Chlorella vulgaris en ambos tratamientos, estanques con efluente (EF)
y estanques con F2 (control), se inició con una concentración promedio de
2.07·106±2.65·103 cel/mL.
y = 0,267x + 1,876 r² = 0,7797
y = 0,601x + 2,044 r² = 0,9148
0
1
2
3
4
5
6
7
8
0 2 4 6 8 10
Concen
tracion Ce
lular ·∙106
Dias
EF
Control
Lineal (EF)
Lineal (Control)
19
El crecimiento experimentado por Chlorella vulgaris en los estanques con efluentes
y F2 fue gradual, en el que se identificaron las fases de inicio, exponencial, estacionaria y
de caída, respectivamente.
Se puedo observar que el crecimiento de Chlorella vulgaris en los estanques con
efluente y F2, presentaron diferencias significativas (P<0.05) a lo largo del periodo de
experimentación.
El periodo de crecimiento de Chlorella vulgaris fue relativamente corto en los
estanques con efluentes (EF), donde el máximo crecimiento registrado fue en el día 2 con
una concentración de 2.81·106 ±3.98·105 cel/mL, mientras que en los estanques con F2 el
máximo crecimiento se registró en el día 6 con una concentración de 1.80·107±2.32·105
cel/mL (Fig.12).
Tabla 2. Crecimiento (n° cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones outdoor
Días de cultivo
Tratamientos 0 2 4 6 8
Efluente
2.07·106a
±3.27·103
2.81·106b
±2.69·105
2.65·106b
±3.98·105
2.40·106b
±4.41·104
1.99·106b
±1.01·105
Control
2.07·106a
±2.65·103
3.55·106a
±8.39·104
7.54·106a
±9.03·104
1.80·107a
±2.32·105
1.83·107a
±2.29·105
Letras diferentes en la misma columna muestran diferencias significativas (p < 0,05);
20
Figura 12. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en ambos medios de cultivo
(EF = Efluente ; Control = F2).
5.4 Remoción de Nutrientes en condiciones indoor y outdoor
Los valores de remoción de nutrientes en las condiciones indoor y outdoor se
muestran en la Tabla 3 y Figuras 13, 14,15 y 16.
y = -‐0,0285x + 2,498 r² = 0,0642
y = 2,3525x + 0,47 r² = 0,9057
0,00
5,00
10,00
15,00
20,00
25,00
0 1 2 3 4 5 6 7 8 9
Con
cent
raci
on C
elul
ar ·
106
Dias
EF
Control
Lineal (EF)
Lineal (Control)
21
Letras diferentes en la misma fila muestran diferencias significativas (p < 0,05); Concentración expresada en mg/L; *Caída del cultivo antes de llegar al día 8 Día 0 = Concentración inicial. ER% = Eficiencia de remoción. Nd = Valores no detectados por el método analítico utilizado.
Tabla 3. Eficiencia de remoción de Chlorella vulgaris en efluente
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Amonio
(NH!!)
0 0.45 - 0.45 -
2 0.35±0.06b 21.48 0.26±0.00a 42.22
4 nd 0 nd 0
6 nd 0 nd 0
8 nd 0 * *
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Nitrito
(NO!)
0 1.64 - 1.64 -
2 1.35±0.50a 17.68 1.64±0.00a 0
4 0.21±0.03a 87.40 0.26±0.00a 87.40
6 0.17±0.02a 89.63 0.19±0.03a 88.41
8 0.14±0.03 91.67 * *
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Nitrato
(NO!)
0 0.58 - 0.58 -
2 0.38±0.09a 35.06 0.41±0.07a 29.31
4 0.38±0.02a 33.91 0.56±0.11b 2.87
6 0.31±0.03a 46.55 0.45±0.07b 22.41
8 0.25±0.05 57.47 * *
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Fosfato
(PO!!)
0 3.4 - 3.4 -
2 2.83±0.31a 16.67 1.88±0.54a 44.61
4 2.44±0.57a 28.14 1.84±0.40a 45.88
6 1.29±0.13a 62.16 0.82±0.30a 75.78
8 1.16±0.07 65.78 * *
22
Respecto al porcentaje de remoción de Amonio (NH!!), en el día 2 en ambas