CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA – CONCYT – SECRETARÍA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA – SENACYT- FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA – FONACYT – UNIVERSIDAD DEL VALLE DE GUATEMALA INFORME FINAL EVALUACIÓN DE LA DEGRADACIÓN DE FUNGICIDAS EN CAMAS BIOLÓGICAS PROYECTO FODECYT No. 022-2006 ADRIAN GIL, Ph.D. Investigador Principal Guatemala Julio de 2011
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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA – CONCYT –
SECRETARÍA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA – SENACYT-
FONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA – FONACYT –
UNIVERSIDAD DEL VALLE DE GUATEMALA
INFORME FINAL
EVALUACIÓN DE LA DEGRADACIÓN DE FUNGICIDAS
EN CAMAS BIOLÓGICAS
PROYECTO FODECYT No. 022-2006
ADRIAN GIL, Ph.D.
Investigador Principal
Guatemala Julio de 2011
Informe Final Evaluación de la degradación de fungicidas en camas biológicas
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AGRADECIMIENTOS:
La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del Fondo
Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría Nacional de
Ciencia y Tecnología –SENACYT- y el Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología –
CONCYT-.
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Equipo de investigación:
Licda. Ana Luisa Mendizábal de Montenegro
Licda. Fabiola Prado de Micheo
Br. Rossina Espósito
Dra. María del Pilar Castillo
Dr. Adrián Francisco Gil Méndez
La parte experimental se desarrolló en el Laboratorio de Instrumentación Química
Avanzada del Instituto de Investigaciones de la Universidad del Valle de Guatemala, y el
Laboratorio del Departamento de Toxicología de la Facultad de Ciencias Químicas y
Farmacia de la Universidad de San Carlos de Guatemala.
Los Plaguicidas fueron proporcionados por Agrequima.
Informe Final Evaluación de la degradación de fungicidas en camas biológicas
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CONTENIDO
página
Resumen 4
Abstract 5
Parte I
I.1. Introducción 7
I.2. Planteamiento del problema 9
I.2.1 Antecedentes en Guatemala 9
I.2.2 Justificación del trabajo de investigación 10
I.3. Objetivos e Hipótesis 11
I.3.1 Objetivos 11
I.3.1.1 General
I.3.1.2 Específicos
I.3.2 Hipótesis 11
I.4 Metodología 12
I.4.1 Localización 12
I.4.2 Preparación de las camas biológicas escala laboratorio 12
Parte II
Marco Teórico 17
Parte III
III.1 Resultados 33
III.2 Discusión de resultados 53
Parte IV
IV.1 Conclusiones
55
IV.2 Recomendaciones 56
IV.3 Referencias Bibliográficas 57
IV.4 Anexos 61
Parte V
V.1 Informe Financiero
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Resumen
La aplicación de plaguicidas contribuyó significativamente a la mejora en la productividad
agrícola, sin embargo al mismo tiempo ha representado un alto riesgo de contaminación del
suelo y agua. Por esta razón es importante seguir las recomendaciones de buenas
prácticas en el manejo de plaguicidas cuando se trasvasan o diluyen. Sin embargo aún
siguiendo las recomendaciones, es posible que haya pequeños derrames de las soluciones
de plaguicidas en los lugares donde se realizan las diluciones o se trasvasan las mismas.
Una alternativa que se ha planteado es la degradación biológica de los plaguicidas
aprovechando la capacidad que los microorganismos tienen de degradar sustancias
complejas como la celulosa. Para ello se prepara sistema que tiene tierra y broza entre
otros materiales, para promover el crecimiento de microorganismos que contribuyan a la
descomposición de estas sustancias. A estos sistemas se les ha denominado “cama
biológica”. Este efecto se ha comprobado y estudiado especialmente en Suecia. Puesto
que en Guatemala, por las condiciones de temperatura y humedad se utilizan diversos
fungicidas, se presenta la evaluación de la efectividad de “camas biológicas” para la
degradación de bajas concentraciones de fungicidas, utilizando material provenientes del
campo agrícola guatemalteco.
Se estableció el proceso para preparar y caracterizar camas biológicas experimentales a
escala laboratorio. Se determinó la capacidad de retención de agua para posteriormente
tener control sobre la humedad del sistema, también la reproducibilidad en la toma de
muestra y la manera de determinar la actividad biológica mediante la absorción y
cuantificación del dióxido de carbono producido.
Así mismo, se estableció la estrategia analítica para la determinación de Clorotalonil,
Tebuconazol, Captán y Benomyl incluyendo pruebas para extraer los fungicidas
remanentes utilizando diversos solventes, y cuantificando por HPLC. Se determinó que el
Clorotalonil se degradó en un 100% en 6 días y el Tebuconazol se degradó en un 70% en
40 días. Los resultados obtenidos muestran la pronta degradación de los plaguicidas
estudiados hasta la casi desaparición del mismo en pocos días lo que confirma su
efectividad para su uso en la prevención de la contaminación del suelo, durante el proceso
de lavado y trasvase de estos plaguicidas.
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Abstract
The application of pesticides contributed significantly to improve agricultural productivity.
However, at the same time it has represented a high risk of contamination of soil and water.
Therefore it is important to follow the best practices in pesticide management when
transferred or during the preparation of diluted solutions. Yet even when used as
recommended, there may be small spills of pesticide solutions in places where the dilutions
are made or when the aspersion tanks are filled.
An alternative that has emerged is the biological degradation of pesticides taking advantage
of the capacity that microorganisms have to degrade complex substances such as cellulose.
This systems are prepared with soil, straw and compost to allow the growth of
microorganisms that contribute to the breakdown of these pesticides. These systems have
been called "biological bed." The effect of these systems has been tested and surveyed
especially in Sweden. In Guatemala, because of the temperature and humidity conditions,
various fungicides are used. In this work, we present the evaluation of the effectiveness of
"biological beds" for the degradation of low concentrations of fungicides, using material
from the Guatemalan agricultural field.
The process to prepare and characterize experimental laboratory-scale biological beds was
established; including water holding capacity determination and the reproducibility of
sampling and the determination of the biological activity and quantification by absorbing
carbon dioxide produced.
Likewise, the analytical strategy was established for the determination of chlorothalonil,
tebuconazole, Captan and Benomyl including tests to extract the remaining fungicides
using different solvents and quantified by HPLC. It was found that chlorothalonil was
degraded by 100% in 6 days and tebuconazole was degraded by 70% in 40 days. The
results show the rapid degradation of pesticides studied to the near disappearance in a few
days confirming its effectiveness for use in the prevention of soil contamination during the
washing process and transfer of these pesticides.
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PARTE I
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I.1 INTRODUCCIÓN
Los plaguicidas son sustancias o mezcla de sustancias utilizadas con la finalidad de
prevenir, destruir, repeler o controlar cualquier plaga. Estas plagas pueden ser tan diversas
como insectos, animales, hierbas, hongos y virus (EPA 2011). Estas sustancias pueden ser
naturales o sintéticas. Su uso permitió el aumento sustancial en los productos cosechados, a
mediados del siglo pasado. Sin embargo su uso descontrolado propició la generación de
varios problemas, como la resistencia de las plagas a los mismos. Una de las
preocupaciones que surgieron en ese entonces fue el riesgo de la contaminación de agua y
suelo por las sustancias químicas utilizadas; especialmente porque debido a sus estructuras
normalmente complejas, es difícil su degradación.
Para disminuir los riesgos de contaminación se ha trabajado extensamente en la
capacitación para asegurar la correcta aplicación de los plaguicidas, desde el hecho de
aplicar las dosis correctas, el equipo adecuado, y también la correcta manipulación de los
recipientes cuando se cuando se trasvasa o se limpia el equipo.
Existe amplia información acerca de los procedimientos para el buen manejo de los
mismos. Sin embargo, aún cuando se siguen las recomendaciones para el buen manejo de
los plaguicidas, es inevitable que existan pequeños derrames especialmente cuando se
trasvasa el plaguicida a los instrumentos de aplicación, hay que considerar que usualmente
el trasvase se realiza siempre en el mismo lugar por lo que se puede generar una zona de
alta concentración.
Los procesos de degradación de plaguicidas incluyen la acción de la radiación ultravioleta,
el procesamiento en plantas y animales. Pero también desde hace años se conoce la
capacidad de los microorganismos del suelo para degradar los plaguicidas pero hasta
recientemente se han realizado estudios para poder establecer sistemas que contribuyan a
esa degradación.
Es interesante anotar que actualmente al mismo tiempo del interés por propiciar los proceso
de degradación de los plaguicidas en el suelo, existe preocupación por el hecho de que en
los lugares donde se han aplicado plaguicidas, se podría favorecer el crecimiento de
microorganismos que metabolicen muy rápidamente estos compuestos con el riesgo de
disminuir su efectividad en el control de plagas.
Para favorecer la degradación de los plaguicidas, en Suecia se diseñaron sistemas que
contienen una especie de filtro biológico con diversos materiales, incluyendo especialmente
tierra y elementos nutrientes que contribuyan al desarrollo de los microorganismos. Estos
sistemas en general se les ha denominado “biobeds” o camas biológicas. A la fecha ya
existen documentos guía para construir estos sistemas (Fogg 1997).
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Las camas biológicas son sistemas en los que se favorece el crecimiento de hongos capaces
de degradar los plaguicidas para que si ocurre un derrame, el plaguicida pueda ser
descompuesto y no alcance el manto freático ni se acumule en el suelo. En general las
camas biológicas son construidas utilizando un agujero en el suelo, el cual se rellena con
capas de arcilla, cal y una mezcla de paja-tierra-broza. En la parte superior se siembra
grama para favorecer la distribución de los plaguicidas derramados y regular la humedad.
Existen diversos diseños para las mismas pues se procura reutilizar materiales disponibles
en el área para que su construcción sea de bajo costo.
Estos sistemas se han implementado de manera más o menos empírica en diferentes países,
en Suecia se han desarrollado estudios específicos. En Guatemala, la Asociación del
Gremio Químico Agrícola (Agrequima) ha impulsado su uso y su estudio, dentro de toda
la parte de difusión de buenas prácticas en el uso de plaguicidas.
Actualmente se han realizado numerosas investigaciones sobre el destino de varios
plaguicidas cuando se utilizan camas biológicas. En Guatemala no existen estudios en ese
sentido, por esa razón es que se consideró realizar este estudio, además considerando que
en nuestro campo agrícola se utilizan fungicidas puesto que los hongos son una plaga
importante por las condiciones climáticas propias.
Por esto el trabajo presentado busca evaluar la degradación de fungicidas en nuestro medio,
puesto que estos, están diseñados específicamente para eliminar los hongos presentes, cabe
cuestionar si sus características podrían impedir la degradación de estos compuestos.
Dentro de este estudio se inició con la preparación de camas biológicas a escala laboratorio,
para tener control de la temperatura y humedad. En estos sistemas se utilizó una mezcla de
tierra y broza de caña, para tener composición similar a la que se podría preparar en un
sistema a mayor escala. Puesto que la capacidad de retener agua, depende de la
composición del suelo, se determinó esta capacidad en el suelo y luego en todos los
sistemas se mantuvo la humedad constante.
Puesto que el interés es establecer la acción de los fungicidas en un sistema comparable al
que se utiliza en campo, las concentraciones de fungicidas fueron las utilizadas en la
aplicación de estos químicos.
Se evaluó la actividad biológica, mediante la determinación de la producción de dióxido de
carbono, como indicador de la degradación de materia orgánica por procesos biológicos.
Para ello se capturó el dióxido de carbono en trampas de hidróxido de sodio. Con ello se
pudo observar que la actividad fue mayo en presencia de plaguicidas.
El seguimiento de la degradación se realizó midiendo la cantidad de plaguicida presente en
la “cama biológica” en el tiempo mediante cromatografía, no se realizó el estudio o
caracterización de los metabolitos producidos. Se realizaron pruebas de extracción para
seleccionar los solventes adecuados, y las mejores condiciones para cuantificar la presencia
de los plaguicidas. Los resultados confirman la efectividad de estos sistemas para degradar
plaguicidas.
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1.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
1.2.1 ANTECEDENTES EN GUATEMALA
Para evitar la contaminación del medio ambiente cuando se utilizan plaguicidas, es
indispensable que los mismos se utilicen a las concentraciones y dosis recomendadas;
además que se sigan cuidadosamente los procedimientos de dosificación y manejo seguro.
Sin embargo, se ha encontrado que en el trabajo normal de la aplicación de plaguicidas,
existe otra fuente de contaminación originada por los pequeños derrames accidentales.
Estos, son los pocos mililitros que se derraman durante el trasvasado de la solución de
plaguicidas o en el lavado de los instrumentos de trabajo. Cuando La alta concentración
facilita que residuos de los plaguicidas alcancen niveles freáticos o se acumulen en el suelo.
En Guatemala, la Asociación del Gremio Químico Agrícola (Agrequima) se ha ocupado de
la implementación de estos sistemas en el campo, desarrollándolos bajo el nombre de
“biodep”; sin embargo no existen todavía datos concretos de su funcionamiento en
nuestras condiciones. Por ejemplo es de importancia conocer el impacto que tiene el uso de
fungicidas, que es distinto que en los países ubicados a mayor latitud.
En Guatemala, Agrequima ha impulsado la construcción de camas biológicas en dos
diseños: uno es llamado propiamente “cama biológica” con su parte superior a ras del
suelo, y otra denominada “mesa biológica con su parte superior elevada, diseñada para
retener los derrames en aspersores, esquemas de ambos diseños se muestran en la figura 1.
Figura 1.
Esquemas de dos diseños de cama biológica
Fuente: Agrequima, 2004
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I.2.2 JUSTIFICACION DEL TRABAJO DE INVESTIGACION.
En el trabajo de campo es inevitable que existan pequeños derrames cuando se trasvasan los
plaguicidas tanto concentrados para diluir como diluidos para trasvasar a los recipientes que
van a servir para su aspersión. Usualmente el trasvase se realiza en el mismo lugar por lo
que se genera una zona de alta concentración.
En Guatemala, Agrequima se ha ocupado de la implementación de los sistemas de camas
biologicas en el campo, pero no existen todavía datos concretos de su funcionamiento en
nuestras condiciones de suelo y clima, ni tampoco datos del impacto que genera el uso de
fungicidas sobre los hongos que forman las camas biológicas y que actúan en la
degradación de los plaguicidas.
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I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS.
I.3.1 OBJETIVOS
I.3.1.1 General
Evaluar el funcionamiento de las camas biológicas cuando se utilizan fungicidas.
I.3.1.2 Específicos
Construir camas biológicas experimentales, que sirvan para estudios permanentes.
Establecer la metodología cromatográfica adecuada para el análisis de fungicidas
Revisar el diseño actual de las camas biológicas usadas en Guatemala.
Determinar el porcentaje de recuperación de cinco plaguicidas en camas biológicas.
Elaborar un documento detallado para la construcción y uso de las camas biológicas.
I.3.2 HIPÓTESIS.
Los microorganismos presentes en una cama biológica son capaces de degradar el nivel
normal de utilizado de fungicidas.
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I.4 Metodología.
I.4.1 Localización
La elaboración de las camas biológicas experimentales así como el monitoreo de la
producción de dióxido de carbono, se llevo a cabo en las instalaciones de la Universidad del
Valle en el edificio C de laboratorios (Latitud 14º 36' 14.54" N; 90º 29' 22.57" O,
elevación 1517msnm. temperatura minima 20 C y máxima 23C y humedad relativa
promedio de 54%)
La parte de análisis químico de los fungicidas se llevo a cabo en las instalaciones del
Laboratorio de Instrumentación Química Avanzada Edificio II1 de la Universidad del Valle
de Guatemala (Latitud 14º 36' 14.54" N; 90º 29' 22.57" O, elevación 1517msnm.)
temperatura minima 20 C y máxima 23C y humedad relativa promedio de 54%) y en el
Laboratorio de Toxicología de la Universidad de San Carlos de Guatemala (Latitud 14º 38'
45.20" N; 90º 30' 44.73" O, elevación 1497.8msnm temperatura minima 20 C y máxima de
27 C con humedad relativa de aprox. 64%).
I.4.2 LAS VARIABLES
I.4.2.1 Variables Dependientes
Temperatura ambiental.
Concentración de hongo en la cama experimental.
I.4.2.2 Variables Independientes
Humedad en las cajas donde se encuentra la cama biológica experimental.
Concentración del fungicida.
I.4.3 Preparación de las camas biológicas escala laboratorio
Se prepararon camas biológicas en recipientes impermeables, colocando cantidad constante
de la mezcla. Se determinó el índice de retención de agua y luego se añadió suficiente agua
para que la tierra tuviera el 60% del valor humedad.
Para a evaluación de la degradación de los plaguicidas, se tomaron porciones de tierra
equivalentes con un muestreador cilíndrico. Se preparó un sistema de referencia al que no
se le agregó plaguicida alguno y se utilizó para establecer la línea base de la producción de
dióxido de carbono y también durante el proceso de extracción y cuantificación de los
plaguicidas.
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I.4.3.1 Contenido de humedad
(método proporcionado por la Dra. María del Pilar Castillo)
Pesar una cápsula.
Pesar aproximadamente 5 gramos de muestra en la cápsula.
Secar durante la noche a 105 °C
Sacar del horno y colocar en un desecador para dejar enfriar.
Pesar.
(pc+ms). - (pc).
% Materia seca = ______________
(pc+mh).- (pc).
donde:
(pc).= peso de la cápsula
(pc+mh).= peso de la cápsula más el material
húmedo
(pc+ms). = peso de la cápsula más el material
seco
% humedad = 100 - % materia seca
I.4.3.2. Determinación de Water Holding Capacity (WHC)
(método proporcionado por la Dra. María del Pilar Castillo)
Para la determinación del WHC se hace uso de tubos de plástico (3.5 a 4 cm de
diámetro y 6.5 cm de alto) con una net de nylon atada al fondo con una liga.
Se llenan los tubos casi hasta el borde con el suelo.
Para compactar la muestra se golpea el tubo suavemente sobre la mesa unas 5 a 6
veces.
Los tubos con la muestra se colocan en un recipiente con agua por 2 días (altura del
agua 1 – 1.5 cm).
Al cabo de los dos días se trasladan los tubos sobre una pariila y se deja que el agua
escurra por unas 5 horas.
Vaciar el contenido del tubo en una cápsula (pre-pesada) y pesar.
Secar la cápsula mas la muestra a 105°C durante la noche.
Determinar el peso seco.
El peso seco y la humedad de la muestra determinadas a éstas condiciones representan
el 100% de la capacidad de la muestra.
I.4.3 Ensayos químicos:
a. Identificación: Para la identificación de la longitud de onda máxima a utilizar para
el análisis por Cromatografía Líquida (HPLC) de los fungicidas incluidos en el presente
estudio, se determinó el espectro de cada uno en la región Ultravioleta-Visible (UV/VIS).
b. Cuantificación del principio activo: Se buscó estandarizar un procedimiento con el
equipo de HPLC acoplado a un detector UV/VIS según el trabajo a continuación descrito:
se disolvieron los estándares en metanol, luego se tomó una alícuota la cual fue filtrada
a través de un filtro para soluciones orgánicas de 0.2um a un vial previo a su inyección en
el HPLC.
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I.4.4.1 Determinación de longitud de onda de máxima absorbancia.
De acuerdo a su solubilidad, se prepararon soluciones concentradas de 1 mg/mL de
clorotalonil y tebuconazol en acetona, el captan en diclorometano y el benomyl en
cloroformo. A partir estas, se hicieron diluciones en metanol (0.01mg/mL), usadas para el
análisis UV/VIS, estableciendo los picos de máxima absorbancia en un intervalo de
longitud de onda de 190 a 400 nm.
I.4.4.2 Determinación de las condiciones analíticas para cuantificación.
Para el desarrollo del método analítico empleando HPLC y basado en los datos anteriores,
obtenidos por espectroscopia UV-VIS, así como en la literatura revisada, se prepararon
estándares con cada uno de los fungicidas a estudiar y con esto se probaron diferentes fases
móviles, diferentes columnas y longitudes de onda, tratando de obtener la máxima
respuesta posible para cada uno de ellos y se optimizaron así las condiciones de separación
de los mismos (Tabla 15).
De las soluciones concentradas (1mg/mL), se hicieron diluciones de 0.01 mg/mL de cada
uno de los fungicidas con la fase móvil correspondiente.
De las columnas usadas y fases ensayadas, los mejores resultados obtenidos fueron
empleando la columna C18, hypersil ODS; y de las fases, para la determinación de
clorotalonil acetonitrilo: agua (70:30) a 231 nm, y para tebuconazol acetonitrilo: agua
(50:50) a 223 nm. Para el Benomyl y Captan por razones de tiempo se excluyeron del
estudio.
Al tener ya establecidas las condiciones analíticas, se realizaron estudios de recuperación
fortificando muestras de biomezcla, con 60% de humedad, por separado con cada uno de
los dos fungicidas. También se prepararon curvas de calibración de cada uno de ellos para
obtener los datos de linealidad y cuantificación de las muestras.
Con los fungicidas a usarse en las camas biológicas (clorotalonil y tebuconazol) para
evaluar su degradación; se iniciaron los ensayos de las camas biológicas aplicando cada
uno de ellos por separado; y de acuerdo al plan de muestreo, se hicieron los análisis
correspondientes cada quince días determinando el porcentaje de degradación de los
mismos, tomando como base el resultado obtenido en el primer muestreo al momento de
asperjarlas (tiempo 0). Al mismo tiempo se tomó una muestra control sin los hongos y sin
los fungicidas.
I.4.4.3 Análisis de la biomezcla
Las muestras de biomezcla se pesaron en frascos de vidrio con tapón hermético, se les
agregó el volumen del solvente indicado en las tablas (2 a 14); los frascos se agitaron por
una hora en un agitador rotatorio. Los extractos metanólicos se filtraron a través de sulfato
de sodio anhidro y de filtros de 0.2 um, recibiendo el filtrado en viales sellados y
almacenados en refrigeración hasta el momento de su análisis.
En el caso de los extractos con diclorometano, se llevó a sequedad 1 mL de cada muestra
bajo corriente de nitrógeno a una temperatura inferior a 40˚C y posteriormente se
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reconstituyo con 1 mL de la fase móvil correspondiente y se filtro a través de membrana de
0.2 um a viales, sellados y almacenados en refrigeración.
Las muestras fueron posteriormente inyectadas en triplicado en el HPLC alternándolas con
los estándares correspondientes.
I.4.5 Análisis estadístico
La prueba estadística que se utilizó en este trabajo fue la de mínimos cuadrados en base a la
cual se calculó la concentración de las muestras y luego promedios y desviación estándar de
las diferentes replicas que se trabajaron.
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PARTE II
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MARCO TEÓRICO
Se ha encontrado que en el trabajo normal de la aplicación de plaguicidas, existe otra fuente
de contaminación originada por los pequeños derrames accidentales. Estos, son los pocos
mililitros que se derraman durante el trasvasado de la solución de plaguicidas o en el lavado
de los instrumentos de trabajo. Cuando La alta concentración facilita que residuos de los
plaguicidas alcancen niveles freáticos o se acumulen en el suelo. En la figura siguiente
tomada de una presentación explicativa de las camas biológicas, da una idea de la
contaminación producida por diferentes aspectos del proceso en el trasvase de sustancias y
lado de equipo.
Figura 2 Posibles fuentes de contaminación en el área de trabajo
Fuente: Bayer CropScience Cherwell Study
II.1 Construcción de camas biológicas
Las camas biológicas en su diseño original consisten en un agujero en el suelo de 60 cm. de
profundidad el cual es rellenado por una capa de arcilla al fondo, una biomezcla de paja,
suelo y turba y una capa de grama en la superficie. Se puede incluir una rampa para el
estacionamiento del equipo de aspersión (Fig. 2).
Informe Final Evaluación de la degradación de fungicidas en camas biológicas
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Figura 3. Diagrama de una cama biológica
Fuente: (Uppsala BioCenter)
La típica biomezcla sueca consiste de paja, suelo y turba en una proporción de 50-25-25 %
en volumen. El suelo provee de capacidad de retención y de microorganismos degradadores
de pesticidas. La turba provee también con una alta capacidad de retención y mantiene la
humedad del sistema. La capa de grama en la superficie contribuye con el equilibrio de la
humedad por evapo-transpiración y sirve además como un indicador de derrames de
pesticidas ya que mata el césped de la superficie generando zonas decoloradas. (Uppsala
BioCenter)
Existen varios diseños utilizados para la construcción de camas biológicas. Uno de las
diferencias importantes son las camas biológicas selladas y las que son abiertas. En las
abiertas, que es el diseño original desarrollado en Suecia, las sustancias pasan a través del
sistema y el lixiviado se integra directamente en el suelo. En cambio en los sistemas
cerrados la solución que queda en el fondo del sistema debe ser bombeado para extraerlo.
En la figura 3 se muestra la comparación esquemática de estos diseños.
Se ha discutido la conveniencia de que la parte inferior de la cama biológica esté cerrada,
con el objeto de evitar que plaguicidas con alta movilidad puedan atravesar la capa de
arcilla. Sin embargo esto presenta varios problemas ya que se anega fácilmente con la
lluvia, por otro lado si se le protege de la lluvia, la parte superior se vuelve impermeable al
tener poca movilidad de los plaguicidas derramados, evitando su degradación (Fogg P.
2004b). Por esta razón lo recomendable es el diseño de camas biológicas abiertas, pero se
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hace necesario el monitoreo apropiado para asegurarse que efectivamente los plaguicidas
sean degradados. Otra solución es cubrir parcialmente el sistema y que se encuentre a una
altura un poco superior del nivel del suelo.
Figura 4. Modelo de cama biológica abierta y cerrada
Fuente http://biobed.org
En las camas o mesas biológicas recién construidas, los materiales se hunden como 10 cm
al año; se recomienda entonces, remover la capa de grama, llenar nuevamente con la
mezcla, y luego volver a sembrar la grama. Es necesario reparar cualquier daño que tenga
la cobertura de grama, se sugiere reemplazarla antes de que inicie la temporada de siembra
o de invierno. (Agrequima)
El contenido de humedad es importante. Debe ser lo más alto posible para permitir la
actividad de los microorganismos que degradan los productos químicos, pero no tan alto
que la filtración de productos para la protección de cultivos se vuelva un riesgo. Se ha
encontrado que un contendio de 60% de la capacidad de retención de agua permite el nivel
más alto de disipación de la mayoría de pesticidas. Mientras en pruebas realizadas a 30 y
90 % de la capacidad de retención de agua, dieron como resultado una limitada actividad
microbiana (Castillo M, 2008).
De acuerdo a las experiencias de Suecia, las camas tienen una vida útil entre 5 a 8 años,
luego de este tiempo la mezcla paja-tierra-broza, debe cambiarse. La mejor época para