Centro Universitario Vladimir Ilich Lenin Las Tunas Facultad de Ciencias Agrícolas Título: Comportamiento de plantas in vitro de Banano (Musa spp. cv. FHIA-18) en fase de aclimatización. Autor: Idilio Zamora Fonseca Tutores: Dra. C. Lydia Galindo Menéndez Edgar Acosta Acosta Las Tunas, Julio del 2004 “Año del 45 aniversario del triunfo de la Revolución”
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Centro Universitario Vladimir Ilich Lenin
Las Tunas
Facultad de Ciencias Agrícolas
Título: Comportamiento de plantas in vitro de Banano
(Musa spp. cv. FHIA-18) en fase de aclimatización.
Autor: Idilio Zamora Fonseca Tutores: Dra. C. Lydia Galindo Menéndez Edgar Acosta Acosta
Las Tunas, Julio del 2004 “Año del 45 aniversario del triunfo de la Revolución”
PENSAMIENTO
El único camino abierto a la prosperidad constante y fácil, es el camino de conocer,
de investigar infatigablemente los secretos de la naturaleza.
José Martí.
DEDICATORÍA Dedico este trabajo a una persona que por su bondad y amor, ha sabido ser para mí
todo, a mi queridísima MADRE Adelaida Esther Fonseca Eduardo.
AGRADECIMIENTOS
Todo tipo de trabajo investigativo requiere de la colaboración de muchas personas,
aunque me resulta en extremo difícil expresar en pocas palabras todo el cariño y
agradecimiento que siento por todas aquellas personas que de una forma u otra han
contribuido a la realización de este trabajo y que me han brindado su ayuda en el
transcurso de mi vida.
Llegue desde estas líneas el más sincero Agradecimiento:
A mis padres, Isidoro Zamora Velázquez y Adelaida Esther Fonseca Oduardo y muy
especialmente a mi Madre que por su esfuerzo he llegado a ser lo que soy, gracias
de todo corazón.
A todos aquellos amigos y profesores que dedicaron parte su tiempo a mi formación
como profesional.
A mi tutora, Dra. C. Lydia Galindo Menéndez que con su esfuerzo y dedicación
contribuyó de manera decisiva a la realización de este trabajo.
A mi otro tutor Edgar Acosta Acosta por su colaboración.
Al guía de la revolución cubana, Fidel Castro Ruz, sin el cual no se hubiera hecho
posible este hermoso sueño.
A mis hermanos en especial a Ismael por haber contribuido de una forma u otra en
mi carrera como profesional.
A mis amigas Yenny y Eridania y a mí amigo Alberto y demás por su ayuda
desinteresada.
"A todos, mis más sincero Agradecimiento".
RESUMEN Este trabajo se realizó en el área de aclimatización del Centro Universitario de Las
Tunas desde el 27 de enero hasta el 12 de marzo de 2004, con el objetivo evaluar el
efecto de diferentes tiempos e intensidades luminosas y dosis de BIOBRAS-16 al
0.01mg/l-1 en plantas in vitro de banano (Musa spp cv. FHIA-18) en la fase de
aclimatización. El sustrato empleado fue humus de lombriz al 100%. Se evaluaron
semanalmente los parámetros fisiológicos: porcentaje de supervivencia, número de
hojas, altura de la planta y a los 45 días, distancia entre la segunda y tercera hoja
emitida, diámetro del seudotallo, largo y ancho de la hoja, área de la hoja, número
de las raíces y largo máximo y media de las mismas. Se utilizaron 6 tratamientos: un
testigo en que las plantas permanecieron 45 días expuestas al 50% de reducción de
la iluminación (RI), otro bajo las mismas condiciones pero con BIOBRAS-16 con
dosis de 0.01mg/L-1 por inmersión de las raíces, otros dos tratamientos 10 días
expuestos al 75% de RI + 35 días al 50% de RI sin y con BIOBRAS-16 con dosis de
0.01mg/L-1 y otros dos tratamientos en el que las plantas in vitro permanecieron 10
días expuestos al 75% de RI + 35 días al 50% de RI + 5 días al 25% de RI sin y con
BIOBRAS-16 (0.01mg/L-1. Los resultados fueron evaluados por el diseño estadístico
completamente aleatorizado. Los mejores resultados se obtuvieron en el tratamiento
en el que se mantuvo la planta in vitro los primeros 10 días al 75% de RI + 35 días
al 50% de RI con BIOBRAS-16 por inmersión de las raíces.
Palabras claves: Banano; Planta in vitro; Iluminación; Brasinoesteroides.
ABSTRACT
This work was carried out in the area of acclimatization of the University Center of
The Tunas from January 27 up to March of 2004, 12 with the objective to evaluate
the effect of different times and luminous intensities and dose from BIOBRAS-16 to
the 0.01mg/l-1 in plants in banana tree vitro (Muse spp cv. FHIA-18) in the
acclimatization phase. The used substrates went worm humus to 100%. they were
evaluated the physiologic parameters weekly: percentage of survival, number of
leaves, height of the plant and to the 45 days, it distances between the second and
third emitted leaf, diameter of the seudotallo, long and wide of the leaf, area of the
leaf, number of the roots and long maximum and he/she mediates of the same ones.
6 treatments were used: a witness in that the plants 45 days exposed to 50% of
reduction of the illumination remained (RI), another under the same conditions but
with BIOBRAS-16 with dose of 0.01mg/L-1 for immersion of the roots, other two
treatments 10 exposed days to 75% of RI + 35 days to 50% of RI without and with
BIOBRAS-16 with dose of 0.01mg/L-1 and other two treatments in the one that the
plants in vitro remained 10 exposed days to 75% of RI + 35 days to 50% of RI + 5
days to 25% of RI without and with BIOBRAS-16 (0.01mg/L-1. the results were
evaluated by the totally randomized statistical package. The best results were
obtained in the treatment in which stayed the plant in vitro the first 10 days to 75% of
RI + 35 days to 50% of RI with BIOBRAS-16 for immersion of the roots.
Key words: Banana tree; It plants in vitro; Illumination; Brassinosteroides.
ÍNDICE
I. INTRODUCCIÓN .................................................................................................................. 1 II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA .............................................................................................. 3
2.1. Sistemática, botánica y origen del género Musa ........................................................... 3
2.2. Características del cultivar híbrido FHIA-18 .................................................................. 4
2.3. Propagación masiva ...................................................................................................... 5
2.3.1. Principales ventajas de la propagación masiva....................................................... 6
2.3.2. Posibilidades de las tecnologías desarrolladas....................................................... 7
2.4. Etapas de la micropropagación ..................................................................................... 7
2.4.1 Procedimiento que se sigue en el IBP para la adaptación de las vitroplantas ......... 8
2.5. Manejo de las plantas................................................................................................... 9
2.6. Sustrato empleado en la fase de aclimatización ........................................................ 10
2.7. Humus de Lombriz....................................................................................................... 11
2.8. Instalaciones utilizadas para la aclimatización ............................................................ 13
2.9. Fotosíntesis ................................................................................................................. 13
2.9.1. Efectos de la luz en el proceso de fotosíntesis ..................................................... 14
2.9.2. Intensidad de iluminación ...................................................................................... 14
2.10. Brasinoesteroides ...................................................................................................... 16
2.10.1. Brasinoesteroides, efectos sobre los cultivos...................................................... 16
2.10.2. Interacción con otras hormonas .......................................................................... 17
2.10.3. Aplicaciones prácticas de análogos de brasinoesteroides .............................. 17
III. MATERIALES Y MÉTODOS ............................................................................................ 20 IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN......................................................................................... 23
4.1. Análisis del porcentaje de supervivencia..................................................................... 23
4.2. Comportamiento de la parte aérea .............................................................................. 24
4.3. Comportamiento del sistema radical ........................................................................... 31
4.4 Valoración Económica .................................................................................................. 32
V. CONCLUSIONES.............................................................................................................. 33 VI. RECOMENDACIONES .................................................................................................... 34 VII. BIBLIOGRAFÍA............................................................................................................... 35
ANEXOS
1
I. INTRODUCCIÓN La producción agrícola atraviesa hoy por una situación insostenible, gran parte de la
población mundial padece de hambre y lo más preocupante es que existe una
tendencia al empeoramiento de esta situación.
El rápido crecimiento de la población mundial, que hoy rebasa los 5.5 billones de
personas y se espera que en el 2050 llegará a los 11 billones, siendo el mayor
crecimiento (97%) en los países subdesarrollados y en vías de desarrollo como:
África, Asia y América Latina. Para poder hacerle frente en el 2050 a esta situación
se necesitará duplicar o triplicar la producción de alimentos, fundamentalmente en
estos países donde vivirá el 90% de estos 11 billones de personas, (Ponce, 1998).
Los plátanos y bananos constituyen sin lugar a dudas una de las fuentes
fundamentales de carbohidratos en la dieta cubana. Su mayor ventaja lo constituye
el que puede estar en producción durante todo el año y por lo tanto tiene una
enorme importancia en cualquier programa de alimentación.
Por estas razones, en nuestro país se realizan investigaciones dirigidas a mejorar
las tecnologías de los cultivos de importancia económica en las que los plátanos y
bananos (Musa spp.) ocupan un lugar preponderante, introduciéndose nuevas
técnicas de cultivos. El éxito de la producción de esta especie está condicionada en
gran medida por la calidad de la semilla.
Dentro de las investigaciones que se llevan a cabo, una de ellas, esta dirigida a la
propagación por el método biotecnológico. Según (Villalobos et al., 1993), las
herramientas biotecnológicas han demostrado ser de gran utilidad para mejorar los
cultivos agrícolas en la propagación masiva de plantas superiores. Por todo ello está
claro que sin estas herramientas el mundo no le podrá hacer frente a la producción
de alimento que requiere (Ponce, 1998).
La micropropagación de plantas es una técnica muy compleja de la biotecnología, la
cual cuenta de cuatro fases, siendo la aclimatización la ultima fase de dicho
proceso, donde se deben tomar medidas para evitar grandes pérdidas. Esta fase
tiene como objetivo darle condiciones similares (in vitro) a las plantas para
adaptarlas antes de llevarlas al campo.
Según Pérez (1998) la luz es uno de los factores más importantes que influyen en
esta fase y el más difícil de medir y regular. Su gran importancia está dada por el
2
papel que desempeña en la fotosíntesis, a través de la cual las plantas realizan
todos los procesos de síntesis y producción de energía necesaria para el crecimiento
y desarrollo.
Desde hace algún tiempo en nuestro país se ha venido incrementando el uso de
estimuladores del crecimiento vegetal dentro de los que se destaca el BIOBRAS-16.
Este producto químico estimula en forma positiva el crecimiento y desarrollo de las
plantas, se ha experimentado en diferentes cultivos desde 1993 en la fase de
aclimatización con resultados positivos, siendo activo a concentraciones muy bajas
(Núñez y Robaina, 2000).
En nuestro centro se ha venido trabajando con el BIOBRAS-16 en la fase de
aclimatización, con resultados positivos, pero no se había estudiado los efectos de
este producto a diferentes intensidades de iluminación, para ver su posible influencia
en la supervivencia y calidad de las plantas in vitro, constituyendo este el Problema
de la investigación.
Teniendo en cuenta el problema de esta investigación es por ello que nuestro
Objetivo es evaluar el efecto de diferentes tiempos e intensidades luminosas y
dosis de BIOBRAS-16 al 0.01mg/l-1 en plantas in vitro de banano (Musa spp cv.
FHIA-18) en la fase de aclimatización. Por lo que la Hipótesis es que si logramos
determinar el tiempo e intensidad óptima de iluminación con o sin BIOBRAS-16
contribuirá a mejorar la supervivencia y calidad de las plantas in vitro de banano en
la fase de aclimatización.
3
II. REVISIÓN BIBLIOGRÁFICA 2.1. Sistemática, botánica y origen del género Musa Desde Linneo hasta el presente la ubicación taxonómica del género Musa ha sido
tratada por muchos autores. Cronquist (1988), propone la siguiente, siendo ésta la
aceptada en la actualidad.
División: Magnoliophyta.
Clase: Liliopsida.
Sub-clase: Zingiberidae.
Orden: Zingiberales (Scitamineae).
Familia: Musaceae.
Género: Musa.
Especie: Musa ssp.
Los plátanos y bananos son plantas herbáceas, con un falso tallo de forma cilíndrica
que está formado por las vainas de las hojas superpuestas, un cormo y un sistema
radical fibroso (López, 1989).
El género Musa contiene entre 30 y 40 especies diploides, tales como Musa
acuminata y Musa balbisiana, ambos con número cromosómico 2n=22 y cuyo
genoma se representan como A y B, respectivamente; un paso importante en la
evolución de los bananos comestibles fue el desarrollo de la partenocarpia y la
esterilidad de las semillas, bajo la selección realizada por el hombre, originando los
cultivares diploides comestibles de M. acuminata (AA). A partir de los cultivares AA,
por restitución cromosómica en la meiosis surgieron los triploides AAA. Del
cruzamiento entre los cultivares AA y AAA, con el silvestre M. balbisiana (BB),
surgen los híbridos AB, AAB, ABB, AAAB, AABB, Simmonds, (1987).
En el caso del origen del género Musa se ha considerado a la península Malaya en
Asia como probable centro de origen primario, tanto de Musa balbisiana como de
Musa acuminata, cuyos cruzamientos dieron origen a todas las variedades
comestibles conocidas en América, Belalcázar, (1991).
En cuanto a la introducción a América, el cronista Oviedo sostiene que el plátano fue
llevado desde la Gran Canaria a Santo Domingo por Fray de Berlanga en 1516 y de
ahí a Cuba. La generalización de este cultivo en la América Intertropical fue debido a
4
la facilidad de propagación, diversas formas de consumo y a la aptitud para producir
bebidas fermentadas a partir de la pulpa madura, López, (1989).
Desde 1984 la Fundación Hondureña de Investigación Agrícola (FHIA) ha venido
desarrollando un programa para la búsqueda de híbridos resistentes a la
enfermedad Sigatoka negra dentro de los cuales está el cv. FHIA-18 (AAAB). Hasta
abril de 1999 en Cuba se habían sembrado 2 362 ha de este clon, siendo uno de los
más generalizados en el país (Orellana et al., 1999).
2.2. Características del cultivar híbrido FHIA-18 Ficha descriptiva (FHIA, 2001).
• Origen: FHIA, Honduras, Centroamérica.
• Nombre del Mejorador: Phillip Rowe.
• Tipo: Banano Prata Ana.
• Año de Generación: 1988.
• Nombre Código: FHIA SH-3480.
• Linaje: Prata Enano (AAB) X SH-3142(AA).
• Genoma Ploidia: AAAB.
• Uso: Consumo fresco o hervido.
Características de la Planta
Morfológicas:
• Habito foliar: Normal.
• Apariencia del seudotallo: Brillante.
• Altura: 2.50 – 3.50 m.
• Tipo de Botella: Normal.
• Forma de Racimo: Asimétrico.
• Posición del Racimo: Oblicuo a 45 grados.
• Color de Frutos: Verde.
• Forma de Frutos: Recta en parte distal.
• Forma ápice del fruto: Cuello de botella.
Fenológicas:
• Duración primer ciclo vegetativo (siembra a floración): 320-350 días.
• Duración primer ciclo productivo (parición a cosecha): 100-110 días.
• Días transcurridos de siembra a segunda floración: 560-590 días.
5
Producción:
• Peso neto (sin raquis) de racimo: 18-23 kg.
• Número de dedos por racimo: 120-150 dedos.
• Peso dedos individuales: 125-150 g.
Reacción a enfermedades:
• Mal de Panamá: Resistente.
• Nemátodos: Resistente a Radopholus similis: moderadamente.
• Susceptible a Pratylenchus coffeae.
• Pudrición de corona: Desconocida.
Tipos de flores:
La inflorescencia es pendular, los primeros grupos diferenciados están compuestos
por flores femeninas, cuyo ovario sé trasformará en plátano. Los grupos siguientes
llevan flores masculinas, de ovario reducido, pero con estambres desarrollados.
La micropropagación es una técnica moderna de biotecnología, que utiliza el cultivo
de ápices y meristemo para permitir una multiplicación rápida y masiva de las
plantas.
La micropropagación presenta varias ventajas sobre los métodos tradicionales de
propagación vegetativa y su empleo se ha extendido a diversos cultivos hortícolas,
agrícolas y forestales (Kozai, 1991; Jeong et al., 1995). Sin embargo, a pesar de las
ventajas que ésta ofrece, su uso a escala comercial en el mundo es todavía limitado
debido a los costos de producción relativamente altos, bajas tasas de crecimiento in
vitro y pobre supervivencia durante la aclimatización (Kozai y Jeong, 1993). En gran
medida lo anterior se debe a las características del ambiente in vitro, que provocan
aberraciones de la estructura y función de la planta (Kozai, 1991; Kirdmanee et al.,
1994; Jeong et al., 1995; Ziv, 1995; Desjardins, 1995.
2.3. Propagación masiva Partiendo del principio de la totipotencia celular, de la aplicación de las técnicas de la
Biología de los microorganismos y de los avances de la Fisiología vegetal, la
Bioquímica y la Biología molecular, se han desarrollado diversas aplicaciones de la
Biotecnología en el reino vegetal. Una de las aplicaciones de mayor generación y
repercusión mundial ha sido en la Propagación Masiva de plantas a través de la
micropropagación in vitro.
6
La creación de los primeros laboratorios comerciales para la micropropagación de
plantas en Francia, EE.UU. a partir de 1964 (Debernh y Zimmerman, 1991),
principalmente con el objetivo de propagación de especies para producción de flores
y plantas ornamentales, da inicio a un crecimiento vertiginoso de este tipo de
instalaciones en varios países desarrollados, especialmente en la década del 70. A
la vez que se investiga y se desarrollan las técnicas para hacer más eficiente la
propagación in vitro, se logra determinar y aplicar las técnicas y procedimiento para
la desinfección de los órganos vegetales de agentes contaminantes y obtener así un
explante inicial libre de enfermedades, sobre todo de aquellas de origen viral o de
bacterias endógenas que no era posible eliminar con el proceso de desinfección
inicial del tejido a implantar.
En el año 1990 la producción mundial de plantas reproducidas o clonadas in vitro, se
estimaba alrededor de 500 millones. Esta producción era realizada en unos 550
laboratorios comerciales, concentrados mayormente en Europa Occidental, Estados
unidos de Norteamérica, Israel y algunos países de Europa del Este (Kitto, 1997).
En 1993 en Europa Occidental existían un total de 172 laboratorios comerciales con
una producción total de125 millones de plantas en ese año. En 1994 se hace
evidente un cambio notable en la producción por países y en los precios de las
plantas micropropagadas, sin que ello ocasionara grandes afectaciones en el
volumen total de producción mundial, Pérez, (1998).
Según Pérez, (1998) las ventajas de la propagación masiva pueden resumirse en:
2.3.1. Principales ventajas de la propagación masiva ♦ Altos coeficientes de multiplicación que permiten manipular volúmenes elevados
de plantas en cortos períodos de tiempo.
♦ Introducción rápida de nuevas variedades o clones.
♦ Producción independiente de las condiciones ambientales.
♦ Incremento en los rendimientos debido al rejuvenecimiento y al saneamiento.
♦ Uniformidad en las plantas producidas.
♦ Mayor facilidad de comercialización.
7
2.3.2. Posibilidades de las tecnologías desarrolladas Con respecto a la micropropagación convencional (multiplicación a partir de
meristemos, ápices y yemas), considerada como Primera generación, es una
tecnología bien conocida y manejada con más de dos décadas de experiencia
practica en muchos países.
Como ha ocurrido en muchos países, la introducción de un nuevo material de
siembra al cual los agricultores no están acostumbrados y no conocen su manejo
ocasionó elevados por cientos de mortalidad en algunas especies, aspecto que ha
sido superado por la preparación del personal técnico, mejorando las condiciones y
calidad del sustrato y recipiente para la fase de aclimatización, así como propiciando
que cada Biofábrica comercialice un producto terminado: una planta in vitro
aclimatada. En el momento actual después de haberse creado las áreas para la
aclimatización de plantas, de la cual cada Biofábrica es propietaria estas ofertan un
producto de alta calidad, habiéndose reportado en 1997, como pérdidas totales para
el banano desde la Biofábrica al campo; un 12 % (Alvarez, 1998).
2.4. Etapas de la micropropagación Actualmente, en la propagación comercial pueden identificarse cinco etapas bien
definidas cada una con sus objetivos específicos: Fase 0: Preparativa, Fase 1:
Establecimiento o Iniciación de los cultivos, Fase 2: Multiplicación, Fase 3:
Enraizamiento y Fase 4: Aclimatización (Kuikorian, 1991).
Según la experiencia, en la propagación comercial pueden identificarse cinco etapas
bien definidas con sus objetivos específicos:
• Fase 0: Preparativa. En esta etapa se incluye la selección de la planta
donadora y una serie de pretratamientos en condiciones higiénicas
controladas, cuyo objetivo es mejorar la eficiencia en la implantación y
desarrollo posterior de los cultivos.
• Fase 1: Establecimiento o Iniciación de los cultivos. El objetivo de esta fase es
establecer cultivos axénicos y viables con los cuales iniciar el proceso de
propagación.
• Fase 2: Multiplicación. Es considerada la etapa más importante del proceso
donde se debe garantizar la propagación de los brotes y la estabilidad
genética de las plantas producidas.
8
• Fase 3: Enraizamiento. Su objetivo es preparar las plántulas para su
reestablecimiento en condiciones de suelo.
• Fase 4: Aclimatización. Es la fase final del proceso y por tanto su meta es
lograr plantas listas para su trasplante definitivo a campos comerciales de
producción, casas de vidrio o invernaderos.
2.4.1 Procedimiento que se sigue en el IBP para la adaptación de las vitroplantas
Lavar cuidadosamente las plantas para eliminar restos de agar de los brotes y
raíces.
Colocar las plantas en agua destilada durante 12-16 horas antes de la plantación.
Clasificar las plantas por tamaño y de ser posible individualizar los brotes
múltiples por ejemplo: en caña, plátanos y bananos.
Aplicar una solución de brasinoesteroides por inmersión de las raíces (0.1mg/l)
para incrementar la emisión de las mismas y el crecimiento integral de las
plantas.
Realizar la plantación en un sustrato que garantice una adecuada sanidad y el
crecimiento de la planta. Estos están basados en mezclas de humus de lombriz,
zeolita y compost.
Mantener una alta humedad relativa (80-90%) durante las primeras dos
semanas, aplicando una mayor frecuencia de riegos de corta duración y reducir
durante este periodo la intensidad luminosa entre un 50-70%.
A partir de la segunda semana incrementar progresivamente la luz hasta lograr
una reducción entre un 15-20% y espaciar los riegos.
Con estos procedimientos se logra la adaptación de la vitroplanta entre 15-45 días
en dependencia de la especie, con una sobrevivencia superior al 90%.
Perspectivas de la micropropagación.
Según ha planteado Kitto (1997), la micropropagación es una industria joven con
excelente futuro, pero su incremento dependerá del desarrollo de nuevas técnicas
para la automatización de los procesos y del mejoramiento de los sistemas de
aclimatización de plantas.
9
2.5. Manejo de las plantas La aclimatización es el proceso final de una metodología de micropropagación
generadora de plantas con algunas limitantes morfológicas y fisiológicas por las
condiciones in vitro en que se desarrollan. Por ello, requieren estudios que logren
altos porcentajes de supervivencia y permitan crecimiento y desarrollo continuo de
las plántulas (Rodríguez et al., 2001).
El manejo de las plantas en esta fase debe realizarse mediante un proceso gradual y
sin crear traumas si se quiere obtener plantas de calidad, capaces de mostrar un alto
grado de homogeneidad cuando son cultivadas en el campo. Este paso de las
plantas desde condiciones de cultivo in vitro (heterótrofas o mixótrofas), a las
ambientales autótrofas es el periodo más crítico de la micropropagación y donde
ocurre en mayor porcentaje de pérdidas, es por eso, que un adecuado manejo, que
garantice la adaptación de las jóvenes plantas es sumamente importante,
Agramonte et al., (1998).
Durante el cultivo in vitro las plantas crecen bajo un ambiente con alta humedad
relativa, baja intensidad luminosa, temperatura constante, escaso intercambio
gaseoso y medios ricos en compuestos orgánicos, especialmente sacarosa. Estas
condiciones provocan cambios en la morfología y la fisiología de las plantas, que las
hacen diferir de las que crecen en invernaderos o en el campo, Agramonte et al.,
(1998).
Todos estos cambios provocan que una gran parte de las plantas micropropagadas
no sobrevivan al transplante o las condiciones ambientales lo que hace necesario
aplicar técnicas de aclimatización in vitro o ex vitro que garanticen un retorno
gradual de esta a sus características normales. La fase de aclimatización es
trascendental para la propagación comercial, pues del resultado esta dependerá en
gran medida la calidad final de las plantas y la eficiencia final del proceso.
Las técnicas más eficaces en la aclimatización son las que van encaminadas a
lograr gradualmente menos humedad relativa, más luz, crecimiento autotrófico y un
medio aséptico.
La fase de aclimatización es trascendental para la propagación comercial pues del
resultado de esta dependerá en gran medida la calidad final de las plantas y la
eficiencia total del proceso. Esta fase tiene como objetivo lograr la aclimatización de
las plantas in vitro al medio externo con altos índices de supervivencia en un corto
10
período de tiempo y a bajos costos. Sin dudas esta fase es la más importante en la
micropropagación (Sandoval et al., 1991).
Para lograr el desarrollo rápido y favorable de las plantas in vitro en esta fase, es
preciso tener presente el manejo de un conjunto de factores dentro de los que se
destacan la correcta selección y tratamiento del material de propagación, régimen de
riego, intensidad luminosa, control de enfermedades especialmente las fungosas y
empleo del sustrato acorde con las exigencias de las especies.
Una de las dificultades que se presenta en la fase de aclimatización es el tiempo de
permanencia de las plantas in vitro y la formulación de sustratos adecuados para
cada especie que permita altos porcentajes de supervivencia, así como el manejo de
la iluminación en el tiempo de estancia de las plantas en dicha fase.
La aclimatización puede ocurrir durante la fase in vitro, para esto se recomienda
disminuir la humedad relativa hasta niveles similares al ambiente externo, lo cual
prepara las plantas para el trasplante, Vanderschaeghe y Debergh, (1987). El
incremento de la intensidad luminosa en la fase de enraizamiento es otra técnica
que ha sido empleada con buenos resultados, Donnelly, (1985).
La luz es el más importante de todos los factores que influyen en esta fase y el más
difícil de medir y regular. Su gran importancia esta dada por el papel que desempeña
en la fotosíntesis, por lo que es importante regular la intensidad luminosa en esta
fase debido a que las plantas provienen de un ambiente con intensidad baja y son
expuestas a intensidad luminosa alta.
Durante las dos primeras dos semanas después del transplante es necesario
controlar adecuadamente los factores ambientales y prácticamente se requiere
simular en este periodo las condiciones de ambiente in vitro hasta que las plantas se
adapten a las nuevas condiciones.
El éxito de esta fase depende en gran medida del sustrato empleado funcionalmente
para dar sostén mecánico a la planta y a la vez permite que las raíces tomen el
agua, aire y los nutrientes necesarios.
2.6. Sustrato empleado en la fase de aclimatización Se consideran sustratos a los materiales sólidos y porosos de origen animal o
sintético, que solos o combinados garanticen un adecuado crecimiento de las
plantas bajo condiciones ambientales, (Abad, 1989). Además tiene como función,
11
brindar a las plantas sostén mecánico y a la vez permite tomar aire y agua; puede o
no intervenir en los complejos procesos de la nutrición vegetal.
Para obtener buenos resultados en el empleo de sustrato estos deben de cumplir
una serie de requisitos, Hartmam et al., 1997, mencionan algunos, aunque los
autores se refieren a los sustratos empleados para enraizar, establecer y germinar
semillas, en caso de las plantas in vitro las características son esencialmente las
mismas, estas son:
El medio debe ser suficientemente denso para sostener las estacas o semillas en
su lugar durante el enraizamiento o germinación.
Debe tener suficiente humedad (40-50%) de modo que no sea necesario regar
con mucha frecuencia.
Debe ser suficiente poroso para facilitar el drenaje, permitiendo la adecuada
penetración de oxigeno a las raíces (10-20%.
Debe proveer adecuada nutrición en situaciones en que las plantas deben
permanecer por largos períodos.
Los materiales para la elaboración de los sustratos, deben tener una buena
estabilidad física, buena aereación, adecuada capacidad de retención de agua,
buena fertilidad y óptimo pH; combinando estos factores se logran altos porcentajes
de supervivencia. Actualmente se están utilizando residuos de plantas para las
mezclas de sustratos, debido a que estos proporcionan características físicas que
permiten una adecuada salida del cepellón (Jiménez et al., 1998).
2.7. Humus de Lombriz Es un abono orgánico producido por las deyecciones de las lombrices conocidas
como vermicompost. Es el abono orgánico más completo e integral que se conoce,
de fácil manejo y obtención, su presencia física es de color negro, similar a la borra
de café, muy liviano e inodoro, posee los nutrientes esenciales para las plantas tales
como: N, P, K, Ca, Mg, Fe, Zn y MO, tiene la facilidad de convertir el nitrógeno y el
fósforo orgánico a formas asimilables para las plantas. Su composición química es
muy compleja, ya que se trata de un compuesto de alto peso molecular, constituido
por diferentes grupos, ácido húmico, fúlvicos y huminas, (Torres et al., 1985).
12
El humus de lombriz es un fertilizante bioorgánico que se presenta como un
producto desmenuzable ligero e inodoro. Es rico en enzimas y microorganismos,
cuenta con alrededor de 2000 millones de bacterias por gramo. Es un alimento
directamente asimilable, rico, equilibrado, reconstituyente y antiparasitario. Su
riqueza en oligoelementos lo convierte en un fertilizante completo, que aporta a las
plantas las sustancias necesarias para su metabolismo. No quema las plantas ni
siquiera las más delicadas y acelera la germinación de las semillas.
La composición del humus es la siguiente: 57,64 % de humedad, 70,79 % de
materia orgánica, 2,91 % de Nitrógeno, 2,01 % de Fósforo, 1,80 % de Potasio, 4,60
% de Calcio, 0,64 % de Magnesio, 0,60 % de Hierro y altas concentraciones de
Manganeso, Cobre, Zinc y Cobalto, (Martínez, 2001).
No se puede olvidar el papel ecológico que puede jugar el humus en el
agroecosistema. Para mantener el equilibrio ecológico indispensable para la
supervivencia del planeta y de la humanidad, es imprescindible una alta
biodiversidad, (Moreno, 1992 y Saouma, 1993).
Su riqueza en oligoelementos lo convierte en un fertilizante completo. Aporta a las
plantas sustancias necesarias para su metabolismo en razón de que su pH es
cercano a 7; es decir, neutro, pudiendo utilizarse sin contraindicaciones, ya que no
quema a las plantas, ni siquiera a las más delicadas. Además, produce hormonas
como el ácido indolacético y el giberélico, sustancias reguladoras del crecimiento y
promotoras de las funciones vitales de las plantas, (Martínez, 2001).
Pero el secreto del humus de lombriz parece estar en su alta carga de
microorganismos útiles que aseguran una continua producción de metabolitos,
prolongando el efecto fertilizante. La microflora y bacterias benéficas para el suelo,
que están en el humus, son superiores a las de cualquier abono similar, (Martínez,
2001).
La calidad del humus depende, además de la alimentación empleada, de su
granulometría. El más fino se absorbe muy rápidamente y se destina a las plantas
que tienen necesidades urgentes; el de granulometría media se utiliza en floricultura
y en horticultura; el grano más grueso se utiliza en frutales y en otras plantas que lo
han de absorber en un plazo más largo, (Fuentes, 2002).
13
2.8. Instalaciones utilizadas para la aclimatización Umbráculos: Son las instalaciones más sencillas, de menor costo y mantenimiento
inicial. Los Umbráculos tienen la desventaja de su poca protección contra el viento y
las lluvias, lo que ocasiona numerosas pérdidas superiores al 30%. Para solucionar
este inconveniente puede colocarse una cubierta de plástico de poco espesor.
Este tipo de instalación es la más difundida actualmente en las biofábricas de Cuba,
lo cual ha permitido incrementar considerablemente la salida productiva de las
mismas, Actualmente el país tiene un potencial productivo de 60 millones de
vitroplantas. Estas instalaciones se encuentran en áreas aledañas a las biofábricas,
lo que facilita las tareas relacionadas con la aclimatización.
2.9. Fotosíntesis
A pesar de que se considera que las plantas cultivadas in vitro realizan escasa
fotosíntesis, se ha confirmado la capacidad fotosintética de varias especies
(Pospísilová et al., 1997; Van Hulenbroeck et al., 1998; Carvalho et al., 2001). La
fotosíntesis de las plantas no es restringida primariamente por el desarrollo del
aparato fotosintético; sino principalmente, por la baja concentración de CO2 durante
la incidencia de la luz en los frascos de cultivo cerrados (Kozai et al., 1995).
Al inicio del fotoperíodo la concentración de CO2 es más o menos alta, luego
comienza a bajar y después de 1-4 horas alcanza el valor del punto de
compensación y luego se mantiene alrededor de ese valor. De modo que las
plantas carecen de CO2 más de la mitad del período de luz y la fotosíntesis neta es
baja, lo que retarda el crecimiento autotrófico (Pospísilová et al., 1997). Sin
embargo, Debergh et al. (1992) encontraron siempre niveles de CO2 superiores a
350 mg L-1 en el interior de los frascos de cultivo.
Por otra parte, Lee et al. (1991) observaron una sustancial fluorescencia de larga
duración en hojas de Clematis que es típica cuando se realiza la separación de la
clorofila de los centros de reacción. Por ello, los autores sugieren que esta
desorganización de los pigmentos asimiladores de energía, puede ser responsable
de la baja capacidad fotosintética de las hojas desarrolladas in vitro. Otras posibles
causas de la baja fotosíntesis encontrada frecuentemente in vitro, pudieran ser las
ya mencionadas anormalidades en la estructura y función de los estomas y en la
ultraestructura del cloroplasto.
14
Por todo lo antes señalado y por las dificultades que presentan las plantas in vitro en
la fase de aclimatización es importante conocer el efecto de las luz en el proceso de
la fotosíntesis.
2.9.1. Efectos de la luz en el proceso de fotosíntesis La luz es de fundamental importancia como fuente primaria de energía para el
proceso fotosintético. La estructura básica de las plantas verdes, con las hojas
dispuestas adecuadamente para interceptar grandes cantidades de luz, favorece el
desarrollo de la fotosíntesis. (Daubenmire, 1959.)
La misma influye en la fotosíntesis desde tres puntos de vista: calidad, duración e
intensidad. La hoja de la planta es el órgano fotosintético más importante y está
particularmente adaptada para una eficaz absorción de la luz; precisamente las
longitudes de onda absorbidas por las hojas son también las que se relacionan con
el proceso de la fotosíntesis. (Vázquez y torres 1981).
Para que la planta pueda crecer, tiene que formar mediante la fotosíntesis, durante
el día, más materia orgánica de la justamente necesaria para compensar las
pérdidas ocasionadas por la respiración diurna y nocturna. Para que las hojas
individuales de la mayoría de las plantas verifiquen una fotosíntesis óptima se
necesita una intensidad luminosa mucho menor que la solar plena.
Las hojas gruesas poseen la máxima absorción de la luz con un porcentaje más bajo
de luz trasmitida, mientras que las hojas delgadas absorben menos luz y tienen un
mayor porcentaje de luz trasmitida. La trasmisión de la luz promedio de las hojas
verdes oscilan entre 25 y 35% de la luz incidente, impidiendo la radiación infrarroja,
aunque debe aclararse que las hojas son casi transparente a las radiaciones
infrarrojas y a las longitudes de onda superiores. (Bidwell, R. 1979).
2.9.2. Intensidad de iluminación
La intensidad de la fotosíntesis tiene una relación directa con la intensidad de la luz,
dentro de determinados intervalos cuando no existe ningún otro factor limitante. Si
se ilumina una planta con una luz poco intensa, el resultado sería la fijación de cierta
cantidad de CO2 y el desprendimiento de otra cierta cantidad de O2. Si la intensidad
de la luz es muy débil, la cantidad de CO2 fijado en la fotosíntesis será menor que la
cantidad de CO2 desprendido en la respiración. Cuando la intensidad de luz aumenta
se llega a alcanzar un punto en el que el cambio fotosintético de gases se equilibra,
15
es decir la cantidad de CO2 fijada en fotosíntesis será igual al CO2 desprendido en la
respiración. (Bohning, R. 1949).
En la medida que la intensidad de la luz va aumentando, la cantidad de CO2
absorbido va siendo mayor que la cantidad de CO2 desprendido, de manera que un
intervalo considerable, el valor del intercambio fotosintético va aumentando
proporcionalmente con la intensidad luminosa, pero cuando esta alcanza un valor
suficientemente elevado, su incremento no va acompañado del aumento
correspondiente a la actividad fotosintética; en este caso, la planta ha alcanzado el
punto de saturación luminosa (Lellninger, A. L 1986).
Cuando la planta está lumínicamente saturada, nuevos incrementos de luz no van
acompañados del aumento correspondiente de actividad fotosintética, y otro factor
(el CO2 o la temperatura), pueden en este caso estar limitando la fotosíntesis, el
valor de la cual se mantendrá estacionario hasta tanto no se eleve el valor de las
temperaturas.
El proceso de fotosíntesis puede mantenerse normalmente en la mayoría de las
plantas durante largos períodos de exposición a la luz, sin que se observe ningún
efecto dañino notable para la planta. Todo parece indicar que cuando la planta está
expuesta a un período largo de luz, tiene más posibilidades de realizar mayor
cantidad de fotosíntesis; no obstante, los períodos prolongados de iluminación
pueden traer otras consecuencias secundarias al estado fisiológico de la planta , ya
que el periodo de iluminación puede ir acompañado de altas temperaturas, lo cual
suele ocasionar una pérdida prolongada de agua en la planta y afectar su balance
hídrico y el valor de la intensidad fotosintética.(Vázquez y Torres, 1995).
Comparada con una intensidad luminosa reducida, la luz solar plena induce la
formación de tallos gruesos, xilema bien desarrollado y entrenudos más cortos.
El efecto de la intensidad luminosa sobre los rasgos fisiológicos de las plantas es tan
pronunciado como sobre los morfológicos. El contenido de clorofila es usualmente
más bajo en las plantas expuestas a la luz solar plena, esta puede ser la causante
de una más baja proporción fotosintética, una elevada proporción de respiración y un
alto punto de compensación. Una alta intensidad luminosa provoca en la planta un
aumento de la transpiración y una disminución de agua respecto a su peso seco
(Marsh, 1941).
16
Según Verkerk (1955), las interacciones de la luz y temperatura bajo condiciones
ambientales controladas se deduce que la luz relativamente débil ejerce el mismo
efecto que la temperatura relativamente alta, ocasionando la producción de tallos
más delgados, hojas más débilmente coloreadas, menos yemas florales y menos y
más pequeños frutos, con menor contenido de almidón y azúcares.
En condiciones naturales, las plantas son capaces de adaptarse a una gran variedad
de condiciones ambientales mediante cambios morfológicos, fisiológicos y
bioquímicos. Entre estos factores la intensidad luminosa es uno de los que más
influyen en la composición de pigmentos de las plantas. El efecto causado por la
intensidad luminosa ejerce su acción de forma sinérgica con otros estreses que
afectan a la planta durante su desarrollo. Cuando se produce estrés y la luz resulta
excesiva, las plantas activan los mecanismos de disipación de la sobrexcitación del
aparato fotosintético. Estos, básicamente, consisten en una reducción de la
eficiencia de la captura energética, a través de modificaciones en la composición
pigmentaria y una atenuación de los efectos oxidativos del estrés mediante el
incremento de los sistemas antioxidantes de la planta. (Artexe et al., 1999).
2.10. Brasinoesteroides
2.10.1. Brasinoesteroides, efectos sobre los cultivos En la década del 30 y del 40, diversos investigadores habían reconocido la
existencia de sustancias estimuladoras del crecimiento vegetal en extractos de
polen, semillas inmaduras, tallos y hojas (Mitchell et al., 1970).
A partir de la década pasada, países como Japón, Estados Unidos, Australia y
China, han dedicado serios esfuerzos a las investigaciones relacionadas con la
síntesis, actividad biológica y aplicaciones prácticas de una nueva clase de
reguladores del crecimiento vegetal denominados brasinoesteroides. Estos son
compuestos naturales que poseen una fuerte actividad promotora del crecimiento
vegetal, estimulando el alargamiento y la división celular, (Sakurai y Fujioka, 1993).
El descubrimiento de estas hormonas marcó un punto de salida para las
investigaciones acerca de estos productos, numerosos ensayos surgieron que estos
compuesto al igual que la giberelina y las auxinas están ampliamente distribuidas en
las plantas y aunque probablemente en todas las partes del vegetal, el polen es la
fuente más rica de Brasinoesteroides (Morgan, 1984), citado por Peña (1998).
17
Según Thoma et al., 1981 citado por Marquardt y Adam (1991), los
Brasinoesteroides constituyen el descubrimiento más importante de los fisiólogos y
bioquímicos vegetales desde el descubrimiento del ácido giberélico.
De forma general los Brasinoesteroides (Mandava, 1988), producen actividad a
concentraciones mucho más bajas que las efectivas para giberelinas.
2.10.2. Interacción con otras hormonas Por otra parte se ha demostrado que los brasinoesteroides estimulan la producción
de etileno (Artec et al., 1983). Este mismo autor destaca que contrario a los efectos
sobre la promoción del crecimiento, la producción de etileno se reduce grandemente
por la exposición a la luz.
Hermán (1959) citado por Peña, (1998), señaló que el desarrollo vegetal se
encuentra regulado por la acción de sustancias químicas que activan o deprimen
determinados procesos fisiológicos interactuando entre sí. Estas sustancias
químicas conforman las fitohormonas, que en la actualidad se definen como
reguladores producidos por las plantas y que a bajas concentraciones regulan sus
procesos fisiológicos. Estas sustancias pueden ser sustituidas por compuestos
sintéticos introducidos desde el exterior.
Debido a las bajísimas concentraciones en que estos compuestos están presentes
en la planta, en los países más desarrollados se están dedicando grandes esfuerzos
y recursos materiales para su obtención por vía sintética a partir de otros esteroides
más abundantes en la naturaleza.
En nuestro país desde hace algún tiempo se ha venido incrementando el uso de
estimuladores del crecimiento vegetal, dentro de los que se destacan los análogos
de brasinoesteroides. Estos productos que estimulan en forma positiva el
crecimiento y desarrollo de las plantas, se han experimentado en diferentes cultivos
a concentraciones muy bajas, generalmente a soluciones de 0.1 – 0.001 ppm, lo
que significa un rango cien veces inferior que el de otros reguladores del crecimiento
(Núñez, 2000).
2.10.3. Aplicaciones prácticas de análogos de brasinoesteroides Los resultados de la aplicaciones de este análogo y de otros en algunos frutales, han
sido informados por Pozo et al., (1994), quienes obtuvieron incrementos en la
estolonización y el rendimiento de plantas de fresa cv. Misionaria y Parker, así como
18
efectos consistentes en el incremento del poder germinativo y el vigor vegetativo de
plántulas de papaya cv. Maradol.
Además, estos autores en 1996 informaron la influencia beneficiosa que cuatro
análogos de brasinoesteroides sintetizados en Cuba, ejercieron sobre la
germinación, el crecimiento y la fructificación de un cultivar de papaya obtenido en
Colombia por técnicas de mejoramiento genético.
En el cultivo de la papa, Núñez y Torres, (1995) informaron la influencia positiva que
la aspersión foliar de DAA-6 ejerció en la masa fresca de los tubérculos comerciales
y totales de cv. Desirée. Torres y Núñez (1997), demostraron que la aplicación del
BB-6 en este mismo cultivar, incrementó el rendimiento de tubérculos comerciales
entre 9 y 34 %, con dosis de 0.5 y 1.0 mg.L-1, asperjado a los 30 y 45 días después
de la plantación respectivamente.
En hortalizas, Núñez et al.,(1995) estudiando el efecto de la aplicación de BB-6 en el
cultivo del tomate, demostraron que cuando este producto es asperjado al follaje de
las plantas al inicio de la floración en una concentración de 1 mg.l-1, de forma
general hubo un incremento en el rendimiento, independientemente de la época de
plantación, aunque no siempre el incremento encontrado fue estadísticamente
significativo. Resultados similares obtuvieron Fernández et al., (1995) en los cv. Rilia
y Lignon.
Díaz, (1995) realizó un ensayo preliminar en el cultivo del tabaco cv. Criollo y
encontró que la aspersión foliar de DAA-6, a los 20 y 50 días después del trasplante,
favoreció el crecimiento de la hojas.
En el cultivo de la soya, Corbera y Núñez, (1999) demostraron la efectividad del BB-
6 cuando es aplicado en dosis de 20mg.ha-1 antes de la floración, o sea, a los 40 -
45 días después de la siembra. Estos autores, además, estudiaron la influencia de la
aspersión foliar con BB-6 combinado con varios biofertilizantes y encontraron que
independientemente del biofertilizante utilizado, la aspersión foliar con BB-6 siempre
favoreció el rendimiento del cultivo.
Resultados positivos también informaron Rodríguez y Núñez, (1999) en el cultivo del
maíz, donde utilizando dosis de 20 mg.ha-1 de BB-6 aplicado entre los 35 y 45 días
después de la siembra, se obtuvieron incrementos en los rendimientos entre 0.75 y
1.0 t.ha-1.
19
La utilización de otra formulación denominada DI-31 o BIOBRAS-16 (BB-16) a nivel
experimental en condiciones de campo con resultados satisfactorios, ha sido
informada por diversos autores. Así, se ha demostrado la efectividad de esta
formulación en hortalizas, Núñez, (1994 y 1998) y Alfonso et al., (1995); maíz
(Martínez, 1995) y (Almanares, 1999); soya (Martínez, 1995), uva (Núñez et al.,
1995), cítricos (García et al., 1996) y pastos, Mirabal y Herrera, (1998).
La aplicación de BIOBRAS-16 se ha extendido a otros cultivos y condiciones de
producción, como son los organopónicos y huertos intensivos. La aplicación de esta
formulación en lechuga, pepino, habichuela, entre otros, ha demostrado la
efectividad del mismo como estimulador de los rendimientos agrícolas, (Núñez,
1999).
En otros estudios realizados en Cuba, Núñez, (2000) planteó la eficacia del
pretratamiento de las semillas de maíz, durante 8 horas con BB-16 0.01mg.L-1; así
como los resultados de la aplicación tanto del BB-6 en el cultivo del arroz.
Es conocido el auge que en los últimos años ha tenido en Cuba la biotecnología
vegetal, como vía fundamental para la obtención de semillas de alta calidad para la
agricultura, por lo que de gran interés científico-técnico ha sido también la utilización
de estos análogos en diferentes procesos biotecnológicos y, muy especialmente, en
la micropropagación masiva de plantas. De esta forma, Gonzáles et al., (1994)
determinaron que el análogo DAA-6 estimuló notablemente la diferencia celular en la
variedades de arroz Amistad- 82 e INCA LP-10, obteniéndose la mejor respuesta
cuando se sustituyó la citoquinina del medio, por 2 mg.L-1 de este producto.
También este compuesto ha sido utilizado con buenos resultados en la
diferenciación de callos de papa, (Hernández, 1994); en la tuberización in vitro del
ñame, (Labrada et al., 1994); en la multiplicación in vitro de la Jojoba, Noriega et al.,
(1994); en la conservación y adaptación de plantas de papaya obtenidas a partir de
embriones somáticos, Gómez, (1996) y en la adaptación de plantas in vitro de papa,
(Agramonte, 1996).
20
III. MATERIALES Y MÉTODOS La presente investigación se llevó a cabo en el Centro Universitario ”Vladimir Ilich
Lenin” de Las Tunas; durante el período comprendido entre 27 de Enero de 2004
hasta el 12 de Marzo del 2004.
Se utilizaron plantas in vitro de banano (Musa spp, c.v FHIA-18) provenientes del
12mo subcultivo de la biofábrica perteneciente a la empresa de Semillas Varias de
Las Tunas.
Se realizó el experimento utilizando una dosis de BIOBRAS -16, (0.01 mg.L1),
aplicándose al momento del trasplante por inmersión de las raíces con reducción de
la iluminación para un total de seis tratamientos. Siendo los siguientes:
Testigo: Las plantas permanecieron los 45 días expuestas al 50% de reducción
de la iluminación.
Las plantas permanecieron los 45 días expuestas al 50% de reducción de la
iluminación pero con una dosis de BIOBRAS -16, (0.01 mg.L1) por inmersión de
las raíces.
Las plantas permanecieron los primeros 10 días expuestas al 75% de reducción
de la iluminación + 35 días al 50% de reducción de la iluminación.
Las plantas permanecieron los primeros 10 días expuestas al 75% de reducción
de la iluminación + 35 días al 50% de reducción de la iluminación pero con
BIOBRAS -16 con una dosis de 0.01 mg.L-1 por inmersión de las raíces.
Las plantas permanecieron 10 días expuestas al 75% de reducción de la
iluminación + 30 días al 50% de reducción de la iluminación + 5 días al 25% de
reducción de la iluminación.
Las plantas permanecieron 10 días expuestas al 75% de reducción de la
iluminación + 30 días al 50% de reducción de la iluminación + 5 días al 25% de
reducción de la iluminación pero con BIOBRAS -16 con una dosis de 0.01 mg.L-1
por inmersión de las raíces.
La reducción de la intensidad luminosa del 75% osciló entre 16,6--277,5 µE. s-1. m-2
La reducción de la intensidad luminosa del 50% osciló entre 22,2--525 µE. s-1. m-2
La reducción de la intensidad luminosa del 25% osciló entre 166,5 –1332 µE. s-1. m-2
Se emplearon bandejas de polieturano con 70 alvéolos para cada tratamiento, y se
evaluaron 35 plantas. El riego se realizó de manera manual diariamente según está
instrumentado en la fase de aclimatización (MINAGRIC, 1999).
El sustrato empleado fue el humus de lombriz 100%.
Los parámetros evaluados fueron:
1- Porcentaje de supervivencia a los 15, 21, 28, 35 y 45 días.
2- Altura del seudotallo (cm) a los 15, 21, 28, 35 y 45 días.
3- Número de hojas activas por planta a los 15, 21, 28, 35 y 45 días.
4- Distancia (cm) entre la hoja dos y tres a los 45 días.
5- Largo y ancho de la penúltima hoja a los 45 días.
6- Área (cm2) de la hoja a los 45 días.
7- Diámetro (cm.) del seudotallo a los 45 días.
8- Longitud máxima (cm) de las raíces a los 45 días.
9- Longitud media (cm) de las raíces a los 45 días.
10- Número de raíces por planta a los 45 días.
El área de la hoja se determinó por el método de integración aproximada, para el
cálculo del área de figuras irregulares. (Riquenez, 2004). Utilizando el Excel
programa perteneciente al paquete del Office 2000 con el objetivo de procesar los
datos del área de la hoja.
Fórmula:
( )M M M 4DA 321 ++=
Donde:
D = diámetro
M1, M2 y M3 = mediciones de las alturas trazadas desde los extremos de los
segmentos.
Para evaluar los resultados se utilizó el paquete estadístico del ICA versión 2.0 del
1998.
Los porcentajes de supervivencia se transformaron por la fórmula parcsen 2
donde P es el porcentaje en fracción, se utilizó el análisis de varianza simple
21
completamente aleatorizado y como prueba de comparación de medias la de rangos
múltiples de Duncan para un 5% de significación (Lerch, 1977).
En el número de raíces los datos fueron transformados utilizando la fórmula
x +0.5; donde x es el número de raíces.
Los datos climáticos que están reflejados en la Tabla 1 se tomaron de la Estación
Provincial de Meteorología situada en Las Tunas.
22
23
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1. Análisis del porcentaje de supervivencia Al realizar el análisis del comportamiento del porcentaje de supervivencia (Tabla 2) se observa que entre los 15 y 45 días del transplante no se encontró diferencias
significativas entre los tratamientos estudiados, comportándose los porcentajes de
supervivencia de forma muy similar.
A partir de los 28 días el único tratamiento que disminuyó de forma marcada el
porcentaje de supervivencia con respecto a los demás tratamientos fue el que se
mantuvo 10 días al 75% de reducción de la iluminación (RI)+35 días al 50% de RI
sin BIOBRAS-16.
Tabla 2. Comportamiento del porcentaje de supervivencia (%).
Días Tratamientos
15 21 28 35 45
Testigo 451 al 502 97.14 94.29 92.86 91.43 91.43
451 al 502 + 3 98.57 95.71 94.29 94.29 92.86
101 al 752 + 351 al 502 100 95.71 88.57 87.14 85.71
101 al 752 + 351 al 502 +3 98.57 94.29 92.86 92.86 91.43
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 95.71 95.71 95.71 95.71 94.29
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 98.57 97.14 97.14 94.29 94.29
cv % 0.48 0.86 1.14 1.24 1.30
ESx 0.004 0.008 0.011 0.012 0.012
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16.
Los tratamientos, 10 días al 75% de RI + 30 días al 50% de RI + 5 días al 25% de
RI con y sin BIOBRAS-16 fueron los que mantuvieron de forma más estable los
porcentajes de supervivencia hasta los 45 días.
En la fase de aclimatización es muy difícil que no ocurran muertes según Paques
(1991) citado por Aguilera et al., (1999), indicó que éstas generalmente se deben a
trastornos fisiológicos y anatómicos que se producen a consecuencia de la
24
deshidratación, la cual es causada por el cambio de las condiciones de
heterotrofismo a que son sometidas las plantas in vitro.
Núñez y Hernández, (2003), al evaluar el comportamientos de plantas in vitro de
banano cuando se reguló la intensidad luminosa paulatinamente los porcentajes de
supervivencia también se mantuvieron estables.
4.2. Comportamiento de la parte aérea En cuanto al comportamiento de la altura del seudotallo (Tabla 3) se observó que
a los 15 días el testigo presentó la menor altura con diferencia significativa con los
restantes tratamientos manteniéndose esto hasta los 45 días. En los demás
tratamientos no se observó diferencias significativas entre ellos.
El tratamiento que permaneció 10 días al 75% de RI + 35 días al 50% de RI con
BIOBRAS-16 fue el único que se mantuvo a partir de los 28 días con la mayor altura
y con diferencia significativa con la mayoría de los tratamientos.
Al comparar cada uno de los tratamientos con y sin BIOBRAS-16 se observó en las
diferentes mediciones realizadas que a los que se les aplicó BIOBRAS-16,
presentaron mayores alturas que a los que no se les aplicó y en la mayoría de los
tratamientos con diferencia significativa entre sí, a excepción de los tratamientos 10
días al 50% de RI + 30 días al 50% de RI + 5 días al 25% de RI en que a los 35 y
45 días presentaron menores alturas los que se les aplicó BIOBRAS-16. Esto puede
estar dado por el incremento de la iluminación y el agua recibida.
Núñez, (2003), al comparar porcientos de reducción de la iluminación en plantas in
vitro de bananos su mejor resultado lo obtuvo también donde se reguló
paulatinamente éste aspecto.
25
Tabla 3. Comportamiento del seudotallo (cm).
Días Tratamientos
15 21 28 35 45
Testigo 451 al 502 1.64a 1.66a 1.66a 2.47a 2.73a
451 al 502 + 3 1.89b 1.91bc 2.31cd 3.34b 3.46b
101 al 752 + 351 al 502 1.95b 1.75ab 2.03b 3.43b 3.75bc
101 al 752 + 351 al 502 +3 2.00b 2.02c 2.51d 4.16c 4.59d
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 1.97b 1.91bc 2.23bc 3.64b 4.06c
101 al 752 + 30 al 502 +51 al
252+3 1.99b 1.96bc 2.30cb 3.22b 3.77bc
cv% 24.60 24.73 23.49 24.39 23.58
ESx 0.079 0.078 0.139 0.086 0.149
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. Arias, (2003), y Figueredo (2003), al comparar dosis de Biobras-16 en plantas in
vitro de banano, la dosis de 0.01mg.L-1 por inmersión de las raíces, fue la que
presentó la mayor altura.
Al realizar el análisis del comportamiento número de hojas a los 15 días después
del trasplante, el testigo presentó el menor número de hojas con diferencia
significativa con los restantes tratamientos a excepción del tratamiento que se
mantuvo durante 10 días al 75% de RI + 35 días al 50% de RI sin aplicación del
producto (Tabla 4).
El tratamiento que permaneció 10 días al 75% de RI + 35 días al 50% de RI que se
le aplicó BIOBRAS-16 fue el que mostró el mayor número de hojas con diferencia
significativa con los restantes tratamientos a excepción del tratamiento que se
mantuvo 5 días al 25% de RI con BIOBRAS-16.
26
Tabla 4. Comportamiento del número de hojas.
Días Tratamientos
15 21 28 35 45
Testigo 451 al 502 2.31a 2.37a 2.51a 3.31a 3.40a
451 al 501 + 3 2.69b 2.74bc 3.00bc 3.80bc 3.80b
101 al 752 + 351 al 502 2.71b 2.60ab 2.94bc 4.00cd 4.25c
101 al 752 + 351 al 502 +3 3.03c 3.03c 3.26c 4.46e 4.65d
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 2.51ab 2.85bc 2.94bc 4.20de 4.25c
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 2.80bc 2.71b 2.80ab 3.60ab 4.20c
cv % 24.15 22.10 21.50 18.84 16.99
ESx 0.096 0.102 0.124 0.107 0.118
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. En todas las mediciones realizadas se mantuvo el tratamiento de 10 días al 75% de
RI + 35 días al 50% de RI con BIOBRAS-16 con el mayor número de hojas, con
diferencia significativa con algunos tratamientos, pero a los 45 días presento
diferencia significativa con todos los tratamientos.
El tratamiento testigo mostró siempre el menor valor, así como los tratamientos que
no se les aplicó el producto, si se les compara con los que se les aplicó.
Con respecto a los diferentes tiempos e intensidades de iluminación estudiadas
Núñez (2003), en plantas in vitro de banano obtuvo similares resultados a esta
investigación, sin embargo Domínguez (2003) bajo las mismas condiciones el mejor
resultado lo obtuvo cuando aumento paulatinamente la iluminación el los últimos 10
días al 25% de RI
En cuanto al BIOBRAS-16 Arias (2003) y Figueredo (2003), en plantas in vitro de
banano los mejores comportamientos se obtuvieron con la dosis 0.01mg/L-1 por
inmersión de las raíces, coincidiendo con los obtenidos en este experimento.
27
Al analizar el comportamiento del diámetro del seudotallo (Tabla 5) el mayor
diámetro se observó en el tratamiento que permaneció 10 días al 75% de RI + 35
días al 50% de RI con BIOBRAS-16 con diferencia significativa con los restantes
tratamientos.
El testigo presentó el menor diámetro del seudotallo con diferencia significativa con
los restantes tratamientos. Los restantes tratamientos no presentaron diferencia
significativa entre sí excepción del tratamiento donde las plantas permanecieron 10
días al 75% de RI + 35 días al 50% de RI.
La mayoría de los tratamientos que se les aplicó BIOBRAS-16 al compararlos con
los que no se les aplicó manifestaron mayor valor, evidenciando la influencia del
producto.
Tabla 5. Comportamiento del diámetro del seudotallo (cm.). Días
Tratamiento 45 Testigo 451 al 502 0.44a
451 al 502 + 3 0.57b
101 al 752 + 351 al 502 0.59b
101 al 752 + 351 al 502 +3 0.66c
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 0.61b
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 0.55b
cv % 19.02 ESx 0.018
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. Todos los tratamientos que se les aplicó BIOBRAS-16 al compararse entre sí
manifestaron mayor valor, evidenciando la influencia del mismo.
Los resultados de Domínguez (2003) y Núñez (2003), al comparar plantas in vitro de
banano a diferentes intensidades luminosas, coinciden a los obtenidos en este
trabajo.
28
Resultados similares obtuvo Arias, (2003) y Figueredo, (2003), al estudiar los
efectos del BIOBRAS-16 en bananos cv. FHIA-18 donde obtuvieron que el mejor
tratamiento fue el que les aplicó el producto.
La distancia entre la segunda y tercera hoja emitida (Tabla 6), el comportamiento
fue algo similar al del seudotallo, correspondiéndole la mayor distancia al
tratamiento de 10 días al 75% de RI + 35 días al 50% de RI con BIOBRAS-16, sin
diferencia significativa con el tratamiento que permaneció los últimos 5 días al 25%
de RI con BIOBRAS-16, y con los demás tratamientos se observó diferencias
significativas.
Tabla 6. Comportamiento de la distancia entre la segunda y tercera hoja emitida (cm.).
Días Tratamiento 45 Testigo 451 al 502 0.48a
451 al 502 + 3 0.61b
101 al 752 + 351 al 502 0.69cd
101 al 752 + 351 al 502 +3 0.78e
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 0.67bc
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 0.75de
cv % 20.73 ESx 0.233
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. La menor distancia entre estas dos hojas se observó en el testigo, tratamiento que
se mantuvo todo el tiempo al 50% de RI.
Arias, (2003), al estudiar diferentes dosis de BIOBRAS-16 en banano, obtuvo con
reducción de la iluminación al 50% y con la dosis de 0.01mg.L-1 en este parámetro,
los mejores resultados, corroborados por Núñez, (2003), en cuanto a la reducción de
la iluminación en plantas in vitro de banano con resultados similares.
29
Al valorar el comportamiento del área de la hoja (Tabla 7) a los 45 días, se observó
que al igual que la mayoría de parámetros analizados que el tratamiento que
transcurrió durante 10 días al 75% de RI + 35 días al 50% de RI con BIOBRAS-16
manifestó la mayor área con diferencia significativa con los restantes tratamientos y
que los tratamientos que se les aplicó BIOBRAS-16 presentaron mejores resultados
que a los que no se les aplicó.
Tabla 7. Comportamiento del área de la hoja (cm2). Días
Tratamiento 45 Testigo 451 al 502 15.03a
451 al 502 + 3 18.59b
101 al 752 + 351 al 502 20.52b
101 al 752 + 351 al 502 +3 25.93c
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 18.71b
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 21.37b
cv % 18.32 ESx 1.160
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. Domínguez, (2003) y Núñez, (2003), estudiando el comportamiento de plantas in
vitro de banano observaron, que los mejores tratamientos correspondieron a los que
se les mantuvo los 10 primeros días al 75% de RI. Lo que evidencia la importancia
de reducir más la intensidad luminosa de lo que está establecido en los primeros
días después del trasplante, para después ir aumentando paulatinamente hasta el
50% de reducción de la iluminación (RI).
Tanto el largo como el ancho de las hojas (Tabla 8) los mejores resultados se
mostraron en el tratamiento que permaneció 10 días al 75% de RI + 35 días al 50%
de RI con BIOBRAS-16m con dosis de 0.01mg.L-1.
Todos los tratamientos que se les aplicó el producto, mostraron mayores valores que
a los que no se les aplicó, a excepción del tratamiento que permaneció 10 días al
30
75% de RI + 30 días al 50% de RI + 5 días al 25% de RI con BIOBRAS-16 en el
largo de la penúltima hoja.
Tabla 8. Comportamiento del largo y ancho de la penúltima hoja (cm.) Tratamientos A los 45
días Largo Ancho Testigo 451 al 502 8.86b 3.91a
451 al 502 + 3 9.95bc 4.68ab
101 al 752 + 351 al 502 10.49c 4.83bc
101 al 752 + 351 al 502 +3 12.02d 5.54c
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 10.09bc 4.62ab
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 7.19a 4.67ab
cv % 15.64 18.26 ESx 0.483 0.272
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. Domínguez, (2003), sin embargo obtuvo los mejores resultados del ancho y largo de
las hojas con el tratamiento que permaneció los 10 primeros días al 75% de RI y los
10 últimos al 25% de RI, esto puede ser debido, a que los obtenidos en este
experimento no se analizó la media de largo y ancho, sino de la penúltima hoja
emitida.
Los resultados obtenidos por Núñez, (2003), en plantas in vitro de banano en cuanto
a estos dos parámetros coinciden con los obtenidos en este experimento.
Al comprobar los resultados de BIOBRAS-16, Arias, (2003), al estudiar diferentes
dosis de BIOBRAS-16 en plantas in vitro de banano obtuvo los mejores resultados
con la dosis 0.01mg.L-1 por inmersión de las raíces al trasplante.
31
4.3. Comportamiento del sistema radical Al analizar el comportamiento del número de raíces (Tabla 9) se observó que el
mejor tratamiento fue el que permaneció durante 10 días al 75% de RI + 35 días al
50% de RI con BIOBRAS-16 sin diferencia significativa con la mayoría de los
tratamientos y con diferencia significativa con loa tratamientos donde se redujo la
iluminación los últimos 5 días al 25% de RI con BIOBRAS-16 y el testigo, los cuales
fueron los de menor número de raíces.
Al comparar los tratamientos con y sin BIOBRAS-16 se observa que en la gran
mayoría a los que se les aplicó el producto manifestaron mejores resultados
aunque sin diferencias significativas entre ellos.
Al realizar el análisis del comportamiento del largo máximo de las raíces (Tabla 9) al
igual que la longitud media, alcanzaron su mayor valor en el tratamiento 10 días al
75% de RI + 30 días al 50% de RI + 5 días al 25% de RI con BIOBRAS-16, con
diferencia significativa con los restantes tratamientos en el largo medio y en el largo
máximo con diferencia significativa con el testigo sin BIOBRAS-16 y tratamiento pero
sin BIOBRAS-16, con los restantes tratamientos no presentó diferencia significativa.
La longitud media de las raíces presentó su mejor comportamiento con el
tratamiento que se mantuvo 10 días al 75% de RI más 30 días al 50% de RI más 5
días al 25% de RI con BIOBRAS-16 con diferencia significativa con los restantes
tratamientos.
Tabla 9. Comportamiento del sistema radical (cm).
45 días
Tratamientos Nro de raíces
Longitud máxima
Longitud media
Testigo 451 al 502 6.00a 11.91a 3.52ab
451 al 502 + 3 7.10abc 12.96ab 3.68ab
101 al 752 + 351 al 502 7.70bc 13.04ab 4.30b
101 al 752 + 351 al 502 +3 8.10c 13.54b 3.65ab
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 7.10abc 11.62a 2.95a
101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 6.80ab 13.86b 5.04c
cv % 19.31 11.46 21.14 ESx 0.439 0.464 0.258
32
*Medias con letras diferentes difieren significativamente, P < 0.05.
Leyenda 1—Días; 2—% de reducción de la iluminación; 3— BIOBRAS-16. La mayoría de los tratamientos no difieren del testigo, comportándose en valores
muy similar al mismo.
Domínguez, (2003) y Núñez, (2003), no obtuvieron diferencia respuesta entre
iguales reducciones de la iluminación en números de raíces.
Estos mismos autores no encontraron tampoco respuesta entre los tratamientos en
el largo máximo y medio de las raíces.
4.4 Valoración Económica Para este análisis se partió de 70 plantas por tratamientos y se consideró el
porciento de supervivencia a los 45 días, teniendo en cuenta que el costo de la
producción de la planta in vitro es de $0.18 y el precio de venta es de $0.50.
Tabla 10. Valoración económica Indicadores
Tratamientos N0 de plantas sobrevivientes
Ingresos ($)
Gastos ($)
Ganancias($)
Testigo 451 al 502g 64 32.0 12.6 19.4
451 al 502 + 3 65 32.5 12.6 19.9 101 al 752 + 351 al 502 60 30.0 12.6 17.4 101 al 752 + 351 al 502 +3 64 32.0 12.6 19.4 101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252 66 33.0 12.6 20.4 101 al 752 + 30 al 502 +51 al 252+3 66 33.0 12.6 20.4 Leyenda 1—Días. 2—% de reducción de la iluminación. 3— BIOBRAS-16. Al efectuar el análisis económico Tabla 10 se observó en todos los tratamientos hay
ganancias y que el único tratamiento que no superó al testigo fue el 3 (10 días al
75% de RI + 35 días al 50% de RI sin BIOBRAS-16). A medidas que se fue
incrementando paulatinamente la intensidad luminosa y se aplicó BIOBRAS-16 los
porcentajes de supervivencia aumentaron y también las ganancias con respecto al
testigo.
33
V. CONCLUSIONES
Al comparar los diferentes tratamientos con y sin BIOBRAS-16 a diferentes
intensidades de iluminación se observó en la mayoría de los parámetros
fisiológicos estudiados, las mejores respuestas cuando se aplicó BIOBRAS-
16 a la dosis de 0.01mg.L-1 por inmersión de las raíces.
Los tratamientos en que variaron los tiempos y las intensidades de
iluminación presentaron mejores respuestas que el testigo en todos los
parámetros fisiológicos evaluados.
El mejor comportamiento en general lo presentó el tratamiento en que se
mantuvieron las plantas in vitro los primeros 10 días al 75% de reducción de
la iluminación (RI) + 35 días al 50% de RI con BIOBRAS-16 al 0.01mg.L-1
por inmersión de las raíces.
La mayor ganancia se obtuvo en el tratamiento que permaneció 10 días al
75% de reducción de la iluminación (RI) + 30 días al 50% de RI + 5 días al
25% de RI con BIOBRAS-16 a la dosis de 0.01mg.L-1.
34
VI. RECOMENDACIONES Repetir el experimento en otras épocas de año.
35
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ANEXOS Datos climáticos de la Estación Provincial de Meteorología de Las tunas. Tabla 1: Comportamiento de las variables meteorológicas.
Meses Variables
U.M Enero Febrero Marzo
Temperatura 0C 22.6 24.3 24.1 Precipitación mm 2.7 5.0 6.3
Humedad Relativa % 76 73 72
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