01 FIN letra mas grande - fertilab.netfertilab.net/descargables/publicaciones/infertilidad/Fertilab_01... · basal, fibroblastos y células peritubulares mioides. Cada testículo

Pág.

ASPECTOS GENERALES .................................................................................................................... 17

ORGANIZACIÓN TESTICULAR ....................................................................................................... 17

FASES DE LA ESPERMATOGÉNESIS ................................................................................................ 20

De proliferación o espermatogonial ............................................................................................ 20

De meiosis o espermatocitaria ..................................................................................................... 21

De diferenciación o espermiogénesis .......................................................................................... 21

ESTADIOS DEL CICLO ........................................................................................................................ 22

MADURACIÓN DEL ESPERMATOZOIDE ...................................................................................... 23

CONTROL HORMONAL .................................................................................................................... 24

Eje hipotálamo-hipófisis-testículo ............................................................................................... 24

Testosterona .................................................................................................................................... 25

Hormona foliculoestimulante (FSH) ........................................................................................... 27

Estradiol .......................................................................................................................................... 27

FACTORES LOCALES .......................................................................................................................... 27

BASES GENÉTICAS DE LAS ALTERACIONES EN LA ESPERMATOGÉNESIS ........................ 28

RESUMEN .............................................................................................................................................. 29

REFERENCIAS ...................................................................................................................................... 29

17

EEEEESPERMASPERMASPERMASPERMASPERMATTTTTOGÉNESISOGÉNESISOGÉNESISOGÉNESISOGÉNESIS

ASPECTOS GENERALES

Hace más de 40 años, Heller y Clermont describie-ron el proceso biológico de transformación de las célu-las germinales en espermatozoides en el hombre, de-nominado espermatogénesis, y señalaron que este pe-ríodo tiene una duración de 74 +/- 5 días (Heller andClermont, 1963; Clermont, 1963). Posteriormente, in-vestigaciones realizadas por diferentes grupos han per-mitido lograr una detallada descripción histológica decada una de las fases de la división celular durante laespermatogénesis.

La fase inicial de la espermatogénesis se caracteri-za por la mitosis de las espermatogonias. Luego, du-rante la meiosis, ocurre la recombinación de la infor-mación genética y la generación de numerosos esper-matozoides con un genoma haploide. La expresiónespecífica de una variedad de genes resulta, finalmen-te, en la construcción de la célula espermática, la cualno sólo transporta la información genética haploide,sino que es capaz de entregarla cuando penetra en elóvulo (Baarendas and Grootegoed, 1999). El procesode espermatogénesis, luego de la pubertad, se lleva acabo en los túbulos seminíferos de los testículos. Esteproceso es controlado por el eje hipotálamo-hipófisis-testículo, y también por factores locales de formaparacrina. Luego los espermatozoides son almacena-dos en el epidídimo, donde continúa el proceso demaduración y esperan el momento de ser expulsadosal exterior durante el orgasmo.

En la actualidad, con el advenimiento de las técni-cas de reproducción asistida (TRA), los investigadoreshan orientado sus esfuerzos a determinar las condi-ciones óptimas para el aislamiento de las célulasgerminales y su cultivo in vitro, así como a comprenderla función de ciertos genes en la espermatogénesis, utili-zando para este fin modelos animales como ratonestransgénicos. Por otra parte, en los últimos años se hatratado de entender el papel de la apoptosis, que es lamuerte celular programada, en la regulación del núme-ro de células germinales y la remoción de célulasaberrantes (Lin et al., 1997).

En este capítulo, se hará una revisión del procesode espermatogénesis comenzando con la descripcióndel testículo; se analizará la histología del túbulo semi-nífero conformado por las células de Sertoli y las célu-las germinales en diferentes estadios de diferenciación,en su vía hacia la formación del espermatozoide. Elespacio intersticial, entre los túbulos seminíferos, don-de se localizan las células de Leydig, que producentestosterona. Luego se describirán las etapas de laespermatogénesis, los estadios del ciclo, la onda esper-

mática y el control hormonal durante todo el proceso.Finalmente, se presentarán los hallazgos más recientessobre el control genético de la espermatogénesis y suposible relación con la infertilidad masculina.

ORGANIZACIÓN TESTICULAR

Durante la vida intrauterina, se observa un des-plazamiento de las gónadas que será especialmente im-portante en el caso del testículo. En la semana 8 degestación, las gónadas están ubicadas en la parte altade la cavidad abdominal primitiva. En el octavo mesde vida intrauterina, en los fetos de sexo masculino eltestículo cruza por el canal inguinal para alojarse en labolsa escrotal, mientras que en los de sexo femenino,el ovario desciende sólo hasta la pelvis. Cuando el bebénace con los testículos no descendidos se denominacriptorquidia y antes de la pubertad deben haber des-cendido espontáneamente o por tratamiento, de lo con-trario, puede haber infertilidad y más posibilidades decáncer testicular.

Los testículos están contenidos en el escroto, quees un saco ubicado en la región perineal que ademásaloja los epidídimos y la porción inicial de los conduc-tos deferentes con sus vasos y nervios correspondien-tes. La piel del escroto es más pigmentada y se cubrede pelos después de la pubertad. En el tejido subcutá-neo se encuentran unas fibras musculares lisas, que alcontraerse determinan las arrugas características de lapiel escrotal (fig. 1-1).

Figura 1-1.Anatomía de los genitales masculinos.

18

IIIIINFERNFERNFERNFERNFERTILIDTILIDTILIDTILIDTILIDADADADADAD

Los testículos son dos cuerpos ovoideos localiza-dos a la izquierda y la derecha, suspendidos por loscordones espermáticos. Tienen una superficie lisa, decolor blanco azulado, a veces rojo cuando están reple-tos de sangre. Miden en promedio 4,5 cm de longitudy 3 cm de espesor, tienen una consistencia dura y algoelástica, debido a la capa fibrosa que los rodea y sonlos responsables de la producción de los espermato-zoides y de las hormonas sexuales. Todos los conduc-tos del testículo convergen en una estructura llamadael rete testis, que consiste en una red de tubos que lle-van los espermatozoides al epidídimo a través de losconductos eferentes (fig. 1-2).

Figura 1-2.Relación testículo-epidídimo.

El epidídimo es un órgano que está cabalgando so-bre cada uno de los testículos y funciona como cámarade maduración y depósito de espermatozoides. Estáformado por unos 5 m de conductos, densamente en-rollados sobre sí mismos, que forman una masa de máso menos 4 cm de largo en forma de letra C, que encajaen el borde posterior del testículo.

Del epidídimo salen los conductos deferentes quellegan a la zona de las vesículas seminales donde seconvierten en el conducto eyaculador que vierte el lí-quido seminal en la uretra para su eventual salida alexterior. Generalmente, el testículo izquierdo es máspequeño y está más descendido que el derecho. El ta-maño desmesurado de los testículos la mayoría de lasveces es ocasionado por un hidrocele, producto de laacumulación de líquido en la capa externa.

El testículo puede ser ascendido por la contraccióndel músculo cremáster, o descendido por la relajacióndel mismo. Este músculo estriado actúa como el ter-mostato de los testículos porque responde a los cam-bios de temperatura; cuando hace frío se contrae paraacercarlos al calor del cuerpo, y cuando hace calor serelaja para alejarlos.

Todo esto para mantener una temperatura alrede-dor de los 35º C, que es la ideal para la producciónespermática. Por esta razón es que los testículos sonórganos externos, porque si estuvieran dentro, la tem-peratura corporal ocasionaría una detención de la pro-ducción espermática (fig. 1-3). El testículo produce al-rededor de 1.000 espermatozoides por segundo, unos100 millones diarios. El varicocele, que son las váricesdel testículo, puede producir infertilidad porque au-menta la temperatura de la zona al haber mayor canti-dad de sangre (Biyani and Janetschek, 2004).

Figura 1-3.Termografía de los testículos.

En el interior de los testículos están los túbulos se-miníferos que ocupan lobulillos y tienen de 150 a 250 μde diámetro (fig. 1-4). Están delimitados por una pa-red formada, de dentro hacia afuera, por la membranabasal, fibroblastos y células peritubulares mioides.Cada testículo tiene aproximadamente 200 lobulillosy cada lobulillo posee de 1 a 4 túbulos de 70 cm delargo, sumamente retorcidos y plegados, que desem-bocan finalmente en el rete testis.

Los túbulos seminíferos están rodeados por tejidointersticial que los separa y les sirve de sostén, y don-de se encuentran ubicadas las células de Leydig (Franzvon Leydig, 1821-1908, anatomista alemán) (fig. 1-5),encargadas de producir testosterona que, en conjuntocon la hormona foliculoestimulante (FSH), intervienenen el proceso de espermatogénesis que ocurre dentrodel túbulo seminífero.

19


Figura 1-4.Túbulos seminíferos.

Tomado de Lennart Nilsson. The Miracle of Life, 1990.

El epitelio del túbulo está constituido por dos ti-pos de células: germinales y somáticas o de Sertoli (En-rico Sertoli, 1842-1910, histólogo italiano) (fig. 1-5). Lascélulas germinales se encuentran en todo el espesordel epitelio del túbulo en diferentes estadios de desa-rrollo (espermatocito, espermátide, etc.) y son las quevan a formar el espermatozoide. Las células somáti-cas o de Sertoli están localizadas en la parte más exter-na del túbulo seminífero y realizan una función de «en-fermeras» porque se unen entre sí y se encargan delcuidado y nutrición de las células germinales, razónpor la cual también se denominan células nodrizas.

Figura 1-5.Estructura histológica del testículo.

Las células de Sertoli son indispensables en laespermatogénesis y durante el desarrollo embrionariodel testículo. Cumplen una función primordial al rete-ner a las células germinales primordiales, llamadasgonocitos, que, en ese momento, inician un período demitosis. Al llegar la pubertad, cesa la mitosis de las

células de Sertoli, se establecen las uniones estrechasSertoli-Sertoli y comienza la espermatogénesis.

Las células de Sertoli se asocian mediante unionesestrechas y se distribuyen en forma de arco, justo porencima de las espermatogonias. De este modo, el epi-telio del túbulo germinal queda dividido en dos com-partimientos:

• Compartimiento basal, que contiene las espermato-gonias y algunos espermatocitos preleptoténicos.

• Compartimiento yuxtaluminal o adluminal, quecontiene las fases más avanzadas de diferenciaciónde las células germinales, en su evolución hacia laformación del espermatozoide adulto (Gilula et al.,1976).

Los túbulos seminíferos no tienen irrigación san-guínea, por ello, toda la nutrición es controlada por eltransporte de moléculas desde el intersticio hacia lamembrana basal del túbulo. Las uniones estrechas quese establecen entre las células de Sertoli, forman unabarrera para la libre difusión de sustancias presentesen la sangre, que se denomina barrera hemato-testiculary que aísla la mayoría de las células germinales del sis-tema inmune (Dym and Fawcett, 1970). Este punto esmuy importante dado que, luego de la meiosis, las cé-lulas resultantes tienen 23 cromosomas y un ADN queles es particular, diferente al del organismo y capaz dedesarrollar una respuesta inmune.

Por ese motivo, las etapas más avanzadas de la es-permatogénesis se llevan a cabo en el compartimientoyuxtaluminal, el cual es considerado un ambiente in-munoprivilegiado, lo cual es muy importante si se tomaen cuenta que los espermatozoides tienen 23 cromoso-mas y un DNA diferente. Esta barrera también aseguraque la mayoría de las sustancias que alcanzan las célu-las germinales, lo hagan a través del citoplasma de lascélulas de Sertoli, con lo que se puede prevenir la entra-da de moléculas potencialmente perjudiciales para elproceso de espermatogénesis (Setchell, 1980; Cheng andMruk, 2002).

Las células germinales, procedentes de una mismalínea celular, se mantienen unidas entre sí después decada división mediante puentes intercelulares, consti-tuyéndose las llamadas unidades clonales sincitiales(Dym and Fawcett, 1971). Estos puentes permanecenabiertos durante la espermiogénesis para permitir lacomunicación entre las células y la sincronización du-rante su desarrollo, y desaparecen al finalizar la dife-renciación del espermatozoide (Alastalo et al., 1998;Siu and Cheng, 2004).

20


Aún no se comprende cabalmente la relación quese establece entre las células de Sertoli y las célulasgerminales. Algunos datos recientes sugieren que lassegundas podrían ser las que controlan la función delas células de Sertoli, cuyas secreciones están influen-ciadas por el tipo de célula germinal presente en el epi-telio seminífero (Jegou, 1993; Sharpe et al., 1994).

Otra evidencia que indica el control que ejercen lascélulas germinales sobre las de Sertoli, se ha observa-do mediante el estudio de transplantes heterólogos,donde al transplantar células germinales de esperma-tozoides de rata en testículo de ratón, se mantiene eltiempo especie-específico de duración total de laespermatogénesis típico de la rata (50 días) y no delratón (35 días), lo cual sugiere que las célulasgerminales gobiernan el proceso de espermatogénesis,mientras que la función de las células de Sertoli sería

atender sus requerimientos (Brinster and Avarbock1994; Clouthier et al., 1996; Franca et al., 1998).

FASES DE LA ESPERMATOGÉNESIS

La espermatogénesis se caracteriza por la produc-ción continua de espermatogonias mediante mitosis,para luego reducir el número de cromosomas a la mi-tad mediante meiosis. Finalmente, ocurre la diferen-ciación a células flageladas especializadas. La esperma-togénesis se lleva a cabo en los túbulos seminíferos (fig.1-6), a partir de las células germinales que comienzansu transformación en la base con mitosis y terminanen la luz del túbulo con meiosis, lugar donde el esper-matozoide es expulsado con la cola primero y la cabe-za después en el proceso llamado espermiación. To-dos este proceso ocurre en tres fases que se describena continuación (Hess, 1999).

Figura 1-6.Espermatogénesis.

De proliferación o espermatogonialLa célula germinal más inmadura se denomina es-

permatogonia y se encuentra en la base del túbuloseminífero. Esta célula prolifera mediante mitosis, porlo que se mantiene constante el número de cromo-somas. Se han descrito dos tipos de espermatogonias:la tipo A, de citoplasma homogéneo claro y núcleo es-

férico, con muy pocos gránulos de cromatina, y la tipoB, también de citoplasma claro y núcleo esférico, perocon grumos de cromatina de tamaño variable.

En algunas especies, incluyendo al hombre, se pre-sentan dos clases de espermatogonias tipo A: las oscu-

21


ras, que tienen el núcleo oscuro en el cual se apreciauna vacuola nuclear, y las claras, cuyo núcleo es másclaro. Las espermatogonias tipo A dan origen a otrascélulas del mismo tipo mediante mitosis; algunas deellas permanecen como células madre y otras se dife-rencian en espermatogonias tipo B (Fawcett, 1986). Lasespermatogonias tipo B no se dividen por mitosis sinoque comienzan el proceso de meiosis para iniciar latransformación en espermatozoides (Clermont, 1972).Éstas atraviesan las uniones estrechas entre dos célu-las de Sertoli y se convierten en espermatocitos prima-rios o preleptoteno, que es el primer tipo celular de lafase meiótica.

De meiosis o espermatocitariaEl espermatocito primario sufre una primera divi-

sión meiótica originando dos espermatocitos secunda-rios, que luego de la segunda división meiótica se trans-formarán en dos espermátides. Como se señaló con an-terioridad, la espermatogonia tipo B se transforma enespermatocito primario o preleptoteno, que es una cé-lula pequeña similar a la espermatogonia. En este es-tadio de diferenciación celular ocurre la síntesis deADN que será particular para cada espermatozoide.

Los espermatocitos preleptoteno ingresan en laprofase meiótica, que durará aproximadamente 3 se-manas, pasando por las etapas de leptoteno, zigoteno,paquiteno, que es la fase durante la cual se produce elintercambio génico entre los cromosomas homólogosheredados del padre y de la madre o «crossing over»;y diploteno, donde las células se hacen cada vez másgrandes al acumular más citoplasma.

El espermatocito de mayor tamaño es el esperma-tocito primario en etapa de diploteno. Al final de laprofase I, desaparece la membrana nuclear y la célulatranscurre rápidamente por la metafase I, anafase I ytelofase I. Cuando el espermatocito primario se divideen dos células pequeñas llamadas espermatocitos se-cundarios, culmina la primera división meiótica (fig.1-6) (De Kretser, 2000). Los espermatocitos secunda-rios son células que se dividen rápidamente, sin sínte-sis previa de ADN, mediante la meiosis II y originancélulas haploides (1N = 23 cromosomas) muy peque-ñas llamadas espermátides redondas.

De diferenciación o espermiogénesisEs una fase de la espermatogénesis en la que no

hay división celular sino diferenciación de las espermá-tides redondas en espermatozoides. Esta etapa provo-ca cambios importantes en la morfología de la célula,que le dan la forma ideal para atravesar las estructu-ras que rodean al óvulo. La duración de la espermio-

génesis en el hombre es de aproximadamente 24 días(Oko and Clermont, 1999). La espermátide redonda, yacon 23 cromosomas, debe experimentar modificacionesimportantes para pasar de ser una célula redonda a unacélula flagelada. Una de estas modificaciones es la re-ducción del tamaño del núcleo, que se logra por la ex-trema condensación de la cromatina nuclear.

Existen dos etapas en la reorganización de la cro-matina de la espermátide: en la primera, se produceuna remodelación de la cromatina desde su formanucleosomal normal hacia la forma filamentosa; en lasegunda, los filamentos se engrosan y se agregan unoscon otros para formar masas compactas, que se unenentre sí y forman una cromatina totalmente homogé-nea y compacta. Para que esta compactación se lleve acabo, se requiere sustituir las histonas H1t, que sonnucleoproteínas asociadas a la conformación estruc-tural de la cromatina, por proteínas transicionales TP1y TP2, que serán sustituidas al final de la espermio-génesis por protaminas (Kleene and Flynn, 1987;Kleene et al., 1988; Oko et al., 1996).

Simultáneamente, el aparato de Golgi produce unlisosoma modificado que rodea parcialmente al núcleoy constituye el acrosoma, el cual contiene las enzimashidrolíticas necesarias para que el espermatozoide atra-viese las estructuras que rodean al óvulo.

El acrosoma se produce por la coalescencia de pe-queños gránulos ricos en glicoproteínas que, al fusio-narse, forman una vesícula acrosómica que se adhierea la membrana nuclear. Esta vesícula crece a medidaque el aparato de Golgi continúa la entrega de glicopro-teínas, hasta que adquiere la forma de un capuchón ycubre aproximadamente la mitad anterior del núcleo(fig. 1-7) (Oko and Clermont, 1998).

Finalmente, la célula desarrolla una cola larga, queen su porción proximal se rodea de numerosas mito-condrias. Para ello, los dos centríolos que se encuen-tran cercanos a la membrana celular, migran hacia elnúcleo y se fijan a él durante las fases iniciales de laespermiogénesis; entonces, uno de los centríolos co-mienza la formación del axonema, que constituye elcomponente axial.

La cola del espermatozoide es más compleja queun cilio o un flagelo pues, además del axonema cen-tral compuesto de microtúbulos, posee elementos adi-cionales que provienen del citoesqueleto del esperma-tozoide, como son las fibras densas externas y la capafibrosa, cuya función aún no es bien conocida (Okoand Clermont, 1990).

22


Figura 1-7.Espermatozoide adulto.

Durante los estadios iniciales de la espermio-génesis, las mitocondrias se encuentran en la periferiade la célula y luego migran hacia la cola, para situarseordenadamente a lo largo de las fibras densas exter-nas entre el cuello y el annulus, que es una estructuraanular situada en la unión de la pieza media y la piezaprincipal de la cola. Posteriormente, las mitocondriasse condensan y se disponen formando un espiral en lapieza media (Otani et al., 1988).

La remodelación final de la célula, para lograr laforma elongada del espermatozoide, se consigue porla fagocitosis del exceso de citoplasma llevada a cabopor las células de Sertoli. Finalmente ocurre la libera-ción de los espermatozoides a la luz del túbulo, en elfenómeno conocido como espermiación (fig. 1-8). El ex-cedente citoplásmico queda atrapado en el espesor delepitelio y se conoce como cuerpos residuales (fig. 1-6).

Figura 1-8.Espermiación.


ESTADIOS DEL CICLO

Al realizar cortes transversales en varias porcio-nes del túbulo seminífero, se observa que las célulasgerminales no se reúnen al azar, sino que establecenpatrones de asociaciones celulares que se repitenidénticamente. Estos patrones se han clasificado de for-ma arbitraria y se denominan estadios, por tanto, unestadio es la descripción de las células en distintas eta-pas de diferenciación, que coinciden en un corte trans-versal tubular en un momento determinado (Hess,1990; Leblond and Clermont, 1952).

No todos los tipos posibles de células germinalesen desarrollo están presentes simultáneamente en uncorte transversal, sólo algunos son visibles en asocia-ciones que se repiten porque las espermatogonias in-gresan en la meiosis en forma secuencial y no al mis-mo tiempo.

Los estadios ocupan un segmento del túbulo semi-nífero, debido a que el inicio de la espermatogénesises sincronizado. Además, los segmentos tubulares trans-currirán por distintos estadios que aparecen de formasecuencial y ordenada, por lo que se les ha asignadouna numeración arbitraria y, así, al estadio I le seguiráel estadio II después de un tiempo determinado, y asísucesivamente, hasta completar todos los patrones po-sibles de asociación celular característicos de la especie.El número de estos patrones o estadios varía de unaespecie a otra; por ejemplo, en el cobayo se describendoce patrones y en la rata, catorce.

Existe además una coordinación espacial de los es-tadios, que aparecen en una secuencia numérica orde-nada en toda la longitud del túbulo seminífero. Estaordenación secuencial constituye la onda del epitelioseminífero y está intercalada, ocasionalmente, con seg-mentos en los que la secuencia numérica de los esta-dios se revierte, denominados modulaciones (Perey etal., 1961).

Al analizar de forma longitudinal las células dis-puestas en el espesor del epitelio del túbulo, se pue-den ver, en perfecto orden de diferenciación, todos lostipos celulares por los que transcurre una célula ger-minal; este análisis longitudinal sólo es posible de for-ma imaginaria, al integrar espacialmente los distintosestadios que se obtienen en un corte transversal tubular.

Las células germinales en realidad no se despla-zan longitudinalmente en el espesor del epitelio, perola forma ordenada secuencial, como las espermato-gonias inician la meiosis en sentido longitudinal, hace

23


que las asociaciones celulares se encuentren ordena-das en ese eje. Esta coordinación de eventos mantieneuna producción constante de espermatozoides, a pesarde que la espermatogénesis se completa después de va-rias semanas.

En contraste con el orden regular de los patronescelulares del epitelio seminífero de los roedores, el tes-tículo humano pareciera a primera vista presentar unadistribución al azar de los tipos celulares.

Al principio, se pensó que en el hombre el desarro-llo de las células germinales era caótico y no sincróni-co. Sin embargo, en la actualidad, se sabe que en loshumanos existen seis estadios, bien definidos, que ocu-pan pequeñas áreas cuneiformes del epitelio tubular,a modo de mosaico y que, en un corte transversal, sepueden observar tres o más estadios del ciclo (Cler-mont, 1963; Clermont 1966).

La situación se complica todavía más por el hechode que las células ubicadas en los bordes de estas áreasse pueden mezclar para dar asociaciones celularesatípicas o heterogéneas.

MADURACIÓNDEL ESPERMATOZOIDE

El espermatozoide que sale del testículo no es ca-paz de fertilizar al óvulo porque necesita pasar por unproceso de maduración donde adquiere movilidad y ca-pacidad fecundante. Este proceso se lleva a cabo en elepidídimo, el cual está ubicado sobre la cara posteriordel testículo y representa la parte contorneada proximaldel sistema de los conductos excretores (Fawcett, 1986).

Como el espermatozoide carece prácticamente decapacidad de biosíntesis (Hammerstedt, 1981), lasenzimas y proteínas requeridas para su maduracióndeben ser aportadas por el epitelio del epidídimo, don-de permanece aproximadamente de 8 a 17 días (Amannet al., 1993). Este órgano, además de actuar en la ma-duración del espermatozoide, también lo hace comoreservorio porque en su cola aloja los espermatozoidesmaduros que serán expulsados durante la eyaculación.

Aun después de eyaculado, el espermatozoide noes capaz de penetrar en el óvulo porque requiere com-pletar su maduración durante su tránsito por los geni-tales internos femeninos (fig. 1-9).

Figura 1-9.Secuencia de capacitación, fertilización y entrega de la carga cromosómica.


24


Este proceso de maduración final se llama capaci-tación y gran parte de las investigaciones que llevaronal éxito en la fertilización in vitro, fue lograr que estacapacitación fuera posible en el laboratorio (Chang,1984).

CONTROL HORMONAL

Eje hipotálamo-hipófisis-testículoLa producción de espermatozoides y testosterona

depende de la estimulación del testículo por las hor-monas foliculoestimulante (FSH) y luteinizante (LH).Ambas son secretadas de forma pulsátil por la adenohi-pófisis, en respuesta a la hormona liberadora degonadotropinas (GnRH), que a su vez es secretada deforma pulsátil por el hipotálamo (fig. 1-10) (Fawcett,1986).

Figura 1-10.Eje hipotálamo-hipófisis-testículo.

La testosterona es sintetizada por las células deLeydig en respuesta a la LH; estas células tienen re-ceptores para LH pero no para FSH. Por otra parte, lascélulas de Sertoli tienen receptores para FSH ytestosterona pero no para LH (De Kretser et al., 1971;Marina, 2003). Así, la LH actúa sobre la célula deLeydig, la cual produce testosterona y la FSH actúasobre las células de Sertoli, las cuales producen

inhibina, que ejerce un efecto inhibidor de la secreciónde FSH. Hasta el momento, no se han encontrado re-ceptores para las gonadotropinas en las células germi-nales (Weinbauer and Wessels, 1999).

La testosterona se puede transformar en estradiolpor acción de la enzima aromatasa esta aromatizaciónse produce en varios tejidos, entre ellos las células deSertoli y la adenohipófisis. Además, por acción de laenzima 5α-reductasa, la testosterona puede ser trans-formada en dihidrotestosterona (DHT), un tipo deandrógeno que no puede ser aromatizado, es decir, nopuede ser convertido en estradiol. La testosterona, enforma de DHT, ejerce una acción supresora sobre elhipotálamo (retroalimentación negativa), sobre la fre-cuencia y amplitud de los pulsos de LH y, en menorgrado, sobre la FSH. También tiene una acciónsupresora sobre la adenohipófisis, luego de haber sidotransformada en estradiol.

Además, existe un mecanismo de retroalimentaciónadicional para la FSH, a través de glicoproteínas comola inhibina y la activina, que establecen una comunica-ción entre el testículo y el cerebro. La inhibina es pro-ducida en las células de Sertoli y ejerce un efectoinhibidor en la secreción de FSH.

La activina se sintetiza en varios tejidos, incluso enla hipófisis, donde estimula la liberación de FSH(Corrigan et al., 1991). Sin embargo, no se sabe a cien-cia cierta cuál es su importancia en la espermatogénesisporque la activina está involucrada en otros procesoscomo la eritropoyesis, regulación de neurotransmisoresy en algunas funciones placentarias (Burger, 2001). Lafolistatina pertenece a una familia de polipéptidos di-ferente y su función es antagonizar el efecto de laactivina (Ueno et al., 1987; Mather et al., 1997).

Otros factores que modulan la secreción de GnRHson los péptidos opioides, la serotonina, la dopamina,el sistema alfa adrenérgico, el estrés metabólico y elestrés físico o emocional severo, los cuales pueden ge-nerar neuromoduladores que modifiquen la frecuen-cia y magnitud de los pulsos de GnRH y, por tanto, deLH y FSH (McGrady, 1984).

Mucho se ha discutido sobre el papel de la FSH yla testosterona en las diferentes fases de la espermato-génesis. Ambas son necesarias para el inicio de la esper-matogénesis, en la pubertad, y la testosterona, para sumantenimiento en el adulto. Sin embargo, no se cono-ce aún el papel de la FSH en el mantenimiento de laespermatogénesis en el adulto, aunque hay indicios queseñalan que interviene en la prevención de la apoptosis

25


de las células germinales. A continuación, se presen-tan en forma detallada evidencias que indican las po-sibles funciones de la testosterona, FSH, estradiol yotros factores locales en el proceso de esperma-togénesis.

TestosteronaLa testosterona es un andrógeno esteroide deriva-

do de la molécula del ciclopentanoperhidrofenantreno,que tiene 19 átomos de carbono, un doble enlace entreC4 y C5, un átomo de oxígeno en C3 y un radicalhidroxilo (OH) en C17, fórmula C19H28O2 (fig. 1-11).Esta estructura es necesaria para el mantenimiento dela actividad androgénica. La testosterona puede seraromatizada en varios tejidos para formar estradiol,que es una hormona cuyo papel en el hombre aún noha sido aclarado pero que cuando se produce en exce-so puede provocar feminización.

La testosterona y los andrógenos atraviesan fácil-mente la membrana celular y se unen a receptoresintracelulares específicos para ejercer su acción.

Figura 1-11.Estructura molecular de la testosterona.

La testosterona produce los siguientes efectos so-bre los órganos sexuales primarios:

• Promueve el crecimiento del escroto, pene y glán-dulas secretorias sexuales.

• Aumenta el peso y crecimiento testicular.

• Estimula la espermatogénesis en los túbulosseminíferos.

• Estimula la maduración del espermatozoide.

• Completa las características del semen y estimulala constitución definitiva, en su paso por el epidí-dimo y los conductos deferentes.

• Aumenta la libido.

Además produce los siguientes efectos sobre las ca-racterísticas sexuales secundarias:

• Proliferación de las glándulas sebáceas, lo cual fa-vorece la aparición de acné.

• Engrosamiento de la piel.

• Hipertrofia de la laringe y producción de una vozgrave permanente.

• Distribución del vello masculino en pubis, tronco,extremidades y barba.

• Tiene una relación determinada genéticamente conla aparición de calvicie en el hombre.

• Cierre de las placas epifisarias y del cartílago deconjunción.

• Comportamiento más agresivo y mayor vigor físi-co y muscular en el hombre que en la mujer.

Las acciones anabólicas son también evidentes enotros órganos y sistemas como hígado, riñón, corazón,médula ósea, etc.

Los andrógenos y la testosterona producen efectosanabólicos y de tipo mineralcorticoide como:

• Incremento de la masa muscular por una acciónanabólica.

• Aumento del ritmo de crecimiento de los huesoslargos en la pubertad y aumento de estatura.

• Aumento del peso corporal.

• Aumento de la síntesis de proteínas.

• Incremento de la retención de nitrógeno y balancede nitrógeno positivo.

• Retención de sodio, cloro y agua: acción mineralcor-ticoide.

26


• Retención de fósforo y potasio.

Otras acciones son:

• Por retroalimentación negativa inhibe la secreciónde las gonadotropinas hipofisarias.

• La concentración de hemoglobina es habitualmen-te de 1 a 2 g/dl superior en el hombre adulto queen la mujer por el efecto eritropoyético de losandrógenos.

• Tiene efectos antineoplásicos en el carcinoma demama avanzado y metastásico inoperable donde laradioterapia no está indicada.

El proceso de meiosis durante la espermatogénesises dependiente de la testosterona y su importancia seha demostrado en ensayos con roedores hipofisec-tomizados, en los cuales se observa que la administra-ción de altas dosis de testosterona puede mantener laespermatogénesis en ausencia de FSH (Marina, 2003;Sun et al., 1990). La concentración de testosterona enel líquido intersticial testicular y en el túbulo seminíferoes hasta 100 veces mayor que la presente en sangreperiférica (Morse et al., 1973).

Se ha observado que esta elevada concentraciónintratesticular puede no ser indispensable para man-tener la espermatogénesis, porque la reducción expe-rimental de hasta 60% de la concentración fisiológicade esta hormona en el líquido tubular no afectacuantitativamente la espermatogénesis en ratas adul-tas (Cunningham and Huckins, 1979). Sin embargo, seha determinado que para su mantenimiento se requie-ren niveles al menos 10 veces superiores a los presen-tes en sangre periférica (Cunningham and Huckins,1979).

La administración exógena de testosterona en ba-jas dosis actúa como anticonceptivo porque inhibe lasecreción de LH y provoca bajos niveles intrates-ticulares de esta hormona, que son incapaces de man-tener la espermatogénesis. Debido a que se conoce unsolo tipo de receptor de andrógenos, presente en to-dos los tejidos andrógeno-dependientes, es difícil en-tender por qué el testículo requiere concentracionestan altas de testosterona, mientras que en otros teji-dos, con el mismo tipo de receptor de andrógenos, fun-cionan con niveles mucho más bajos de la hormona(Quigley, 1998). Una posible explicación radica en quela mayor parte de la hormona se encuentra unida a laproteína fijadora de andrógenos (ABP) y no está dis-ponible para unirse al receptor de testosterona.

La ABP es producida por las células de Sertoli enrespuesta al estímulo de la FSH, y es secretada hacia elintersticio y hacia el líquido tubular (Danzo and Eller,1985). Esta proteína puede regular la acción de latestosterona, al modular la concentración de la hormo-na libre capaz de interactuar con su receptor (Josephet al., 1997). Además, se ha demostrado la presenciade endocitosis de la proteína ABP en células germinalesde rata, mono y hombre cuyo significado es aún des-conocido (Gerard, 1995).

El mecanismo de acción de la testosterona en la re-gulación de la espermatogénesis aún no se ha deter-minado. Se piensa que el estímulo de la testosteronaen la gametogénesis debe ser indirecto, puesto que sólose une a las células somáticas testiculares y no se cono-cen mediadores locales de su acción, ni receptores enlas células germinales (Bremner et al., 1994; Van Roijenet al., 1995). Sin embargo, podría actuar en el testículo,a través de su conversión a dihidrotestosterona (DHT)por la enzima 5α-reductasa, debido a que en dosis com-parables, la DHT es tan efectiva como la testosteronaen estimular la espermatogénesis (Singh et al., 1995).

Por otra parte, se ha observado que las células ger-minales requieren de la presencia de testosterona por-que la ausencia de ella conduce tempranamente a ladepleción de células germinales en estadios particula-res de diferenciación, en especial los espermatocitosen paquiteno y las espermátides en estadios 7 y 8. Lafalta de testosterona altera la adhesión de las espermá-tides a las células de Sertoli, probablemente por alte-ración del citoesqueleto de la célula somática, queinhibe la maduración subsiguiente de la célula ger-minal y, quizás, esto explique la muerte de estos tiposde células germinales.

También se ha observado un incremento en laapoptosis de células germinales durante la supresiónexperimental de testosterona, por lo que se consideraque esta hormona desempeña un papel importante enla supervivencia de las células germinales. Éstas pue-den expresar un receptor de membrana denominadoFas, que al unirse a su ligando, FasL, expresado en lacélula de Sertoli, puede iniciar el proceso de apoptosis.

La expresión del sistema Fas-FasL se favorece cuan-do el testículo es expuesto a xenobióticos, que son sus-tancias artificiales provenientes del exterior, presentesen el organismo (Lee et al., 1999). La testosterona qui-zás ejerce su efecto protector celular a través de la re-gulación de la expresión de proteínas relacionadas conla apoptosis.

27


Hormona foliculoestimulante (FSH)La FSH es una glicoproteína con una estructura si-

milar a la de la LH, TSH y HCG. Tiene dos polipéptidosque se denominan subunidad alfa y beta. La alfa escomún para la LH, FSH, TSH y HCG y contiene 92aminoácidos. La beta tiene 118 aminoácidos que le con-fieren la actividad biológica específica y es la respon-sable de interactuar con el receptor de FSH. Tanto enel hombre como en la mujer, la FSH estimula la madu-ración de las células germinales.

El receptor de FSH se encuentra en las células deSertoli y en las espermatogonias (Marina, 2003). Estahormona es de gran importancia en el inicio de la esper-matogénesis en la pubertad, pero su relevancia en elmantenimiento de la espermatogénesis en el adulto escontroversial. Un estudio, en el cual se administró sueroanti-GnRH a ratas adultas y se obtuvieron niveles nodetectables de FSH, reveló que la espermatogénesis noestaba afectada cuando el animal recibía suplementode testosterona (Awoniyi et al., 1989).

Además, ratones que no sintetizan FSH porque elgen de la subunidad beta de la FSH ha sido suprimi-do, mantienen la espematogénesis y son fértiles, aun-que presentan testículos pequeños (Kumar et al., 1997).Por esto, algunos autores apoyan la idea de que la FSHno es necesaria para el mantenimiento de la esperma-togénesis en ratas adultas, cuando las concentracionesde testosterona dentro del testículo se mantienen enniveles elevados, como los observados en condicionesnormales; sin embargo, la FSH puede ejercer un papelsignificativo en la espermatogénesis cuando las con-centraciones de testosterona dentro del testículo dis-minuyen.

Estudios en primates sugieren que tanto la FSHcomo la testosterona pueden estimular el desarrolloinicial de las espermatogonias, pero sólo la testosteronaes capaz de completar la espermatogénesis. Finalmen-te, existen evidencias experimentales que demuestranque la FSH suprime la apoptosis de las célulasgerminales en ratas hipofisectomizadas, lo cual indicaque esta hormona promueve la supervivencia celular(McLachlan et al., 1995).

EstradiolEs la hormona femenina, aunque también las célu-

las de Sertoli sintetizan estradiol testicular a partir dela aromatización de la testosterona producida por lascélulas de Leydig. Como las otras hormonas sexuales,es derivada del colesterol y proviene de la andros-tenodiona, la cual es convertida en testosterona que a

su vez se puede aromatizar hacia estradiol; o la andros-tenodiona se puede aromatizar a estrona, la cual se con-vierte en estradiol (fig. 1-12).

Figura 1-12.Estructura molecular del estradiol.

A su vez, el estradiol sale al espacio intersticial ycontribuye con la regulación de la función de las célu-las de Leydig, por tanto, al menos en roedores, elestradiol parece actuar como regulador local de laespermatogénesis (Jegou and Sharpe, 1993; Lubahn etal., 1993). La testosterona podría ejercer su acción so-bre la espermatogénesis a través de sus derivados laDHT y el estradiol. Bajo esta concepción local, losestrógenos se podrían considerar también hormonasmasculinas (O´Donnell et al., 2001).

FACTORES LOCALES

Además de las hormonas esteroideas, se han des-crito factores producidos de forma local en el testícu-lo, que tienen un papel en la regulación de laespermatogénesis. Entre éstos se encuentran algunascitocinas como el factor de necrosis tumoral (TNF), quepodría ser importante en la comunicación entre lascélulas de Sertoli y las células germinales (Weinbauerand Wessels, 1999), y el factor inhibidor de leucemia(LIF), que pudiera estar implicado en la regulaciónautocrina de las células de Sertoli (Hara et al., 1998).Además, distintos factores de crecimiento han sidoencontrados en las células de Sertoli y en las célulasgerminales, sin que se haya establecido aún su fun-ción precisa (Haneji et al., 1991; Weinbauer and Wessels,1999).

El sistema c-kit/SCF es un modelo de factor local,que es mediador del estímulo endocrino de lasgonadotropinas. El factor de célula madre (SCF) es pro-ducido por las células de Sertoli en respuesta a la esti-mulación por FSH (Loveland et al., 1997; Rossi et al.,1993) y es el ligando del c-kit, un receptor tirosina-qui-

28


nasa presente en las células germinales, específica-mente en las espermatogonias (Yoshinaga et al., 1991).

La interacción c-kit/SCF es indispensable para laespermatogénesis en ratones, como se demuestra conanimales mutantes que no expresan c-kit o SCF y sonestériles porque sus testículos carecen de células ger-minales (Munsie et al., 1997). El sistema c-kit estápresente en el testículo humano, aunque no se ha se-ñalado su alteración como etiología en infertilidad mas-culina (Sandlow et al., 1997).

BASES GENÉTICAS DELAS ALTERACIONES ENLA ESPERMATOGÉNESIS

En los casos de infertilidad de origen testicular, esdifícil determinar la causa. Aunque la historia clínicaaporta una información importante y la biopsia per-mite clasificar a los pacientes en oligo o azoospérmicos,los datos no suelen ser suficientes para determinar lacausa del problema. En la actualidad se sabe que, ade-más de la región SRY del brazo corto del cromosomaY, donde se localizan los genes para determinar la pre-sencia de testículo, otras regiones presentes en loscromosomas sexuales y autosómicos son fundamen-tales para que ocurra el proceso de espermatogénesisen forma adecuada.

Estudios recientes han revelado la presencia dedeleciones y microdeleciones en la porción proximaldel brazo largo del cromosoma Y (Yq11) en pacientesazoospérmicos, lo que ha sugerido que genes localiza-dos en esa región están relacionados con el control dela espermatogénesis y son los llamados factores deazoospermia (AZF) (Vogt, 2005; Tiepolo and Zuffardi,1976). La prevalencia general de estas microdelecionesen varones infértiles es de aproximadamente 8%, peropuede ser mucho mayor en grupos específicos de pa-cientes, como los que presentan azoospermia idiopáticao el síndrome de sólo células de Sertoli, que es cuandono hay células germinales en ningún túbulo (Forestaet al., 2001); por esta razón, la pesquisa mediante PCRde estas deleciones es recomendable en pacientes conazoospermia u oligozoospermia severa.

Hasta ahora se han descrito tres regiones del cromo-soma Y susceptibles de estar afectadas en pacientesazoospérmicos, las cuales han sido denominadas AZFa,AZFb y AZFc (Vogt et al., 1996). Una cuarta regióndenominada AZFd, localizada entre AZFb y AZFc, aúnno ha sido confirmada (Kent-First et al., 1999). Unamicrodeleción, en alguna de estas regiones, puede in-volucrar varios genes. Aquéllos que se expresan en el

tejido testicular son probablemente responsables de losdistintos fenotipos hallados en estos pacientes (Forestaet al., 2001). Por ejemplo, las microdeleciones de la re-gión AZFb, donde se localiza un gen denominadoRBMY, que sólo se expresa en las células germinalesdel testículo, están relacionadas con infertilidad enhumanos; además, este gen es homólogo al gen RBMdel ratón, cuya deleción causa esterilidad (Elliott et al.,1997).

Existe otro grupo de genes con alta prevalencia dedeleciones en pacientes infértiles, los cuales presentanuna estructura similar al gen RBM, y se denominanDAZ (Saxena et al., 1996). Esta familia de genes pre-senta tres o cuatro copias en la región AZFc, se encuen-tra sólo en simios y humanos (Gromoll et al., 1999) yúnicamente se expresa en las células germinales mas-culinas (Menke et al., 1997; Habermann et al, 1998). Elgen RBM codifica para una proteína que posee afini-dad con el ARN, cuya función en la espermatogénesises desconocida (Foresta et al., 2001).

Finalmente, la región AZFa presenta varios genesposiblemente relacionados con la espermatogénesis; sinembargo, el más importante parece ser el gen DBY(Foresta et al., 2000), que es el que con mayor frecuen-cia se halla involucrado en las deleciones con significa-do clínico y, aunque se expresa en varios tejidos, en eltestículo produce un transcripto específico.

La manifestación clínica o fenotipo asociado a es-tas microdeleciones es variable y, en general, no haycorrelación entre la localización de la deleción y elfenotipo clínico. Por ejemplo, las deleciones en la re-gión AZFc se pueden asociar tanto con azoospermiacomo con oligozoospermia severa y en las biopsiastesticulares se pueden diagnosticar patologías comola hipoespermatogénesis, que es la reducción en el nú-mero de células germinales presentes en el túbulo;arresto espermatogénico, que es cuando la esperma-togénesis se detiene en un estadio específico, o síndro-me de sólo células de Sertoli (Foresta et al., 2001; DeKretser et al., 1972).

Las deleciones de la región AZFa o AZFb provo-can problemas más severos, debido a que causanazoospermia en la mayoría de los casos (Foresta et al.,2000). El arresto espermático, que es el bloqueo de lamaduración, es más frecuente en los casos de deleciónde AZFb (Foresta et al., 2001). Además, deleciones muyextensas donde se involucran varias regiones, por ejem-plo, pacientes con deleciones AZFa-c presentan lasmanifestaciones más severas, lo que hace improbablela obtención de espermatozoides en la biopsia de testí-

29


culo durante los tratamientos con inyección intracito-plasmática de espermatozoides (ICSI) (Silber et al.,1998).

Se ha logrado el embarazo mediante ICSI con esper-matozoides testiculares en pacientes azoospérmicosque presentan deleciones del cromosoma Y, específica-mente de la región AZFc (Mulhall et al., 1997; Page etal., 1999; Jiang et al., 1998; Kamischke et al., 1999); loque demuestra que los espermatozoides de estos pa-cientes son capaces de fecundar mediante ICSI y lo-grar un desarrollo embrionario normal. Sin embargo,a todos los hijos varones se les transmitirá la deleciónpresente en el padre, por lo que se deberá suministrarconsejo genético a todas las parejas con factor mascu-lino severo, susceptibles a tratamiento por ICSI, antesdel procedimiento.

En algunos pacientes oligozoospérmicos con dele-ciones del cromosoma Y, se ha señalado fertilización yobtención de embriones mediante fertilización in vitroconvencional (Rossato et al., 1998), e inclusive concep-ción espontánea, aunque estos casos son poco frecuen-tes (Stuppia et al., 1996; Edwards and Bishop, 1997).En conclusión, la determinación de la presencia dedeleciones en el cromosoma Y del hombre con proble-mas de fertilidad puede prevenir el uso de tratamien-tos poco efectivos en estos casos. La identificación delpapel que desempeñan los genes AZF en la esperma-togénesis ha ampliado los conocimientos en esta área;sin embargo, se debe continuar en la búsqueda de nue-vos genes que puedan estar regulando este proceso.

RESUMEN

El testículo está conformado por un sistema detúbulos rodeados por tejido intersticial donde seencuentran ubicadas las células de Leydig, las cua-les son las encargadas de producir testosterona. Elepitelio de los túbulos está constituido por dos ti-pos de células: las células germinales, que se en-cuentran en todo el espesor del epitelio en diferen-tes estadios de desarrollo, y las células somáticas,que se denominan células de Sertoli. El citoplasmade éstas rodea las células germinales y las cuida ensu desarrollo por lo que también se las conoce comocélulas nodrizas.

La primera fase de la espermatogénesis, denomi-nada de proliferación o espermatogonial, se carac-teriza por la perpetuación de las espermatogoniasmediante mitosis. La segunda fase, llamada demeiosis o espermatocitaria, es donde se reduce el

número de cromosomas a la mitad mediante meio-sis. La tercera fase, llamada de diferenciación o es-permiogénesis, es donde ocurre la diferenciaciónen células flageladas especializadas.

Al realizar cortes transversales en varias porcio-nes del túbulo seminífero, se observa que las célu-las germinales no se reúnen al azar, sino que esta-blecen patrones de asociaciones celulares que se re-piten y se han denominado estadios. En los huma-nos existen seis estadios bien definidos que ocu-pan pequeñas áreas cuneiformes del epitelio tubu-lar, a modo de mosaico.

La producción de espermatozoides depende de laestimulación del testículo por las hormonas FSH yLH, secretadas en forma pulsátil por la adenohi-pófisis. La LH actúa sobre las células de Leydig,las cuales producen testosterona, y la FSH actúasobre las células de Sertoli, las cuales produciráninhibina. Hasta el momento, no se han encontradoreceptores para las gonadotropinas en las célulasgerminales. Se han descrito que existen otros fac-tores locales que influyen en la regulación de laespermatogénesis.

En pacientes con alteraciones espermáticas comoazoospermia u oligospermia severa, se han encon-trado deleciones y microdeleciones en la porciónproximal del brazo largo del cromosoma Y, que seconocen como factores de azoospermia (AZF). Losespermatozoides de estos pacientes son capaces defecundar mediante inyección intracitoplasmáticade espermatozoides (ICSI); sin embargo, a todoslos hijos varones se les transmitirá la deleción pre-sente en el padre, por lo que se debe suministrarconsejo genético a todas las parejas con factor mas-culino severo.

REFERENCIAS

ALASTALO T, LONNSTROM M, LEPPA S, KAARNIRANTA K, PELTO-HUIKO M, SISTONEN L, PARVINEN M (1998). Stage-specificexpression and cellular localization of the heat shockfactor 2 isoforms in the rat seminiferous epithelium.Exp Cell Res; 240:16-27.

AMANN R, HAMMERSTEDT R, VEERAMACHANENI D (1993). Theepididymis and sperm maturation: a perspective.Reprod Fertil Dev; 5(4):361-381.

AWONIYI C, SANTULLI R, SPRANDO R, EWING L, ZIRKIN B (1989).Restoration of advanced spermatogenic cells in theexperimentally regressed rat testis: quantitativerelationship to testosterone concentration within thetestis. Endocrinology; 124(3):1217-1223.

30


BAARENDS W, GROOTEGOED J (1999). Molecular Biology ofGametogenesis. In: FAUSER BCJM (eds.). MolecularBiology in Reproductive Medicine. New York: TheParthenon Publishing Group.

BIYANI C, JANETSCHEK G (2004). Varicocele. Clin Evid;12:1287-1293.

BREMNER W, MILLAR M, SHARPE R, SAUNDERS P (1994).Immunohistochemical localization of androgen recep-tors in the rat testis: evidence of stage-dependentexpression and regulation by androgens. Endocri-nology; 135:1227-1234.

BRINSTER R, AVARBOCK M (1994). Germline transmission ofdonor haplotype following spermatogonial trans-plantation. Proc Natl Acad Sci; 91:11303-11307.

BURGER H (2001). Inhibina, activina y neoplasias. En:BARBIERI R, JAFFE R, YEN S (eds.). Endocrinología de laReproducción. Buenos Aires: Editorial Panamericana.

CHANG M (1984). The meaning of sperm capacitation. Ahistorical perspective. J Androl; 5(2):45-50.

CHENG C, MRUK D (2002). Cell junction dynamics in thetestis: Sertoli-germ cell interactions and male contra-ceptive development. Physiol Rev; 82(4):825-874.

CLERMONT Y (1963). The cycle of the seminiferous epi-thelium in man. Am J Anat; 112:35-51.

CLERMONT Y (1966). Renewal of spermatogonia in man.Am J Anat; 118:509-524.

CLERMONT Y (1972). Kinetics of spermatogenesis in mam-mals: seminiferous epithelium cycle and spermatogo-nial renewal. Physiol Rev; 52:198-203.

CLOUTHIER D, AVARBOCK M, MAIKA S, HAMMER R, BRINSTER R(1996). Rat spermatogenesis in mouse testis. Nature;381:418-421.

CORRIGAN A, BILEZIKJIAN L, CARROLL R, BALD L, SCHMELZER

C, FENDLY B, MASON A, CHIN W, SCHWALL R, VALE W(1991). Evidence for an autocrine role of activin B wi-thin rat anterior pituitary cultures. Endocrinology;128:1682-1684.

CUNNINGHAM G, HUCKINS C (1979). Persistence of comple-te spermatogenesis in the presence of low intrates-ticular concentration of testosterone. Endocrinology;105:177-186.

DANZO B, ELLER B (1985). The ontogeny of biologically ac-tive androgen-binding protein in rat plasma, testis andepididymis. Endocrinology; 117:1380-1388.

DE KRETSER D, BURGER H, FORTUNE D, HUDSON B, LONG A,PAULSEN C, TAFT H (1972). Hormonal, histological andchromosomal studies in adult males with testiculardisorders. J Clin Endocrinol Metab; 35:392-401.

DE KRETSER D, CATT K, PAULSEN C (1971). Studies on the invitro testicular binding of iodinated luteinizinghormone in rats. Endocrinology; 88:332-337.

DYM M, FAWCETT D (1970). The blood-testis barrier in therat and the physiological compartmentation of theseminiferous epithelium. Biol Reprod; 3:308-326.

DYM M, FAWCETT D (1971). Further observations on thenumbers of spermatogonia, spermatocytes, andspermatids connected by intercellular bridges in themammalian testis. Biol Reprod; 4:195-215.

EDWARDS R, BISHOP C (1997). On the origin and frequencyof Y chromosome deletions responsible for severe maleinfertility. Mol Hum Reprod; 3:549-554.

ELLIOTT D, MA K, KERR S, THAKRAR R, SPEED R, CHANDLEY A,COOKE H (1996). An RBM homologue maps to themouse Y chromosome and is expressed in germ cells.Hum Mol Genet; 5:869-874.

ELLIOTT D, MILLAR M, OGHENE K, ROSS A, KIESEWETTER F,PRYOR J, MCINTYRE M, HARGREAVE T, SAUNDERS P, VOGT

P, CHANDLEY A, COOKE H (1997). Expression of RBM inthe nuclei of human germ cells is dependent on a cri-tical region of the Y chromosome long arm. Proc NatlAcad Sci USA; 94:3848-3853.

FAWCETT D, BLOOM W (1986). Tratado de Histología. Méxi-co: Editorial Interamericana, pp: 802-857.

FORESTA C, FERLIN A, MORO E (2000). Deletion and expres-sion analysis of AZFa genes on the human Y chro-mosome revealed a major role for DBY in male infer-tility. Hum Mol Genet; 9:1161-1169.

FORESTA C, MORO E, FERLIN A (2001). Y chromosome micro-deletions and alterations of spermatogenesis. Endocri-ne Reviews; 22:226-239.

FRANCA L, OGAWA T, AVARBOCK M, BRINSTER R, RUSSELL L(1998). Germ cell genotype controls cell cycle duringspermatogenesis in the rat. Biol Reprod; 59:1371-1377.

GERARD A (1995). Endocytosis of androgen-binding protein(ABP) by spermatogenic cells. J Steroid Biochem MolBiol; 53:533-542.

GILULA N, FAWCETT D, AOKI A (1976). The Sertoli cell occlu-ding junctions and gap junctions in mature and deve-loping mammalian testis. Dev Biol; 50:142-146.

GROMOLL J, WEINBAUER G, SKALETSKY H, SCHLATT S,ROCCHIETTI-MARCH M, PAGE D, NIESCHLAG E (1999). Theold world monkey DAZ (Deleted in AZoospermia)gene yields insights into the evolution of the DAZ genecluster on the human Y chromosome. Hum Mol Genet;8:2017-2024.

HABERMANN B, MI H, EDELMANN A, BOHRING C, BACKERT I,KIESEWETTER F, AUMULLER G, VOGT P (1998). DAZ (Dele-ted in AZoospermia) genes encode proteins locatedin human late spermatids and in sperm tails. HumReprod; 13:363-369.

HAMMERSTEDT R (1981). Monitoring the metabolic rate ofgerm cells and sperm. In: MCKERNS K (ed.). Repro-ductive Processes and Contraception. New York:Plenum Press.

31


HANEJI T, KOIDE S, TAJIMA Y, NISHIMUNE Y (1991). Differentialeffects of epidermal growth factor on the differen-tiation of type A spermatogonia in adult mousecryptorchid testes in vitro. J Endocrinol; 128(3):383-388.

HARA, TAMURA K, DE MIGUEL M, MUKOUYAMA Y, KIM H, KOGO

H, DONOVAN P, MIYAJIMA A (1998). Distinct roles ofoncostatin M and leukemia inhibitory factor in thedevelopment of primordial germ cells and Sertoli cellsin mice. Dev Biol; 201:144-153.

HELLER C, CLERMONT Y (1963). Spermatogenesis in man:an estimate of its duration. Science; 140:184-186.

HESS R (1998). Spermatogenesis, Overview. In: KNOBIL E,NEILL J (eds.). Encyclopedia of Reproduction. SanDiego: Academic Press.

HESS R (1990). Quantitative and qualitative characteristicsof the stages and transitions in the cycle of the ratseminiferous epithelium: light microscopic observa-tions of perfusion-fixed and plastic-embedded testes.Biol Reprod; 43:525-542.

JEGOU B (1993). The Sertoli-germ cell communicationnetwork in mammals. Int Rev Cytol; 147:25-96.

JEGOU B, SHARPE R (1993). Paracrine mechanisms intesticular control. In: DE KRETSER D (ed.). The molecularbiology of the male reproductive system, New York:NY. Academic Press.

JIANG M, LIEN Y, CHEN S, KO T, HO H, YANG Y (1999).Transmission of de novo mutations of the deleted inazoospermia genes from a severely oligozoospermicmale to a son via intracytoplasmic sperm injection.Fertil Steril; 71:1029-1032.

JOSEPH D, O’BRIEN D, SULLIVAN P, BECCHIS M, TSURUTA J,PETRUSZ P (1997). Overexpression of androgen-bindingprotein/sex hormone-binding globulin in maletransgenic mice: tissue distribution and phenotypicdisorders. Biol Reprod; 56:21-32.

KAMISCHKE A, GROMOLL J, SIMONI M, BEHRE H, NIESCHLAG E(1999). Transmission of a Y chromosome deletioninvolving the deleted in azoospermia (DAZ) andchromodomain (CDY1) genes from father to sonthrough intracytoplasmic sperm injection: case report.Hum Reprod; 14:2320-2322.

KENT-FIRST M, MUALLEM A, SHULTZ J, PRYOR J, ROBERTS K,NOLTEN W, MEISNER L, CHANDLEY A, GOUCHY G,JORGENSEN L, HAVIGHURST T, GROSCH J (1999). Definingregions of the Y-chromosome responsible for maleinfertility and identification of a fourth AZF region(AZFd) by Y-chromosome microdeletion detection.Mol Reprod Dev; 53:27-41.

KLEENE K, BORZORGZADEH A, FLYNN J, YELICK P, HECHT N(1988). Nucleotide sequence of a cDNA clone encodingmouse transition protein 1. Biochim Biophys Acta;950:215-220.

KLEENE K, FLYNN J (1987). Characterization of a cDNA cloneencoding a basic protein, TP2, involved in chromatincondensation during spermiogenesis in the mouse.J Biol Chem; 262:17272-17277.

KRETSER D (2000). Overview of spermatogenesis andejaculation. In: KEEL B, MAY J, DE JONGE C (eds.). Hand-book of the Assisted Reproduction Laboratory. BocaRaton FL: CRC Press.

KUMAR T, WANG Y, LU N, MATZUK M (1997). Folliclestimulating hormone is required for ovarian folliclematuration but not male fertility. Nature Genet;15:201-204.

LEBLOND C, CLERMONT Y (1952). Definition of the stages ofthe cycle of the seminiferous epithelium in the rat. AnnN Y Acad Sci; 55:548-573.

LEE J, RICHBURG J, SHIPP E, MEISTRICH M, BOEKELHEIDE K(1999). The Fas system, a regulator of testicular germcell apoptosis, is differentially up-regulated in Sertolicell versus germ cell injury of the testis. Endocri-nology; 140:852-858.

LENNART N (1990). The Miracle of Life. New York: BatamDoubleday Dell Publishing Group Inc.

LIN W, LAMB D, WHEELER T, LIPSHULTZ L, KIM E (1997). Insitu end-labeling of human testicular tissue demons-trates increased apoptosis in conditions of abnormalspermatogenesis. Fertil Steril; 68:1065-1069.

LOVELAND K, SCHLATT S (1997). Stem cell factor and c-kit inthe mammalian testis: lessons originating from MotherNature’s gene knockouts. J Endocrinol; 153:337-344.

LUBAHN D, MOYER J, GOLDING T, COUSE J, KORACH K, SMITHIES

O (1993). Alteration of reproductive function but notprenatal sexual development after insertional disrup-tion of the mouse estrogen receptor gene. Proc NatlAcad Sci; 90:11162-11166.

MARINA S (2003). Endocrinología del testículo. RevistaAsebir; 8(1):38-48.

MATHER J, MOORE A, LI R (1997). Activins, inhibins andfollistatins: further thoughts on a growing family ofregulators. Proc Soc Exp Biol Med; 215:209-222.

MCGRADY A (1984). Effects of psychological stress on malereproduction: a review. Arch Androl; 13:1-7.

MCLACHLAN R, WREFORD N, DE KRETSER D, ROBERTSON D(1995). The effects of recombinant follicle-stimulatinghormone on the restoration of spermatogenesis in thegonadotrophin-releasing hormone-immunized adultrat. Endocrinology; 136:4035-4043.

MENKE D, MUTTER G, PAGE D (1997). Expression of DAZ,an azoospermia factor candidate, in human sperma-togonia. Am J Hum Genet; 60:237-241.

MORSE H, HORIKE N, ROWLEY M, HELLER C (1973). Testos-terone concentrations in testes of normal men: effectsof testosterone propionate administration. J ClinEndocrinol Metab; 37:882-886.

32


MULHALL J, REIJO R, ALAGAPPAN R, BROWN L, PAGE D, CARSON

R, OATES R (1997). Azoospermic men with deletion ofthe DAZ gene cluster are capable of completing sper-matogenesis: fertilization, normal embryonic develop-ment and pregnancy occur when retrieved testicularespermatozoa are used for intracytoplasmic sperminjection. Hum Reprod; 12:503-508.

MUNSIE M, SCHLATT S, DE KRETSER D, LOVELAND K (1997).Expression of stem cell factor in the postnatal rat testis.Mol Reprod Dev; 47:19-25.

O’DONNELL L, ROBERTSON K, JONES M, SIMPSON E (2001).Estrogen and spermatogenesis. Endocr Rev; 22:289-318.

OKO R, CLERMONT Y (1990). Mammalian Spermatozoa:structure and assembly of the tail. In: GAGNON C (ed.).Controls of Sperm Motility: Biological and ClinicalAspects. Boca Raton, FL: CRC Press.

OKO R, CLERMONT Y (1998). Spermiogenesis. In: KNOBIL E,NEILL J (eds.). Encyclopedia of Reproduction. SanDiego: Academic Press.

OKO R, JANDO V, WAGNER C, KISTLER W, HERMO L (1996).Chromatin reorganization in rat spermatids duringthe disappearance of testis-specific histone, H1t, andthe appearance of transition proteins TP1 and TP2.Biol Reprod; 54:1141-1157.

OTANI H, TANAKA O, KASAI K, YOSHIOKA T (1988). Deve-lopment of mitochondrial helical sheath in the middlepiece of the mouse spermatid tail: regular dispositionsand synchronized changes. Anat Rec; 222:26-33.

PAGE D, SILBER S, BROWN L (1999). Men with infertilitycaused by AZFc deletion can produce sons by intracy-toplasmic sperm injection, but are likely to transmitthe deletion and infertility. Hum Reprod; 14:1722-1726.

PEREY B, CLERMONT Y, LEBLOND C (1961). The wave of the semi-niferous epithelium in the rat. Am J Anat; 108:47-77.

QUIGLEY C (1998). The androgen receptor. Physiology andPathophysiology. In: NIESCHLAG E, BEHRE H (eds.).Testosterone: action, deficiency substitution. Berlin:Springer-Verlag.

ROSSATO M, FERLIN A, GAROLLA A, PISTORELLO M, FORESTA C(1998). Case report: high fertilization rate in conven-tional in-vitro fertilization utilizing spermatozoa froman oligozoospermic subject presenting microdeletionsof the Y chromosome long arm. Mol Hum Reprod;4:473-476.

ROSSI P, DOLCI S, ALBANESI C, GRIMALDI P, RICCA R, GEREMIA

R (1993). Follicle-stimulating hormone induction ofsteel factor (SLF) mRNA in mouse Sertoli cells andstimulation of DNA synthesis in spermatogonia bysoluble SLF. Dev Biol; 155:68-74.

SANDLOW J, FENG H, SANDRA A (1997). Localization andexpression of the c-kit receptor protein in human androdent testis and sperm. Urology; 49:494-500.

SAXENA R, BROWN L, HAWKINS T, ALAGAPPAN R, SKALETSKY H,REEVE M, REIJO R, ROZEN S, DINULOS M, DISTECHE C, PAGE

D (1996). The DAZ gene cluster on the human Ychromosome arose from an autosomal gene that wastransposed, repeteadly amplified and pruned. NatGenet; 14:292-299.

SETCHELL B (1980). The functional significance of the blood-testis barrier. J Androl; 1:3-5.

SHARPE, R, MCKINNELL C, MCLAREN T, MILLAR M, WEST A,MAGUIRE S, GAUGHAN J, SYED V, JÉGOU B, KERR J andSAUNDERS P (1994). Interactions between androgens,Sertoli cells and germ cells in the control of sperma-togenesis. In: VERHOEVEN G, HABENICHT U (eds.).Molecular, Cellular Endocrinology of the Testis. Hei-delberg: Springer-Verlag.

SILBER S, ALAGAPPAN R, BROWN L, PAGE D (1998). Y chro-mosome deletions in azoospermic and severely oli-gozoospermic men undergoing intracytoplasmicsperm injection after testicular sperm extraction. HumReprod; 13:3332-3337.

SINGH J, O’NEILL C, HANDELSMAN D (1995). Induction ofspermatogenesis by androgens in gonadotropin-deficient (hpg) mice. Endocrinology; 136:5311-5321.

SIU M, CHENG C (2004). Dynamic cross-talk between cellsand the extracellular matrix in the testis. Bioessays;26(9):978-992.

STUPPIA L, CALABRESE G, FRANCHI P, MINGARELLI R, GATTA V,PALKA G, DALLAPICCOLA B (1996). Widening of a Y-chro-mosome interval-6 deletion transmitted from a fatherto his infertile son accounts for an oligozoospermiacritical region distal to the RBM1 and DAZ genes. AmJ Hum Genet; 59:1393-1395.

SUN Y, WREFORD N, ROBERTSON D, DE KRETSER D (1990).Quantitative cytological studies of spermatogenesisin intact and hypophysectomized rats: identificationof androgen-dependent stages. Endocrinology;127:1215-1223.

TIEPOLO L, ZUFFARDI O (1976). Localization of factors contro-lling spermatogenesis in the nonfluorescent portionof the human Y chromosome long arm. Hum Genet;34:119-124.

UENO N, LING N, YING S, ESCH F, SHIMASAKI S, GUILLEMIN R(1987). Isolation and partial characterization of follis-tatin: a single-chain Mr 35,000 monomeric protein thatinhibits the release of follicle-stimulating hormone.Proc Natl Acad Sci USA; 84:8282-8288.

VAN ROIJEN J, VAN ASSEN S, VAN DER KWAST T, DE ROOIJ D,BOERSMA J, VREEBURG J, WEBER R (1995). Androgen re-ceptor immunoexpression in the testes of subfertilemen. J Androl; 16:510-516.

VOGT P (2005). AZF deletions and Y chromosomal haplo-groups: history and update based on sequence. HumReprod Update; 11(4):319-336.

33


VOGT P, EDELMANN A, KIRSCH S, HENEGARIU O, HIRSCHMANN

P, KIESEWETTER F, KOHN F, SCHILL W, FARAH S, RAMOS C,HARTMANN M, HARTSCHUH W, MESCHEDE D, BEHRE H,CASTEL A, NIESCHLAG E, WEIDNER W, GRONE H, JUNG A,ENGEL W, HAIDL G (1996). Human Y chromosomeazoospermia factors (AZF) mapped to different subre-gions in Yq11. Hum Mol Genet; 5:933-943.

WEINBAUER G, WESSELS J (1999). ‘Paracrine’ control ofspermatogenesis. Andrologia; 31:249-262.

YOSHINAGA K, NISHIKAWA S, OGAWA M, HAYASHI S, KUNISADA

T, FUJIMOTO T, NISHIKAWA S (1991). Role of c-kit in mousespermatogenesis: identification of spermatogonia asa specific site of c-kit expression and function. Deve-lopment; 113:689-699.

01 FIN letra mas grande - fertilab.netfertilab.net/descargables/publicaciones/infertilidad/Fertilab_01... · basal, fibroblastos y células peritubulares mioides. Cada testículo

Documents