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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE GUERRERO UNIDAD ACADÉMICA DE CIENCIAS QUÍMICO BIOLÓGICAS
“Elaboración de salsas de ciruela y mango con calidad
comercial en el estado de Guerrero”
T E S I S
QUE
P R E S E N T A:
Elizabeth Carreño Contreras
COMO REQUISITO PARCIAL PARA LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE
BIOLÓGO
DIRECTOR DE TESIS:
DR. JAVIER JIMÉNEZ HERNÁNDEZ
Codirector de tesis:
DR. JUAN PEREYDA HERNÁNDEZ
Chilpancingo de los Bravo, Guerrero. Noviembre, 2015.
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Dr. Juan Pereyda Hernández
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EL PRESENTE TRABAJO FUE REALIZADO EN EL LABORATORIO DE
INVESTIGACIÓNN EN BIOTECNOLOGÍA DE LA UNIDAD ACADÉMICA
DE CIENCIAS QUÍMICO BIOLÓGICAS DE LA UNIVERSIDAD
AUTÓNOMA DE GUERRERO, BAJO LA DIRECCIÓN DEL DR. JAVIER
JIMÉNEZ HERNÁNDEZ Y LA CODIRECCIÓN DEL DR. JUAN PEREYDA
HERNÁNDEZ, CON EL APOYO CON FINANCIEMIENTO DE LA
CONVOCATORIA 2014 DE FORTALECIMIENTO A CUERPOS
ACADÉMICOS DEL SEP-PROMEP, A TRAVÉS DEL PROYECTO
“APROVECHAMIENTO INTEGRAL, BUENAS PRÁCTICAS AGRÍCOLAS
Y DE INOCUIDAD DE CIRUELA MEXICANA (Spondias purpurea) EN EL
ESTADO DE GUERRERO”,
ESTE TRABAJO FORMA PARTE DE LA LGAC ‘MANEJO INTEGRAL DE
AGROECOSISTEMAS’ DEL CUERPO ACADÉMICO UAGro-CA-117-
SISTEMAS DE PRODUCCIÓN AGROPECUARIA Y LA LGAC
‘APROVECHAMIENTO BIOTECNOLÓGICO DE LOS RECURSOS
NATURALES’ DEL CA UAGro-CA-170-BIODIVERSIDAD Y GESTIÓN
AMBIENTAL SUSTENTABLE.
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AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecerle a cada uno de mis profesores porque gracias a sus conocimientos, su dedicación
y a su tiempo, hicieron posible que llegara a cumplir esta meta. A mis padres y a toda mi familia
que me brindaron su apoyo durante el recorrido de este camino.
Gracias a mis profesores de tesis, a la Dra. Yanik Ixchel Maldonado Astudillo y al Dr. Javier
Jiménez Hernández que me recibieron con los brazos abiertos desde el día en que me acerque a
ellos, por su paciencia al Químico Abelardo Analco Hernández y al Dr. Arquímedes Morales
Carranza al compartirme su sabiduría para darle forma a este proyecto. También agradecerle al Dr.
Ricardo Salazar quien a pesar de sus compromisos me ayudaba a resolver dudas, a los profesores,
Dr. Juan Pereyda Hernández y Dr. Víctor Manuel Domínguez Márquez quienes sin su apoyo no
habría sido posible culminar este trabajo.
Gracias a mis compañeros de laboratorio que me recibieron con los brazos abiertos y que siempre
tuve buen trato de ellos durante este proceso, gracias a cada uno de ustedes, les deseo el mejor de
los éxitos en lo laboral y personal.
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DEDICATORIAS
A mis padres.
A quienes sin su esfuerzo nada de esto habría sido posible, porque gracias a ellos logre una
de las metas más importantes de mi vida. Gracias a ellos que siempre estuvieron al
pendiente de mi a lo largo de lo que pareciera mucho tiempo y para quienes fue un paso
difícil el poder dejarme crecer como persona para cumplir esta meta. Les agradezco de todo
corazón el haberme dejado elegir lo que ahora tanto me apasiona y de lo cual estoy
totalmente orgullosa, porque nunca me dijeron no, porque a pesar de vérselas duras cada
día nunca me falto nada, nunca me falto ese amor de padres. Gracias a ustedes estoy llena
de valores y sé que no hay como pagarles todo lo que han hecho por mí, jamás olvidare
esa sonrisa que se plasmó en su rostro al verme graduada, los amo con todo mi corazón y
gracias a ustedes mis hermanos y yo hemos llegado tan lejos, Gracias por todo.
A mis Abuelos
Gracias a ustedes que siempre estuvieron al pendiente de mí deseándome lo mejor para que
jamás me diera por derrotada, para echarle todas las ganas posibles y lograr culminar esta
meta. A mi Abue Julia, Leocadio y Sixto a quienes todavía tengo la oportunidad de
compartir esta inmensa felicidad y a mi Abue Victoria quien se convirtió en un pilar
importante para hacer esto posible, porque siempre cada que tenía la oportunidad de
compartir mis experiencias como estudiante me daba los ánimos suficientes para ver hacia
mi futuro; gracias a ti y mis demás abuelos lo pude lograr. Te estaré eternamente agradecida
por todo tu apoyo, cariño y todo el amor que me pudiste brindar, a ti abue que desde el
lugar donde estés cada día me mandas tus bendiciones y a quien nunca olvidare. Gracias a
cada uno por enseñarme la humildad, el respeto, a sonreírle a la vida y a jamás rendirme
ante nada.
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A mi Familia
Porque gracias a los sacrificios que tuve que hacer durante cinco años, hoy me es posible
estar titulada y compartir esta alegría tan grande al lado de mi familia, mis hermanos, tíos,
primos, por eso quiero dedicarles este trabajo, porque siempre me levantaron el ánimo para
no darme por derrotada, juntos hemos pasado momentos difíciles pero gracias a las grandes
personas que son hemos salido adelante, gracias por estar siempre al pendiente de mi
bienestar y del seguimiento de este proyecto que con dedicación, esfuerzo y paciencia pude
sacar adelante, a ustedes por todo su apoyo que me brindaron para hacer esto posible les
dedico con todo mi corazón este trabajo y nunca podre agradecerles todo lo que han hecho
por mí. A Víctor quien se ha convertido en parte de mi familia y de quien he recibido
mucho apoyo durante todo este ciclo, gracias por estar siempre en las buenas y en las malas.
A mis Amigos
A ustedes que me han dado la oportunidad para conocer las grandes y maravillosas
personas que son, por haberme brindado su amistad desde un principio con los brazos
abiertos, gracias por estar en los momentos más difíciles y los más alegres, porque sin su
apoyo y sus ánimos no lo hubiera logrado. Juntos hemos recorrido el camino hacia el éxito,
juntos hemos logrado esta meta y a quienes estoy segura no dejaran hasta aquí sus sueños,
a Edson, Fanny y Neto por darme siempre mi jalón de orejas cuando los necesitaba, por
vivir momentos llenos de risas y por ser mis grandes amigos. A Isis, Tania y Carmen por
brindarme su amistad desde el día que llegue y sin pensarlo nos convertimos en grandes
amigas, gracias porque siempre estuvieron al pendiente de mí. Gracias Ramiro, María,
Diosi, Liz, Procoro, Esteban, Ulises, Humbers, Fani, Gandy que hicieron cada uno de los
viajes inolvidables gracias a sus ocurrencias, porque siempre los llevare en un lugar que
nadie podrá borrar, el corazón, los admiro y quiero mucho, por eso y por ser personas gran
importantes para mi les deseo el mejor de los éxitos sin olvidarse que siempre podrán contar
conmigo. A mis amigos que no he terminado de mencionar pero que siempre han estado
pendiente durante este proyecto, los adoro y quiero que sepan que también va dedicado a
ustedes, a Yessenia, Ingrid, Alma, Yareli, Maricarmen.
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Elaboración de salsa de ciruela y mango…
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CONTENIDO
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................................................ ix
GLOSARIO ................................................................................................................................................ xii
RESUMEN ................................................................................................................................................ xiii
ABSTRACT .............................................................................................................................................. 14
1. - MARCO TEORICO ......................................................................................................................... 15
1.1. Cultivos de importancia económica en Guerrero ......................................................................... 15
1.1.1. Ciruela mexicana ....................................................................................................................... 16
1.1.2. Mango......................................................................................................................................... 17
1.2. Distribución y clasificación de ciruela mexicana ......................................................................... 18
1.2.1. Características botánicas y fenológicas. .................................................................................... 19
1.2.3. Diversidad de frutos y usos de ciruela mexicana ....................................................................... 20
1.3. Distribución y clasificación de Mango ......................................................................................... 21
1.3.1. Características botánicas y fenológicas del mango. .................................................................. 23
1.3.2. Diversidad de frutos y usos ........................................................................................................ 24
1.4. Importancia en México de la ciruela y mango ............................................................................. 25
1.5. Aprovechamiento de frutos ........................................................................................................... 26
1.5.1. Salsas picantes............................................................................................................................ 27
Importancia de Salmonella y estafilococos en alimentos ................................................................ 28
1.6. ANTECEDENTES ............................................................................................................................ 30
II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA ......................................................................................... 31
III. JUSTIFICACIÓN ............................................................................................................................ 32
IV.- OBJETIVOS .................................................................................................................................... 33
IV.1.- Objetivo General ...................................................................................................................... 33
IV.2.- Objetivos Específicos: .............................................................................................................. 33
V. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................................... 34
V.1. Diagrama de flujo ............................................................................................................................ 34
V.2. Material Biológico ........................................................................................................................ 35
V.3 Elaboración del producto con recetas Tradicionales .................................................................... 35
V.4 Análisis físico y químico en frutos y salsas. .................................................................................. 35
a. Frutos ........................................................................................................................................... 35
V.4.1.Caracterización física ............................................................................................................. 35
Rendimiento .................................................................................................................................... 36
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V.4.2. Caracterización química ........................................................................................................ 36
Solidos Solubles Totales (SST) ....................................................................................................... 36
pH ..................................................................................................................................................... 36
V.5. Elaboración del producto en apego a las normas de calidad. ..................................................... 37
V.5.1. Salsas ......................................................................................................................................... 38
Análisis físico – químico ................................................................................................................. 38
pH ..................................................................................................................................................... 38
SST ................................................................................................................................................... 38
Acidez Total Titulable .................................................................................................................... 38
Humedad ......................................................................................................................................... 38
Vitamina C ...................................................................................................................................... 38
V.5.1.1. Análisis Microbiológico .......................................................................................................... 39
Determinación de coliformes fecales .............................................................................................. 39
Determinación de mohos y levaduras. ........................................................................................... 39
Determinación de Salmonella. ........................................................................................................ 39
Determinación de Staphylococcus. ................................................................................................ 39
V.5.1.2. Análisis sensorial. ................................................................................................................... 40
V.5.1.3. Análisis estadístico. ................................................................................................................. 40
VI.- RESULTADOS Y DISCUSION ....................................................................................................... 41
VI.1. Frutos .......................................................................................................................................... 41
VI.2 Salsas............................................................................................................................................ 43
VI.2.2.- Salsa de mango ....................................................................................................................... 48
VI.2.3. Análisis sensorial ......................................................................................................................... 52
VII.- Conclusión .................................................................................................................................. 54
VIII. – BIBLIOGRAFÍA ..................................................................................................................... 55
IX.- ANEXOS ....................................................................................................................................... 60
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ÍNDICE DE FIGURAS
Página
Figura 1.- Datos estadísticos de producción de la ciruela en México durante el
periodo 2000 – 2010. Fuente SIAP, 2012.
16
Figura 2. Morfología de Spondias purpurea L. 20
Figura 3.- Distribución de Mangifera indica L 22
Figura 4.- Morfología de árbol, frutos y flores del mango (Mangifera indica L). 23
Figura 5.- Variedades de Mango en México 24
Figura 6.- Frutos de Mango criollo y Ciruela que se utilizaron para el análisis
físico- químico.
42
Fig.7.- En la imagen se muestra la placa testigo pasadas las 48 horas (izquierda) y
pasados 15 días almacenada en refrigeración (derecha). 46
Figura 8.- Placas de S2C. Se observa como fue disminuyendo la presencia de
colonas según la dilución. 10ˉ¹ a 10ˉ4
47
Figura 9.- Placas de agar Mac Conkey pasadas 24 h donde no muestra colonias de
Salmonella o alguna otra bacteria.
47
Figura 10.- Placas para determinación de Staphylococcus incubadas a 38 °C
durante 24 h.
48
Figura 11.- Salsas con presencia de hongos. De izquierda a derecha S1, S2 y S3. 50
Figura 12.- Nivel de preferencia en salsas de ciruela. 53
Figura 13 Nivel de preferencia en salsas de mango 53
Figura 14.- En el lado izquierdo se muestra como se pesó el fruto, posteriormente se
tomaron medidas a lo largo y ancho.
74
Figura 15.- Cada salsa se vacío en cuatro frascos de manera proporcional
dependiendo al análisis que se iba a someter, así mismo se etiquetaron para
posteriormente guardar en refrigeración a 27 °C.
75
Figura 16.- Del lado izquierdo las muestras por triplicado de cada salsa con 3 gotas
de fenolftaleína, al lado derecho las mismas muestras después de agregarle NaOH al
0.1 N.
75
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x
Figura 17.- Determinación de humedad en salsas. En la imagen se muestra la
apariencia viscosa que tenía la muestra antes de meterla a la estufa, en el lado
derecho después de sacarla de la estufa, la consistencia cambio al igual que el color.
76
Figura 18.- Técnica para la determinación de vitamina C. Del lado izquierdo
dilución de la muestra en un matraz aforado, del lado derecho muestra en tubo de
ensayo después de haberla metido en la centrifuga y agregándole 1 mL de agua
destilada.
76
Figura 19.- Técnica de vacío para la disminución de microorganismos en el producto,
salsas de ciruela.
77
Figura 20.- Salsas aditivo (abajo) y testigo (arriba) pasados 9 días desde su
elaboración guardadas a 27 °C. Como se observa aparentemente no presentan
ninguna anomalía.
77
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xi
ÍNDICE DE TABLAS Página
Tabla 1. Salsas de mango comerciales en México. Precios y atributos. 29
Tabla 2. Análisis físico y químico en frutos de ciruela (S. purpurea L) y mango (M.
indica L)
41
Tabla 3. Formulación de las salsas de ciruela. Elaboración el 09 de Julio del 2015. 43
Tabla 4. A continuación se muestran los valores obtenidos a partir de la salsa de
ciruela.
44
Tabla 5. Formulación de salsas de mango. Elaboración el 18 de Marzo del 2015. 45
Tabla 6. Análisis químico en muestras de salsas. 49
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GLOSARIO
1-MCP.- 1-Metilciclopropeno
AOAC.- Official Methods of Analysis (Métodos oficiales de análisis).
ATT.- Acidez total titulable.
CO2.- Dióxido de Carbono
HR.- Humedad relativa.
L*C*H*.- Luminosidad* Cromaticidad* Hiutz (Matiz).
mL.- Mililitros
msnm.- metros sobre el nivel del mar.
NaOH.- Hidróxido de sodio.
NMX.- Norma mexicana.
SC.-Salsa de ciruela
SM.- Salsa de mango
SST.- Solidos solubles totales.
UFC: Unidades Formadoras de Colonias.
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xiii
RESUMEN
En el presente trabajo se tiene como objetivo la elaboración de salsas de mango y ciruela que
contengan los atributos establecidos en las normas mexicanas e internacionales. A los productos
obtenidos se realizaron tres tipos de análisis; físico-químico (tamaño de frutos, rendimiento, color,
SST, pH, acidez y humedad), microbiológico, para la determinación de unidades formadoras de
colonias (UFC) de coliformes totales, mohos y levaduras, Staphylococcus y Salmonella para
corroborar que dicho producto cuenta con las medidas de inocuidad establecidas por la
normatividad mexicana y sensorial (nivel de agrado) utilizando una escala hedónica de 1 a 7. Se
recopilaron recetas tradicionales sobre la elaboración de salsa de ciruela y de mango, elaborando
tres productos de cada fruto. La caracterización fisicoquímica indica que los productos obtenidos
se apegan a la norma CODEX- STAN 160. El análisis microbiológico demostró que los productos
obtenidos presentaban valores de 1 a 3 UFC g (0/mL), los cuales se encuentran por debajo de los
marcados por la NMX-F-377- 1986 demostrando que los productos poseen adecuada calidad
microbiológica. Posteriormente se realizó el análisis sensorial. Mediante dicho análisis las salsas
que presentaron el mayor nivel de agrado fueron la S1C (ciruela), y S1M y S2M (mango).
Palabras clave: salsa, nivel de agrado, frutos
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ABSTRACT
With such work is aimed at developing mango and mexican plum sauces containing attributes
set in Mexican and international standards. The products obtained three types of analyzes
were performed; physicochemical ( fruit size , yield , color , TSS, pH , acidity and moisture
), microbiological , for determination of colony forming units (CFUs) of total coliforms ,
molds and yeasts, Staphylococcus and Salmonella to verify that said product It has safety
measures established by the Ministry of Health ( SSP ) and sensory ( pleasantness ) using a
hedonic scale of 1-7 .Traditional recipes for making mexican plum sauce and mango were
collected, developed three products of each fruit. The physicochemical characterization
indicates that the products obtained adhere to Codex in standard STAN 160. The
microbiological analysis showed that products obtained had values of 1-3 UFC g (0/mL),
which are below those set by NMX-F-377- 1986 showing that the products have adequate
microbiological quality. Finally, the sensory analysis of sauces, suggest that the highest level
of pleasure were the S1C (mexican plum) and S1M and S2M (mango).
Keywords : sauce, pleasantness , fruits
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1. - MARCO TEORICO
1.1. Cultivos de importancia económica en Guerrero
En Guerrero se ha dado especial atención a la producción de productos agrícolas, de especies
ganaderas, de acuacultura y pesca, como parte de la estrategia para fomentar el
fortalecimiento de algunas cadenas agroalimentarias, con objeto de impulsar el desarrollo
sustentable del sector. Con respecto a la producción agrícola, la estrategia va dirigida a
cultivos como maíz, mango, palma de coco, jamaica, ornamentales, café, aguacate y maguey
mezcal; estas cadenas destacan por su importancia económica y/o social (SIAP, 2011).
El estado cuenta con la mayor superficie sembrada de coco (51.8 %), seguido de Tabasco (17
%), Colima (14.8 %), Oaxaca (6.4 %) y Michoacán (5.4 %) (Toledo et al., 2003). Los valores
de producción en el estado son de 904, 693.3 millones de pesos, una producción de 163,
384.3 toneladas, teniendo un representativo del 71.7 % respecto al volumen de producción
total nacional (SIAP, 2011). La principal zona productora es la Costa Grande con 483 ha y
los costos de producción son variables dependiendo de la variedad y del cuidado que se le dé
a la plantación, dichos costos de producción van de entre 6 mil y 7, 000 pesos por hectárea
(Moyao, 2006), Según el SIAP en 2011 los valores de producción en el estado son de
47,843.4 millones de pesos, una producción de 3,777.6 toneladas, teniendo un representativo
del 73.2 % respecto al volumen de producción total nacional. La actividad económica de la
cadena de café en el estado de Guerrero se halla de manera fundamental en el sector primario
y se concentra principalmente en cuatro regiones Costa Grande, Costa Chica, Montaña y
Centro, de acuerdo a (CECAFE 2008). La producción total estatal de café representa el 2.4
% del PIB estatal del sector primario que incluye a la agricultura, ganadería y pesca, así como
el 0.13 % del PIB estatal en el año 2008 (SAGARPA, 2011). Los valores de producción en
el estado son de 233, 757.5 millones de pesos, una producción de 49,045.1 toneladas,
teniendo un representativo del 3.5 % respecto al volumen de producción total nacional
(SIAP, 2011).
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1.1.1. Ciruela mexicana
Dentro del país Spondias purpurea L. y S. mombin L. ocupan una superficie de cosecha de
12, 407 ha, producción de 56, 535 toneladas y un valor aproximado de 162, 058 pesos. Los
principales estados en donde se producen son Chiapas, Guerrero, Jalisco, Nayarit, Puebla,
Sinaloa y Veracruz (Molina & Córdova, 2006).
La superficie destinada para el cultivo de la ciruela, así como la superficie cosechada se
mantuvieron constantes durante 2000- 2010, reportándose un rendimiento promedio por
hectárea de 4.87 Ton. En cuanto a la producción se tuvo un ligero descenso durante el mismo
periodo, registrándose una tasa de crecimiento anual (TCMA) de – 1.16 % (SINAREFI,
2015).
Figura 1. Datos estadísticos de producción de la ciruela (S. purpurea L.) en México durante el
periodo 2000 – 2010. Fuente: SIAP, 2012.
De acuerdo a Maldonado-Astudillo et al., (2014), en el estado de Guerrero y Morelos existen
alrededor de 30 ecotipos de ciruela mexicana, lo que implica una gran diversidad de
fenotipos, sabores y atributos sensoriales. De estos, solo aproximadamente 20 ecotipos son
aprovechados, los restantes ecotipos no tienen usos alimentarios.
Un problema importante durante la época de producción es la sobre oferta y saturación del
mercado, lo cual afecta el precio y la comercialización del producto. De ahí que una estrategia
o alternativa viable es la transformación de los frutos en productos alimentarios con valor
agregado, los cuales permitan un mejor aprovechamiento de los recursos locales.
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La calidad del jocote en lo que se refiere a la cosecha, selección, clasificación y empaque
influye mucho en las ventas y los precios, por lo que las condiciones de cosecha y manejo
post-cosecha requieren de mucho cuidado y de mucha inocuidad. En términos generales los
productores no suelen comprender el impacto que tienen las técnicas de cosecha y manejo
post-cosecha en la calidad del producto en el mercado. La manipulación inadecuada, origina
disminuciones en el precio del fruto en el mercado y perjudica el prestigio de la empresa. Se
explora la posibilidad de comercializar a nivel internacional productos agroindustriales de
jocote transformado, también se evalúa la alternativa de comercializar semilla de jocote
(subproducto) como sustrato para plantas ornamentales, principalmente para orquídeas
(Castro et al., 2007).
1.1.2. Mango
La cadena productiva de mango (Mangifera indica L.) en Guerrero está formada por los
productores, empacadores rústicos, intermediarios (huerta a empaque), empacadores y
distribuidores. Existen alrededor de 7,000 productores, que cuentan con 23 mil hectáreas del
cultivo, con promedio de 3.28 hectáreas por productor, un promedio de población por
hectárea de 100 árboles y rendimiento de 8 t/ha. Los productores son en su mayoría de bajos
recursos, con diversas actividades productivas, con una producción diferenciada por
regiones, de acuerdo a condiciones de clima, suelo, tecnología, manejo y variedades: Manila
y criollo para mercado nacional y Ataulfo y petacones (como Haden, Irwing y Kent) para el
mercado internacional (Toledo et al., 2003).
En lo productivo, el rendimiento promedio es de 8 t/ha y se dan dos floraciones por año. Se
cuenta con riego por goteo en más de 300 ha que constituyen 300 unidades aproximadamente
que cuentan con tecnología media y alta. Existe un consejo Estatal del Mango (CEMANGO)
que reciben apoyos del gobierno federal y estatal (Alianza para el Campo). El ingreso de las
juntas de sanidad vegetal es de un 70 % que proviene de las aportaciones de los productores,
un 2 % de ayuda bancaria. Los gastos para el mantenimiento de los huertos provienen en un
98 % de recursos propios (Toledo et al., 2003).
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Las variedades de mango cultivadas en México son: Ataulfo, Haden, Keitt, Kent, Manila,
Tommy Atkins y criollos. Los estados con mayor producción anual en orden de importancia
son: Guerrero, Atoyac (246,232.46 t), Chiapas (164,561.22 t), Oaxaca (132,358.81 t), Nayarit
(106,201.04 t), Guerrero, Las vigas (90,952.99 t), Sinaloa (73,316.61 t) y Jalisco (69,077.19
t) (SIAP, 2014).
El estado de Guerrero el valor de producción es de 1, 100,070.32 miles de pesos lo que lo
ubica como primer productor de mango, seguido de Chiapas, Oaxaca, Nayarit, Sinaloa y
Jalisco. La destacada aportación en la producción nacional, implica que el cultivo del mango
tenga una importancia socioeconómica para Guerrero, ya que de esta actividad dependen
directamente alrededor de 7,000 productores rurales e indirectamente, proveedores y otras
personas que pueden emplear su mano de obra (RDS AC, 2003, citado por Noriega et al.,
2012).
Mientras que dentro del estado Tecpan de Galeana tiene el primer lugar en superficie
sembrada con 6,232.00 ha, una superficie de cosecha de 6, 147.00 ha, una producción de
118,636.51 t siendo un PMR de 4,768.52 pesos por tonelada y un valor de producción de
565,721.14 miles de pesos. Seguido de La Unión de Isidro Montes de Oca (43,827.37 t),
Cuajinicuilapa (31,477.00 t), Petatlán (25,481.22 t), Atoyac de Alvarez (24,355.20 t) y
Zihuatanejo (14,685.16 t) (SIAP, 2014).
Un problema similar que tiene este cultivo con relación a la ciruela mexicana, es el sub
aprovechamiento, bajos costos durante la época de producción, y saturación del mercado. Por
lo cual, la transformación de los frutos es una alternativa que puede ayudar a mejorar el
aprovechamiento.
1.2. Distribución y clasificación de ciruela mexicana
En México, la ciruela mexicana (S. purpurea) es un componente del estrato dominante de la
selva baja caducifolia y se encuentra distribuido en 21 entidades federativas tales como
Veracruz (Nava y Uscanga, 1979), Chiapas (Martínez y Peña, 1997), Jalisco y Colima
(Ramírez et al., 2008; Pimienta y Ramírez, 2003), Yucatán (Ruenes et al., 2010), Puebla
(Martínez, 1988), Nayarit (Montalvo et al., 2011), Morelos (Olmedo, 1993), Oaxaca (Pérez
et al., 2004), Michoacán (Segura, 2009) y Guerrero (Maldonado-Astudillo, 2014) en donde
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se reporta su presencia en los municipios de Tlapehuala, Cocula, Teloloapan,
Quechultenango, Acapulco, Iguala, Taxco, Juan R. Escudero y Tepecoacuilco.
Los frutos de S. purpurea L. es considerado un fruto exótico que crece en huertos familiares
pero con alto potencial comercial (Ramírez et al., 2008), debido a que es resistente a la sequía,
tiene bajo costo de producción y se adapta con normalidad a suelos pobres, delgados,
pedregosos y otras áreas marginales de escaso valor agrícola (Macía y Barfod, 2000). Hasta
el año 2006, ocupaba una superficie sembrada de 11 870 ha, con un volumen de producción
de 59 586 t y un rendimiento promedio nacional de 5 137 t/ha (Pérez et al., 2008); a pesar de
esto, en gran parte del país no tiene mucha importancia económica y, aunque existen algunas
huertas comerciales, es aún poca la atención que recibe por parte de productores y técnicos
(Baraona y Rivera, 1995).
Clasificación taxonómica
La ciruela mexicana se ubica taxonómicamente como se muestra a continuación (CONABIO,
1994):
Reino: Plantae
Orden: Sapindales
Familia: Anacardiaceae
Género: Spondias
Especie: S. purpurea L.
Nombres comunes: náhuatl: ateyaxocotl; castellano: jocote [México (Oaxaca), América
Central], ciruelo [México (Jalisco, Yucatán)]; inglés: hog plum (Conabio, 1994). Ciruela
mexicana, ciruela del país, ciruela de hueso, ciruela chiabal, ciruela agria, ciruela calentana,
hobo dorado, jocote de iguana, jocotillo, pitarrillo, abal (Avitia, et al., 2003).
1.2.1. Características botánicas y fenológicas.
El ciruelo es un árbol o arbusto caducifolio de 3 hasta 15 m de altura, con un diámetro a la
altura del pecho de hasta 80 cm. Sus hojas son alternas, pinnadas, de color verde amarillento,
de 10 a 20 cm de largo con 9 a 25 foliolos elípticos de 1.9 a 4 cm de largo con borde
ligeramente ondulado. Su tronco es corto que se ramifica desde 1 m de altura, la corteza
externa es de color gris plomo a moreno verdoso, a veces con fisuras irregulares y
protuberancias con textura de corcho pequeñas. Las flores son pequeñas de color rojo o
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rosado. Sus frutos son drupas de color rojo purpureo o amarillo, ovoide con pulpa de color
amarillo, jugosa y agridulce. Florece de febrero a mayo y su fructificación va desde Mayo a
Julio (CONABIO, 1994).
Se le puede encontrar en Bosque de Galería, Selva baja caducifolia, selva baja, como en
potreros, acahuales, huertos familiares y pastizales. En suelos pedregosos, someros,
aluviales, amarillo arcilloso y en las rocas calizas (CONABIO, 1994).
S. purpurea es una especie netamente tropical, aunque puede vivir en zonas subtropicales; el
frio le es perjudicial y solo resiste entre 4 y 8 °C por cortos periodos de tiempo. No requiere
de la acumulación de frio para brotar; la temperatura promedio anual deberá oscilar entre 20
y 29 °C, las mínimas extremas de 0 °C y máximas de 40 °C, en donde la diferencia entre los
meses más fríos y los más calientes no rebasen los 10 °C (Avitia et al., 2003).
1.2.3. Diversidad de frutos y usos de ciruela mexicana
En las variedades cultivadas en México se encuentra una diversidad enorme; sin embargo,
pudieran agruparse en al menos dos tipos o formas diferentes: Ciruelos que fructifican de
mayo a abril, y que son conocidos por León y Shaw (1990) como ciruelos de estación seca.
Sus frutos son pequeños, redondos a elipsoidales de 2.5 a 4 cm de largo, lisos, brillantes, con
Figura 2. Morfología de ciruela mexicana Spondias purpurea L.
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epicarpio amarillo, anaranjado a rojo intenso; con mesocarpio blando, amarillo, suculento,
dulce a ligeramente ácido. Cuando los frutos son verdes se asemejan a las aceitunas. La
mayor parte de los clones de este grupo crecen a bajas altitudes, entre 0 y 1200 m (Avitia et
al., 2003).
Ciruelos que fructifican de septiembre a diciembre, y que son conocidos por León y Shaw
(1990) como ciruelos de estación húmeda. Los frutos de estos ciruelos generalmente son más
grandes de 3.5 a 5 cm de largo, de color amarillo a rojo intenso o con diferentes tonalidades;
el epicarpio es liso y brillante, con protuberancias en el extremo apical, correspondientes a
las cicatrices de los estigmas. La mayor parte de los clones de este grupo crece en altitudes
de 800 a 2000 msnm (Avitia et al., 2003).
Los frutos maduros se consumen principalmente en fresco y se comercializan en los
principales mercados del país; en algunas regiones los frutos hierven y se conservan o se
deshidratan al sol (orejones) para su consumo posterior. En México, los frutos inmaduros se
le añaden a los frijoles y se hace atole, postres y salsa. También se utilizan en encurtidos con
vinagre y chiles. En el estado de Sinaloa se industrializa de diferentes formas como ciruela
pasa con o sin sal, ciruela negra y ciruela cristalina dulce (Chízmar et al., 2009).
Los frutos se consideran diuréticos y antiespasmódicos. La decocción del fruto se usa para
bañar heridas y curar ulceras en la boca. Con la fruta se prepara un jarabe para curar la diarrea
crónica. La decocción para la sarna, ulceras, disentería y para hinchazón causado por gas
intestinal en bebes. El jugo de las hojas frescas es un remedio para ulceras y la decocción de
las hojas o la corteza se usa para la fiebre (Jiménez, 1999).
1.3. Distribución y clasificación de Mango
El mango (Mangifera indica L) es originario de Asia, específicamente de la región Indo -
Birmánica, cultivándose en la India desde hace más de cuatro siglos. Este frutal fue
introducido a nuestro país a través de los españoles, en el año de 1779, quienes trajeron las
primeras variedades de las Islas Filipinas. Como en el caso de muchos otros productos
(plátano, limón, etc.), a pesar de no ser un cultivo nativo del continente americano ha llegado
a ocupar un lugar primordial (SEDER, 2010).
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Es un cultivo de clima tropical y subtropical, por lo que su distribución geográfica se
encuentra entre los Trópicos de Cáncer y Capricornio; las condiciones de clima que requiere
este frutal para un buen desarrollo y alta producción son: una época seca de por lo menos tres
meses antes de la floración; una temperatura óptima considerada entre los 24 y 27 °C y una
altura máxima de 600 metros; para su buen desarrollo se prefieren los suelos bien drenados,
profundos y fértiles. Por cada 120 metros de altura sobre el nivel del mar, hay un retraso en
la floración de 4 días, ocurriendo lo mismo por cada grado de latitud hacia el Norte o al Sur
del Ecuador (SEDER, 2010).
Figura 3.- Distribución de mango Mangifera indica L.
El género Mangifera comprende más o menos 50 especies nativas del sureste de Asia o las
islas circundantes, excepto una, M. africana que se encuentra en África. Solo tres especies
del grupo producen frutas comestibles; sin embargo, muchas de las otras especies pueden
tener valor potencial para fines de mejoramiento.
El mango se ubica taxonómicamente como se muestra a continuación
(http://herbariovirtualmgm.blogspot.mx/2009/11/el-mango-nombre-cientifico-
mangifera.html).
Reino: Plantae
Orden: Sapindales
Familia: Anacardiaceae
Género: Mangifera
Especie: M. indica L.
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1.3.1. Características botánicas y fenológicas del mango.
El mango es un árbol de tamaño mediano, de 10 a 30 m de altura. El tronco tiene una corteza
de color gris- café, con grietas longitudinales o surcos reticulados que a veces secretan gotitas
de resina. Las ramas son gruesas y robustas, hojas alternas, espaciadas irregularmente o a lo
largo de las ramas, de peciolo largo o corto, oblongo lanceolado, de color verde oscuro
brillante por arriba, verde- amarillento por abajo, de 2 a 10 cm de ancho y 10 a 40 cm de
largo. Su inflorescencia es muy ramificada y terminal, de aspecto piramidal, de 6 a 40 cm de
largo, de 3 a 25 cm de diámetro, las raqueas son de color rosado o morado, algunas veces
verde- amarillentas, redondeadas y densamente pubescentes o blancas peludas. Las flores son
polígamas, de 4 a 5 partes, se producen en las cimas densas o en las últimas ramas de la
inflorescencia, son de color verde- amarillento. El fruto es una drupa carnosa que puede
contener uno o más embriones. Generalmente los mangos poliembrionicos se utilizan como
patrones. Posee un mesocarpio comestible de diferente grosor según los cultiven y las
condiciones de cultivo, su forma es variable pero generalmente es ovoide-oblonga,
notoriamente aplanada, redondeada u obtusa a ambos extremos, de 4- 25 cm de largo y 1.5-
10 cm de grosor. El color puede variar entre verde, amarillo y diferentes tonalidades de rosa,
rojo y violeta (fig. 4). La cascara es gruesa, su semilla es ovoide, oblonga y alargada estando
cubierta por un endocarpio grueso y leñoso con una capa fibrosa externa, que se puede
extender dentro de la carne (http://herbariovirtualmgm.blogspot.mx/2009/11/el-mango-
nombre-cientifico-mangifera.html).
Figura 4.- Morfología de árbol, frutos y flores del mango
(M. indica L).
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1.3.2. Diversidad de frutos y usos
Existe gran número de variedades, alrededor de 500 en el mundo que se diferencian entre sí
por la zona de cultivo, el color de la piel, la pulpa, la variedad del sabor, el aroma del fruto y
el tamaño, entre otras características (SEDER, 2010).
En México se introdujo a finales del siglo XVIII, cuando el mango manila (carabao de
Filipinas) fue traído por los españoles en la Nao de China, desde Manila al Puerto de
Acapulco. Posteriormente a principios del siglo XIX se introdujeron mangos
monoembrionicos desde las Antillas a la Costa del golfo de México, diseminándose por la
región tropical del país. Los viveristas particulares introdujeron en 1950 germoplasmas de
algunos cultivares obteniéndose en Florida, EEUU, los cuales se distribuyeron en los estados
del Pacífico Centro y Norte y después por la Región tropical de México.
Estos cultivares fueron: Haden, Tommy Atkins, Kent, Keitt, Irwin y Zill; también llamados
como mangos “petacones” (SEDER, 2010).
.Figura 5.- Variedades de Mango con mayor comercialización en México.
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El mango se ha popularizado y comercializado para consumos domésticos y de exportación
(Anacafé, 2004). Se consume tanto como fruta fresca o deshidratada, jugos, helados, dulces,
mermeladas, conservas, salsas, etc. Industrialmente se procesa en pulpa, encurtidos y
productos congelados (SAGARPA, 2010).
1.4. Importancia en México de la ciruela y mango
La ciruela mexicana se cultiva en las zonas rurales de trópico seco de nuestro país, dado que
es una especie de utilización ancestral, la diversidad de conocimiento y genética se encuentra
a nivel de comunidades. En el estado de Guerrero las variedades silvestres son motivo de
colecta para autoconsumo y comercio local, se utilizan en la elaboración de platillos
regionales, con lo cual se atenúa el sabor agrio fuerte, característico de los tipos silvestres.
De las especies botánicas la mayor importancia por cultivo es S. purpurea, a ella
corresponden las variantes silvestres cuya variación genética es infinita, ya que se propagan
por semilla desarrollada en polinización libre, en tanto que las variantes cultivadas tienen
manifestaciones regionales en donde se incluye alrededor de una docena en cada una de ellas,
con características contrastantes, que dada su propagación asexual, en términos estrictos,
cada variedad es prácticamente un clon. Se distinguen dos que se prefieren debido a su sabor
dulce que son la cuernavaqueña y la costeña para el mercado local, regional y nacional, el
resto son de menor importancia (SNICS, 2009).
El mango es un frutal que a nivel mundial juega un importante papel económico y social. Es
considerado como una fruta altamente saludable, su elevado contenido de agua (81.7 %)
permite una agradable forma de hidratarse y representa además una importante fuente
nutritiva por su contenido de vitaminas y minerales (Stafford, 1983). Los carbohidratos, ácido
ascórbico, calcio, fibra y proteínas son compuestos adicionales que convierten a esta fruta en
la preferida para dietas bien balanceadas (Noriega et al., 2012).
El mango ocupa el segundo lugar en superficie sembrada entre las frutas de nuestro país y el
cuarto lugar por volumen de producción. Su participación en volumen y superficie producido
de frutales alcanzo en promedio 13.0 % y 9.4 %, respectivamente entre los años 2000-20009.
Esta fruta es una de las preferencias en nuestro país y en el mundo debido a su sabor y
nutrientes. La producción de mango se ha mantenido relativamente constante entre el año
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2000 y 2009. En el año 2009 se produjeron 1.51 millones de toneladas de mango en el país,
lo que representó una disminución de 12.1 % respecto al año anterior, en vista de que se
siniestró el 7.5 % de la superficie sembrada total. Sin embargo, cifras preliminares indican
que en 2010 la producción alcanzará 1.62 millones de toneladas lo cual implicaría un
incremento de 7.6 % respecto al 2009 (Financiera rural, 2010).
1.5. Aprovechamiento de frutos
En los últimos años se han buscado alternativas de producción agrícola sustentable que
permitan el aprovechamiento de los residuos agroindustriales. Recientemente se han
encontrado reportes sobre el uso de cáscaras de mango para la producción de biogás
(Mahadevaswamy & Venkataraman, 1990 y Madhukara et al., 1993), fuente de compuestos
bioactivos como polifenoles, carotenoides, vitaminas y fibra dietaria (Larrauri et al., 1997;
Ajila et al., 2007). Asimismo, se ha incorporado en alimentos como fuente de fibra (Ajila et
al., 2010) y evaluado su capacidad anticancerígena (Kim et al., 2009). Sin embargo, existe
poca información relacionada con el uso de cáscaras de mango como fuente de inductores de
enzimas industriales de la fermentación de hongos (Buenrostro et al., 2010).
Otro componente que puede ser aprovechado para la producción de diversos productos es la
almendra de la semilla de mango que contiene grandes cantidades de grasa y almidón. La
harina obtenida puede ser mezclada con la de trigo para la elaboración de productos de
panificación y galletería, mientras que el aceite que contiene la semilla podría usarse en
confitería, elaboración de chocolates, cosméticos e industriales de jabón. El aceite se obtiene
a partir de una extracción de la semilla seca y pulverizada de mango por el método de
sonicación, la cantidad de aceite puede ser del 7-20 % y los rendimientos de extracción del
12 al 50 % dependiendo de la variedad de mango. Las grasas y aceites obtenidos de diferentes
variedades de mango presentan índices de saponificación y de yodo, semejantes a los índices
de la manteca de cacao. El perfil de ácidos grasos es: oleico, esteárico, palmítico, linoléico,
linolénico y araquídico (Trejo, 2014).
Los frutos de ciruela en México son considerados como diuréticos y antiespasmódicos. Su
principal uso medicinal es en el tratamiento del salpullido, referido en los estados de Hidalgo,
Tabasco y Yucatán. Se hacen frotaciones de las hojas y la corteza, con aguardiente o se baten
con agua, para lavar las partes afectadas, o bien, la hoja se calienta en el comal y se aplica
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directamente sobre los granos. También se le utiliza, aunque sin especificar, contra el
algodoncillo, ronchas, sarampión, granos y clavillos. En padecimientos urinarios, como
diurético (V. mal de orín), contra cálculos renales (V. mal de piedra) y concentraciones de
ácido úrico. Contra fuegos en la boca, dolor de estómago y diarrea. En casos de bronquios,
molestias en la garganta; así como espasmos, hidropesía, en la purificación de la sangre y
fortalecimiento de la dentadura. Esta planta ha sido muy poco estudiada para conocer sus
acciones biológicas. Sólo se reporta la evaluación de la actividad antimicrobiana in vitro de
una tintura preparada con las hojas, la cual solamente mostró actividad frente a las bacterias
Gram positivas Bacillus subtilis y Staphylococcus aureusctus, habiendo dado resultados
negativos frente a las bacterias Gram negativas y la levadura Candida albicans.
(http://www.medicinatradicionalmexicana.unam.mx/monografia.php?l=3&t=ciruela&id=73
48 ).
1.5.1. Salsas picantes
Una salsa picante, es una salsa altamente especiada empleada frecuentemente como
condimento, y en algunos casos como salsa para mojar. En algunos países de las Antillas, a
las salsas picantes las suelen denominar ‘Pimienta’ (Tejedor, 2003). La mayoría de las salsas
son especialmente picantes, debido a la prominencia de los pimientos picantes en sus
ingredientes. Literalmente cientos de salsas existen, incluyendo las salsas de fruta picante.
En los Estados Unidos, la salsa se asemeja a una salsa de tomate picante de la salsa cruda
llamada México, y se usa principalmente como condimento (Tejedor, 2003).
Existen normas que rigen la calidad de productos elaborados con fines comerciales a nivel
nacional e internacional y dependiendo del fruto o el modo de elaboración que se le dé al
producto es la norma a utilizar. Algunos ejemplos son: NMX-F-377- 1966 para la elaboración
de salsa picante con productos regionales, CODEX- STAN 160s para elaboración de salsa
de mango. Dichas normas se conjuntan con otras más para llevar acabo el cumplimiento
establecido para que el producto sea inocuo.
La inocuidad de los alimentos puede definirse como el conjunto de condiciones y medidas
necesarias durante la producción, almacenamiento, distribución y preparación de los
alimentos para asegurar que una vez ingeridos no representen un riesgo apreciable para la
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salud. No se puede prescindir de la inocuidad de un alimento al examinar la calidad, dado
que la inocuidad es un aspecto de calidad. Todas las personas tienen derecho a que los
alimentos que consumen sean inocuos. Es decir que no contengan agentes físicos, químicos
o biológicos en niveles o de naturaleza, que pongan en peligro su salud. De esta manera se
concibe que la inocuidad como un atributo fundamental de la calidad (Salud Pública, 2013).
1.5.1.1Calidad microbiológica:
Importancia de Salmonella y estafilococos en alimentos
Salmonella es una bacteria que se libera al medio ambiente en las heces, propagándose de un
animal a otro. Puede sobrevivir y multiplicarse en materiales con los que está en contacto.
Puede llegar al alimento por contaminación fecal de las personas que manipulan los
alimentos, o al ser preparados sobre superficies contaminadas (Herrera et al., 2012).
Es común encontrar Salmonella en cremas, pasteles, merengues, tartas y otros productos
hechos con huevo sin cocinar. Alimentos cárnicos como pasteles de carne, salchichas curadas
pero crudas, derivados de carne de pollo y leche (Herrera et al., 2012; Madigan et al., 2009;
Murray et al., 2006).
La salmonelosis es una de las enfermedades transmitidas por los alimentos más comunes en
el mundo. Constituye un problema importante de salud pública y representa un costo
significativo en muchos países. Millones de casos en humanos se presentan en todo el mundo
cada año y la enfermedad resulta en miles de muertes (Herrera et al., 2012; OMS, 2005).
El uso del gas cloro en la purificación del agua, ha demostrado disminución de la incidencia
de fiebre tifoidea y otras enfermedades transmitidas por agua, por lo que la mayoría de las
enfermedades intestinales en los países desarrollados no se transmiten por agua sino por los
alimentos (Herrera et al., 2012; Madigan et al., 2009).
Staphylococcus aureus es una bacteria patógena que produce una toxina resistente al calor.
Habita principalmente en la mucosa nasal, con menor frecuencia en la nasofaringe y piel del
humano. En la mucosa nasal el microorganismo habita de manera natural sin causar
enfermedad, en la nasofaringe produce infecciones como faringitis, sinusitis o gripe (Esteban
et al., 2012). El periodo de incubación oscila entre 30 min y 6 horas, se presenta nausea,
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vómito, dolor abdominal y diarrea. El período de incubación y la sintomatología dependen
de la cantidad de toxina ingerida y de la susceptibilidad del individuo. Los alimentos
perecederos que se identifican con mayor frecuencia en los brotes de intoxicación, consisten
en jamón, salchichas, productos de pastelería, alimentos cocinados a base de carne de pollo,
pavo y res, en los productos lácteos principalmente los quesos frescos, en el huevo y diversas
ensaladas (Esteban et al., 2012; Fernández, 2008).
En México existen empresas que comercializan salsas de mango; no obstante, ninguna de
ellas es elaborada en el estado de Guerrero. A continuación se muestran algunas de ellas:
Tabla 1. Salsas de mango comerciales en México. Precios y atributos.
Empresa Lugar de Producción Atributos Precio
San Miguel Cd. de México Salsa a base de chile habanero, mango y condimentos.
Envase de 354 mL $ 52 pesos.
Salsas Gourmet Xihutl
San Luis Potosí, México.
Salsa a base de chile jalapeño, mango y condimentos.
Envase de 250 mL $ 50.
Orgánicos piquito
Chiapas Salsa de mango ataulfo orgánico y chile habanero.
Envase de 250 mL $ 70.
Salsa Gourmet Tabasco, México. Mango y chile habanero Envase de 250 mL $ 70.
En los mercados nacionales solo se encuentran salsas de ciruela pasa (Prunus sp.); sin
embargo, a base de ciruela mexicana aún no se encuentra de manera comercial en los
mercados.
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1.6. ANTECEDENTES
A continuación se muestran algunos trabajos de investigación en donde han transformado
frutos locales en salsas con calidad comercial.
Cedeño, 2011. Elaboró una salsa picante de carambola (Averrhoa carambola) utilizando fécula
de maíz y de yuca como espesantes naturales. La salsa con mayor aceptabilidad tuvo una
dosificación de 0.75 % de fécula de maíz, registrando los mejores atributos de sabor, color, olor,
textura y calidad general. Los parámetros físico-químicos se estimaron dentro de la Norma
Mexicana para Salsas Picantes, NMX-F-377- 1986. Lugar: Calceta, Ecuador
Trujillo y Romero, 2012. Elaboraron una salsa picante de cocona (Solanum sessiliflorum
Dunal), a la cual le realizaron un análisis fisicoquímico, microbiológico y sensorial, siguiendo
los criterios de la norma sanitaria e inocuidad de alimentos y bebidas de consumo humano R.M
N° 615- 2003 SA/DM. Se obtuvo como resultado que la salsa realizada con la variedad de
cocona ovalada fue la de mejor aceptación. Lugar: Tingo María, Perú.
Pereyda-Hernández et al., 2015. Elaboraron una salsa con frutos de ciruela en apego a normas
de calidad obteniendo mediante las pruebas químicas que dicho producto se encontraba dentro
de la norma ya que los valores estaban dentro del rango establecido. Mientras que en análisis
sensorial el producto se calificó con aceptación moderada (4), donde el componente de
apariencia fue el mejor evaluado (5). Guerrero, México.
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II. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Dada la alta producción y sub aprovechamiento de mango y ciruela en el estado de Guerrero,
¿Es viable transformar frutos de mango y ciruela en productos alimentarios con calidad
comercial?.
A nivel local existe gran pérdida de los frutos debido al mal manejo poscosecha que se le da
y a que no se cuenta con el conocimiento suficiente. Se considera que al implementar
alternativas para su uso en el aprovechamiento de productos alimenticios dichas perdidas
serian mínimas y se estaría impulsando a crear nuevas sensaciones a consumidores en la
elaboración de productos regionales, como la elaboración de mermeladas, salsas, dulces,
entre otros. Por ello al aprovechar dichos frutos no solo se estaría innovando, si no también
se estaría aprovechando gran cantidad de materia prima, y a su vez impulsando la economía
de productores y comerciantes en las localidades que se dediquen a la producción de estos
frutos.
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III. JUSTIFICACIÓN
En México las salsas se utilizan para el acompañamiento de comidas, porque confieren un
sabor distintivo a cada platillo, motivo por el cual existen tipos distintos, entre ellas las
elaboradas a base de frutas como la salsa de ciruela, tamarindo, carambola y mango, esto solo
por mencionar algunas. En Guerrero no se le ha dado la suficiente importancia social y
económica a la producción, promoción y exportación de productos elaborados a base de
frutas regionales, tampoco se ha determinado el correspondiente manejo postcosecha como
un alternativa para su aprovechamiento en el estado.
Tal es el caso del mango criollo, ya que se tienen grandes pérdidas del fruto debido a que al
momento de llegar a su madurez este comienza a desprenderse del árbol y los productores en
la gran mayoría de los casos suelen no recogerlos dejando suelos llenos del fruto
desaprovechando en gran parte la cosecha sin buscar una alternativa de aprovechamiento lo
que podría ayudar a impulsar la economía en el estado y comenzar a implementar alternativas
para la elaboración de nuevos productos a base de ellos. Por ello es que la comercialización
de estos productos se ve restringida a niveles locales para su autoconsumo, disminuyendo las
posibilidades de que la calidad del fruto y sus derivados sean reconocidos en el mercado
nacional e internacional.
El Estado cuenta con una salsa de mango; sin embargo, solo se vende a niveles locales ya
que en algunos municipios del estado no se conoce que exista dicho producto, si no, solo para
autoconsumo y no existe un producto que muestre la calidad de los frutos en la elaboración
de la salsa a nivel comercial.
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IV.- OBJETIVOS
IV.1.- Objetivo General
Elaboración de salsas de ciruela mexicana y mango en apego a normas mexicanas e
internacionales como alternativa de manejo poscosecha.
IV.2.- Objetivos Específicos:
Elaborar tres salsas de mango y tres de ciruela empleando recetas tradicionales.
Determinar las propiedades físicas (color, tamaño, rendimiento) y químicas
(Humedad, ATT, SST, pH) de los frutos.
Determinar las propiedades físicas (color), químicas (Humedad, ATT, SST, pH) y
microbiológicas de las salsas elaboradas.
Determinar el grado de preferencia de los productos elaborados, mediante un análisis
sensorial.
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V. MATERIALES Y MÉTODOS
V.1. Diagrama de flujo
Análisis sensorial
Nivel de agrado
Análisis microbiológico
Mohos y levaduras
Coliformes totales
Bacterias
Análisis físico
Color
Rendimiento
Discusión
Conclusión
Resultados
Análisis químico
Humedad
ATT
SST
pH
Vitamina C
Obtención de frutos:
ciruela y mango
Análisis físico- químico
Humedad
ATT
SST
PH
Color
Rendimiento
Tamaño
Apego a las normas de
calidad
Elaboración de salsas
Recetas tradicionales:
S1, S2 y S3
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V.2. Material Biológico
Se utilizaron frutos maduros de ciruela mexicana (S. purpurea L) ecotipo ‘cuernavaqueña’ y
mango (M. indica L.) var. ‘criollo’. Ambos frutos en estado maduro, los cuales fueron
adquiridos en el mercado de Chilpancingo y Taxco de Alarcón, Gro., durante su temporada,
seleccionando los de mejor aspecto físico, tomando en cuenta el color, forma y olor.
Posteriormente se transportaron al laboratorio en contenderos plásticos con tapa a
temperatura ambiente. Después de 12 h de reposo se procesaron.
V.3 Elaboración del producto con recetas Tradicionales
Para definir el protocolo de elaboración de salsas, se recabó información de recetas
tradicionales, que indican métodos distintos y diferentes condimentos en su preparación para
cada una de ellas. Cabe mencionar que se hicieron los ajustes correspondientes para una
utilizar una cantidad suficiente para dichos análisis (anexo 1), posteriormente se envasaron
en frascos de 250 mL previamente esterilizados, para el caso de salsa de ciruela se hizo la
técnica de vacío (anexo 2). Una vez que se tuvieron las recetas, se hizo la preparación del
material de cristal donde se iba a guardar el producto. Se lavaron los frascos con tapa de
rosca, se taparon dejando un poco floja la tapa, se envolvieron en papel destrasa, se
esterilizaron en autoclave durante 15 minutos a una temperatura de 121 °C, se dejaron enfriar
y guardaron en una caja de cartón.
V.4 Análisis físico y químico en frutos y salsas.
a. Frutos
Para la determinación de propiedades físicas y químicas en frutos, primero se lavaron con
agua y jabón. Una vez lavados, se pusieron a secar para después usarlos. Se eligieron solo 7
ejemplares que se numeraron del 1 al 7 para posteriormente realizar la medición de color,
tamaño y rendimiento.
V.4.1.Caracterización física
Las características físicas (morfología, tamaño y peso) de los frutos fueron evaluadas. En la
morfología se describen la forma y apariencia externa de los frutos. Mediante el empleo de
un vernier (Surtek) se determinó diámetro longitudinal (DL) y diámetro transversal (DT) de
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10 frutos. También mediante el empleo de una balanza de precisión (Ohaus) se determinó el
peso promedio de 10 frutos. Para la determinación de color se utilizó un espectrofotómetro
Xrite mod. Ci62, ajustando a la escala L*C*H, posteriormente se tomó el fruto y se puso
sobre la parte frontal en donde tenía la numeración y presiono un poco para tomar lectura, se
esperó un par de segundos y finalmente se anotaron los valores. Se realizó el mismo proceso
para cada ejemplar, tanto en la parte frontal como en la basal.
Rendimiento
El rendimiento de la porción comestible fue estimado como el cociente del peso del
mesocarpio (porción comestible), dividido entre el peso del fruto entero y multiplicados por
cien (Medina, 2013).
𝑅𝑒𝑛𝑑𝑖𝑚𝑖𝑒𝑛𝑡𝑜 𝑐𝑜𝑚𝑒𝑠𝑡𝑖𝑏𝑙𝑒 (%) =𝑃𝑜𝑟𝑐𝑖ó𝑛 𝑐𝑜𝑚𝑒𝑠𝑡𝑖𝑏𝑙𝑒𝑚𝑒𝑠𝑜𝑐𝑎𝑟𝑝𝑖𝑜(𝑔)
𝑃𝑒𝑠𝑜𝑓𝑟𝑢𝑡𝑜 𝑒𝑛𝑡𝑒𝑟𝑜(𝑔)× 100
V.4.2. Caracterización química
Solidos Solubles Totales (SST)
Se pesó 1 g de muestra en un vaso de precipitados de 100 mL y se diluyó en 50 mL de agua,
una vez obtenida la solución se puso una gota en el refractómetro después de calibrar, se
tomó lectura y se repitió cada uno de los pasos para cada muestra de salsa.
pH
En la misma solución obtenida para la determinación de solidos solubles se utilizó para medir
pH. Primeramente se calibro el potenciómetro con búfer de 4.1 y 7.1, una vez listo se enjuago
con agua destilada y se puso en la muestra, se dejó por aproximadamente 1 min y se anotó el
valor una vez que este se mantuvo estable por 10 s. Se repitió nuevamente en cada una de las
muestras, cada vez que se utilizaba se enjuagaba con agua destilada.
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Acidez Total Titulable (ATT).
Se tomó una muestra de 5 g que posteriormente se agregaron a un matraz Erlenmeyer
diluyendo en agua destilada, se le agregaron dos gotas de fenolftaleína para poder hacer la
titulación, enseguida se agregó NaOH al 0.1 N hasta ver un color rosa durante 3 segundos,
ver anexo 3.
V.5. Elaboración del producto en apego a las normas de calidad.
En apego a la norma del CODEX para la salsa picante de mango CODEX STAN 160-1987
se llevó a cabo la realización de la salsa seleccionada después de la evaluación del análisis
sensorial piloto.
Criterios de calidad de acuerdo a la Norma:
Color: el producto deberá tener el color normal característico de la salsa picante de
mango.
Sabor: Deberá tener el sabor y el olor característicos de la salsa de mango, y estar
exento de sabores u olores extraños al producto.
Consistencia: el producto deberá poseer una buena consistencia y hallarse
razonablemente exento de materias fibrosas. Los trozos de fruta deberán poseer un
tejido razonablemente tierno.
Cenizas: la ceniza total y la ceniza insoluble en ácido clorhídrico no deberán superar
el 5 % m/m y el 0,5 % m/m respectivamente.
Defectos: El número, tamaño y presencia de defectos, tales como semillas o partículas
de las mismas, pieles o cualesquiera otras materias extrañas, no deberán ser tales que
repercutan seriamente en el aspecto o comestibilidad del producto.
En apego a la norma NMX-F-377-1986 Alimentos regionales. Salsas picantes envasadas
debe cumplir con las siguientes especificaciones:
Color: Característico de la variedad de chile o mezcla de chiles empleados.
Olor: Característico de la variedad de chiles o mezcla de chiles empleados.
Sabor: Picante característico de la variedad de chiles o mezcla de chiles empleados.
Consistencia: Fluida, semifluida o viscosa.
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El producto objeto de esta Norma no debe contener microorganismos patógenos, toxinas
microbianas, que puedan afectar la salud del consumidor o provocar deterioro del producto,
según disposiciones que establezca la Secretaría de Salud.
V.5.1. Salsas
Análisis físico – químico
Para la determinación de los Sólidos Solubles, pH, Humedad, Acidez Titulable, Vitamina C,
se utilizaron los métodos oficiales por la AOAC de las normas mexicanas.
pH
Se calibro el potenciómetro para leer un pH de 4- 6, una vez de dicho proceso se colocó en
una dilución de 1 g de muestra en 50 mL de agua, se dejó reposar para tomar lectura durante
1 min y se anotó el valor. Se repitió el mismo paso para cada una de las muestras.
SST
Se realizó mediante el método de prueba para la determinación de solidos solubles por lectura
refractométrica en productos elaborados de frutas según NMX- F- 112- 197 (Anexo 3).
Acidez Total Titulable
La determinación de acidez se hizo mediante el método de titulación usando agua caliente
para la preparación de muestras y se siguió el procedimiento según el anexo 3. Antes de
utilizar la técnica se prepararon 100 mL de NaOH al 0.1 N y Fenolftaleína al 0.5 % en etanol
al 90 %.
Humedad
Mediante la técnica de peso en seco para los recipientes a utilizar y secado en estufa de la
muestra se realizó la determinación de humedad según el anexo 4.
Vitamina C
La medición de ácido ascórbico se hizo con ácido clorhídrico (HCl) a 1 M tomando lectura
por espectrofotometría según la técnica en el anexo 5.
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V.5.1.1. Análisis Microbiológico
Antes de iniciar dichos análisis se esterilizaron todos los materiales utilizados en cada
determinación. La cristalería se lavó con jabón neutro y agua de la llave, después se enjuago
con agua destilada para eliminar los residuos que quedaran del agua de llave. Posteriormente
se envolvieron en papel destrasa de uno por uno y se esterilizaron a 121 °C durante 15
minutos. Cabe mencionar que dicho proceso se hizo el mismo día en que se realizaron las
determinaciones, con la finalidad de reducir al máximo posibles contaminaciones del
producto y diluciones preparadas, incrementar eficiencia y confiabilidad de los resultados
esperados. Tales precauciones redujeron el riesgo de tener colonias fúngicas por
contaminación cruzada. En las rutinas de trabajo en laboratorio se utilizaron guantes, cubre
bocas, cofia, bata y mecheros.
Determinación de coliformes fecales
Se realizó por cuenta en placa, con agar bilis rojo violeta, empleando 1 mL de la dilución 10-
4 de muestra diluida con solución amortiguadora, en base al método de coliformes fecales en
alimentos, según la NMX- 113- SSA1-1994 (anexo 6).
Determinación de mohos y levaduras.
Para determinar presencia de mohos y levaduras en las salsas preservadas se hizo una cuenta
en placas, utilizando agar papa dextrosa como se indica en la norma NMX-111-SSA1-1994
(anexo 7).
Determinación de Salmonella.
La determinación para ver la presencia de Salmonella en las salsas se realizó mediante la
elaboración de placas con agar Mac Conkey utilizando una dilución de 10-4 (anexo 8).
Determinación de Staphylococcus.
Para ver si había presencia de Staphylococcus se hizo una dilución de 10-4 que
posteriormente se agregó a una caja Petri para luego vaciar agar No.110, se incubaron a 24h
a una temperatura de 38 °C (anexo 8).
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V.5.1.2. Análisis sensorial.
La evaluación sensorial se realizó con un grupo de 30 panelistas no entrenados, todos ellos
estudiantes de licenciatura de la Unidad Académica de Ciencias Químico Biológicas
(UACQB-UAGro). La prueba hedónica consistio en el nivel de agrado emitido por
panelistas, en base a los atributos en aroma, sabor, apariencia, consistencia y aceptación
general en escala de 1 a 7, donde 1 fue igual a me desagrada mucho y 7 igual a me gusta
mucho.
V.5.1.3. Análisis estadístico.
Los resultados de la caracterización fisicoquímica de las salsas fueron reportados como el
promedio de 5 repeticiones. Se realizó una prueba de ANOVA usando el paquete estadístico
SPSS ver. 15
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VI.- RESULTADOS Y DISCUSION
VI.1. Frutos
Se caracterizaron los frutos antes de la elaboración de las salsas. En la tabla 2 se muestra el
análisis físico y químico realizado a los frutos que se utilizaron en la elaboración de las salsas.
Tabla 2.- Análisis físico y químico de frutos de mango (Mangifera indica L.) y ciruela
mexicana (Spondias purpurea L.) del estado de Guerrero
Parámetros Frutos
Mango Ciruela
Tamaño (mm) DL 81 ± 7.6
DT 55 ± 4.7
DL 40 ± 1.6
DT 27 ± 1.2
Rendimiento (%) 55.84 ± 0.05 34.54 ± 0.04
Color
L* 55,59
C* 40,30
H* 80,43
L* 56,41
C* 51,58
H* 74,98
SST (°Brix) 3 ± 0.07 1.4 ± 0.07
ATT (%) 0.1 ± 0.02 0.79± 0.01
pH 2.5 ± 0.3 3 ± 0.4
Humedad (%) 81 ± 0.25 80 ± 1
Nota. Datos promedio de 5 repeticiones ± desviación estándar.
En el caso del mango, los frutos presentaron forma ovoide, coloraciones de amarillo a tonos
anaranjados, mientras que para ciruela predominaron los tonos amarillos. Como se muestra
en la anterior tabla, el aprovechamiento de la pulpa de mango es poco menos del 50 % del
fruto, mientras que para ciruela es del 34.5 %. La ciruela a pesar de llegar a su maduración
los frutos fueron ácidos, posiblemente porque fueron cortados del árbol demasiado temprano;
es decir, estaban demasiado verdes evitando la producción de azúcares.
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Caso contrario fue con el mango ya que el fruto adquirió propiedades similares al haberse
madurado en el árbol, esto debido a que se cortó en estado medio maduro (atenqui). Los
frutos tuvieron tonalidades amarillo- anaranjadas, los SST fueron de 2 a 3.5 °Brix y un pH
<3, obteniendo frutos dulces apropiados para la elaboración de productos alimenticios, sin
necesidad de agregar azucares artificiales para sustituir dicho sabor.
Figura 6.- Frutos de Mango var. ‘criollo’ y Ciruela ‘cuernavaqueña’ que se utilizaron para el
análisis físico- químico.
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VI.2 Salsas
Para la elaboración de las salsas se realizaron ajustes en la proporción de cantidades, esto
para obtener la cantidad requerida para hacer cada una de las pruebas.
VI.2.1. Salsa de ciruela
Tabla 3. Formulación de las salsas de ciruela. Elaboración de salsas (09 de Julio del 2015).
SALSAS FORMULACIÓN
S1C Piloncillo, ajo, ciruela madura, chile, sal y agua
S2C Ciruela madura, epazote, sal, chile, agua
S3C Ciruela madura, cebolla, tomate, ajo, sal, chile y knorsuiza®
Las salsas se guardaron en frascos de tapa rosca previamente esterilizados, cada salsa se
dividió en tres partes, dos para utilizar en el análisis microbiológico; una como testigo y otra
con conservador, siendo este, el Benzoato de sodio como lo marca la CODEX- STAN 160:
250 mg/ kg. Se pesó cada muestra y conforme al peso se agregó la cantidad indicada por la
norma. Posteriormente se hizo el vacío a los tres bloques de salsa para tener mayor eficiencia
en los análisis microbiológicos. Se guardaron en refrigeración las salsas testigo y aquellas
con aditivo, utilizando el bloque restante para el análisis físico- químico.
Las salsas mostraron tonalidades amarillas un poco opacas, esto pudiendo ser por los
condimentos agregados y compuestos orgánicos formados o modificados por los frutos
durante el tiempo en que fueron hervidos, procedimiento previo a la preparación de las salsas.
Sin embargo el amarillo es característico de la pulpa del fruto. Los sólidos solubles
determinados en los productos elaborados, se encontraron dentro delos valores indicados de
la CODEX STAN, sin embargo, la salsa de ciruela (S2C) que registro un valor de 3.5, es la
que mejor cumple con lo establecido en la norma mexicana, en tanto que para acidez, todas
registraron valore menores a 1.
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Tabla 4.- Caracterización física y química de la salsa elaborada a base de ciruela mexicana.
Atributos S1C S2C S3C Ref. CODEX
STAN 160
Ref. NMX-F-
377
Color
L* 16,60
C* 17,16
H* 78,48
L* 19,42
C* 20,58
H* 78,44
L* 17,64
C* 17,60
H* 83,05
----
----
SST (°Brix) 2.5 3.5 2 <50% m/m 4 – 30
pH 3.1 2.9 3.5 < 4.6 2.8 – 4
ATT (% ácido
cítrico) 0.39 0.073 0.42 ---- 1 - 4.5
Humedad (%) 72 82 87 ---- ----
Vitamina C
(mg/ 100 g) 6.90 ± 0 7.88 ± 5 19.87 ± 8 ---- ----
Nota. Datos promedio de 5 repeticiones ± desviación estándar.
En cuanto al pH, las salsas presentaron valores en el rango de aceptabilidad en ambas normas,
ya que como valor máximo para que los productos sean aceptables es de 4.6 y las mediciones
marcaron valores máximos de 3.5. La humedad obtuvo valores para S1C de 72 % , siendo
la de menor contenido, resultando innecesario agregar agua para que pudieran integrarse los
demás condimentos, mientras que S3C fue la que presento mayor porcentaje con 87 %,
debido a que ya que los condimentos fue el tomate y este absorbió mayor humedad al
momento de ser hervido.
Para determinar vida de anaquel en refrigeración del producto, se monitoreo cada tercer día
hasta llegar a observar la presencia de algún hongo o que dichos productos comenzaran a
presentar déficit en su calidad, en el cual llego a ser de 15 días. Cabe mencionar que cuando
se realizó una prueba piloto, en la cual no se realizó el vacío a los productos y solo se
pusieron en refrigeración por el mismo periodo de tiempo, la salsa 3 (S3C) presento la mayor
cobertura superficial por hongos, seguida de la S2C, siendo los tratamientos que
representaron mayores pérdidas. En este sentido, el contenido de humedad y pH (3.5) en el
producto, pudieron ser los factores que favorecieron en mayor grado la presencia de
contaminantes. La S1C aparentemente no presento ningún hongo. La S2C tuvo el valor más
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alto en °Brix en comparación a las otras dos, equivalente a mayor contenido de azucares, que
posiblemente redujeron su durabilidad y conservación. Referente a Vitamina C la salsa S2C
obtuvo la mayor cantidad con 7.88 mg/100 g de muestra, pero S3C registro 19.87 mg/100 g,
que representaba más del doble de la S2C.
Adicionalmente se preparó muestra suficiente de cada una de las salsas para la determinación
de coliformes totales, así como para mohos y levaduras. Cada muestra se analizó por
duplicado, colocando en cada submuestra en frasco previamente esterilizado; una submuestra
se dejó como testigo y en la otra se incorporó benzoato de sodio como aditivo. Los frascos
portadores de las submuestras se guardaron en refrigeración durante 9 días. Transcurrido el
tiempo establecido, los frascos se sacaron de refrigeración y realizaron determinaciones de
coliformes totales, sembrando 1 mL de solución previamente preparada con 10 g de muestra
en 90 mL de solución amortiguadora de fosfatos con un pH de 7.2 (anexo 6). Posteriormente,
las placas se monitorearon durante las próximas 24, 48 y 72 h para registrar el crecimiento
bacteriano.
Tomando como referencia las 48 h desde su posterior siembra y mediante la NOM- 113-
SSA1- 1994 para determinación de coliformes totales se realizaron los cálculos
correspondientes, obteniéndose mayor presencia de colonias en las salsas testigo, así como
en las que tenían aditivo, tal como se muestra a continuación:
Coliformes totales en placas de agar bilis rojo violeta, incubadas a 48 ± 2 h a 35 °C:
S1Testigo.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.
S2Testigo.- 1: 10-4 UFC/g (0/mL) de muestra.
S3Tetigo.- 1: 10ˉ¹ UFC/g (0/mL) de muestra.
S1Conservador.- 1:10-4 UFC/g (0/mL) de muestra.
S2Conservador- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.
S3Conservador. 0 UFC/g (0/mL) de muestra.
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Al momento de llevar a cabo el proceso de vacío en los productos garantiza la disminución
de microorganismo que puedan dañar las salsas, esto se observó en los valores obtenidos ya
que en comparación con las salsas testigo a pesar de que en esta solo hubo presencia de una
colonia fue similar a las que se les agrego conservador. Sin embargo, permitió la formación
de otras colonias que no fueron coliformes, con un registro máximo de dos colonias.
Sin embargo, en la placa testigo de agar pasadas las 48 h no presentaron ninguna colonia.
Con el paso del tiempo en refrigeración apareció un hongo, esto pudo ser por las esporas
atrapadas dentro de la placa, no pudo observarse la presencia del hongo desde un principio
debido a que al momento de incubar se pusieron en posición invertida, lo cual al mover dicha
caja para hacer la revisión pudieron caer las esporas atrapadas dentro de esta y contaminar la
placa.
También se presentaron dichas colonias en algunas placas pasados quince días guardadas en
refrigeración. No se registraron mohos y levaduras todas las placas sembradas con diluciones
de las muestras de S1C y S3C pasadas las 24 h, lo cual cumple con lo establecido en la norma.
Sin embargo, todas las diluciones estudiadas de la S2C, presentaron colonias de hongo,
probablemente debido a una contaminación cruzada, ya que al momento de hacer el vacío, el
frasco de dicha salsa se quebró y se volvió a utilizar un frasco estéril, pero a pesar reponer
parte del procedimiento que indica la técnica pudo ocurrir la contaminación, proyectándose
Figura 7.- En la imagen se muestra la placa testigo pasadas las 48
horas (izquierda) y pasados 15 días almacenada en refrigeración
(derecha).
A
A
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en los resultados, ya que la salsa testigo de S2 no mostro ninguna colonia de mohos o
levaduras.
Para tener mayor factibilidad del producto se utilizó la última dilución de cada muestra (10ˉ4)
para descartar la posibilidad de que el producto tuviera Salmonella y Estafilococos, en los
cuales se utilizó agar Mac Conkey y Estafilococos No. 110 (ver anexo 8: preparación de
agares). Teniendo como resultados en todas las muestras negativo (-), ya que no hubo
presencia de colonias, lo cual hace más factible que las salsas al ser expuestas al análisis
sensorial no tengan consecuencias no deseables en los comensales.
Figura 8.- Placas de S2C. Se observa como fue disminuyendo la
presencia de colonas según la dilución. 10ˉ¹ a 10ˉ4
Figura 9.- Placas de agar Mac Conkey pasadas 24 h después de
la siembra, sin detección de colonias de Salmonella o alguna
otra bacteria.
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El mismo resultado se registró al momento de revisar las placas para Estafilococos con agar
No. 110, pasadas 24 h; después de su revisión se guardaron en refrigeración durante una
semana. A pesar de que pudieron presentar contaminación cruzada no hubo presencia de
estas.
VI.2.2.- Salsa de mango
Para la elaboración de estas salsas se utilizaron las recetas indicadas para una salsa de ciruela,
haciendo los ajustes correspondientes en la proporción de cantidades, esto para obtener la
cantidad que se requería para hacer cada una de las pruebas.
Tabla 5.- Formulación de las salsas de mango. Elaboración de salsas (18 de Marzo del 2015).
Salsas Formulación
S1M Piloncillo, ajo, pulpa, chile, sal y agua
S2M pulpa, chile y sal
S3M Pulpa, cebolla, tomate, ajo, sal, chile y knor suiza®
Se utilizó una licuadora para que todos los ingredientes se integraran bien en la salsa y
cumplir con los aspectos que cuenta una salsa comercial, esto a pesar de que una de las recetas
mencionaba que tenía que ser en molcajete o mortero. Las tres salsas se prepararon y
Figura 10.- Placas de agar No. 110 incubadas a 38 °C durante 24
h, para determinación de Staphylococcus.
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envasaron en frascos con su respectiva etiqueta, indicando en qué tipo de análisis se
ocuparían, posteriormente se guardaron en refrigeración a 27 °C.
Tabla.6- Análisis químico en muestras de salsas de mango.
S1M
S2M
S3M
Ref. CODEX
STAN 160 Ref. NMX-F- 377
Color
L* 16,12
C* 9,98
H* 83,59
L* 21,05
C* 19,23
H* 78,24
L* 17,55
C* 8,54
H* 83,89
----
----
SST (°Brix) 2 1 1 <50% m/m 4 – 30
pH 6.2 5.2 4.8 < 4.6 2.8 – 4
ATT (% ác. Cítrico) 0.61 0.064 0.11 ---- 1 - 4.5
Humedad (%) 89 88 88 ---- ----
Vitamina C (mg/
100g de muestra)
30.80 ±
3.26
39.43 ±
1.23 6.16 ± 1.23 ---- ----
Nota. Datos promedio de 5 repeticiones ± desviación estándar.
En la determinación de color se mostraron tonalidades amarillas y la que presentaba un color
más similar al fruto a pesar de sufrir la transformación fue la S2M, mientras que las otras
salsas presentaron mucho menos cromaticidad. Los sólidos solubles en los tres productos son
aceptables para ambas normas ya que no rebasan los valores establecidos; mientras que el
pH fue mayor a 4.6 por lo que sería necesario ajustar con un aditivo natural como el ácido
cítrico. Al tomar en cuenta la acidez, la S2M elaborada a base de mango y chile solamente
fue de 0.064 representativo del ácido cítrico concluyendo que en este producto no se altera
dicho valor y que este se encuentra en su totalidad.
Las tres salsas tienen arriba del 80 % en perdida de humedad, lo que hace susceptible el
producto al desarrollo de hongos, por lo que es necesario implementar medidas preventivas
que disminuyan dicha posibilidad. Por tal razón se realizó una prueba preliminar, dejando las
salsas en refrigeración sin agregar aditivo alguno, hasta observar cambios que alteraran la
calidad del producto.
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Los frascos fueron monitoreados cada tercer día por un lapso de 15 días al igual que las salsas
de ciruela, ya que a partir de este periodo comenzó a observare la presencia de algunos
hongos.
Para conocer el contenido de Vitamina C, nuevamente se preparó una cantidad suficiente de
cada una de las salsas, ya que el análisis debe realizarse inmediatamente después de
terminada la preparación del producto, ya que de no hacerse así los valores no serían
confiables, por que tiende a degradarse dicha vitamina. La salsa que tuvo la mayor cantidad
de vitamina C fue la S2M, con un valor de 39.43 mg/100 g de muestra y la S3M con 6.16
mg/100 g de muestra, registro la cantidad más pequeña de Vitamina C, siendo la más
probable de las tres.
A pesar de que las salsas se encontraban en refrigeración, pero sin haberles agregado un
aditivo para prolongar su vida útil, al cabo de 20 días presentaron crecimiento de hongos en
la superficie, sin embargo, en algunos casos como en la S1 y S3, la muestra utilizada en el
análisis físico- químico, el crecimiento de hongos era incipiente, debido posiblemente a su
manipulación y la entrada de esporas en el aire al momento de utilizarla. En el caso de la S2
elaborada únicamente con mango y chile) a pesar de habérsele agregado un poco de agua,
fue la que menor presencia de hongos registro en el producto. En cambio la presencia de
Figura 11.- Salsas de mango con presencia de hongos: de
izquierda a derecha S1, S2 y S3.
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hongos en las otras dos salsas fue diferente, con apariencia semejante al hongo que desarrolla
en los frutos cuando se almacenan a temperatura ambiente por varios días. Posteriormente se
hizo otra cantidad suficiente para la realización de las dos determinaciones tanto para
levaduras como para coliformes totales. Se prepararon muestras por duplicado en cada frasco
previamente esterilizado, una se dejó como testigo y en la otra se le agregó benzoato de sodio
como aditivo. Se guardaron en refrigeración durante 9 días. Se sacaron de refrigeración para
el análisis de coliformes totales, sembrando 1 mL de solución previamente preparada con 10
g de muestra en 90 mL de solución amortiguadora de fosfatos con un pH de 7.2, después se
monitorearon a las 24 para ver el crecimiento bacteriano.
Mediante la NOM- 113-SSA1- 1994 para la determinación de coliformes totales se
realizaron los cálculos correspondientes, obteniendo que en S1M testigo, presento dos
colonias en la primera dilución y también desarrollaron otros tipos de colonias, al igual que
en las demás. En S2M no hubo presencia de coliformes, mientras que en S3M el máximo fue
de tres, dichos datos se muestran a continuación:
Coliformes totales en placas de agar bilis rojo violeta, incubadas a 24 ± 2 h a 35°C:
S1Testigo.- 2: 10ˉ² UFC/g (0/mL) de muestra
S2Testigo.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.
S3Testigo.- 3: 10- 1 UFC/g (0/mL) de muestra.
S1Conservador.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.
S2Conservador.- 0 UFC/g (0/mL) de muestra.
S3Conservador.- 0 UFC/G (0/mL) de muestra.
En las muestras que contenían el aditivo no desarrollaron colonias de coliformes, pero sí de
otras bacterias que no lograron identificarse por falta de equipo, sin embargo no son dañinas
para la salud del consumidor. En la determinación de hongos y levaduras el conteo de
colonias fue cero, ya que no aparecieron colonias a las 24 h, resultados acordes con lo que
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indica la norma. Sin embargo, al dejarse a temperatura ambiente durante 48 h, se observó
presencia de pequeñas colonias blancas, estas pudiendo ser por contaminación cruzada. La
observación al microscopio indico la presencia de Asperygilus sp., y de algunas levaduras.
La NOM-F-111-SSA1 ya que las UFC (unidades formadoras de colonias) deben de
encontrarse dentro del rango de 10-150 como lo establece dicha norma. A su vez el hongo
encontrado no presenta una importancia cuando está presente en alimentos como riesgo para
la salud, según establecido también en esta noma. Además, el hongo encontrado en la muestra
de la salsa analizada, es de bajo riesgo para la salud de los consumidores, siendo de limitada
importancia cuando está presente en alimentos, según lo establece la citada norma.
VI.2.3. Análisis sensorial
Los resultados del análisis sensorial de la salsa de ciruela y mango se muestran las figuras 12
y 13. De acuerdo al nivel de aceptación, la salsa S1C, SM1 y S2M fueron los productos con
mayor nivel de aceptación. En cuanto al sabor, aroma y consistencia, las que disgustaron
mucho fueron S3C y S3M, porque recibieron comentarios de que se excedió un poco la
cantidad de condimentos y fue el motivo de rechazo. A su vez, para las salsas de ciruela se
proponía mejorar la consistencia y apariencia, debido a que eran un poco espesas a pesar de
haberles agregado agua al momento de su elaboración.
Tal consistencia fue porque los frutos de ciruela se utilizaron cocidos lo que cambio su
consistencia, ya que al momento de separar la pulpa de la semilla se notaba la presencia de
almidón (lo que la hacía tener una apariencia chiclosa) haciendo que el cuchillo se resbalara,
por lo que se pudiera cambiar el método de elaboración de las salsas y utilizar frutos frescos
sin llevarlos a cocción ya que las salsas acostumbradas son un poco más liquidas.
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Figura 12 .Nivel de agrado de salsas de ciruela elaboradas.
En cuanto a las salsas de mango la consistencia recibió buena crítica debido a que era más
liquida, en esta ocasión los frutos se utilizaron sin llevarlos a cocción y la cantidad de agua
que adquirió la salsa fue solamente de los frutos. Sin embargo, los comensales comentaron
que no lograban percibir un aroma como tal por lo que si solamente se les llegara a decir que
estaban probando una salsa no les sería viable hasta probar el producto. Así mismo, al final
se preguntaba de que eran las salsas y en algunos casos los valores interfirieron mucho en
algunas encuestas, debido a que dichos frutos no eran de su agrado y por lo tanto las salsas a
su vez tampoco lo eran, por tal razón, algunas recibieron malas críticas, factor que también
debe de analizarse al momento de llevar a cabo una prueba como esta.
Figura 13. Nivel de agrado de salsas elaboradas a base de mango.
0
2
4
6
8
10SABOR
AROMA
CONSISTENCIA
APARIENCIA
ACEPTACIÓN
S1C
S2C
S3C
0
2
4
6
8
10SABOR
AROMA
CONSISTENCIAAPARIENCIA
ACEPTACION
S1M
S2M
S3M
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VII.- Conclusión
Los análisis físico-químico y microbiológico indican que los productos elaborados
cumplen con los criterios establecidos en las normas, ya que tienen la apariencia,
sabor y color de una salsa de ciruela y una de mango, cuentan con el pH, SST y ATT
según la CODEX- STAN 160 y la NMX-F-377.
Los resultados del análisis microbiológico sugieren que las salsas obtenidas cumplen
con lo establecido en las normas, por lo que una vez más, los productos muestran una
calidad lo suficientemente aceptable para poder llegar a su comercialización.
Las salsas que mostraron mayor aceptación, sabor, aroma y consistencia fueron las
formulaciones S1C (Ciruela), SM1 y S2M (Mango).
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IX.- ANEXOS
Anexo 1.- Recetas tradicionales del estado de Guerrero para la elaboración de salsa de
ciruela y mango.
Receta1: Chilacate
Ingredientes Preparación
180 g de Pulpa
45 g de piloncillo
2.4 g de ajo
6 g de sal
182 mL de agua.
En una licuadora poner todos los
ingredientes y mezclar hasta que estén
todos bien homogeneizados, detener el
licuado y vaciar a su respectivo frasco.
Receta 2: Salsa de Mango.
Ingredientes Preparación
411 g de pulpa
18.8 g de chile
3.2 g de sal
100 mL de agua.
Poner en la licuadora cada uno de los
ingredientes y mezclar, si se ve que no se
muele mover y agregar un poco de más
agua si es necesario, finalmente verter en
un frasco.
Receta 3
Ingredientes Preparación
80 g de Pulpa
8 g de cebolla
Hervir los tomates, cebolla, chiles y ajo
durante 10 min. Retirar del fuego y agregar
a la licuadora junto con los demás
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136 g de tomate
1.1 g de ajo
2.7 g de chile
4 g de Norsuiza®
6 g de sal
ingredientes. Posteriormente verter en un
recipiente ya que la mezcla se encuentre
bien integrada por todos los ingredientes.
Receta 4
Ingredientes Preparación
60 g de Pulpa hervida
0.5 g de epazote
2 g de sal
12.7 g de chile
25 mL de agua
En un molcajete poner el epazote y la sal,
machacar y posteriormente agregar el la
pulpa, el chile junto con un poco de agua.
Moler y servir.
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Anexo 2. Solidos solubles mediante lectura de refractométrica según…
Material
Refractómetro.
Vaso de precipitados de 50 mL.
Cuchara o agitador.
Papel absorbente.
Agua destilada
Bureta de 50 mL.
Procedimiento
Pesar 1 g de muestra en un recipiente, posteriormente agregar 50 mL de agua destilada y con
ayuda de una cuchara o agitador mover hasta disolver los grumos. Posteriormente calibrar el
refractómetro con ayuda de agua destilada, poniendo una gota en el lente y tomar lectura,
después poner en cero y limpiar. En seguida tomar con ayuda de una cuchara una gota de la
muestra y ponerla en el lente del refractómetro, tomar lectura, limpiar con papel absorbente
para posteriormente limpiar con agua. Repetir el procedimiento cada vez que se tome lectura.
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Anexo 3. Determinación de acidez titulable mediante el método de titulación.
Reactivos
Hidróxido de sodio (NaOH) a 0.1 N
Previamente se pusieron a hervir 600 mL de agua destilada. En un vaso de precipitados
después de tarar de pesaron 2 g de NaOH que se diluyeron en 100 mL de agua hervida,
posteriormente se vaciaron a un matraz Erlenmeyer hasta completar 500 mL, sin dejar enfriar
se llevó a cabo la titulación.
Fenolftaleina al 0.5 % en Etanol al 90 %.
Se disolvieron 0.5 g d de Fenolftaleina en un vaso de precipitados, se agregaron 20 mL de
Etanol al 90 % para disolver, se colocó la solución en un matraz Erlenmeyer y se agregó
etanol hasta obtener 100 mL.
Materiales
Bureta digital.
Pipeta de 1 mL.
Matraz Erlenmeyer de 250 mL.
Matraz aforado de 50 mL.
Procedimiento: Se puso a hervir agua destilada en una parrilla eléctrica, una vez que llego
a ebullición se tomó 1 g de la muestra y se diluyo con un poco de agua hervida, se pasó a un
matraz aforado de 50 mL, posteriormente se tomaron 25 mL y se pusieron en un matraz
Erlenmeyer de 50 mL, se hicieron preparo dilución para 3 repeticiones de cada muestra. Se
agregaron 3 gotas de fenolftaleina al 1 % a cada matraz, con ayuda de una bureta digital se
agregó solución de NaOH al 0.1 N hasta que se tornara de color rosa y este permaneciera por
más de 3 seg, se anotó el valor de la solución gastada. Así mismo se repitió el mismo proceso
para cada repetición de cada una de las muestras de salsa.
Los resultados se expresaron de la siguiente manera debido a que la muestra se tomó en
gramos, usando la siguiente ecuación:
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Acidez: 100 x N x V1
m
Donde:
N: Normalidad (concentración) de la solución de NaOH.
V1: Volumen en centímetros cúbicos de la solución de NaOH gastada en la determinación.
m: masa en gramos de la muestra.
Estos a su vez para hacer la expresión en gramos por 100 g (por ciento m/m), se debe
multiplicar por un factor predominante en la muestra, en este caso por ácido cítrico: 0.064.
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Anexo 4.- Técnica de peso en seco y secado en estufa para determinación de humedad.
Se pesaron los recipientes en los que se realizó el proceso de secado de la muestra antes de
agregar cada una de las salsas, se llevó a cabo la técnica de peso en seco dejando las charolas
en la estufa durante 5 h, pasado este tiempo se sacaron y pusieron en el desecador durante
30min. Posteriormente se pesaron 5 g de muestra en las charolas y secaron a una temperatura
de 95- 100 °C a una presión menor o igual a 100 mm de mercurio durante 5 horas. Se dejaron
enfriar en el secador durante 30 min y después se pesaron. Para la expresión de resultados es
mediante la siguiente ecuación:
% Humedad: (B – A) 100
PM
Donde:
B: Peso del recipiente con la muestra
A: Peso del recipiente con la muestra seca
PM: Peso de la muestra fresca.
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Anexo 5.- Vitamina C por espectrofotometría.
Material
Balanza analítica
Espátula de plástico.
Matraz aforado de 50 mL.
12 Tubos ependorf.
Centrifuga a 100 rv/min.
Agua destilada
HCl a 1M
Pipeta volumétrica de 1 mL.
9 tubos de ensayo
Espectrofotómetro
Procedimiento
La determinación se realizó siguiendo el método espectrofotométrico de la derivada de segundo
orden para la determinación de vitamina C. contenida en frutas, verduras y jugos de frutas
reportado por Pfendt et al., (2003), para lo cual se realizó una curva de calibración de ácido
ascórbico, en donde los volúmenes conocidos de un estándar (preparado pesando 0.0176g de ácido
ascórbico y disolviendo con agua en un matraz con aforo de 100 mL) de esta solución fueron
diluidos con HCl 1.0 M en matraces aforados de 50mL. Los volúmenes fueron: 0.25, 0.5, 1, 2, 3,4
y 5 mL que corresponden respectivamente a una concentración de 0.875, 1.75, 3.5, 7.05, 10.57,
14.09, 17.61 mg/l para cada matraz. Las muestras fueron leídas en el espectro de absorción
derivada de segundo orden contra el blanco de HCl 1.0 M. Se utilizó un espectrofotómetro Thermo
scientific evlution 201 UV- Visible, con un barrido en el rango de 260- 275 nm. Para la
construcción de la gráfica de calibración, se utilizaron los datos de las lecturas a 267 nm,
correspondientes al pico de máxima absorción. Para la preparación de la muestra problema, se
utilizaron 5g de muestra de salsa previamente preparada poniendo en matraces de 25 mL y 20 Ml,
los cuales fueron aforados con HCl 1.0 M y se agitaron por 10 minutos hasta que la muestra quedo
bien integrada para extraer la vitamina C. Posteriormente se tomaron 3 mL de cada muestra y se
centrifugaron durante 5 minutos a 1000 rpm, se tomó y se aforo a 1 mL a 25 mL con HCl 1.0 M
para sr leído a 260 nm. Cada medición se realizó por duplicado. Con la ayuda de la curva de
calibración y los cálculos necesarios se pudo conocer la cantidad de la vitamina C de las diferentes
salsas de mango y de ciruela, y se calculó el % de retención de las mismas.
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Anexo 6.- Determinación de coliformes fecales mediante cuenta en placa de la NMX-113-SSA1-
1994.
Preparación de Solución amortiguadora de fosfatos pH 7.2.
Material:
Espátula
Balanza Analítica
Autoclave
Potenciómetro
Fosfato monobásico de potasio
Agua destilada
Procedimiento: Pesar 34 g de Fosfato monobásico de potasio y disolver en 500 mL de agua
destilada; ajustar el pH a 7.2 con ayuda de Hidróxido de sodio (NaOH) a 1 N. Posteriormente diluir
a 1000 mL con agua destilada, esterilizar durante 20 min a 121°C y conservar en refrigeración
hasta su uso.
Medios de cultivo y diluyentes
1 matraz Erlenmeyer de 250 mL con 90.0 mL de solución amortiguadora de fosfatos de pH
7.0 ± 0.2 o agua peptonada.
2 a 4 tubos de ensayo de 16 x 150 con tapón de rosca, con 9.0 mL de solución
amortiguadora de fosfatos de pH 7.0 ± 0.2 o agua peptonada.
5 a 9 tubos de ensayo sin labio, de 22 x 175 con 20.0 mL de agar bilis rojo violeta c/u, o
un matraz Erlenmeyer con 125.0 a 210.0 mL.
Material y equipo
Incubadora con termostato que evite variaciones mayores de ± 1.0 ºC, provista con
termómetro calibrado.
Contador de colonias de campo oscuro, con luz adecuada, placa de cristal cuadriculada y
lente amplificador.
Registrador mecánico o electrónico.
Microscopio óptico.
Baño de agua con termómetro calibrado, que mantenga la temperatura a 45 ±°C.
Utensilios estériles (cuchillo, tenedor, cuchara, pinzas) para tomar muestra.
Propipeta.
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Pipetas bacteriológicas de 10 mL, estériles, con algodón en el extremo superior (las
necesarias de acuerdo con el número de diluciones).
Pipetas bacteriológicas de 1 mL, estériles, con algodón en el extremo superior. (las
necesarias de acuerdo con el número de diluciones).
Pipetas Pasteur estériles.
4 a 8 cajas Petri estériles, de 15 x 100 mm.
Stomacher (homogeneizador peristáltico).
Bolsas estériles para stomacher.
Procedimiento
1. Pesar la muestra y preparar las diluciones como lo establece la técnica de preparación y Dilución
de Muestras de Alimentos para su Análisis Microbiológico. Recordar que el rango de sensibilidad
del método es de 15 a 150 colonias por placa.
2. Distribuir las cajas estériles en la mesa de trabajo de manera que la inoculación y la adición de
medio de cultivo se puedan realizar cómoda y libremente. Marcar las bases de las cajas con los
datos pertinentes antes de colocar el inóculo.
3. Inocular por duplicado, 1.0 mL de la dilución correspondiente en cada caja, mediante pipeta
estéril y verter de 18.0 a 20.0 mL del medio ABRV fundido y mantenido a 45 ± 1.0 °C en baño de
agua. El tiempo transcurrido entre la preparación de la dilución primaria y el momento en que se
vierte el medio de cultivo, no debe exceder de 20 minutos.
4. Mezclar cuidadosamente el inóculo con el medio, mediante seis movimientos de derecha a
izquierda, seis movimientos en el sentido de las manecillas del reloj, seis movimientos en el sentido
contrario al de las manecillas del reloj y seis de atrás para adelante, sobre una superficie lisa y
nivelada. Permitir que la mezcla solidifique dejando las cajas Petri sobre una superficie horizontal
fría. No permitir que se mojen las tapas de las cajas.
5. En cuanto el medio solidifique, agregar a cada caja, una capa de 4 ó 5 mL del mismo medio
fundido y mantenido a 45 °C, no permitir que se mojen las tapas de las cajas. La sobre capa de
agar se coloca para favorecer el crecimiento de los coliformes, que son facultativos. Dejar que
solidifique.
6. Preparar una caja control con 18.0 a 20.0 mL de medio para verificar la esterilidad.
7. Solidificado el medio invertir las placas y colocarlas en la incubadora a 35°C, durante 24 ± 2 h.
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8. Después de este periodo, contar las colonias con el contador de colonias. Seleccionar las placas
que contengan entre 15 y 150 colonias. Las colonias típicas son de color rojo oscuro, generalmente
se encuentran rodeadas de un halo de precipitación debido a las sales biliares, el cual es de color
rojo claro o rosa, la morfología colonial es semejante a lentes biconvexos con un diámetro de 0.5
a 2.0 mm.
9. Si hay desarrollo extendido o un número de colonias superior al del rango de sensibilidad del
método, aplicar las reglas indicadas en el inciso de resultados de la práctica de Cuenta de Bacterias
en Placa. Hacer uso del microscopio para resolver los casos en los que no se pueden distinguir las
colonias de las pequeñas partículas de alimento.
Cálculos y expresión de resultados
Para seleccionar cajas y reportar, seguir las indicaciones de la práctica Cuenta de Bacterias en
Placa.
Reportar como se indica a continuación, con dos cifras significativas y potencias de 10.
Coliformes totales en placas de agar bilis rojo violeta, incubadas por 24 + 2 h a 35 ºC: _____ UFC
/ g (o / mL) de muestra.
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Anexo 7.- Método para la cuenta de mohos y levaduras en alimentos NMX- 11-SSA1-1994.
Medios de cultivo y diluyentes
• 1 matraz Erlenmeyer de 250 mL de capacidad, conteniendo 90.0 mL de solución amortiguadora
de fosfatos de pH 7.2 ó agua peptonada al 0.1%, estéril.
• 3 tubos de 16 x 150 mm, conteniendo 9.0 mL de solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2 ó
agua peptonada al 0.1%, estériles con tapón de algodón.
• 4 tubos 22 x 175 mm con 20.0 mL de agar papa dextrosa.
• 4 tubos 22 x 175 mm con 20.0 mL de agar extracto de malta.
Soluciones, reactivos e indicadores
• Solución colorante de lactofenol azul de algodón.
• Colorantes para tinción de Gram.
• Solución estéril de ácido tartárico al 10.0 %.
Material y equipo
• Vaso de licuadora estéril o bolsa para Stomacher.
• Motor para licuadora o Stomacher.
• Pipetas graduadas estériles de 1 mL con tapón de algodón.
Pipetas graduadas estériles de 10 mL con tapón de algodón.
• Pipetas Pasteur estériles.
• Propipeta.
• Cajas de Petri estériles (una se utiliza para pesar la muestra).
• Utensilios estériles para la manipulación de muestras: cuchillos, cucharas, tenedores, etc.
• Incubadora con termostato que pueda ser mantenido a 25 ± 1°C.
• Baño de agua con control de temperatura y circulación mecánica mantenida a 45±1°C.
• Portaobjetos, cubreobjetos, diurex.
• Microscopio óptico.
• Asa bacteriológica y asa micológica.
• Contador de colonias de campo oscuro, con luz adecuada, placa de cristal cuadriculada y lente
amplificador.
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Procedimiento
1. Pesar 10.0 g de muestra en una caja Petri estéril y pasarla a un matraz Erlenmeyer que contenga
90.0 mL de una solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2 ó agua peptonada al 0.1%.
2. Homogeneizar la muestra con la solución anterior en un vaso de licuadora estéril o pasarla a una
bolsa de Stomacher y homogeneizar durante 10.0 seg en el caso de la licuadora a velocidad
mínima, ó 30.0 seg en el Stomacher a una velocidad normal. Esta es la dilución primaria.
3. De la suspensión o solución anterior, tomar 1.0 mL y transferirlo a un tubo de ensayo que
contenga 9.0 mL de solución amortiguadora de fosfatos de pH 7.2, agitar y repetir esta operación
tantas veces como diluciones.
4. Colocar por duplicado en cajas Petri estériles, 1.0 mL de cada una de las diluciones de la
muestra, utilizando una pipeta estéril.
5. Fundir el medio contenido en los tubos de 22 x 175 mm con 20.0 mL de agar papa dextrosa y/o
de agar extracto de malta estériles. Enfriarlos y mantenerlos a 45 °C.
6. Para lograr acidificar los medios a un pH de 3.5, adicionar por cada 100.0 mL de agar, 1.4 mL
de ácido tartárico al 10% esterilizado por filtración en membrana, o bien esterilizar la solución a
121°C ± 1°C durante 15 minutos. Esto significa que a cada tubo conteniendo 20.0 mL del medio
fundido y mantenido a 45 °C se le deberá adicionar 0.3 mL del ácido, o colocarlas en la caja de
Petri teniendo precaución de que no toque la muestra antes de agregar el medio de cultivo.
7. Después de la acidificación, utilizar un tubo de medio acidificado como testigo y medir el pH
para corroborar que se encuentre a 3.5 utilizando un potenciómetro.
8. En cada caja de Petri con inóculo, verter de 15.0 a 20.0 mL de agar papa dextrosa acidificado
y/o agar extracto de malta acidificado, fundidos y mantenidos a ±45°C. El tiempo transcurrido
entre la preparación de las diluciones y el momento en que es vertido el medio de cultivo no debe
de exceder de 20.0 min.
9. Mezclar cuidadosamente el medio con seis movimientos de derecha a izquierda, seis en el
sentido de las manecillas del reloj, seis en sentido contrario y seis de atrás hacia adelante, sobre
una superficie lisa, teniendo cuidado de no humedecer con el medio la tapa de la caja de Petri.
Permitir que la mezcla en las cajas Petri solidifique, dejándolas reposar sobre una superficie
horizontal fría.
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10. Verificar la esterilidad de los medios acidificados para lo cual se verterá en una caja de Petri
sin inóculo, de 15.0 a 20.0 mL del agar papa dextrosa acidificada y/o agar extracto de malta
acidificado. Después de la incubación estas cajas no deberán presentar desarrollo de colonias.
11. Invertir las cajas y colocarlas en la incubadora a 25 ± 1°C.
12. Contar las colonias de cada placa después de 3, 4 y 5 días de incubación. Después de 5 días,
seleccionar aquellas placas que contengan entre 10 y 150 colonias. Si alguna de las cajas muestra
crecimiento extendido de mohos o si es difícil contar colonias bien aisladas, considerar la
cuantificación de 4 días de incubación o incluso las de 3 días. En este caso, se informa el período
de incubación en los resultados de los análisis.
13. Realizar una tinción húmeda para mohos con colorante de lactofenol azul de algodón, para un
examen microscópico y una posible identificación de los mohos que se hayan desarrollado.
14. Realizar una tinción de Gram para la observación microscópica de las levaduras obtenidas.
15. Contar las colonias de cada placa representativa, después de 3, 4 y 5 días de incubación (a 26
± 1ºC o a temperatura ambiente).
16. Considerar las cuentas de placas con 10 a 150 colonias como las adecuadas para el informe.
Multiplicar por el inverso de la dilución.
17. Informar las unidades formadoras de colonias por gramo o mililitro (UFC/g o mL) de mohos
y levaduras (cada uno en forma independiente), incubadas a 25±1°C durante 5 días.
18. Describir las características macroscópicas y microscópicas observadas, de los mohos y/o
levaduras desarrollados a partir de la muestra analizada.
19. Si alguna parte de la caja muestra crecimiento extendido de hongos, o si es difícil contar las
colonias, considerar el desarrollo de estos microorganismos a los 4 días de incubación y aún a los
3 días. En este caso se debe informar el periodo de incubación de 3 ó 4 días, en los resultados del
análisis.
Cálculos y expresión de resultados
Para elaborar un informe de resultados se sugiere seguir las indicaciones que a continuación se
expresan:
Análisis cuantitativo
Para hacer un reporte de la parte cuantitativa de este análisis, se deben seleccionar las placas que
contengan entre 10 y 150 colonias (representatividad estadística). Posteriormente, contar las
colonias presentes y calcular el número de hongos y levaduras por separado. De esta manera se
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puede calcular las unidades formadoras de colonias por gramo o por mililitro dependiendo del
estado físico de la muestra analizada. Esto se logra multiplicando el número de UFC encontradas
en una caja representativa, por el inverso de la dilución correspondiente a esa caja.
En el caso de las placas que contienen menos de 10 colonias (UFC) de hongos y/o levaduras, se
debe reportar el número obtenido de UFC indicando la dilución correspondiente. En el caso de no
encontrar colonias características de hongos y/o levaduras, el resultado a reportar es: menos de 10
UFC/g ó bien menos de 10 UFC/mL
(Sensibilidad del Método).
Para cualquiera de los casos citados se deberá reportar el tiempo de incubación en el que se realizó
la cuantificación. Para cualquiera de los casos citados se deberá reportar por separado el resultado
de la cuantificación de hongos y de levaduras.
Reportar las observaciones macroscópicas y microscópicas de los diferentes tipos de colonias de
mohos y levaduras obtenidas durante el análisis. Si es posible reportar el o los géneros probables.
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Anexo 8.- Determinación para descartar la posibilidad de presencia de Salmonella y
Staphylococcus.
Material:
Balanza Analítica.
Espátula.
Agar Mac Conkey
Agar para Estafilococos No. 110.
Autoclave
2 Matraz Erlenmeyer de 250 mL.
Agua Destilada
Procedimiento: En la balanza analítica pesar 7.5 g de Mac Conkey y agregar a un matraz
Erlenmeyer, posteriormente disolver con un poco de agua y agregar el resto hasta completar 150
mL. De la misma manera pesar 22.35 g de agar No. 110 y disolver, posteriormente esterilizar en
autoclave a 121°C durante 15minutos. Para el vaciado utilizar la última dilución previamente
preparada para la determinación de mohos y levaduras que es la 10ˉ4 ,colocar 1 mL en una caja
Petri y agregar aproximadamente 15 mL de agar se hacen movimientos circulares, del mismo modo
hacer lo con el siguiente agar. Finalmente incubar a 38°C durante 24 h y observar.
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ANEXO 9. Boleta de evaluación sensorial. Prueba hedónica
465 Disgusta mucho
Neutro Gusta mucho
Escala 1 2 3 4 5 6 7
Sabor
Aroma
Consistencia
Apariencia
Aceptación general
Comentarios:
Figura 14.- En el lado izquierdo se muestra como se pesó el fruto, posteriormente se tomaron
medidas a lo largo y ancho, finalmente se retiró la cascara, el hueso y la pulpa para pesarlos
por separado y obtener el rendimiento.
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Figura 15.- Cada salsa se vacío en cuatro frascos de manera proporcional dependiendo al
análisis que se iba a someter, así mismo se etiquetaron para posteriormente guardar en
refrigeración a 27 °C.
Figura 16.- Del lado izquierdo las muestras por triplicado de cada salsa con 3 gotas de
fenolftaleína, al lado derecho las mismas muestras después de agregarle NaOH al 0.1 N.
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Figura 17.- Determinación de humedad en salsas. En la imagen se muestra la
apariencia viscosa que tenía la muestra antes de meterla a la estufa, en el lado derecho
después de sacarla de la estufa, la consistencia cambio al igual que el color.
Figura 18.- Técnica para la determinación de vitamina C. Del lado izquierdo
dilución de la muestra en un matraz aforado, del lado derecho muestra en tubo
de ensayo después de haberla metido en la centrifuga y agregándole 1 mL de
agua destilada.
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Figura 19.- Técnica de vacío para la disminución de microorganismos en el producto, salsas de ciruela.
Fig. 20.- Salsas aditivo (abajo) y testigo (arriba) pasados 9 días desde su elaboración guardadas a
27°C. Como se observa aparentemente no presentan ninguna anomalía.