Activitéantioxydantedelaplante médicinale ...
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Université Mohamed Khider de BiskraFaculté des sciences exactes et sciences de la nature et de lavieDépartement des sciences de la nature et de la vie
Domaine : Sciences de la nature et de la vieFilière : Sciences biologiques
Spécialité : Biochimie appliquée
Réf. :………………………………………………
Présenté et soutenu par :Widad KORRA et Yousra SELMI
Le : mercredi 7 octobre 2020
ThèmeActivité antioxydante de la plante
médicinale Buniummauritanicum L.
Jury :
M. Salem BELKAESSA MAA Université de Biskra Président
Mme. Yamina BOUATROUS MCA Université de Biskra Rapporteur
M. Amirouche DEGHIMA MAA Université de Biskra Examinateur
Année universitaire : 2019 - 2020
MÉMOIRE DEMASTER
Remerciements
Nous exprimons d’abord nos profonds remerciements à Allah le Tout Puissant,
de nous avoir accordé la force et la patience d'aller jusqu'au bout de notre rêve et
le bonheur d’achever ce travail.
Nous tenons à adresser notre très sincères remerciements à Notre Promoteur de
mémoire madame « BOUATROUS Yamina »
Sans oublier de remercier vivement l’équipe de laboratoire de notre Département,
l’équipe de bibliothèque de biologie, les travailleurs de l’administration et les
agents de la faculté.
Nous remercions sincèrement à la bibliothèque SNV .
Mes remerciements vont également à tous notre enseignant du département de
biologie, pour les informations et les aides au cours des années de mes études.
À tous les étudiants de master de la promotion 2020.
À toute personne qui a participé de près ou de loin, directement ou
indirectement, à la réalisation de ce travail.
Dédicace
Avant tout, nous remercions « ALLAH » le tout puissant, de nous avoir ouvert
les portes du savoir et qui sans lui ce travail ne serait jamais réalisé.
A Source de joie et de bonheur, celui qui s’est toujours sacrifié pour me voir
réussir, Puisse Dieu, le Très Haut, vous accorder santé, bonheur longue vie
mon père
A la lumière de mes jours, la source de mes efforts, la flamme de
mon cœur, ma vie et mon bonheur : Maman que j’aime
A mes très chère sœurs : Amira, Fattoum, Samiha, Saida, Nahed, Chourouk
A mes très cher frères : Ahmed, Ishaq, Ramdhan.
A mes neveux : Malak Fatiha, Bouchra, abdennour, Ayoub, Tadj eddine,
Redoane, Lokman, Anfal.
A mes chères amies : Yamina, Ayat errehmane Djamila, Manal, Noussaiba
Rabiha, Khouloud, Khaoala, Ferial, Soumia, Bouthaina, Ikram, Iman, Asma,
Sabah, Hind, souad, Meryem, Marwa, Amira, Sara, Zineb Nada
A ma chère famille paternelle et maternelle
A tous personne qui sont trop cher pour moi
Widad
DédicaceAu nom d’Allah le plus grand merci lui revient de m’avoir guidé vers
Le droit chemin, de m’avoir aidé tout long de mes années d’étude, il m’a donné la
force, les moyens et le courage pour terminer ce travail.
Tout d’abord je tiens à remercier mes très chers parents « Selmi Lakhdari» et
«Hakima», qui ont le droit de recevoir mes chaleureux remerciements, pour le
courage et le sacrifice qu’ils ont consentes pendant ladurée de mes études en leurs
souhaitant une langue vie pleine de joie et de santé.
A mon très cher mari« Sid Abd Elmalik» : Tes sacrifices, ton soutien moral et
matériel m’ont permis de réussir mes études, je te exprime tout mon amour et
toute ma gratitude pour m’avoir encouragé, et pour tous les instants inoubliables.
A ma chère et seulesœur«Chahrazad»pour son écoute, et tous les bons moments
passés en sa compagnie.
A mes fréres : Ahmed ,Houssam , Imed Eddine .
A mes amies que j’ai vécu avec elles des beaux moments au cours de mon cursus à
l’université: Amira, Djamila, Marwa
Yousra
Sommaire
Liste des Tableaux ………………………………………………………………… I
Liste des Figures…………………………………………………………………… II
Liste des abréviations…………………………………………………………………. III
Introduction …………………………………………………………………….. 1
Partie 1:SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE
Chapitre 1.BUNUIM MAURITANICUM L.
1. 1. Famille de Bunium mauritanicum L .........................................................................3
1.2. Genre Bunium L.........................................................................................................3
1.3. Bunium mauritanicum L.............................................................................................3
1.3.1 Classification............................................................................................................ 3
1.3.2 Description............................................................................................................... 4
1.3.3 Utilisation traditionnelle...........................................................................................5
Chapitre 2.METABOLITE SECONDAIRE
2.1. Métabolites secondaires..............................................................................................6
2.1.1. Polyphénols............................................................................................................. 6
2.1.2. Flavonoïdes..............................................................................................................7
2.1.3. Tanins...................................................................................................................... 8
2.1.4. Alcaloïdes................................................................................................................8
2.1.4.1. Alcaloïdes vrais.................................................................................................... 9
2.1.4.2. Pseudo- alcaloïdes................................................................................................ 9
2.1.4.3. Proto- alcaloïdes................................................................................................... 9
Chapitre 3.ACTIVITE ANTIOXYDANTE
3.1. Stress oxydants......................................................................................................... 10
3.1.1. Définition...............................................................................................................10
3.1.2. Origine du stress oxydant...................................................................................... 10
3.2. Radicaux libre...........................................................................................................10
3.2.1. Définition...............................................................................................................10
3.2.2. Espèces réactives de l’oxygène (ERO)..................................................................11
3.3. Antioxydants.............................................................................................................11
3.3.1. Antioxydants primaires......................................................................................... 11
3.3.2 Antioxydants secondaires.......................................................................................12
Partie 2: EXPERIMENTALE
Chapitre 4 .MATERIEL ET METHODE
4.1. Matériel.....................................................................................................................13
4.1.1. Appareillages.........................................................................................................13
4.1.2. Matériel végétal..................................................................................................... 13
4.2. Méthodes.................................................................................................................. 14
4.2.1. Préparation des extraits..........................................................................................14
4.2.1.1. Extraction des graines de bunium mauritanicum (L)......................................... 14
a. Extraction par macération dans l’éthanol aqueux (extraction solide/liquide).... 14
b. Extraction avec de l’eau chaude (extraction solide/liquide)............................... 15
c. Extraction sous reflux dans l’acétone aqueux (extraction solide/liquide)......... 16
4.2.2. Screening phytochimiques.....................................................................................18
4.2.2.1. Caractérisation des alcaloïdes.............................................................................18
4.2.2.2. Caractérisation des polyphénols......................................................................... 18
4.2.2.3. Caractérisation des flavonoïdes..........................................................................19
4.2.2.4. Caractérisation des stéroïdes.............................................................................. 19
4.2.2.5. Caractérisation des composés réducteurs......................................................... 19
4.2.2.6. Caractérisation des tanins................................................................................... 19
4.2.2.7. Caractérisation des saponines.............................................................................19
4.2.2.8. Caractérisation des Terpénoïdes.........................................................................20
4.2.3. Dosage des métabolites secondaires......................................................................20
4.2.3.1. Dosage des polyphénols totaux.......................................................................... 20
4.2.3.2. Dosage des Flavonoïdes totaux.......................................................................... 21
4.2.3.3 Evaluation de l’activité antioxydant....................................................................21
Chapitre 5.RESULTATS ET DISCUSSION
5.1 Screening phytochimiques.........................................................................................23
5.2 Rendement d’extraction.............................................................................................25
5.3. Dosage des métabolites secondaires.........................................................................27
5.3.1. Dosage des polyphénols totaux............................................................................. 27
5.3.2. Dosage des flavonoïdes totaux.............................................................................. 28
5.3.3Evaluation de l’activité antioxydant........................................................................30
Conclusion……………………………………………………………………………...32
Les références bibliographique ……………………………………………………….33
Annexes
I
Liste des Tableaux
Tableau 1: Classification de plantes Bunium mauritanicum L......................................... 4
Tableau 2: les principales classes des polyphénols(Herbert,1989;Macheix et al.,2005).. 7
Tableau 3:Mise en évidence de la présence ou absence de certains métabolites
secondaires de Bunium mauritanicum L...................................................................................23
Tableau 4:comparaison des résultats effectués par diffèrents article concernant de
quelque métabolite secondaire..................................................................................................24
II
Liste des Figures
Figure 1: Représentation de plante Bunium mauritanicum L(Chentouh et al., 2018)................4Figure 2 : Structure du noyau phénol (Bruneton,1999)............................................................. 6
Figure 3:Structure de bases des flavonoïdes (Tapas et al., 2008)...............................................8Figure 4: Photo du bulbe des Bunium mauritanicum L............................................................13Figure 5:Site d'échantillonnage.................................................................................................14
Figure 6: L'extraction des Bunium mauritanicum L par éthanol aqueux................................. 15
Figure 7:L’extraction des Bunium mauritanicum L par l'eau chaude..................................... 16
Figure 8:l'extraction des bunium mauritanicum L par acétone aqueux.................................... 16
Figure 9: protocole de préparation des extraits bruts................................................................17
Figure 10:Histogramme du rendement des extractions des Bunium mauritanicum L..............26
Figure 11: Courbe d'étalonnage de l'acide gallique pour le dosage des polyphénols totaux.... 27
Figure 12: Courbe d'étalonnage de Quercétine pour le dosage des flavonoïdes totaux............29
III
Liste des abréviations
ROO• : radicalperoxyle.
RO• : radical alkoxyle.
ERO : espèces réactives de l’oxygène.
O2*- : le radical superoxyde.
*OH : le radical hydroxyle.
NO* : le monoxyde d’azote.
H2O2 : le peroxyde d’hydrogène.
ONOO- : le peroxynitrite.
ROS : espèces réactives de l’oxygène.
SOD :suproxyde dismutase.
FeCl3 : chlorure ferrique.
H3PW12O40 : acide phosphotungstique.
H3PMo12O40 : acide phosphomolybdique.
W2PW23 : oxyde de tungstène.
MO8O23 : oxyde de molybdène.
FeCl3 : chlorure ferrique.
DPPH : 2,2-diphényle-1- picrylhydrazyl.
UV : ultra-violet
IC50 : concentration d’inhibition à 50 %.
Abs : absorbance.
EAG : équivalent acide gallique.
EQ : équivalent Quercitaine.
EETH : extrait éthanoïque.
EACE : extrait a cétonique.
EACE : extrait a cétonique.
Introduction générale
Introduction
1
Introduction
Depuis plusieurs années, l’homme est habitué à utiliser les plantes pour leurs propriétés
médicinales et nutritives, afin de traiter et soigner toutes sortes de maladies. Ces plantes ont
l’aptitude de synthétiser de nombreux composés appelés métabolites secondaires, elles
constituent donc un immense réservoir de composés d’une grande diversité chimique,
possédant un large éventail d’activités biologiques. Ainsi, l'évaluation de ces activités
demeure une tâche très intéressante qui peut faire l'intérêt de nombreuses études (Jacotot et
Campillo, 2003).
Les plantes médicinales contiennent un grand nombre de molécules actives d’intérêt
multiple mis à profit dans l’industrie, alimentation, cosmétologie et en dermopharmacie.
Parmi ces molécules, on retrouve, les coumarines, alcaloïdes, acides phénoliques, tannins,
lignines, terpènes et flavonoïdes (Bahorun,1997). Les flavonoïdes possèdent potentiellement
des activités biologiques, antinflammatoires, anti-cancérigènes, antimicrobiennes et
antioxydants (Atik bekkara et al.,2007).
L‘Algérie est un pays riche en plantes médicinales dont l‘exploitation est d‘un grand
intérêt pour une utilisation dans différents domaines tels que la thérapie par recommandation
des organisations de la santé publique comme l'Organisation Mondiale de la Santé (OMS)
(Chentouh et al.,2018)
Ont signalé que plus de 80 % de la population des pays en voie de développement
utilisent les plantes médicinales pour leurs problèmes de santé. La recherche sur l‘impact des
plantes médicinales est d'actualité et connait un grand développement. Sur la base des usages
tradithérapeutes, de nombreux auteurs ont essayé d‘approfondir les connaissances sur les
plantes médicinales et leurs effets sur les activités biologiques, y compris les paramètres de
reproduction. Ils sont arrivés à confirmer la réputation de plusieurs plantes de soigner certains
dysfonctionnements de la fonction de reproduction. Bunium incrassatum est une plante
médicinale très répondue dans l‘est algérien surtout dans la région d‘Oum el Bouaghi. Elle
appartient à la famille des Apiaceae (Chentouh et al., 2018). Selon les tradipraticiens de cetterégion, elle est utilisée dans le but d‘augmenter le poids et la sécrétion laitière de quelques
animaux d‘élevage. L‘étude de la composition chimique des graines de
B. incrassatum a permis de mettre en évidence la présence de coumarines, de Beta-
Sitostérol, de saccharose et d‘acide oléique (Bousetla et al., 2011).
Introduction
2
Parmi les plantes médicinales dans l’Algérie l’espèce Bunium mauritanicum L est
connue pour son usage en médecine traditionnelle.
L’objectif de notre travail, est l’estimation de contenu des bulbes de Buniummauritanicum L en polyphénols totaux, en flavonoïdes totaux, et l’évaluation de l’activité
antioxydant de cette plante.
Le présent travail est scindé en deux parties. La première est une étude bibliographique
concernant des informations sur la plante Bunium mauritanicum L, des notions sur
métabolites secondaires et les stress oxydatif. La deuxième partie, le matériel et la
méthodologie de travail et les résultats obtenus suivie des discussions. Enfin la conclusion.
Partie bibliographique
Chapitre 1
Bunium mauritanicumL
Chapitre 1 Bunium mauritanicumL
3
1. 1. Famille de Bunium mauritanicum LLes Apiaceae (Apiacées) anciennement appelées Ombellifères, comprennent environ
3000 espèces réparties en 469 genres se distribués dans toutes les régions tempérées mais
surtout dans l’hémisphère Nord. En Algérie 55 genres regroupant 117 espèces, dont 24
endémiques sont répertoriés (Quezel et Santa,1963).C’est une famille très homogène, une des
plus faciles à reconnaître, grâce à ces inflorescences en ombelles composées. Inversement, les
espèces sont parfois difficiles à distinguer les unes des autres.
Ce sont essentiellement des herbes annuelles, bisannuelles, le plus souvent vivaces. La
tige est ordinairement cannelée et creuse, les feuilles sont alternes, souvent très découpées et
comportent une gaine très développée comparable à celle que l’on rencontre chez les
Monocotylédones (Dupont et Guignard, 2012).
1.2. Genre Bunium LLes espèces de ce genre sont des plantes aromatiques ayant des propriétés médicinales,
leurs grains ainsi que leur huile essentielle sont souvent utilisés dans l’alimentation et la
médecine (Lefahal,2014).
1.3. Bunium mauritanicum LNom vulgaire: Français: bunium gland de terre; Arabe: Talghouda(�ouvent�)
Nom scientifique: Bunium mauritanicum ou B. incrassatum.
Le nom du genre est fixé sur Bunium, dans de rares cas on cite le genre Carum comme
équivalent. Les noms d‘espèces font surgir au début B. mauritanicum mais ce sont d’autres
appellations citées dans Quezel et Santa (1962) ; On retrouve B. incrassatum, commune dansles champs ; B. fantanesii ayant comme syn. B. mauritanicum La base de données ‘‘The plant
List’’ cite B. mauritanicum comme étant un synonyme de Bunium bulbocastanum L. C’est
enfin ce taxon qui est favorisé (Benkhalfa et al., 2018).
1.3.1 ClassificationLa classification de la plante Bunium mauritanicum L est montrée dans le tableau 1.
Selon (site web 1) .
Chapitre 1 Bunium mauritanicumL
4
Tableau 1: Classification de plantes Bunium mauritanicum L
Règne Plantae
Division Magnoliophyta
Classe Magnoliopsida
Ordre Apiales
Famille Apiaceae
Genre Bunium
Espèce Bunium mauritanicum
1.3.2 DescriptionC’est une plante vivace herbacée de 30-70 cm, à port d’ombellifère la tige est grêle,
sillonnée, surtout vers le haut, les feuilles sont alternes, 2-3 fois divisées en lanières étroites
de contour générale triangulaire et ses fruits environ 2 fois plus longs que large, à cotes
saillantes, aromatiques. Partie souterraine tubercule brunâtre généralement arrondi de 1-2 cm
de diamètre, brunâtre à l’extérieur, blanc à l’intérieur (Couplan et Styner,1994).
Figure 1: Représentation de plante Bunium mauritanicum L(Chentouh et al., 2018)
Chapitre 1 Bunium mauritanicumL
5
1.3.3 Utilisation traditionnelleLes espèces du genre Bunium L sont des plantes aromatiques ayant des propriétés
médicinales, leurs huiles essentielles ainsi que leurs graines sont souvent utilisés dans
l’alimentation et la médecine (Jassb et al, 2005).
L’usage le plus poussé est celui de la thyroïde. Comme propriété thérapeutique la plante
a une propriété émolliente. Ce caractère marque que Talghouda non seulement comme un
aliment mais également comme source ce soin. Ailleurs, les graines constitue un succédané au
cumin et donne également une huile évoquée dans des soins traditionnels.
Dans le système indigène des médicaments, séchés et en poudre les tubercules sont
considérés comme astringents et anti-diarrhéiques et trouvé utile contre les hémorroïdes
inflammatoires.
Cette plante est utilisée pour le traitement de la bronchite et de la toux. La chimie de
cette espèce n'a pas été étudiée auparavant.
Des études phytochimiques antérieures sur le genre Bunium révélées la présence de
coumarines, sesquiterpènes et notamment les huiles essentielles.(Bousetla et al.,2011).
Chapitre 2Les métabolitessecondaires
Chapitre 2 métabolite secondaire
6
2.1. Métabolites secondairesLes métabolites secondaires sont des molécules organiques complexes synthétisées et
accumulées en petites quantités par les plantes (Lutge et al.,2002).Ces molécules jouent
unrôle dans l’adaptation des plantes à leur environnement et représente également une source
important de produits pharmaceutiques (Bourgaud et al., 2001).Ils appartiennent à des
groupes chimiques variés : alcaloïdes, terpènes et composés phénoliques, etc. (Macheix etal.,2005).
2.1.1. PolyphénolsLes polyphénols sont caractérisés par la présence d’au moins un noyau benzénique
auquel est directement lié au moins un groupe hydroxyle, libre ou engagé dans une autre
fonction : éther, ester, hétéroside (figure 2.) (Bruneton, 1999).
Figure 2 : Structure du noyau phénol (Bruneton, 1999).
Chapitre 2 métabolite secondaire
7
Tableau 2: les principales classes des polyphénols (Herbert,1989;Macheix et al.,2005)
Squelette carboné Classe Exemple OrigineC6 Phénols simples Catéchol Nombreuses espaces
C6-C1 Acideshydroxybenzoïques
p-hydroxybenzoïqu
Epices, fraises
C6-C3 Acideshydroxycinnamiques
Acide caféiqueAcide férulique Pomme de terre,
pomme
Coumarines Scopolétine Citrus
C6-C4 Naphtoquinones Juglone Noix
C6-C2-C6 Stilbènes Resvératrol VigneC6-C3-C6 Flavonoides
Flavonols Anthocyanes Flavanols
Isoflavonoïdes
Kaempférol,Qeurcétine,cyanidine,Catéchine,épicathéchine,Naringénine
Daidzéine
Fruit, légumes,fleurs soja, poisPomme, fruit rouge
(C6-C3)2 Lignanes Pinorésinol Pin
(C6-C3)n Lignines Bois, fruits à noyaux
(C15) Tanins Raisins, kaki
Dans cette étude, nous décrivons la classe des flavonoïdes car elle représente plus que la
moitié des composés phénoliques.
2.1.2. FlavonoïdesLes flavonoïdes constituent un groupe de plus de 6000 composés naturels qui sont
quasiment universels chez les plantes vasculaires. Ils constituent des pigments responsables
des colorations jaune, orange, et rouge de différents organes végétaux (Ghedira,2005). Tous
les flavonoïdes possèdent la même structure de base (C6-C3-C6), ils contiennent quinze
atomes de carbone dans leur structure de base: deux cycles aromatiques A et B à six atomes
Chapitre 2 métabolite secondaire
8
de carbones liés avec une unité de trois atomes de carbone qui peut ou non être une partie d'un
troisième cycle C (Tapas et al.,2008) figure 3.
Figure 3:Structure de bases des flavonoïdes (Tapas et al., 2008)
Les principales classes des flavonoïdes sont : les flavonols les flavones, les flavanones,
les flavan-3-ols, les isoflavones et les anthocyanes, ils varient dans leurs caractéristiques
Structurelles par la diversité fonctionnelle autour de l’oxygénation de l’hétérocycle.
2.1.3. TaninsLes tanins sont des substances polyphénoliques de structure variée, de saveur
astringente ayant en commun la propriété de tanner la peau, cette aptitude est lié à leur
propriété de se combiner aux protéines. Leur poids moléculaire est compris entre 500 et
3000Da (Paris et Hurabielle, 1981). Ils peuvent exister dans divers organes: l'écorce, les
feuilles, les fruits, les racines et les graines (Khanbabae et Ree,2001).
2.1.4. AlcaloïdesUn alcaloïde est un composé organique d'origine naturelle (le plus souvent végétale),
azoté, plus ou moins basique, de distribution restreinte et doté, à faible dose de propriétés
pharmacologiques marquées. Le regroupement d'un tel ensemble est par ailleurs confirmé par
Des réactions communes de précipitation avec les «réactifs généraux des alcaloïdes»
(Bruneton, 2009).
Les alcaloïdes sont généralement classés selon leurs précurseurs biogénétique
communs et la position de l'atome d'azote, en:
Chapitre 2 métabolite secondaire
9
2.1.4.1. Alcaloïdes vraisLes alcaloïdes vrais contiennent ordinairement un azote hétérocyclique dans leurs
Structures qui dérivent des acides aminés.
2.1.4.2. Pseudo- alcaloïdesLes pseudo-alcaloïdes présentent le plus souvent toutes les caractéristiques des
a1ca1oïdes vrais mais ce ne sont pas des dérivés des acides aminés. Il s'agit dans la majorité
des cas connus d'isoprénoïdes et l'on parle alors d'alcaloïdes terpéniques: monoterpéniques,
sesquiterpéniques, ou diterpéniques. Dans ce groupe on connait également des substances
issues du métabolisme de l'acétate, c'est le cas de la coniine, principe toxique de la ciguë.
2.1.4.3. Proto- alcaloïdesLes proto-alcaloïdes sont des amines simples dont l'atome d'azote n'est pas inclut dans
un système hétérocyclique mais forme plutôt des groupements aminés latéraux. Ils sont bio
synthétisés à partir des acides aminés (Aniszewski,2007).
Chapitre 3Activité antioxydante
Chapitre 3 activité antioxydant
10
3.1. Stress oxydants3.1.1. DéfinitionLe stress oxydatif est défini comme étant le déséquilibre entre la génération des espèces
réactives de l’oxygène et la capacité du corps à neutraliser et à réparer les dommages
oxydatifs (Boyd etal.,2003).
Le stress oxydant est largement accepté comme étant un composant critique de plusieur
spathologies. En effet, il est par exemple lié au développement des maladies coronariennes,
des accidents vasculaires cérébraux, du cancer, de la maladie d’Alzheimer, d’athérosclérose et
le diabète. Il est caractérisé par une augmentation du nombre des radicaux libres et une
réduction des défenses antioxydants (King et al.,2003).
3.1.2. Origine du stress oxydantLe stress oxydant peut avoir divers origines, tels que la surproduction endogène
d’agents prooxydants d’origine inflammatoire, une défaillance nutritionnelle ou de la carence
en un ou plusieurs antioxydants apportés par la nutrition comme les vitamines ou les oligo-
éléments (Favier, 2003).
De même, il peut être à l’origine d’une exposition environnementale à des facteurs
prooxydants tels que, le tabac, alcool, médicaments, rayons ultraviolets (UV), pesticides,
ozone, amiante, métaux toxiques, une mauvaise alimentation, la pollution, etc.(Magder,2006)
3.2. Radicaux libre3.2.1. DéfinitionLes radicaux libres sont des atomes ou des molécules portant un électron non apparié.
Cette propriété rend ces éléments très réactifs du fait de la tendance de cet électron à se ré-
apparier, déstabilisant ainsi d’autres molécules. Les molécules ainsi transformées deviennent
à leur tour d’autres radicaux libres et initient ainsi une réaction en chaîne. C’est typiquement
ce qui se passe lors de la peroxydation lipidique (Dacosta, 2003).
Parmi toutes les espèces radicalaires susceptibles de se former dans les cellules, il
convient de distinguer un ensemble restreint de composés radicalaires qui jouent un rôle
particulier en physiologie et que nous appellerons radicaux libres primaires, qui dérivent
directement de l’oxygène. Les autres radicaux libres, dits radicaux secondaires (radical
peroxyle ROO•, radical alkoxyle RO•), se forment par réaction de ces radicaux primaires
surles composés biochimiques de la cellule (Novelli ,1997).
Chapitre 3 activité antioxydant
11
3.2.2. Espèces réactives de l’oxygène (ERO)Parmi les espèces radicalaires les plus intéressantes se trouvent les espèces réactives de
l’oxygène (ERO) qui sont des radicaux libres qui dérivent de la molécule d’oxygène, par
addition d’un électron. les principales espèces réactives de l’oxygène sont: le radical
superoxyde (O2*-), le radical hydroxyle (*OH), le monoxyde d’azote (NO*), et aussi certains
dérivés oxygénés réactifs non radicalaires dont la toxicité est importante tels que le peroxyde
d’hydrogène (H2O2) et le peroxynitrite (ONOO-). (Gutteridge , 1993 ; Jacques et André,
2004 ) .
3.3. AntioxydantsLes antioxydants sont des substances capables de neutraliser ou de réduire les
dommages causés par les radicaux libres dans l’organisme et permettent de maintenir au
niveau de la cellule des concentrations non cytotoxiques de ROS. (Favier,2003)
On distingue au niveau des cellules deux lignes de défense inégalement puissantes pour
détoxifier la cellule:
3.3.1. Antioxydants primairesLa cellule est pourvue d’enzymes antioxydants qui sont des systèmes de défense très
efficaces. Cette ligne de défense est constituée de superoxyde dismutase (SOD), de catalase et
de peroxydase (glutathion et ascorbate)(Favier,2006). Ces enzymes antioxydantes permettent
l’élimination des radicaux libres primaires, selon les réactions suivantes :
Chapitre 3 activité antioxydant
12
De ce fait elles préviennent la formation de radicaux libres organiques à partir des
lipides membranaires notamment et contribuent donc à la protection des membranes de la
peroxydation lipidique (Dacosta, 2003).
3.3.2 Antioxydants secondairesCe sont des molécules exogènes. Contrairement aux enzymes antioxydantes, une
molécule d’antioxydant piège un seul radical libre. Pour pouvoir fonctionner à nouveau, cette
molécule d’antioxydant doit donc être régénérée par d’autres systèmes (Dacosta, 2003)
Plusieurs substances pouvant agir en tant qu’antioxydants in vivo ont était proposés.
Elles incluent : la vitamine E, l’acide ascorbique, le β-carotène, les flavonoïdes, les composés
phénoliques,…etc. (Kohen et Nyska, 2002).
Partie expérimentale
Chapitre 4Matériel et méthodes
Chapitre 4 Matériel et méthodes
13
4.1. Matériel4.1.1. AppareillagesLes réactifs et l’appareillage sont présentés dans l’annexe 1.
4.1.2. Matériel végétalLe matériel végétal utilisé au cours de cette étude est bunium mauritanicum L.Est une
plante médicinale très répondue dans l‘est algérien surtout dans la région d‘Oum elBouaghi.
Elle appartient à la famille des Apiaceae (Chentouh et al.,2018)
Les particules obtenues après broyage sont tamisées sur un tamis traditionnel de
diamètre de 1 mm pour avoir une poudre fine et homogène. La poudre obtenue est conservée
dans un récipient en verre recouvert de papier aluminium, pour éviter la fermentation et la
photo-oxydation qui peuvent altérer les substances actives.
Figure 4: Photo du bulbe des Bunium mauritanicum L
Chapitre 4 Matériel et méthodes
14
Figure 5:Site d'échantillonnage
4.2. Méthodes
4.2.1. Préparation des extraits
4.2.1.1. Extraction des graines de bunium mauritanicum LL’extraction a été réalisée selon la méthode de Lehout et Laib, 2015.Ont été extraits
cette plante par trois méthodes différentes : Extraction par macération dans l’éthanol aqueux,
extraction avec de l’eau chaude et extraction sous reflux dans acétone aqueux.
a. Extraction par macération dans l’éthanol aqueux (extraction solide/liquide)La macération (extraction solide-liquide) est une opération qui consiste à laisser
séjourner la matière végétale (broyat) dans éthanol aqueux pour extraire les principes actifs
(composés phénoliques et flavonoïdes).
Cette méthode d’extraction a été effectuée selon le protocole décrit par Lehout et
Laib,2015.avec quelques modifications .figure 6.
Dans un bécher 500ml ont Chauffé l’éthanol aqueux (70:30) puis ont mettre la matière
végétale (10 g) et agité de temps en temps jusqu'à parfaite refroidissement, après 48 heures
l’extrait filtré et récupéré dans un flacon. Ont répété la procédure trois fois.
Chapitre 4 Matériel et méthodes
15
b.Extraction avec de l’eau chaude (extraction solide/liquide)Cette méthode d’extraction a été effectuée selon le protocole décrit par Lehout et Laib,
2015.en y apportant quelques modifications figure 7.
10gde la matière végétale a été ajouté au 200 ml eau distillée ont agité manuellement
et doucement puis ont Chauffé le mélange dans un bain-marie à 77 °C pendant 30 minutes et
Laissée le mélange refroidir à la température ambiante puis Filtré sur un papier filtre
Wathman n°1, on Répéter la procédure trois fois . Les trois filtrats obtenus sont placés dans
un seul récipient.
Figure 6: L'extraction des Bunium mauritanicum L par éthanol aqueux.
Chapitre 4 Matériel et méthodes
16
c. Extraction sous reflux dans l’acétone aqueux (extraction solide/liquide)
Dans un ballon on mettre 10g de matière végétal et ajouté 100 ml de l’acétone
aqueux(70:30) et ont placé le montage à reflux pendent 30 min après ont laissé refroidir à la
température ambiante puis ont filtré sur un papier filtre Wathman n°1 et ont Répété la
procédure trois fois, Les trois filtrats obtenus sont placés dans un seul récipient. Figure 8.
Figure 7:L’extraction des Bunium mauritanicum L par l'eau chaude
Figure 8:l'extraction des bunium mauritanicum L par acétone aqueux.
Chapitre 4 Matériel et méthodes
17
Les solutions obtenues ont été évaporés à l’aide d’un évaporateur rotatif, ou rotavap à
40°C, les extraites sont placé dans l’étuve à 37°C jusqu’à séchage.
Extraction par :
Ethanolaqueux (48h)
3 foissuccessive
Eau chaud (77 °C,30 mn)
3 fois successive
Acétone aqueux(30 mn)3 foissuccessive
Solutionéthanoïques
Solution aqueux Solution acétonique
Evaporation
Extrait brut
10 g de la poudre (matière végétale)
Figure 9: protocole de préparation des extraits bruts
Chapitre 4 Matériel et méthodes
18
Détermination du rendement
Le poids de l’extrait sec est déterminé par la différence entre le poids du ballon plein
(après évaporation) et le poids du ballon vide (avant évaporation). Lehout et Laib, 2015.Le
rendement est exprimé en pourcentage et est calculé par la formule suivante :
R%: Rendement en pourcentage.
Me : est la masse de l’extrait après évaporation du solvant en g
M ech : la masse sèche de l’échantillon végétal en g
4.2.2. Screening phytochimiquesÉtude phytochimique est réalisée essentiellement avec des réactifs spécifiques afin de
déterminer les différentes classes de composés chimiques existants dans la plante par des
réactions physicochimiques qui permettent d’identifier la présence des substances chimique
(Harbone, 1998) .
4.2.2.1. Caractérisation des alcaloïdesDans un tube à essai, 3 ml d'extrait, auquel a été ajoute 1 goutte d'HCl concentré, et puis
2 gouttes de réactif de Dragendorff.
La présence des alcaloïdes est révélée par l'apparition de précipité orangé avec le
réactif de Dragendorff.(Koffi et al., 2009; Hammoudi, 2009).
4.2.2.2. Caractérisation des polyphénolsLa réaction au chlorure ferrique (FeCl3) permet de caractériser les polyphénols.
A 2 ml de l'extrait, une goutte de solution aqueuse de chlorure ferrique à 5% est
ajoutée.
L’apparition d’une coloration bleu-noirâtre ou verte plus ou moins foncée, indique la
présence depolyphénols. (Koffi etal., 2009).
� � � ��྄ � ྄��� × ���
Chapitre 4 Matériel et méthodes
19
4.2.2.3. Caractérisation des flavonoïdesTest de réactif alcalin: 1ml de l'extrait a été traité avec une solution de NaOH à 10%.
Formation de la couleur jaune intense indique la présence de flavonoïdes (Sawant et
Godghate, 2013).
4.2.2.4. Caractérisation des stéroïdesA 2 ml des différents extraits, 2ml d’anhydre acétique et 0,5ml d’acide sulfurique sont
ajoutées.
L’apparition d’une couleur violette, bleu puis verte indique leurs présences
(Bruneton,1999).
4.2.2.5. Caractérisation des composés réducteursIntroduire 2 ml d’extrait dans un tube, ajouter 2 ml de liqueur de Fehling (1ml réactif
A et 1ml réactif B) et incuber l’ensemble 8 min. dans un bain marie bouillant.
L’apparition d’un précipité rouge brique indique la présence des composés réducteurs
(Kebili,2016).
4.2.2.6. Caractérisation des taninsLa présence de tanins est démontrée en ajoutant à 1 ml de chaque extrait 1 ml d'eau et 1
à 2 gouttes de solution de FeCl3 diluée à 1%.
L'apparition d'une couleur vert foncé ou bleu-vert indique la présence de tanins.
L’apparition d’une couleur vert foncé indique la présence de tanins catéchiques. L’apparition
d’une couleur bleu-vert indique la présence de tanins galliques. (Boufellous et al., 2017).
4.2.2.7. Caractérisation des saponinesLes saponines sont caractérisées par l’apparition d’une mousse (Bruneton, 1999) Leur
détection est réalisée en ajoutant 2,5ml d’eau distillé à 2,5 ml de l’extrait aqueux dans des
tubes, après l’agitation, la teneur en saponines est évaluée par la mesure de la hauteur de
mousse:
Pas de mousse = test négatif,
Mousse moins de 1cm = test faiblement positif
Mousse de 1-2cm = test positif,
Mousse plus de 2cm = test très positif
Chapitre 4 Matériel et méthodes
20
4.2.2.8. Caractérisation des Terpénoïdes5 ml d’extrait est ajouté à 2 ml de Chloroforme et 3ml d’acide sulfurique concentré, La
formation de deux phases et une couleur marron à l’interphase indique la présence de
terpénoïdes. (Sour,2016).
4.2.3. Dosage des métabolites secondaires
4.2.3.1. Dosage des polyphénols totaux
PrincipeLe dosage des polyphénols totaux a été effectué avec le réactif colorimétrique Folin-
Ciocalteu selon la méthode décrite par Singleton et Rossi, (1965). Cette méthode est basée
sur l’interaction des composées phénoliques avec le réactif de
Folin Ciocalteu qui est un mélange d’acide phosphotungstique (H3PW12O40) et d’acide
phosphomolybdique (H3PMo12O40), en oxydant les composés phénoliques, ce réactif est
réduit en un mélange d’oxyde de tungstène (W2PW23) et d’oxyde de molybdène
(MO8O23).Ces produits ont une couleur bleue, dont l’absorbance est proportionnelle à la
quantité de polyphénols présents dans l’échantillon (Ribéreau-Gayon et al.,1982).
Mode opératoire
Dans des tubes à essaies 200 µl d’extrait et 1 ml de réactif de Folin-Ciocalteu à 10 %
sont mélangés, quatre minutes après, 800 µl de solution de carbonate de sodium (Na2CO3 :
7,5%) est ajoutée et incuber 2 heures à l’obscurité. L’absorbance est mesurée à 765 nm contre
un blanc qui contient 200 µl de l’eau distillé et 1ml de Folin Ciocalteu et 800 µl de Na2CO3.
(Belmassous, 2017).
Les concentrations en composés phénoliques totaux des extraits sont déterminées en se
référant à la courbe d'étalonnage obtenue à différentes concentrations d'acide gallique dans
l’eau distillé.
courbe d'étalonnage
Dans des tubes à essaies prendre 1ml de chaque concentration et ajouté 1 ml de réactif
de Folin-Ciocalteu à 10 % après,4 minutes ajouté 800 µl de solution de carbonate de sodium
(Na2CO3 : 7,5%) et vortex le mélange et laisser incuber à l’obscurité 2heure a température
ambiante . L’absorbance de chaque solution à été déterminée à 765 nm.
Chapitre 4 Matériel et méthodes
21
Les résultats sont exprimés en microgrammes d'équivalent en acide gallique par 1
milligramme d’extrait (µg EAG/mg d’extrait). (Belmassous, 2017).
4.2.3.2. Dosage des Flavonoïdes totauxLa détermination de la teneur des flavonoïdes totaux a été effectuée par une méthode
adaptée par Djeridane et al.,(2005) avec le trichlorure d'aluminium. Le trichlorure
d'aluminium forme un complexe jaune avec les flavonoïdes qui absorbe dans le visible à
430nm. (Belmassous, 2017).
Mode opératoire
Dans des tubes à essaies 1 ml d’AlCl3 à 2% est ajouté à 1 ml d’extrait, puis le mélange
est agité. L’absorbance est lue à 430 nm après incubation de 15 minutes à l’obscurité, contre
un blanc.
La quantification des flavonoïdes se fait en fonction d’une courbe d’étalonnage réalisée
par un flavonoïde standard : Quercétine.
La teneur en flavonoïdes est exprimée en milligramme équivalent de Quercétine par
gramme de matière sèche (mg EQ / g MS). (Belmassous, 2017).
4.2.3.3 Evaluation de l’activité antioxydant
Principe de la méthode
Evaluation de l’activité antioxydant par DPPH (Atoui et al.,2005). C’est une méthodelargement utilisée dans l’étude de l’activité antioxydant. Le DPPH (2,2-diphényle-1-
picrylhydrazyl) se caractérise par sa capacité à produire des radicaux libre stables. La
présence de ces radicaux DPPH donne lieu à une coloration violette foncée de la solution, qui
absorbe aux environs de 517nm. La réduction des radicaux DPPH Par agent antioxydant
entraine une décoloration de la solution.
Mode opératoire
A 1950 μl de la solution du DPPH (2mg DPPH dans 100ml méthanol)on ajoute 50 μl de
chaque extrait à différente concentration(1,2,3,4,5,6,7,8,9,10 mg /ml) ; Pour le control négatif,
on mélange 50μl du méthanol avec 1950 μl de DPPH .le blanc de l’appareil est le méthanol.
L’absorbance est mesurée au spectrophotomètre après 30min à température ambiante à
la longueur d’onde de 515 nm, comparée au standard qui contient l’acide ascorbique à
Chapitre 4 Matériel et méthodes
22
différentes concentrations : 0 ,01 ; 0,02 ; 0,04 ; 0,06 ; 0,08 ; 0,1 mg/ml.
(Belmassous,2017)Pourcentage de réduction du DPPH.
Le pourcentage de réduction du DPPH est donné par la formule suivante (Yen et
Duh.,1994; Belmassous,2017):
%PR du DPPH : Le pourcentage de réduction ou d’inhibition du DPPH.
AC : Abs du control négatif .
AE : Abs du radical après 30min de contact avec l’antioxydant à l’obscurité
Détermination IC50
Par définition la valeur IC50est la concentration de l’acide ascorbique ou de l’extrait
qui peut réduire 50% du DPPH, cette dernière est déterminée graphiquement. Les IC50 sont
calculées graphiquement par la formule de la régression des pourcentages d’inhibition en
fonction de différente concentration des extraits testées (Belmassous,2017).
%PR du DPPH=�AC−AE�AC
× �tt
Chapitre 5Résultats et discussion
Chapitre 5 résultats et discussions
23
Pour étudiée quelques métabolite secondaire dans la plante Bunium mauritanicum L,nous avons réalisé une étude qualitative et quantitative.
Etude qualitative
5.1 Screening phytochimiquesLes résultats des tests phytochimiques pour les extraits sont présentés dans tableau 3
Tableau 3:Mise en évidence de la présence ou absence de certains métabolites secondaires deBunium mauritanicum L
Extrait
Métabolites
Eau Ethanol Acétone
Alcaloïde +++ ++ +
Poly phénols ++ +++ +
Flavonoïde +++ +++ +++
Stéroïdes - - -
Composé réducteurs +++ ++ +
Tanins - - -
Saponines - - -
Terpénoïdes ++ + +++
+++ : fortement positif. + : faiblement positif.
++ : moyennement positif. - : négatif
Chapitre 5 résultats et discussions
24
Le test phytochimique de Bunium mauritanicum L réalisés a montré la présence
d’alcaloïdes et Poly phénols , Flavonoïdes et de Composé réducteurs et de Terpénoïdes pour
l’EEth et l’EAqu et l’EAce Par contre, nous avons remarqué une absence des stéroïdes et
des Tanins et des saponines dans les différents extraits .Cependant il y a une différence de
l’intensité,
on remarque une intensité importante pour les Alcaloïde et les Composé réducteurs
pour l’extrait aqueuse par rapport à l’EEth et l’ EAce.
on remarque une intensité importante pour les Terpénoïdes pour l’extrait acétonique
par rapport à l’EAqu et l’EEth.
Etude quantitative
Pour l’étude quantitative des métabolites secondaires ont a basé sur analyse desrésultats des articles
Tableau 4:comparaison des résultats effectués par différents article concernant de quelquemétabolite secondaire
Article Auteur Année Le thème Le thème de comparaison
Article 1 Souri .,et al 2008 Screening of antioxidant activity and
phenolic content of 24 medicinal
plant extracts
Rendement
Polyphénols
Antioxydants
Article 2 Athamena et al 2010 ACTIVITE ANTI-OXYDANTE ET
ANTIMICROBIENNE D’EXTRAITS
DECUMINUM CYMINUM L
Polyphénols
Flavonoïde
Article 3 Chizzola et al 2014 Bunium persicum: variability in
essential oil and antioxidants activity
of fruits from different Iranian wild
populations
polyphénols
flavonoid
Antioxydants
Article 4 EL KOLLI et al 2017 CHEMICAL COMPOSITION AND
BIOLOGICAL ACTIVITIES OF THE
ESSENTIAL OILS AND THE
METHANOLIC EXTRACTS OF
BUNIUM INCRASSATUM AND
Rendement
polyphénols
Antioxydants
Chapitre 5 résultats et discussions
25
5.2 Rendement d’extraction
Après analyse des différents extraits d’Bunium mauritanicum L, nous avons trouvé les
résultats suivant figure 10.
BUNIUM ALPINUM FROM
ALGERIA
Article 5 Lefahal et al 2017 Evaluation of the antioxidant activity
of extracts and flavonoids
obtained from Bunium alpinumWaldst. & Kit. (Apiaceae)
and Tamarix gallica L. (Tamaricaceae)
antioxydante
Article 6 Sharififar et al 2010 BIOACTIVITY OF MAJOR
COMPONENTS
FROM THE SEEDS OF BUNIUMPERSICUM (BOISS.) FEDTCH
Rendement
antioxydante
Article 7 Shahsavari et al 2008 Antioxidant Activity and Chemical
Characterization of Essential Oil of
Bunium persicum
antioxydante
Article 8 Meshkatalsadat et
Zarei, 2011
2011 DETERMINATION OF VOLATILE
COMPONENTS OF BUNIUMLURISTANICUMRECH.F USING
MAHD AND HD EXTRACTION
TWCHNIQUES AND
ANTIOXIDATIVE ACTIVITY OF
METHANOLIC EXTRACT- A
GREEN CHEMISTRY
APPROACH
polyphénols
antioxydante
Chapitre 5 résultats et discussions
26
Figure 10:Histogramme du rendement des extractions des Bunium mauritanicum L.
Souri et al.(2008)qui ont réalisée sur la plante Bunium persicum ont trouve que le
rendement de macération par méthanol est 6.24 %.
étude de Sharififar et al., (2010) qui ont travaillé sur l’espèce Bunium persicum le
rendement de l’extrait méthanolique est 7.4%et l’extrait aqueux est1.3%.
Dans une autre étude réalisée par El kolli et al., (2017) qui ont travaillé sur l’espèceB. incrassatum et B. alpinum le rendement par hydro-distillation des B. incrassatumest 0,09% .Cependant, B. alpinum a donné un rendement de 0,1%. dans la même étude le
rendement des Extraits méthanoliques est obtenu1,82% pour B. incrassatumet 0,89%
pour B. alpinum.
Nous avons observé que le rendement qui est réalisé par nous est supérieur que l’autre
étude (on trouve que le rendement le plus élevé a été obtenu par la méthode d’extraction par
l’eau chaude avec 23,4% suivie par la méthode d’extraction par acétone avec 15% et enfin par
éthanol aqueux avec 12,9%.) et l’inférieur rendement est obtenu par l’étude deEl kolli et al ,sachent que et l’étude de Souri et al Et Sharififar et al., est rapproché et inférieur que nosrésultat.
Chapitre 5 résultats et discussions
27
On conclue que, le rendement d’extraction varie en fonction de l’espèce végétale,
l’organe utilisé dans l’extraction, les conditions de séchage, la richesse de chaque espèce en
métabolites et dépend aussi du type de solvant utilisé, de sa polarité et de la solubilité des
composés phénoliques dans les solvants d’extraction (Daoudi et al.,2015)
La région et la période de la récolte sont aussi des facteurs déterminants du rendement
(Keskes et al., 2014).
5.3. Dosage des métabolites secondaires
5.3.1. Dosage des polyphénols totauxPour déterminée la teneur en poly phénol totaux des Bunium mauritanicum L nous
utilisé le réactif de Folin - Ciocalteu selon la méthode Singleton et Rossi, (1965). Et l'acide
gallique comme standard pour le dosage des polyphénols qui suit une équation de type
y= 0,001x + 0,006 sachant que le coefficient de corrélation est R²=0,998
Les tests sont réalisés en triplicata. Les résultats obtenus sont montrés dans la figure 11.
Figure 11: Courbe d'étalonnage de l'acide gallique pour le dosage des polyphénols totaux
Chapitre 5 résultats et discussions
28
Nous avons obtenus la teneur des polyphénols de l’extraits acétonique est 170± 108
µg EAG /mg d’extrait séché.
Souri et al.( 2008) qui ont travaillé sur la plant Bunium persicum l’extrait méthanolique
contient une teneur de 214.03 ± 4.10mg / 100g sec en polyphénols totaux .
Dans une autre étude réalisée par Meshkatalsadat et Zarei.(2011) sur la plante Buniumluristanicum La teneur phénolique de l'extrait de méthanol est 574,8 ± 4,2 mg / l.
Une autre étude réalisée par El kolli et al.,(2017) qui ont travaillé sur l’espèce
B. incrassatum et B. alpinum le Contenu phénolique de l’extrait méthanolique est 268,2 μg
EQ / mg pour B.alpinum et 236,6 μg EQ / mg pour B. incrassatum.
Athamena et al.(2010) ont travaillé sur le plant Cuminum cyminum la teneur de
l’extrait brut hydro-méthanolique (EBr) est 28.99 ± 1.67 mg GAE /g
Dans une autre étude réalisée par Chizzola et al.(2014) sur la plante Bunium persicum,la fraction méthanolique contient une teneur de 12.8±8.9 mg/g .
En comparaison ces résultats ont montré que l’étude qui a réalisée par Meshkatalsadat
et Zarei, Il contient une plus grande quantité des teneurs en polyphénols par contre que nous
étude et l’ étude de El kolli et al., il Contient moins de composés phénolique et l’autre
étude (Souri et al ; Athamena et al. ; Chizzola et al ) ont Contient une quantité importante .
La teneur en composés phénoliques variant en fonction de la saison de culture et de
récolte, les conditions climatique et environnementales, la localisation géographique, la
maturité de la plante et la durée de conservation, ainsi que les méthodes d’extraction et des
dosages différentes (Bentahar et al .,2012)
Le contenu phénolique d'une plante dépend d'un certain nombre de facteurs
intrinsèques et extrinsèques (Fellah et al.,2008)
5.3.2. Dosage des flavonoïdes totauxLa teneur en flavonoïdes est déduite à partir d’une courbe d’étalonnage établie avec la
Quercétine par gramme de matière sèche.
La courbe d’étalonnage suit une équation de type y= 0.001x +0.011 .Sachant que le
coefficient de corrélation est : R²= 0.999
Chapitre 5 résultats et discussions
29
Figure 12: Courbe d'étalonnage de Quercétine pour le dosage des flavonoïdes totaux
Une étude présentée par Athamena et al.,( 2010), sur la plante Cuminum cyminum la
teneur de l’extrait brut hydro-méthanolique (EBr) est 17.39 ± 2.71 mg EQ/g et la fraction
d’acétate d’éthyle (EAcOEt) qui contient 54.21 ± 2.82 mg EQ/g est ainsi la fraction aqueuse
résiduelle à teneur 20.11 ± 5.80 mg EQ/g.
Chizzola et al., (2014) ont travaillé sur la plante Bunium persicumla fraction
méthanolique contient une teneur 6.4 ± 4.3 mg / g en flavonoïdes totaux,
Pour les résultats de la teneur en flavonoïdes, on remarque que l’étude Athamena et al ilcontient une quantité élevé de flavonoïde que l’étude de Chizzola et al .
Cette différence est due à la plante ont été localisés et les propriétés climatiques de
chaque régionont été évalués, la méthode de l’extraction et leur solvant utilisée.
Certains paramètres pendant la croissance de la plante telles que: la salinité, la
sécheresse et l’exposition solaire qui agissent sur la biosynthèse des métabolites secondaires,
peuvent également être la cause . (Ghedadba et al, 2014).
Chapitre 5 résultats et discussions
30
5.3.3Evaluation de l’activité antioxydantL’activité antioxydante des extraits est exprimée en CI50, qui définit la concentration
efficace du substrat qui cause réduction de 50% du radical DPPH.
Shahsavari et al.,( 2008) qui a trouvée l'activité antioxydante du Bunium persicuml'huile essentielle BPEO IC 50 = 0,88 ± 0,04mg/ ml, Cette plante se trouve en Iran.
Chizzola et al., (2014) qui trouvé l’extrait méthanolique de fruit des Bunium persicum à
une valeur de 11.2± 9.2 mg/g .
Une autre étude réalisé par Sharififar et al.,(2010) sur la plant Bunium persicum il
collecté au Iran. L'activité antioxydante des différents extraits trouvé : extrait de chloroforme
79,6 ± 6,2 µg/ mL ; extrait aqueux 49,8 ± 4,1 µg/ mL ; extrait d'éther de pétrole 45,7 ± 3,6
µg/ mL ; extrait méthanolique 36,1 ± 2,8 µg/ mL ; Huile essentielle 23,4 ± 1,6 µg/ mL).
Et Lefahal et al .,(2014) qui préparé différant extrait à partir de Buniumalpinum(collecté à Sétif)qui a donné des valeurs d’activité antioxydant l'extrait de n-butanol
(IC 50 = 1,84 µg / ml)et l'extrait EtOAc (IC 50 = 2.11µg / ml) et l'extrait MeOH / CH 2 Cl
avec des valeurs 2.89 µg / ml).
El kolliet al., (2017)qui étudiée deux plante algérienne .ont trouve l’extrait de huile
essentielle de B. incrassatum à une activité (38,52 ± 2,40 µg/ mL) et l’extrait méthanolique
avec (55.77±3.25 µg/ mL) et pour le plant B. alpinum l’activité antioxydant de l’extrait
méthanolique à valeur d’IC50 (21.85 ± 1.32 µg/ mL) et huile essentielle avec (> 800 µg/
mL).
Souri etal.,( 2008)qui utilisé l’extrait méthanolique de Bunium persicum qui a montré
des valeurs d’activité antioxydants 82.25 ±1.25 µg/ml. il est collecte au Tehran.
D’après ces résultats on a remarqué que l’étude de Lefahalet al.,enregistre des valeursélevées des activité antioxydant (l'extrait de n-butanol IC 50 = 1,84 µg / ml puis l'extrait
EtOAcIC 50 = 2.11µg / ml puis l'extrait MeOH / CH 2 Cl2.89 µg / ml) sachent que l’etude de
Chizzola et al.et Shahsavari et almontré une valeur inférieur , et l’autre étude Contient unequantité importante des activité antioxydant que l’étude de El kolliet al., ( l’extrait
méthanolique de B. alpinum ;l’extrait de huile essentielle de B. incrassatum ; l’extraitméthanolique B. incrassatum ;huile essentielle de B. alpinum .respectivement) et Sharififar
et al. Suivi par l’etude de Souri et al.
Chapitre 5 résultats et discussions
31
On peut conclure à cette etude que l’augmentation de l’efficacité antioxydante retourne
à la structure, la qualité et la concentration des composées phénoliques, et ses quantités dans
les tissus des plantes. et due à la planteont été localisés et les propriétés climatiques de chaque
régionont été évalués, la méthode de l’extraction et leur solvant utilisée.
Conclusion
Conclusion
32
ConclusionLes plantes sont depuis toujours une source essentielle de substances naturelles
bioactives tels les polyphénols, ces molécules suscitent actuellement l’intérêt de plusieurs
chercheurs en raison des bénéfices qu’ils pourraient procurer à la santé humaine.
Ce travail a porté sur l’extraction et le dosage des polyphénols et des flavonoïdes ainsi
que l’évaluation de l’activité antioxydante des Bunium mauritanicum L appartenant à la
famille des Apiaceae.
Dans un premier temps, l’extraction par macération dans l’eau chaude d’obtenir un
bon rendement 23,4 %, suivie par suivie par la méthode d’extraction par acétone avec
15%etenfinpar éthanol aqueux avec 12,9%.
L’estimation de la teneur en polyphénols totaux en adoptant la méthode de Folin-
Ciocalteu montré que les extraits acétonique à 170± 108 µg EAG /mg d’extrait séché.
Pour ce qui est des flavonoïdes totaux, ont été étudiées la synthèse de deux article, les
flavonoïdes a été déterminé par la méthode d’AlCl3, les résultats montré que la plante
Cuminum cyminum contient la teneur de l’extrait brut hydro-méthanolique (EBr) est
17.39 ± 2.71 mg EQ/g est faible que la teneur de la fraction d’acétate d’éthyle (EAcOEt)
qui contient 54.21 ± 2.82 mg EQ/g est ainsi faible pour la fraction aqueuse résiduelle à
teneur 20.11 ± 5.80 mg EQ/g.et une autre étude monté que la fraction méthanolique de la
plante Bunium persicum contient une teneur 6.4 ± 4.3 mg / g en flavonoïdes totaux.
L’évaluation de l’activité antioxydante des Bunium mauritanicum L a été réalisée par
la synthèse des six articles, l’activité antioxydante a été déterminée par la méthode de DPPH,
les résultats montrent que l’activité antioxydante présente une variation régional, la meilleur
IC50 a été observé en Iran.
Les résultats obtenus dans cette étude peuvent être approfondis par d’autre études afin
de :
Evaluer d’autres activités comme : antimicrobiennes, antiviral….
Réaliser des tests in vivo pour évaluer certaines activités thérapeutiques (activité
antidiabétique, anti-inflammatoire, …
Les référencesbibliographique
Référence
33
Référence« A »
Aniszewski T. (2007). Alkaloids - Secrets of Life: Alkaloid Chemistry, BiologicalSignificance Application and Ecological Role. Elsevier.
Athamena, S., Chalghem, I., Kassah-Laouar, A., Laroui, S., & Khebri, S. (2010).
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Annexes
Annexe
Annexes
Annexe 1. Réactifs et Appareillage utilisées
Réactifs
- Réactif de Dragendorff .
- Chlorure ferrique à 5% (FeCl3).
- Eau physiologique.
- Hydroxyde de sodium à 10% (NaOH).
- Anhydre acétique (C4H6O3).
- Acide sulfurique (H2SO4).
- Chloroforme (CHCL3).
- Liqueur de Fehling A et B.
- Acide gallique
- Ethanol : (C2H6O), 96%.
- Réactif de Folin Ciocalteu.
- Quercétine
- Méthanol (CH3OH)
- Carbonate de sodium
- Acétone
- Chlorure d’aluminium AlCl3.
- Acide chloridrique (HCl).
Annexe
Appareillages
- Agitateur magnétique
- Bain-marie
- Balance
- Balance analytique
- Etuve
- Evaporateur rotatif
- Hotte
- Micropipettes
- Plaque chauffante agitatrice
- Spectrophotomètre UV-visible
- Vortex
Annexe 2.Résultat des tests phytochimiques de l'extrait éthanoïque et l’extrait de acétone et
l’extrait aqueuse (alcaloïdes, polyphénols, tanins, flavonoïdes, stéroïdes, composés réducteurs,
saponines, terpénoïdes).
Annexe
Terpénoïdes
Terpénoide
E Eth
E Aqu
E Ace
Annexe
Annexe 3 :
Tableau 1 : Résultat d’absorbance d’acide gallique de la gamme d’étalonnage pour
ledosage des polyphénols.
(C) µg/ml 7 15 31 62,5 125 250Abs 0,017 0,041 0,061 0,127 0,228 0,472
Tableau 2 : Résultat d’absorbance d’extrait acétonique de la gamme d’étalonnage
pour ledosage des polyphénols.
(C) µg/ml 15 31 62,5 125 250Abs 0,114 0,144 0,026 0,053 0,176
Tableau 3 : Résultat d’absorbance de Quercétine de la gamme d’étalonnage pour
ledosage des flavonoïdes.
(C) µg/ml 1000 500 250 125 62,5 31 0,015 7,8abs 1,548 0,817 0,398 0,205 0,105 0,052 0,019 0,013
Annexe
Annexe 4 : Les articles utilisés dans partie expérimentale
1) Athamena, S., Chalghem, I., Kassah-Laouar, A., Laroui, S., & Khebri, S. (2010).
Activité antioxydante et antimicrobienne d'extraits de Cuminum cyminum L.
Lebanese Science Journal, 11 (1), 69-80.
2) Bentahar, A., Khennouf, S., Bouaziz, A., & Djidel, S. (2012). Evaluation de la teneuren polyphénols et l’activité antioxydantes des extraits aqueux des Ceratonia Siliqual etRuta Montana L. Proceeding of the 2nd African congress on biology & Healh.
3) Calias, P., Galanopoulus, T., Maxwell, M., Khayat, A., Antoniades, H., Graves, D., et
al. (1996). Synthesis of inositol-2-phosphate- cuercetin conjugates. Carbohydr Res(292), 83–90.
4) Chizzola, R., Saeidnejad, A., Azizi, M., & Oroojalian, F. (2014). Bunium persicum:
variability in essential oil and antioxidants activity of fruits from different Iranian wild
populations. Genet Resour Crop Evol (61), 1621–1631..
5) Daoudi, A., Sabiri, M., Bammou, M., Zair, T., Ibijbijen, J., & Nassiri, L. (2015).
Valorisation des extraits de trois espèces du genre Urtica: Urtica urens L., Urtica
membranacea Poiret et Urtica pilulifera L. Journal of Applied Biosciences (87), 8094-8104.
6) El kolli, H., Laouer, H., & El kolli, M. (2017). CHEMICAL COMPOSITION AND
BIOLOGICAL ACTIVITIES OF THE ESSENTIAL OILS AND THE
METHANOLIC EXTRACTS OF BUNIUM INCRASSATUM AND BUNIUM
ALPINUM FROM ALGERIA. J. Chil. Chem. Soc, 62 (1), 3335-3341.
7) Ghedadba, N., Hambaba, L., Aberkane M., C., M, O.-M. S., N, F., & H, B. (2014).
Évaluation de l’activité hémostatique in vitro de l’extrait aqueux des feuilles de
Marrubium vulgare L. Algerian. Journal of Natural Products, 2 (2), 64-74.
8) Shahsavari, N., Barzegar, M., Ali Sahari, M., & Naghdibadi, H. (2008). Antioxidant
Activity and Chemical Characterization of Essential Oil of Bunium persicum. PlantFoods Hum Nutr (63), 183–188.
Annexe
9) Sharififar, F., Yassa, N., & Mozaffarian, V. (2010). BIOACTIVITY OF MAJOR
COMPONENTS FROM THE SEEDS OF BUNIUM PERSICUM (BOISS.) FEDTCH.
journal of pharmaceutical sciences, 23 (3), 300-304.
10) Souri, E., Amin, G., Farsam, H., & Barazandeh Tehrani, M. (2008). Screening of
antioxidant activity and phenolic content of 24 medicinal plant extracts . DARU, 16(2), 83 -87.
Résumés
�Ment�
� �u�ϧ�Ύ�ϧ�ϳ�tϧΎ ���MnΨ�� ϧ�ϧή�Ψ .(�Ϊ�eϳnt� �ήt� �� �ΪMn砀Ύ �ϧ��Bunium mauritanicum L (�Ϊ砀D�t oϧ�nt� �ϧ��t� ���ϳ� u� �Ψ��Ϊt� �੦� �㻈 �Ϊ�t��晦ϧnt� �u�ϧ�Ύ�� �����Ψ� �15 �un�Ψϴ� �eMn砀㻈 �� � (�23.4) ��ϧ砀t� �ϧnt� �eMn砀nt ���Ψ ��o�o�㻈 ���ϬΨ �nt� �un�Ψϴ� �λ��� � �晦ϧnt� �eMn砀nt�
.�12.9 ��砀�Ύ
�� �晦ϧnt� �un�Ψϴ� �㻈 �੦� �e�Ψ� � �t�unt� �e� � trichlorure d’aluminium� Folin-Ciocalteu �ϳΎ�ήΎ ΪΎu�u���t�� �u����tu�t� ���� �ϧ�⨜ ��.(�� EQ / �੦㻈 2.82 ± 54.21) ���Ύ�� �ϧn�ΨΨ �੦� ΪΎu�u���t� �ϧ�D�㻈 �tϧn�ϔ ��� (�eMn砀nt� �㻈 �e㻈 / ���ή����㻈 108 ± 170) �u����tu�t� �tϧn�ϔ
�੦ut Ϊ⨜� � ϧ��n�e⨜ϔ ϧ��Ύϧ�� ���ψΎ �Ϊ砀Dϴ� ��oϧ�㻈 �ϧ�� �Ψ �晦ϧn�t� ���ϬΨ � DPPH��੦੦t� �ϧΎ੦t� �砀Ύϧϳ㻈 ��� �㻈�Ϊ砀Dϴ� ��oϧ�㻈 �ϧ�� ��� ੦���� ��.���Ύϔ �� IC50 ���Ψ
Folin-Ciocalteu� ΪΎu�u��� � �u����tuΎ � �Ϊ砀D�t oϧ�㻈 �ϧ�� � Bunium mauritanicum L: ��ΨϧΨϴ� �ϧne�t�
Résumé
Le but de cette étude est l’évaluation de l’activité antioxydante de Bunium mauritanicum L (plante utilisé dans lamédecine traditionnelle).L’extraction par macération nous a donné l’extraitéthanolique, l’extrait aqueux, et l’extrait acétonique, qui à montrer un meilleur rendement pour l’extrait par l’eau chaude(23,4 %), puis l’extrait acétonique15% enfin éthanol aqueux avec12, 9%.
Le dosage des polyphénols et flavonoïdes ont été quantifiés par la méthode de Folin-Ciocalteu et trichlorured’aluminium, respectivement,La fraction d’acétone aqueux les plus élevés en polyphénols totaux (170± 108 µg EAG/mg d’extrait) et en flavonoïdes totaux la fraction d’acétate d’éthyle (54.21 ± 2.82 mg EQ/g). Les méthodes de l’activitéantioxydant ont été effectuévia le test piégeur du radical DPPH, les résultats montrent que l’activité antioxydante présente une variation régional, lameilleur IC50 a été observé en Iran.
Mots clés: Bunium mauritanicum L, activité antioxydante, polyphénols, flavonoides, Folin-Ciocalteu
Abstract
The aim of this study is to evaluate the antioxidant activity of Bunium mauritanicum L (a plant used in traditionalmedicine). The extraction by maceration gave us the extractethanolic, the aqueous extract, and the acetone extract,which showed a better yield for the hot water extract (23.4%), then the acetone extract 15% and finally aqueous ethanolwith 12.9%.
The determination of polyphenols and flavonoids was quantified bythe Folin-Ciocalteu and aluminum trichloridemethod, respectively, The fraction of aqueous acetone highest in total polyphenols (170 ± 108 µg EAG / mg of extract)and in Total flavonoids the fraction of ethyl acetate (54.21 ± 2.82 mg EQ / g). Antioxidant activity methods have beenperformed by the DPPH radical scavenger assay, the results show that the antioxidant activity exhibits regionalvariation, the best IC50 was observed in Iran.
Key words: Bunium mauritanicum L, antioxidant activity, polyphenols, flavonoids, Folin-Ciocalteu
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