SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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NOMINA DE AUTORIDADES
Dr. Jorge Néstor Amaya Presidente
Ing. Agr. Carlos Horacio Casamiquela Vicepresidente
Ing. Agr. Diana Guillén Gerente General
Lic. Verónica María Torres Leedham Director de la Dirección de Laboratorio y Control Técnico
Lic. Mario Gómez Coordinador General de Laboratorio Vegetal
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Fichas de orientación al diagnóstico de plagas
solicitadas a las bananas provenientes de Brasil y Paraguay
Coordinación de Plagas y Enfermedades Vegetales Ing. Agr. María E. Manna
Coordinación General de Laboratorio Vegetal
Lic. Mario Gómez
2007
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Introducción
Las presentes fichas fueron elaboradas con el fin de colaborar en la
tarea de inspección; se incluyen en ellas características que se deberían observar
a simple vista ó con ayuda de una lupa de mano (20x). Los aspectos
considerados son: Tipo de síntomas, signos de enfermedades, daños producidos
por insectos, datos de biología que puedan ayudar en la búsqueda del organismo
en la mercadería y las características morfológicas de los distintos estados con
fotos.
La información aquí expuesta no es suficiente para la identificación de
las plagas interceptadas, pero permitirá descartar numerosas especies no
incluidas en el listado de las solicitadas.
Todas las plagas interceptadas que respondan a las características que
se mencionan en las presentes fichas deberán ser remitidas al Laboratorio para
su identificación; como así también cualquier otro problema sanitario que el
inspector considere de importancia. Así mismo, se señala el procedimiento
indicado para la toma, acondicionamiento y remisión de la muestra al Laboratorio
de acuerdo al microorganismo a identificar.
Responsables de la elaboración de las fichas
BACTERIOLOGIA
Ing. Agr. Rita Lanfranchi
MICOLOGÍA
Ing.Ag. Vanina Sugia y Lic. Biología Victoria Fernandez
ENTOMOLOGÍA
Ing. Agr Alba E. de Briano y Téc. Ma. Victoria Ciarla de Monticelli
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Clasificación e índice de las especies tratadas
FITOPATOLOGÍA
BACTERIOLOGÍA
Ralstonia solanacearum 5
MICOLOGÍA
Mycosphaerella fijiensis 7
Pyricularia grisea 9
ENTOMOLOGÍA
FITÓFAGOS EXTERNOS
Cochinillas
Ceroplastes floridensis (Hem., Coccidae) 11
Aspidiotus destructor (Hem., Diaspididae) 13
Maconellicoccus hirsutus (Hem., Pseudococcidae) 16
Trips
Frankliniella parvula (Thys., Thripidae) 18
Palleucothrips musae (Thys., Thripidae) 21
Cascarudo
Colaspis hypochlora (Col., Crhysomelidae) 23
Polillas
Othreis fullonia (Lep., Noctuidae) 26
Nacoleia octasema (Lep., Pyralidae) 30
Mariposas
Opsiphanes tamarindi (Lep., Brassolidae) 33
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MINADORES
Picudo
Odoiporus longicollis (Col., Curculionidae) 37
Polilla
Opogona sacchari (Lep., Tineidae) 41
Moscas
Dacus spp y Bactrocera spp (Dip., Tephritidae) 45
INSTRUCCIONES PARA LA REMISIÓN DE MUESTRAS AL LABORATORIO
Fitopatología 53
Entomología 54
Planilla con los datos de la muestra 62
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Ralstonia solanacearum (agente causal de mal de moko)
El Mal de Moko es una enfermedad vascular provocada por la bacteria Ralstonia
solanacearum raza 2 biovar 1 y afecta la producción de plátanos al no permitir el
desarrollo de frutos.
Hojas: Los primeros síntomas son amarillamiento y marchites de las hojas adultas,
volviéndose necróticas y colapsando, las hojas jóvenes tornan a un color verde
pálido y luego también se necrosan.
Inflorescencia: La inflorescencia puede aparecer marchita o "dormida" (desarrollo retardado) y
algunas veces necrosada en la base.
Frutos: La observación de la sintomatología en frutos se debe realizar cuando los mismos
no están en estado de madurez. Aparecen desgarrados o divididos en gajos y
con una pudrición seca de color marrón.
Algunos de los frutos maduran prematuramente. El tejido presenta una
decoloración que al principio es de color amarillo pero que, con el tiempo se
convierte en color café o negro . Al cortarlos pueden exudar la zooglea.
Foto 1. Federación de Cultivadores de Plátano de Colombia (FEDEPLATANO)
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Foto 2. Federación de Cultivadores de Plátano de Colombia (FEDEPLATANO)
Referencias: EPPO . Data Sheets on Quarantine Pests . Ralstonia solanacearum .
Gerry Toomey, escritor científico, Green Ink Publishing Services Ltd., diciembre de 2004
Nuccia Eyres, Senior Technical Officer (Quarantine), South Perth, Nichole Hammond, Plant
Pathologist(Quarantine), South Perth, Alison Mackie, Quarantine Research Officer, South
Perth. Departament of Agriculture and Food.AustraliaFactsheet Note 175,21/2001 .The
State of Western Australia, 2005
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Mycosphaerella fijiensis (agente causal de sigatoka negra)
Al tratarse de una enfermedad foliar es fundamental la ausencia de hojas en las
fructificaciones a evaluar.
Síntomas: Manchas foliares en forma de estrías (20 x 2 mm), oscuras -de color
marrón-rojizo-, paralelas a las nervaduras foliares. Cada lesión se
caracteriza por presentar un borde fino, bien definido, más oscuro, a
menudo rodeado por un halo amarillento. Los centros de las lesiones se
vuelven ligeramente deprimidos, secándose y tornándose de color gris
claro o amarronado.
Caída anormal de hojas.
La enfermedad comienza a manifestarse como pequeñas pecas amarronadas en
la cara inferior de la hoja que luego se van elongando adoptando la forma de
estría.
Si las manchas son numerosas pueden coalescer, necrosando toda la hoja.
Asimismo, las lesiones permanecen visibles debido al color claro de sus centros.
Foto 1. Sigatoka negra.
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Foto 2. Daño avanzado.
Referencias: CAB International, 2006. Crop Protection Compendium. Wallingford, UK: CAB International.
Slabaugh, W. R. 1994. Compendium of Tropical Fruit Diseases, APS Press, St. Paul, MN. USA.
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Pyricularia grisea (agente causal de mancha johnson del plátano)
El fruto remitido debe encontrarse verde; de otra manera, las manchas
características producidas a la madurez pueden confundirse con síntomas de la
enfermedad.
Síntomas: En hojas:
Manchas elípticas o redondeadas con extremos aguzados (0.5-1.5 x 0.3-
0.5 cm), y centros de color gris o blanco (Foto 1). Las lesiones se
caracterizan por presentar márgenes de color gris oscuro a marrón-rojizo,
a veces con un halo amarillento. En casos de infección severa, las lesiones
coalescen, necrosando las hojas.
Foto 1. Lesiones redondeadas con centro claro.
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En frutos: Lesiones redondeadas, deprimidas, de 4 a 6 mm de diámetro. Aparecen
en el fruto cercano a madurez y en post- cosecha. La lesión presenta
centro hundido de color amarronado, rodeado de una zona marrón-rojiza y
un borde acuoso de coloración verde. El centro de la lesión puede rajarse,
pero el daño no se extiende hacia la pulpa del fruto. En los cachos, las
lesiones son mas frecuentes en los frutos externos, y son más severas en
los frutos proximales que en los distales.
Foto 2. Síntoma en frutos.
Referencias: CAB International, 2006. Crop Protection Compendium. Wallingford, UK: CAB International.
Slabaugh, W. R. 1994. Compendium of Tropical Fruit Diseases, APS Press, St. Paul, MN. USA.
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Ceroplastes floridensis
(Hemiptera: Coccidae)
Daño:
Clorosis y deformación de hojas, acompañados por exhudados azucarados y
fumaginas.
Ciclo biológico:
Todos los estados se encuentran en ramas finas, yemas y hojas de las plantas
huéspedes. La hembra madura deja alrededor de 100 huevos bajo su escudo
cerosos y muere. Las ninfas de primer estadío, que son móviles, son las
encargadas de la dispersión. En climas tropicales el ciclo completo se desarrolla
en 3-4 meses.
Morfología de los estados de desarrollo:
Ninfa: De primer estadío con patas, de cuerpo rojizo con proyecciones cónicas
de cera blanca
Adulto: Hembra elíptica de color rojizo, cubierta por una gruesa capa de cera, de
forma hemisférica y de color rosado con un punto negro en el dorso y numerosos
puntos laterales. Largo total 3mm.
Huéspedes: Los huéspedes principales son: Citrus spp., Cocos nucifera (coco),
Malpighia glabra, Mangifera indica (mango), Syzygium aromaticum (clavo),
Ziziphus jujuba. Banano (Musa spp) es un huésped secundario
Elaborada por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisado: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
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Bibliografía consultada:
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
Ebeling. 1956. Subtropical Fruit Pests. University of California Division of
Agricultural Sciences 436 pp.
Hamon A. B & M. L. Williams. 1984. The Soft Scale Insects of Florida
(Homoptera: Coccoidea: Coccidae). Florida Department of Agricultura &
Consumer Services.Arthropods of Florida and neighboring land areas, Vol l1:
194pp.
Florida Wax Scale. University of Florida. http://woodypest.ifas.ufl.edu/159.htm
Quayle H. J. 1941. Insects of citrus and other subtropical fruits. Comstock
Publishing Company 583 pp.
Ilustraciones
Fig. 1: Adultos de Ceroplastes floridensis sobre hoja
Fig. 2: Ninfas y adultos de C. floridensis
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Aspidiotus destructor
(Hemiptera, Coccoidea, Diaspididae)
Nombre vulgar:
Cochonilha- transparente do coqueior
Daño:
La presencia de esta “escama” se evidencia por pequeñas manchas cloróticas
circulares en la superficie del órgano vegetal al que está adherido el cuerpo de
cada individuo (hojas, pecíolos, pedúnculos y frutos); en el caso de colonias
densas estas manchas pueden unirse formando manchas mayores (fig. 1).
En hojas se ubican en la cara inferior de las mismas.
Estos insectos succionan savia de su huésped por lo tanto en plantas con altas
infestaciones se observa muerte prematura de hojas, disminución en el
crecimiento e incluso la muerte.
Ciclo biológico:
La hembra ovipone debajo de su escudo (fig.2), después de la eclosión la ninfa
de primer estadio, que es la única que tiene patas, es la responsable de la
dispersión. En climas tropicales se registran numerosos ciclos anuales, en otros
más rigurosos tiene lugar una sola generación anual, transcurriendo la especie el
invierno como hembra oviplena o huevo.
Duración del ciclo: entre 27 y 34 días, más breve en los machos.
Morfología de los estados de desarrollo:
Huevo: se ubican debajo del escudo de la hembra- madre.
Ninfa: de los dos estadios ninfales solo el primero, del tamaño aproximado del
huevo, es móvil y coloniza nuevas partes del vegetal u otras plantas vecinas. La
ninfa de segundo estadio se fija por medio de su aparato bucal y del escudo que
cubre su cuerpo en un punto del vegetal, donde permanece el insecto hasta su
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muerte en el caso de la hembra y hasta la emergencia del adulto en el caso del
macho.
Adulto: la hembra adulta tiene un cuerpo aplanado de forma piriforme de color
amarillo, su escudo circular de 1,3 a 2mm de diámetro es transparente o
semitransparente, por lo tanto permite ver el cuerpo del insecto debajo. Los
machos poseen un par de alas blancas con puntuaciones oscuras y antes de
alcanzar el estado adulto pasan por dos estadios de prepupa y pupa que tienen
un escudo alargado y rojizo que permite distinguirlo de las hembras.
Huéspedes:
Sobre plantas perennes; ampliamente polífaga, por ejemplo banana (Musa spp),
numerosas especies de palmeras, caña de azúcar (Saccharum officinarum),
kiwi (Actinidia deliciosa), mango (Mangifera indica), papaya (Carica papaya) y
palto (Persea americana).
Elaborada por: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
Ferris G. F. 1938. Atlas of the scale insects of North America. Stanford University
Press, California, serie II, 137 a 268.
Santos Ferreira J. M., D. R. Nunes Warkick & L. A. Siqueira. 1998. A cultura do
coqueiro no Brasil. Embrapa, 292 pp.
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Ilustraciones
Fig. 1: Colonia de A. destructor, clorosis característica. Fuente: Santos Ferreira (1998).
Fig. 2: Hembra adulta de A destructor rodeada de huevos debajo de su escudo transparente. Fuente: Santos Ferreira (1998).
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Maconellicoccus hirsutus
(Hemiptera: Pseudococcidae)
Nombre vulgar:
Chanchitos blancos, cochinillas harinosas.
Daño:
Pueden provocar clorosis y malformaciones cuando atacan los puntos de activo
crecimiento debido a la inyección de saliva tóxica.
Ciclo biológico:
Los huevos son depositados en las hojas por las hembras. Las ninfas de primer
estadio pueden ser transportadas por animales, agua o viento a hojas jóvenes
donde se establecen.
Morfología de los estados de desarrollo:
Como todos los miembros de la familia Pseudococcidae, este insecto carece de
alas y conserva sus patas. Los estados de ninfa y adulto son móviles. Su cuerpo
es de forma ovalada aplanada y está cubierto de glándulas que producen
cerocidad de aspecto algodonoso (Fig. 2).
Huéspedes:
Annona spp., Bougainvillea (Santa Rita), Cajanus cajan, Citrus, Glycine max
(soja), Gossypium spp. (algodón), Hibiscus spp, Morus sp.(mora), Musa x
paradisiaca (banana), Passiflora edulis, Theobroma cacao (cacao), Vitis
vinifera (vid)
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Elaborado por: María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisón: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
Williams, D. J & G. W. Watson. 1988. The Scale Insects of the Tropical South
Pacific Region. Part 2: The Mealybugs (Pseudococcidae). CAB International
Institute of Entomology. 260 pp.
Ilustraciones
Fig. 1: Adultos y ninfas de Pseudococcidae
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18
Frankliniella parvula
(Thysanoptera: Thripidae)
Nombre vulgar:
Trips de la flor de la banana
Daño:
Se lo encuentra principalmente en flores de Musa, tiene poca presencia en frutos.
Al raer los tejidos vegetales con su aparato bucal pueden provocar deformaciones
y cicatrices superficiales. En los frutos se manifiesta como pequeñas
puntuaciones sobreelevadas.
Morfología de los estados de desarrollo:
Ninfa: Son de color amarillo pálido muy semejantes a los adultos pero sin alas.
Adulto: Son de aproximadamente 1,3 a 1,4mm, de color amarillo virando al
castaño oscuro al avanzar su madurez, con el abdomen oscureciéndose
apicalmente (Fig. 1). Las alas son de color oscuro, alargadas y muy estrechas
Huéspedes:
Musa (banana), Hibiscus rosa-sinensis (rosa china), Poliantes tuberosa,
Theobroma cacao (cacao), Mangifera indica (mango)
Elaborado por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
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Bibliografía consultada:
Borror D. J. & D.M. DeLong. 1969. Introducao ao estudo dos insetos. Programa
de publicaçoes didáticas, Agencia norte-americana para o desenvolvimento
internacional – USAID, 653 pp.
CAB International 2006 Crop Protection Compendium. CD.
Medina Gaud, S. 1961. The Thysanoptera of Puerto Rico. University of Puerto
Rico, Agricultural Experiment Station, Technical paper nº 32, 160 pp.
Mound L. A. & G. Kibby. 1998. Thysanoptera: an identification guide. CAB
International, 70 pp.
Mound, L. & R. Marullo. 1996. The Thrips of Central and South America: an
introduction (INSECTA:THYSANOPTERA) Associated Publishers, vol. 6, 487 pp.
Quintanilla, R. H. 1980. Trips: Características morfológicas y biológicas. Especies
de mayor importancia agrícola
Ilustraciones
Fig. 1: Adultos de Frankliniella sp.
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Palleucothrips musae
(Thysanoptera: Thripidae)
Nombre vulgar:
Trips de la mancha roja
Daño:
Produce manchas de color rojizo en la corteza de los frutos, tornando la superficie
áspera; también puede ocasionar rajaduras. Las manchas se forman cuando las
ninfas y adultos lastiman la corteza del fruto para alimentarse de los jugos
celulares.
Ciclo biológico:
Vive en la inflorescencia, entre las brácteas o en los frutos. Los huevos son
depositados en la cutícula de la planta y cubiertos por una serosidad que se torna
oscura.
Morfología de los estados de desarrollo:
Ninfa: De forma similar al adulto carece de alas y su coloración es amarillo
pálido.
Adulto: Cuerpo de color blanco con alas ralladas, similar al individuo expuesto en
la figura 1.
Huéspedes:
Musa spp (banana)
Elaborado por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
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Bibliografía consultada:
Mound, L & R. Marullo. 1996. The thrips of Central and South America: an
introduction (INSECTA: THYSANOPTERA). Memoirs on Entomology
International. Vol. 6. 487 pp.
Ilustraciones
Fig.1: Trips adulto
E. Saini
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Colaspis hypochlora
(Coleoptera: Chrysomelidae)
Daño:
Heridas en la superficie del fruto dejando cicatrices de aspecto negruzco y
desagradable, sin llegar a perforar la cáscara. Las cicatrices son de tamaño
irregular y bordes redondeados aunque las más frecuentes son ovaladas. La
heridas pueden aparecer en cualquier parte de la banana, pero se dan con más
frecuencia en la zona terminal del fruto. Eventualmente puede haber daño en
hojas.
Ciclo biológico:
La hembra adulta deposita los huevos en el suelo. Las larvas al eclosionar se
entierran en el suelo hasta 5cm de profundidad. Se alimentan de raíces de pastos
cercanos a las plantas de banana. Empupan en el suelo en una cámara pupal.
Los adultos se alimentan de frutos, tallos y hojas de banano, rara vez se los
encuentra volando.
Morfología de los estados de desarrollo:
Huevo: Ovalado, de color amarillo pálido y oscureciéndose hacia la madurez, de
0,6 mm de largo.
Larva: Blanquecina con la cabeza marrón clara, alcanza los 8,5 mm de largo,
ligeramente pilosa. Las mandíbulas son castaño más oscuros. Tiene 3 pares de
patas.
Pupa: de 5,5 mm de largo, inicialmente de color blanquecino y oscureciéndose
paulatinamente, pubescente. Pupa libre, con alas, patas y antenas no fundidas
con el cuerpo. Adulto: Forma similar a otros miembros del género (Fig. 1); ovalado-convexo,
castaño a castaño-rojizo, con la superficie inferior de color verde oscuro metálico,
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de 5,5 mm de longitud. Cabeza castaña; ojos negros; antenas finamente
pubescentes, castañas.
Huéspedes:
Musa sapientum, Lantana camara, Antigonon leptopus, Boerhaavia erecta,
Heliotropium indicum, Paspalum conjugatum.
Elaborada por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
Blake, D. H. 1976. The brown semicostate and costate species of Colaspis in
México and Central America (Coleoptera: Chrysomelidae). Agricultural Research
Service, United States Department of Agriculture. Technical bulletin Nº 1534
http://www.pbase.com/dang
Salt, G. 1928. A study of Colaspis hypochlora, Lefèvre. Bulletin of Entomological
Research 19 (3): 295-308.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Ilustraciones
Fig. 1: Adulto de Colaspis pini
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Othreis fullonia
(Lepidoptera: Noctuidae)
Daño:
Causado por los adultos al pinchar la superficie de la fruta para extraer jugos
azucarados. Las lesiones que practican sirven de vía de acceso a
microorganismos que provocan la putrefacción del fruto (Figuras 1 y 2).
Ciclo biológico:
Los huevos son depositados en forma solitaria en el envés de las hojas que le
servirán de alimento (fig. 3). Las larvas (fig. 4) se alimentan en hojas de plantas
presentes en zonas de vegetación densa (Erythrina spp., Theobroma cacao,
Tinospora spp.) y empupan allí al finalizar su último estadio larval. Los adultos
(fig. 5, 6, 7 y 8) son activos sólo durante la noche y pueden desplazarse largas
distancias en busca de fruta madura para alimentarse. Durante el día descansan
en troncos de plantas frondosas, con el primer par de alas extendido y cubriendo
el abdomen, lo que la hace extremadamente difícil de detectar dado el color y los
dibujos de éstas.
Morfología de los estados de desarrollo:
Huevo: Redondeados, con estrías verticales, de color amarillo pálido.
Larva: Alcanzan los 50mm de largo. De color verde al nacer, pueden virar al
marrón oscuro al avanzar su madurez presentan en el sexto y séptimo segmento
del cuerpo dos manchas circulares blancas rodeadas de líneas de colores.
Pupa: Protegida en un cocón compuesto por restos de hojas y seda.
Adulto: Robustas polillas de 70 a 100mm de envergadura alar. Cabeza y tórax
muy pilosos color marrón rojizo, con reflejos violetas. El abdomen se va tornando
anaranjado hacia el extremo terminal. Las alas anteriores son de color marrón
rojizo oscuro con dibujos de distinta intensidad, las hembras presentan en el
primer par de alas una mancha blanca de forma triangular. Las alas posteriores
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son de color anaranjado con dos manchas negras, una en el medio del ala y otra
recorriendo el borde distal.
Huéspedes:
Principal:Citrus spp. Secundarios: (guayaba), Musa (banana), (mango),
Lycopersicon esculentum (tomate), Vitis sp.
Elaborado por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
Baptist, B. A. 1944. The fruit-piercing moth (Othreis fullonia L.) with special
reference to its economic importance. The Indian Journal of Entomology, VI: 1-13
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
Comstock, J. A. 1963.A fruit-piercing moth of Samoa and the South Pacific
Islands. The Canadian Entomologist 95: 218-222.
Quayle H. J. 1941. Insects of citrus and other subtropical fruits. Comstock
Publishing Company 583 pp.
Viette, P. 1948. Les Ophideres du Pacifique (Lepidoptera: Noctuidae). Revue
Francaise d`Entomologie XV (4): 209-220.
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27
Ilustraciones
Fig. 1: Daño en cítrico causado por adulto
Fig. 2: Daño en cítrico causado por adulto, vista interna
Fig. 3: Huevos Fig. 4: Larva
Fig. 5: Adulto, alas Fig 6: Adulto en reposo
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Fig. 7: Adultos sobre fruta
Fig. 8: Adultos sobre fruta
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Nacoleia octasema
(Lepidoptera: Pyralidae)
Daño:
En variedades de bananas con racimos cerrados, con varias frutas por racimo,
los daños suelen estar circunscritos a la superficie de la fruta. En variedades de
racimo abierto, comúnmente aquellas cuya fruta se utiliza para cocción, con
pocas frutas por racimo, las larvas tienden a formar galerías en la fruta y
alimentarse en el interior de la misma. Cuando la humedad ambiente es muy baja
las larvas pueden refugiarse en la base del racimo, en la axila de la hoja bandera
o bráctea, donde se alimentan y quedan protegidas (Fig.1).
Ciclo biológico:
Los huevos son depositados en grupo en los pecíolos de las inflorescencias, en
las que vivirán y se alimentarán las larvas que nazcan. Asimismo estas pueden
atacar los frutos. Las larvas pueden empupar tanto en la inflorescencia como en
otras regiones de la planta huésped o incluso en plantas aledañas. En banana lo
más habitual es que empupen entre los pecíolos de las hojas o en la cavidad que
se forma en la región superior del pecíolo de la hoja cuando ésta comienza a
declinar. Los adultos son de hábitos nocturnos.
Morfología de los estados de desarrollo:
Huevo: de 1,17 a 1,5 mm de largo, similar a una escama. Originalmente de color
blanco-verdoso, virando al ocre al madurar (Fig.2).
Larva: De 1,5 a 30 mm de largo desde el nacimiento hasta el último estadio
larval. Color variable entre un rosado pálido al castaño oscuro (Fig. 3). Presenta
puntuaciones más oscuras de intensidad variable. Los primeros estadios pueden
confundirse con larvas del género Opogona.
Pupa: De 9 a 13 mm de largo y color castaño. Se encuentra protegida en un
capullo de seda que puede presentar excrementos.
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Adulto: Es una polilla que puede alcanzar los 22 mm de largo, de color
blanquecino (Figura 4). Abdomen con una franja más clara en forma dorsal.
Primer par de alas de color blanquecino a ocre pálido, de forma triangular. Tanto
el primer par de alas como el segundo presentan manchas más oscuras en forma
de puntos y de líneas.
Huéspedes:
Musa spp. (bananas), Pandanus sp., Nipa fruticans, Heliconia sp.
Elaborado por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
Paine, R. W.1964.The banana scab moth Nacoleia octasema (Meyrick): its
distribution, ecology and control. South Pacific Commision. Technical Paper Nº
145, 50 pp.
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Ilustraciones
L. Wilkie
L. Wilkie
L. Wilkie
L. Wilkie
Fig. 1: Daño
Fig. 2: Huevos
Fig. 4: Adulto con alas extendidas
Fig. 3: Larvas
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Opsiphanes tamarindi (Lepidoptera: Nymphalidae)
Daño:
Es causado por las larvas al alimentarse de las hojas de la planta.
Ciclo biológico:
La hembra deposita los huevos en las hojas secas a los lados del pseudotallo.
Una vez emergida la larva se alimenta de los restos del corion y migra hacia las
hojas verdes, de las que se alimenta, comenzando por el borde de las mismas y
dirigiéndose hacia el centro. En la medida en que se desplaza, la larva produce
hilos sedosos. Suelen alimentarse de noche y cuando descansan lo hacen en la
cara abaxial de las hojas junto a la nervadura central y en forma paralela a la
misma. El insecto usualmente empupa en la cara inferior de las hojas. Cuando la
hoja en la que empupa el insecto es verde, la pupa será del mismo color,
mientras que cuando la hoja está seca, la pupa resulta de coloración castaña. Los
adultos se alimentan de los jugos de las bananas en proceso de descomposición
así como de materia fecal de diversos animales.
Morfología de los estados de desarrollo:
Huevo: De 2 mm. de diámetro. Inicialmente son de color blanco
Larva: De 7,5 a 130mm. Cabeza castaño oscura a negra. Posee procesos en
forma de cuernos en la cabeza y un proceso anal bífido, característica que
coparte con las distintas especies del género Opsiphanes (Fig. 1 y 2). Cuerpo de
color verde con líneas longitudinales de color amarillo-anaranjado.
Pupa: De color castaño claro a verde sostenida solo por su extremo abdominal
(Fig. 3).
Adulto: De 7,2 a 8,2 cm. de expansión alar. Dorsalmente las alas se caracterizan
por una banda en diagonal de color blanco a anaranjado que nace en la mitad del
borde superior del primer par de alas y se extiende hacia el extremo inferior
externo de las mismas; en el ángulo superior externo del primer par de alas se
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
33
pueden encontrar pequeñas manchas blancas (Fig. 4a y 4b). Tiene antenas
delgadas, terminadas en una masa. Ventralmente las alas presentan numerosos
dibujos de color negro, violeta, blanco, amarillo y anaranjado con tres manchas
en forma de ojo: una en el ala anterior y dos en la posterior (Fig. 4c y 4d).
Huéspedes:
Musa spp. (banana).Cocos nucifera (coco), Heliconia spp.
Elaborada por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
Casagrande, M M. & O. H. H. Mielke. 2005. Larva de quinto estádio e pupa de
Opsiphanes quiteria meridionalis Staudinger (Lepidoptera, Nymphalidae,
Brassolinae). Revista Brasileira de Entomologia.49 (3) 421-424
Costa Lima. 1950. Insectos do Brasil. 6º tomo: Lepidópteros 2ª parte. Escola
Nacional de Agronomia. Série Didáctica nº 8, 420 pp.
Harrison, J. O. 1962. On the Biology of Three Banana Pest in Costa Rica
(Lepidoptera: Limacodidae, Nymphalidae). Annals of the Entomological Society of
America. 56: 87-94.
http://janzen.db.bio.upenn.edu:16080/2700ARCHIVES/Nymphalidae_adult/Opsip
hanes%20tamarindi/
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Fig. 1: larvas del género Opsiphanes Casagrande-Mielke
Fig. 2: larva del género Opsiphanes
Casagrande-Mielke
Fig. 3: pupa del género Opsiphanes
Ilustraciones
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
35
Fig. 3: Adultos de O. tamaerindi en vista dorsal y ventral JANZEN
a
b
c
d
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Odoiporus longicollis
(Coleoptera: Curculionidae)
Nombre vulgar:
Picudo del pseudotallo de la banana.
Daño:
Las larvas y adultos se alimentan en los tallos de la planta formando galerías
longitudinales, pudiendo dañar los pedúnculos de los frutos. En la superficie del
tallo pueden encontrarse orificios producidos por el insecto para favorecer el
intercambio gaseoso (Fig.1). Las plantas se tornan amarillentas y marchitas.
Ciclo biológico:
La hembra deposita los huevos en cámaras construidas en los tallos de plantas
debilitadas. Las larvas viven en los tallos de la planta prefiriendo la parte superior
de la planta. Empupan cerca de la superficie del tallo en cocones construidos con
fibras de la misma planta (Fig. 2).
Morfología de los estados de desarrollo:
Huevo: Alargados, cilíndricos de 3,2 mm de largo y 1,1 mm de diámetro, de
coloración blanca (Fig. 2a).
Larva: Ápoda, subcilíndrica, con setas dispersas (Fig. 2b). Mandíbulas bien
desarrolladas, de color castaño oscuro. Posee una placa anal notoria.
Pupa: De tipo libre, de color amarillo pálido (Fig. 2d). Puede distinguirse el rostro
con claridad. Se encuentra protegida dentro de un cocón formado con fibras de la
planta huésped (Fig. 2c).
Adulto: De color marrón cuando recién emergen, virando al negro con la
madurez. Con rostro alargado y élitros estriados que no cubren completamente al
abdomen (Fig. 2e, 2f, 3 y 4).
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
37
Huéspedes:
Musa (bananas)
Elaborado por María Victoria Ciarla de Monticelli
Supervisión: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
http://www.padil.gov.au/viewPestLargeImage.aspx%3Fid%3D170%26img%3D89
0&h=540&w=720&sz=33&hl=es&start=23&um=1&tbnid=idebRdI26YQqIM:&tbnh=
105&tbnw=140&prev=/images%3Fq%3Dodoiporus%26start%3D18%26ndsp%3D
18%26svnum%3D10%26um%3D1%26hl%3Des%26sa%3DN
Kumar, K. 1969. A technique for maintenance and rearin of Odoiporus longicollis.
Journal of Economic Entomology 2 (2): 528-529
Kung, K. S.1955. The Banana stem-borer Weevil Odoiporus longicollis Oliv. In
Taiwan. J. Agric. For. Taiwan 4: 80-113.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
38
Ilustraciones
Fig.1: Daños, larvas y adulto de O. longicollis
Fig.2: Ciclo Biológico de O. longicollis
S. Sathimoorthy
S. Sathimoorthy
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
39
Fig. 3: Adultos de O. longicollis
Ken Walker Museum Victoria
Fig.4: Adultos de O. longicollis vista dorsal y lateral
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
40
Opogona sacchari (Lepidoptera: Tineidae)
Nombre vulgar:
Taladro de la platanera, traca da banana, banana moth, teigne du bananier
Daño:
Las larvas taladran tallos leñosos y carnosos de numerosas especies (fig. 6).
En el caso de la banana se alimentan del pseudocaule, los pecíolos de las hojas,
los pedúnculos de los racimos, las inflorescencias y el fruto. Sobre los frutos
atacados se observan perforaciones, excrementos compactos unidos por hilos de
seda de color marrón oscuro si la larva esta comiendo cáscara y de color crema
si está comiendo la parte interna del fruto (fig. 3). El ingreso de la larva al fruto se
observa frecuentemente en el extremo en la zona de la inserción de los pétalos,
aunque se puede dar en cualquier lugar del mismo. Pueden completar su
desarrollo en una sola banana pero también pueden pasar de un fruto a otro
Ciclo biológico:
La hembra ovipone en grietas de la planta, la larva muy activa perfora el tejido
vegetal. La pupa marrón se ubica en un capullo irregular muy consistente de color
marrón oscuro a negro fuera de la galería que ocupaba la larva.
Duración: 3 meses a 15 °C; en climas cálidos tiene hasta 8 generaciones al año.
Morfología de los estados de desarrollo:
Larva: completamente desarrollada mide 21-26mm; color blanco “sucio” con
cabeza, placas torácicas y abdominales marrón oscuras (fig. 1 y 2)
Pupa: marrón, 10mm de largo dentro de un capullo de 15mm aprox. (fig. 4)
Adulto: expansión alar 18 a 26mm, color marrón dorado con dos puntos oscuros
en cada ala anterior (fig.5)
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
41
Huéspedes:
Banana (Musa spp.), maíz (Zea mays), caña de azúcar (Saccharum
officinarum), papa (Solanum tuberosum), palo de agua o dracena (Dracena
fragans), chamaedorea (Chamaedorea spp.), Cordiline terminales, aralia
(Polyscias sp), etc.
Elaborado por: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Bibliografía consultada:
CABI & EPPO. 1992. Data sheets on quarantine pests, Opogona sacchari:. 218-
221.
Davis D. R. & J. E. Peña. 1990. Biology and morphology o the banana moth,
Opogona sacchari (Bojer), and its introduction into Florida (Lepidoptera:
Tineidae). Proc. Entomol. Soc. Wash. 92(4): 593-618.
EPPO. 2007.
http://www.eppo.org/QUARANTINE/insects/Opogona_sacchari/OPOGSC_ds.pdf -
Heppner J.B., J.E. Pena & H. Glenn. 1987. The banana moth, Opogona sacchari
(Coger) (Lepidoptera: Tineidae), in Florida. Fla. Dept. Agric. And Consumer Serv.
Division of Plant Industry. Entomology Circular No. 293, 4pp.
Yang Chi-kun & Ch.Gui-fang. 1997. The family Hieroxestidae New to China, and
some new structures of the Opogona sacchari (Bojer). (Lep.: Tineoidea). Wuyi
Science Journal 13: 24-30.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
42
Ilustraciones
Fig. 1: Larva de O. sacchari, daño en fruto y excrementos. Foto Ing. Agr. Carlos Ávalos.
Fig. 2: Larva de O. sacchari vista dorsal, escala 21mm. Fuente: EPPO 2007
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
43
Fig.3: Excrementos característicos en un fruto con una larva de O. sacchari, vista del extremo donde se insertan los pétalos. Foto Ing. Agr. Carlos Ávalos.
Fig. 4: Pupa de O. sacchari sobre banana dañada. Foto Ing. Agr. Carlos Ávalos
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
44
Fig. 5: Adultos de O. sacchari.
Fig. 6: Daño O. sacchari sobre tallo de Dracaena. Fuente: EPPO 2007.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
45
Dacus spp y Bactrocera spp. (Diptera; Tephritidae)
Nombre vulgar:
Moscas de la fruta
Comentario:
Hasta la década del 80 ambos géneros fueron considerados como uno solo, las
diferencias más importantes reconocidas actualmente se dan a nivel de sus
huéspedes y de detalles de la morfología de las larvas, solo visibles con gran
aumento.
Daño:
La oviposición en frutos a menudo deja pequeñas marcas, puede haber una
pequeña putrefacción alrededor de la misma y algunas frutas con muy alto
contenido en azúcar pueden presentar exudados; pero no siempre es posible
reconocer la fruta infestada pues los síntomas no son siempre obvios (fig. 1 y 2).
El desarrollo del insecto puede producir la pérdida total del producto. La
oviposición sobre la fruta, aún en especies donde no puede desarrollar la larva,
disminuye la calidad de aquella.
Ciclo biológico:
La hembra ovipone en el fruto donde se desarrollan los tres estadios larvales,
próxima a empupar la larva abandona el fruto y se entierra unos pocos
centímetros en el suelo de donde emerge el adulto.
Duración del ciclo: 10 días como larva a 23ºC, 9 días como adulto a 27ºC; estos
valores varían según la temperatura ambiente, el huésped y la especie de mosca.
Morfología de los estados de desarrollo
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Huevo: blanquecino de extremos aguzados, 2mm de largo.
Larva: ( descripción correspondiente a la larva de Tephritidae) blanca sin cabeza
esclerosada ni patas, con dos ganchos negros (piezas bucales) que se traslucen
y asoman en la región de la cabeza (fig.3), espiráculos anteriores en forma de
abanico de dedos (fig.4). Largo 8-10 mm. En la región caudal (fig. 5) se puede
observar que los 2 espiráculos posteriores tienen tres aperturas alargadas
subparalelas, que no están rodeados por un esclerosamiento, ni se hallan sobre
proyecciones tipo tubo o cuernos, ni se elevan sobre la superficie de la región
caudal.
Pupa: cilíndrica de color blanquecino a castaño según el huésped (fig.6).
Adulto: Mosca marrón amarillenta, cuerpo con marcas negras y/o amarillas y
alas manchadas (fig. 7). Largo 6-8mm. La cabeza presenta el tercer segmento de
la antena más extendido (fig.7 y 8). En la figura 10 se observa un detalle de la
disposición de las manchas en el ala y de la proyección aguzada de la celda anal.
Se incluyen para comparar el ala y la cabeza de Ceratitis capitata (fig. 9 y 11).
En el abdomen los machos presentan un cepillo de cilias en el segundo segmento
visible y dos manchas brillantes en el último segmento (fig.12).
Huéspedes:
Dacus spp. : Cucurbitaceae (frutos y estambres), Asclepiadaceae (legumbres,
flores, hojas y tallos), Passifloraceae (pimpollos y flores), Apocinaceae y
Periclocaceae (legumbres). Otras plantas pueden ser atacadas ocasionalmente.
Bactrocera spp.: ampliamente polífaga (frutos)
Elaborada por: Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
47
Bibliografía consultada:
CAB International. 2006. Crop Protection Compendium. CD
INRA. 2005. Olive fruit fly. www.inra.fr/hyppz/RAVAGEUR/6dacole.htm
Walker, K. 2006 Oriental Fruit Fly (Bactrocera dorsalis) Pest and Diseases
Image Library. http://www.padil.gov.au
White I. M. & Elson-Harris M. M. 1992. Fruit flies of economic significance: Their
identification and bionomics. C.A.B. International & ACIAR (The Australian Center
for International Agricultural Research), 601 pp.
White I. M. 2000. Identification of peach fruit fly, Bactrocera zonata (Saunders),
in the eastern Mediterranean. The Natural History Museum & International Atomic
Energy Agency. www.iaea.org/.../.nafa/d4/public/zonata.html
Ilustraciones
Fig. 1: Puntuaciones por oviposición. Foto CABI 2006.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
48
Fig.3: Larva de Tephritidae, con ganchos bucales y espiráculos posteriores. Foto: Ing. Agr. Andrea Bartolucci, ISCAMEN.
Fig.4: Espiráculo anterior de Tephritidae. . Foto: Ing. Agr. Andrea Bartolucci, ISCAMEN.
Fig.2: Desarrollo de larvas en guayaba. CABI 2006.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
49
Fig.5: Espiráculo posterior de Tephritidae. Foto: Ing. Agr. Andrea Bartolucci, ISCAMEN.
Fig. 6: Pupas de Dacus oleae. Foto: INRA 2005
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
50
Fig.7: Adulto de Bactrocera carambolae. Foto CABI 2006.
Fig.8: Cabeza de Bactrocera zonata. White 2000.
Fig.9: Cabeza de Ceratitis capitata. White 2000.
antena
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
51
Fig. 10: Ala de Bactrocera dorsalis. Foto: Walker 2006
Fig. 11: Ala de Ceratitis capitata. Foto: Ing. Agr. Andrea Bertolucci, ISCAMEN.
Proyección de la celda anal
Fig. 12: Abdomen del macho de Bactrocera zonata. Foto: White 2000.
Manchas en el último segmento
Cepillos de cilias
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Acondicionamiento de frutos para su envío al laboratorio
Frutos con síntomas sospechosos de agentes fitopatógenos:
El material debe envolverse en papel absorbente seco y luego en envase de
cartón y/o bolsa de polietileno.
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Instrucciones sencillas para el sacrificio y envío de insectos
colectados sobre banana
Ing. Agr. Alba Enrique de Briano
Laboratorio de Plagas y Enfermedades Vegetales
e-mail:[email protected]
TE: 011-4362-1177, int. 117, 118 y 129
Coordinación de Laboratorio Vegetal
SENASA
2007
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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El objetivo del presente instructivo es indicar la forma más sencilla de preparar y remitir el material a estudiar asegurando condiciones que eviten el deterioro de los ejemplares y la pérdida de partes (en especial patas, antenas y alas).
Para facilitar la tarea de identificación y conservación, el remitente debe
enviar la mayor cantidad posible de ejemplares, rápidamente, acondicionándolos
como indica el presente instructivo y con la información necesaria que se indicará
más adelante.
Equipo sugerido
1. Pinza de puntas finas.
2. Pincel fino Nº 000, de cerdas suaves.
3. Latas chicas y limpias de conserva (por ejemplo de picadillo de carne, atún o
tomate).
4. Envases con tapa:
tipo a: de plástico o de vidrio, chicos (aprox. 3cm de diámetro x 5cm de
alto) y grandes (aprox. 6cm diámetro x 12cm de alto), con varios trozos de
papel absorbente arrugado en su interior, ver descripción en punto 6.
tipo b: de cierre hermético, de plástico o vidrio, de aprox. 2cm de diámetro
x 8cm de alto, con alcohol al 75% (una parte de agua y 3 de alcohol 96º).
5. Sobres de papel tamaño carta y tamaño oficio, pueden ser usados.
6. Papel absorbente (servilletas de papel, toallas de cocina o papel higiénico).
7. Alcohol 96º
8. Tiras de papel blanco de 1cm x 3cm aprox..
9. Lápiz negro
10. Tijera para papel
11. Cuchillo filoso
12. Insecticida en aerosol ( ej. Raid, Baygon, etc.)
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Procedimiento
Huevos
Del análisis de los huevos de los insectos, generalmente, se puede
determinar a que orden pertenecen, pero para profundizar en el estudio
taxonómico se deben criar los individuos hasta los últimos estadios larvales y en
lo posible hasta el estado adulto.
Los desoves usualmente están adheridos a un sustrato (hojas, tallos,
frutos, etc.). Para intentar la crianza se deben remitir las posturas completas con
el sustrato al que están adheridas en un envase tipo a -, con el formulario que
consigna la información sobre los insectos y una bolsa con alimento para las
larvas. Usualmente éste alimento corresponde al órgano del vegetal donde se
encontró el desove.
Larvas
Los comentarios e instrucciones que siguen son adecuados para todo tipo
de larvas (ej. de escarabajos, mariposas, moscas, etc.).
El estudio taxonómico de las larvas, con la bibliografía disponible, se
puede realizar hasta el nivel de familia. Si se desea profundizar en la
identificación, en la mayoría de los casos, se debe criar a los ejemplares hasta el
estado adulto. Remitir material muerto es sencillo y seguro. Acondicionar el
material vivo adecuadamente para que supere el viaje y llegue en condiciones de
ser criado es más difícil y un transporte en condiciones deficientes puede
determinar que el material arribe muerto, en mal estado y no se pueda estudiar.
La recomendación que surge de lo expuesto es que si contamos con 1 o 2
larvas deben ser remitidas muertas, si se cuenta con más larvas y se desea
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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profundizar en la identificación se aconseja enviar la mitad muertas y el resto
vivas.
Sacrificio y envío
Si las larvas están acompañadas por material vegetal “jugoso”, “pegajoso”
o muchos excrementos, se deben lavar antes de iniciar el procedimiento,
colocándolas en una lata pequeña que se llena de agua corriente, se agita y se
descarta el líquido, esto se repite tres veces.
Las larvas deben ser sacrificadas hirviéndolas en agua corriente. Se
coloca, para tal fin, la lata con agua sobre un costado de la hornalla de la cocina,
al mínimo y cuando rompe el hervor se le agregan las larvas vivas que se dejan
hervir con fuego suave durante tres minutos, revolviendo tres a cuatro veces. Se
deja enfriar y se descarta totalmente el agua, se agregan entonces, en la misma
lata, dos partes de agua y una parte de alcohol 96° (ej. una cucharita), el líquido
debe cubrir a la larva; a los 10 minutos se le agrega otra parte de alcohol y 10
minutos más tarde se le agregan 3 partes más de alcohol.
Se coloca esta larva en un envase hermético (tipo b-) con parte del líquido
obtenido (alcohol apróx. 75%) hasta completar la capacidad del envase y se
remite acondicionado y con la información que más adelante se indica.
Envío de larvas vivas
Se acondicionarán en un envase grande con tapa con un trozo pequeño de alimento y abundante papel absorbente en su interior que evite los golpes
contra las paredes y absorba la posible condensación de humedad sobre las mismas. Si el alimento es jugoso es muy importante incrementar la cantidad de
papel absorbente. Es recomendable perforar la tapa del frasco, con orificios
pequeños para evitar la fuga del material. Este envase debe permanecer siempre a la sombra.
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Se debe remitir alimento para criar a las larvas, en una bolsa de papel
acompañando al envase con los insectos inmaduros.
Se enviarán el envase y la bolsa con el alimento acondicionado y con la
información que más adelante se indica.
Pupas
Con este material se intentará obtener el adulto en laboratorio para su
estudio.
Se colocarán en un frasco chico (tipo a-) con abundante papel absorbente.
Si están sujetas a un soporte (rama, tallo, etc.) se enviarán con el mismo sin desprenderlas. Se acondicionará el envase y adjuntará la información que más
adelante se indica.
Adultos
Se remitirán muertos. A los efectos de su tratamiento distinguiremos tres tipos
de insectos:
I: “Semiduros y duros”, como por ejemplo chinches, chicharritas, moscas
de todo tipo, escarabajos, carcomas, taladros, etc.
II: “Blandos”, como por ejemplo pulgones, cochinillas, trips, etc.
III: “Mariposas y polillas”
I - Adultos semiduros y duros
Se ubica al individuo vivo en el envase tipo a- en que se lo va a enviar con
papel absorbente como indica el esquema
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
58
El sacrificio de estos adultos se puede realizar con baja temperatura o con
insecticida. En el primer caso, se coloca el envase tapado en frezzer por media
hora o en congelador durante 6 horas. Si se desea emplear insecticida, se
prepara el insecto en el envase como se esquematizó y se rocía una pequeña cantidad de producto sobre el papel absorbente antes de colocar la tapa del
envase.
II - Adultos blandos
Se colectarán con pincel en envases de tipo b- que contienen alcohol; las
cochinillas se remitirán en un trozo de la hoja o la rama donde se encuentran, en
el mismo tipo de envase.
III - Mariposas y polillas
Se capturará el ejemplar, se colocará en un sobre de papel tamaño carta,
se sacrificará presionando levemente el tórax y se remitirá al laboratorio dentro
de otro sobre de papel más grande y más rígido para evitar que el ejemplar se
doble.
Papel absorbente arrugado
Tapa
Insecto vivo
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Esquema:
Información indispensable sobre los ejemplares remitidos
El organismo debe remitirse acompañado por un formulario (se adjunta
modelo del mismo) donde se consignarán la mayor cantidad de datos del mismo.
Si se envía más de un envase será necesario diferenciarlos claramente con
un número escrito en lápiz en una tira de papel que se colocará dentro del
envase o sobre; excepto en el caso de remitir larvas vivas en que se aconseja
pegar la tira de papel por fuera.
Daño
De ser posible, acompañar al insecto con una muestra del material
dañado. Acondicionado según el tipo de material entre hojas de papel de diario,
dentro de bolsas de papel o cajas de cartón con papel absorbente.
Sobre tamaño oficio
Lugar donde se dobla el sobre tamaño oficio
Sobre tamaño carta con el ejemplar coleccionado
Mariposa
SENASA – DILAB – COORDINACION GENERAL DE LAORATORIO VEGETAL – SERIE TEMATICA Nº 3
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Encomienda
Todo lo que se desea remitir (envase con insectos, formulario con
información, bolsa con daño, bolsa con alimento, etc.) se colocará dentro de una
caja en donde cada elemento ese separará entre sí y de las paredes por
abundante papel de diario arrugado.
Dirección postal del destinatario:
Laboratorio de Plagas y Enfermedades Vegetales
Coordinación de Laboratorio Vegetal
SENASA
Av. Huergo 1001
1107 Capital Federal
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Nº de referencia: ________
Información sobre material remitido
Fecha de colección: ____________________________________
Nombre del colector: ___________________________________ Domicilio:____________________________________________ Teléfono_____________________________________________ e-mail: ______________________________________________ Nombre del lugar o establecimiento donde se realizó la colecta: _____________________________________________________ Localidad: ____________________________________________ Provincia: ____________________________________________ País de origen de la mercadería: ___________________________ Nombre de la planta huésped: ____________________________ ____________________________________________________ Organo de la planta atacado: _____________________________ Daño - Observaciones: