Top Banner

of 26

Makalah Kuljar Bab 8

Jul 22, 2015

Download

Documents

Ricky Raju
Welcome message from author
This document is posted to help you gain knowledge. Please leave a comment to let me know what you think about it! Share it to your friends and learn new things together.
Transcript

4. ZIGOTIK EMBRIOGENESIS 4.1 Pola Pembentukan Zigot Dari Embrio Dewasa Embrio zigotik berkembang dalam sakfrom embrio ovula dibuahi pada tanaman induk sesuai dengan pola teratur. Embriogenesis di semua tanaman berbunga lebih atau kurang mirip, meskipun bibit tanaman monocotyledon dan dikotil berbeda dalam penampilan mereka dan konstruksi. Perbedaan utama antara keduanya terletak di presenceof satu atau dua kotiledon mengapit SAM masa depan. Fertilisasi ganda menghasilkan zigot diploid dan endosperma triploid. Endosperm mengalami serangkaian peristiwa perkembangan dan menyediakan nutrisi untuk embrio berkembang (Lopes dan Larkin, 1993) sementara zigot membagi beberapa kali untuk menimbulkan embrio (Gambar 8.9). Generasi embrio dari satu sel membutuhkan sp`acially dikoordinasikan akuisisi identitas sel banyak. Embriogenesis dapat dibagi menjadi tiga tahap. Tahap pertama adalah salah satu morfogenesis di mana sumbu kutub dan pola radial dari tubuh tanaman didefinisikan dengan spesifikasi domain akar puncak, jaringan embrio dan organ terbentuk. Tahap kedua adalah salah satu pematangan embrio, melainkan ditandai oleh akumulasi bahan penyimpanan. Selama fase akhir, embrio menjadi kering dan memasuki masa penangkapan perkembangan. Awalnya zigot membentuk sebuah polaritas awal, dengan distribusi yang tidak merata sitoplasma dan vakuola (Schulz dan Jensen, 1968), dan memanjang di sumbu micropylarchalazal, mendirikan sumbu apikal-basal embrio masa depan. Ini bertepatan dengan reorientasi mikrotubulus untuk array kortikal melintang (Webb dan Gunning, 1991). Pembagian pertama adalah pembelahan sel yang tidak sama menghasilkan dua sel dari nasib perkembangan yang berbeda: sel apikal kecil dan jarang vacuolated yang menimbulkan sebagian besar embrio yang tepat dan sel basal lebih besar dan vacuolated yang berkembang ke hipofisis dan suspensor tersebut. Beberapa jenis embrio, menurut kurang lebih pola pembelahan variabel, telah ditinjau oleh Mordhorst dkk. (1997) tetapi sebagian besar jenis berkembang melalui tahap-tahap yang sama morfologi stereotip globular, jantung dan torpedo (Pollock dan Jensen, 1964). Selama fase ketiga (pematangan), makromolekul penyimpanan menumpuk di sebagian besar sel, merangsang peningkatan pesat dalam massa dan ukuran embrio dan, dalam embriogenesis, embrio juga memperoleh kemampuan untuk menahan pengeringan dan masukkan ketenangan metabolisme sampai mereka menemukan menguntungkan kondisi untuk perkecambahan. Selama keadaan diam, sel-sel meristem apikal telah ditemukan di G1 dari siklus

sel (Rembur, 1972) sedangkan sel-sel tubuh utama dari embrio dapat menampilkan poliploidi lebih atau kurang menonjol (NAGL, 1979). 4.2. GEN PENGENDALIAN EMBRIOGENESIS Embriogenesis pada tumbuhan tingkat tinggi adalah proses tergantung pada koordinasi program genetik spesifik dan komunikasi yang baik antara bagian yang berbeda dari benih berkembang. Perintah yang tepat dari aktivitas memastikan posisi yang benar dari organ embrio, yaitu meristem tunas dan akar, kotiledon dan hipokotil (Berleth dan Chatfield, 2002). Sejumlah besar mutan embrio telah diidentifikasi pada Arabidopsis dan jagung, termasuk mutan diubah dalam pembentukan pola mereka (Mayer et al, 1993;. Berleth dan Jrgens, 1993), pembentukan meristem (Barton dan Poetig, 1993) dan program pematangan (Keith et al, 1994;. Meinke, 1992). Baru-baru ini, analisis ekspresi sistematis dari keluarga homeodomain mengandung faktor transkripsi yang homolog dengan WUSCHEL (WUS) telah menunjukkan bahwa embrio tanaman yang dipartisi awal ke daerah ditandai oleh ekspresi faktor-faktor, seperti dalam embrio hewan (Haecker dkk. , 2004). Di antara gen yang diidentifikasi sebagai terlibat dalam pola apiko-basal, itu menunjukkan bahwa mutasi pada tiga gen MONOPTEROS (MP), FACKEL (FK) dan GURKE (GK) menghapus bagian awal embrio tertentu. Homozigot Monopteros kurang baik hipokotil dan akar. Gen ini tampaknya diperlukan untuk organisasi daerah basal embrio. Dalam embrio fk, wilayah tengah pada tahap globular adalah abnormal dan hipokotil yang hilang sehingga kotiledon secara langsung melekat pada akar, dalam embrio gk, daerah apikal tidak normal dan embrio tidak memiliki meristem tunas dan kotiledon (Jrgens, 1998) dan gen GURKE mengkodekan karboksilase asetil-KoA yang dibutuhkan untuk partisi embrio menjadi tiga subregional (Kajiwara et al., 2004). Para GNOM (GN) gen mengontrol pembagian asimetris dari zigot dan mutan yang sesuai sudah mengalami perubahan dalam pola apikal-basal keseluruhan; GN mengkodekan regulator endosomal dari vesikel pemula dan telah ditunjukkan untuk mengatur auksin penghabisan (Geldner et al, 2003. ). Hobbit (HBT) drive divisi normal hipofisis dalam embrio globular dan diperlukan untuk pembentukan meristem akar; HBT mengkode homolog CDC27 dibutuhkan untuk pembelahan sel dan diferensiasi sel di meristem. Hobbit mutan tidak memiliki meristem akar aktif dan tidak memiliki pusat diam dan topi akar columella, mereka juga menunjukkan akumulasi dari represor AXR3/IAA17 tanggapan auksin (Blilou et al., 2002). BODENLOS (BDL) yang terlibat dalam pembentukan sumbu embrio melalui respon

yang rusak ke auksin (Hamman dkk., 1999). Mutasi pada gen (FK) FACKEL, yang mengkode sterol C-14 reduktase, menghasilkan bibit dengan hipokotil sangat berkurang (Schrick et al, 2000.), Menunjukkan bahwa cacat dalam sintesis sterol juga menimpa pada pembentukan sumbu embrio. Mengenai pola radial, Scarecrow (SCR) mengatur pemisahan antara lapisan endodermal dan kortikal (Jrgens, 1998). Gen SCR, yang mengkode faktor transkripsi putatif, dapat memberikan identitas sel endodermal. Endodermis ini juga absen dalam pendek root (SHR) mutan embrio. Gen SHR adalah anggota dari keluarga GRAS faktor transkripsi putatif, melainkan terlibat dalam pola radial yang benar melalui gerakan SHR antar sel dari prasasti ke sel target awal dari endodermis (Sena dkk, 2004.). Pembentukan pola radial dimulai pada embrio 8-bersel dan melibatkan dua pilihan pembelahan sel berorientasi: periclinal (radial) yang memberikan lapisan jaringan dan Anticlinal yang meningkatkan jumlah sel-sel di lapisan tertentu. Para KNOLLE (KN) gen mempengaruhi pembelahan sel, embrio kn mutan menampilkan pemisahan lengkap dari sel anak dan epidermis ini tak lepas dari sel-sel bagian dalam dengan divisi periclinal. Spesifikasi protoderm muncul sangat awal dalam embrio oktantahap dengan ekspresi dari lapisan meristem Arabidopsis thaliana 1 (AtML1) yang mengkode faktor transkripsi homeodomain mengandung putatif (Gambar 8.10). Gen ini diekspresikan dalam sel anak apikal zigot dan dalam semua sel embrio globular selama tahap awal, maka ekspresi menjadi terbatas pada epidermis, menunjukkan adanya beberapa luar-dalam penanda (Sesi et al., 1999 ). Protoderm juga mengungkapkan TRANSFER LEMAK PROTEIN (LTP) gen pada tahap awal, dan ini terus dinyatakan dalam turunan dari primordial epidermal seluruh pembangunan (Thoma dkk., 1994). Kedua gen karena itu jaringan khusus dinyatakan dan dapat digunakan sebagai penanda yang baik dari epidermis. 4.3. PHYTOHORMON DAN PEMBENTUKAN EMBRIO Peran phytohormon dalam pengembangan benih telah sering dilakukan dan analisis hormon telah mengungkapkan tingkat tinggi baik auksin dan sitokinin dalam biji berkembang, asam absisat yang lebih khusus terlibat dalam pematangan benih (Morris, 1997). Auksin telah terlibat sebagai setidaknya salah satu sinyal yang terlibat dalam apikal-basal pola embrio (Gambar 8.10). Inhibitor blok transportasi auksin baik embrio mono-dan dikotil pada tahap transisi globularheart dan mencegah pemisahan kotiledon (Liu et al, 1993;. Fischer dan Neuhaus, 1996). Para fenotipe yang dihasilkan, dengan kotiledon menyatu, yang mengingatkan pada cangkir berbentuk embrio androgenetic dijelaskan di masa lalu sebagai yang terbentuk dengan

adanya konsentrasi auksin tinggi (Nitsch, 1969). Mereka juga menyerupai PM1-1 Arabidopsis embrio mutan (Liu et al., 1993), yang rusak dalam pembawa auksin penghabisan. Gradien auksin yang terlibat dalam pembentukan sumbu apicalbasal (Friml et al., 2003). Para mutan monopteros dan gnom ditandai dengan perubahan baik dalam pembentukan sumbu embrio dan perkembangan pembuluh darah dan MONOPTEROS (ARF5) dan GNOM (GN) gen menyandi faktor auksin respon (Hardtke dan Berleth, 1998) dan faktor pertukaran nukleotida guanin diperlukan untuk lokalisasi yang benar dari operator auksin penghabisan PIN1 (Grebe et al., 2000). Auksin transportasi kutub muncul itu perlu untuk menentukan pembentukan apikal-basal sumbu (Steinmann et al., 1999. Selain itu, mutasi pada CUC1 dan CUC2 hasil gen dalam leburan cangkir berbentuk kotiledon, menunjukkan bahwa CUC1 dan CUC2 terlibat dalam pemisahan organ (Aida et al., 1997) tapi kontrol mungkin gen oleh auksin belum dipelajari. Kurangnya transportasi kutub auksin juga bertanggung jawab untuk induksi poli-embrio (Fischer dkk., 1997). Sel suspensor mungkin memiliki potensi untuk menumbuhkan embrio supernumerary. Hal ini ditunjukkan dengan mutan raspberry dan kembar Arabidopsis tetapi sifat gen diredam masih belum diketahui. Salah satu kemungkinan adalah bahwa embrio yang tepat mentransmisikan sinyal penghambatan ke suspensor yang menekan jalur embrio, alternatif, keseimbangan zat pengatur tumbuh pada embrio dapat mempertahankan seluruh negara bagian pengembangan dari kedua embrio yang tepat dan suspensor, dan perubahan keseimbangan mereka dapat menyebabkan suspensi untuk menjalani jalur embriogenik (Goldberg et al., 1994

Gambar Gambar. 8,9 - Urutan embriogenesis Capsella dari sel telur (a) untuk embrio terakhir (g). b: 2 sel-tahap c: 4 sel-tahap; d: 8 sel-tahap; e: embrio globular; f: berbentuk hati embrio. AC: sel apikal, SM: sel basal, fSAM: masa depan menembak meritem apikal; FRAM: akar meristem apikal masa depan; C: kotiledon; H: hipokotil (courtesy of P. Rondet, 1965).

Gambar

Gambar. 8,10 - Pola ekspresi gen selama embriogenesis zigotik. Situs ekspresi gen yang terlibat dalam spesifikasi lapisan L1 (ATML1), auksin penghabisan (PIN1), SAM organisasi pusat

identitas (WUS), RAM pusat identitas diam (WOX5), organ pembentukan lateral (ANT) dan kehadiran auksin (DR5) yang dinaungi. (digambar ulang dan dimodifikasi dari Weijers dan Jrgens 2005, oleh P. Rech, Universitas PM Curie). 4.4. ASEKSUAL EMBRIOGENESIS PADA PLANTA Kemampuan untuk membentuk embrio yang tidak berasal dari satu sel telur dibuahi ada di beberapa spesies. Ini mungkin terjadi secara alami di Malaxis, di mana somatik embrio terbentuk secara spontan pada daun ujung (Taylor, 1967) atau ovula oleh proses apomictic (Koltunow, 1993). Di bawah dalam kondisi in vitro, embriogenesis somatik sekarang menjadi fenomena yang cukup luas, yang dikaji pada Bab 9. Anehnya, gen yang telah terdaftar untuk keterlibatan mereka dalam embriogenesis zigotik telah dipelajari sedikit untuk peran dalam embriogenesis somatik. Hal ini hanya dilaporkan bahwa somatik embriogenesis difasilitasi mulai dari embrio zigotik belum menghasilkan mutan seperti CLV yang memiliki populasi peningkatan sel SAM noncommitted (Mordhorst et al., 1998). 5. MORFOGENESIS AKAR Selama embriogenesis, berlawanan dengan tiang SAM , tiang akar dibedakan dengan meristem apikal akar masa depan. Tidak ada laporan yang dapat diandalkan interkonversi langsung dari meristem selama perkembangan normal. Namun, sel dibedakan dari kedua organ tunas dan akar dari banyak spesies mungkin regenerasi meristem dari kedua jenis, baik dalam planta dan dalam kultur jaringan. Filogenetis, akar adalah organ yang lebih baru dari batang dan daun dan kemunculan mereka telah merupakan salah satu parameter penting dan menentukan bagi pertumbuhan tanaman di darat. Temuan bahwa kaset gen menyediakan beberapa fungsi perkembangan yang sama di atas dan akar tidak harus datang sebagai kejutan untuk menanam ahli biologi evolusi untuk siapa itu selalu muncul kemungkinan bahwa meristem akar berkembang dari sebuah mersitem menembak leluhur (Benfey, 1999a). Namun demikian, berbagai proses tampaknya hanya akar-spesifik. 5.1.STRUKTUR ORGANISASI DARI MERISTEM APIKAL AKAR 5.1.1. Organisasi secara umum. Akar angiosperma memiliki anatomi agak stereotypic dengan lapisan silinder biasa mewakili jenis jaringan akar (epidermis, korteks, endodermis, Pericycle) yang pada gilirannya melampirkan silinder vaskular. Ujung akar (Gambar 8.11a, b) terdiri dari dua kelompok sel: di puncak ekstrim, dan tepat akar yang surmounts. Kedua tutup dan tepat akar dapat dianggap

sebagai terdiri dari kolom (atau file) dari sel. Pertumbuhan longitudinal akar dimediasi oleh meristem apikal akar (RAM). Tidak seperti SAM, RAM menguraikan topi akar yang melindungi ujung akar karena mendorong melalui tanah. Tutup akar terdiri dari sel-sel yang terus menerus mengelupaskan sebagai akar tumbuh. Sel topi akar(statocytes) juga mengandung butir pati (statoliths) yang merupakan sensor stimulus gravitasi. 5.1.2. ASAL UTAMA DARI MERISTEM AKAR Penelitian yang sangat rinci tentang nasib sel telah dipublikasikan untuk asal embrio dari RAM Arabidopsis (Dolan et al, 1993, 1994;.. Scheres et al, 1994). RAM berasal dari dua populasi sel klonal berbeda: tingkat atas sel induk berasal dari sel anak apikal dari zigot sedangkan pusat diam dan semakin rendah tingkat sel induk berasal, melalui hipofisis, dari sel anak basal dari zigot. Dari Inalisis garis keturunan dilakukan dengan tanaman transgenik mengekspresikan 35S: Ac: GUS membangun, eksisi dari elemen Ac transposabel mengaktifkan ekspresi GUS pada sektor RAM yang berfungsi sebagai penanda garis keturunan sel. Pendekatan ini menegaskan nasib sel dengan analisis anatomi. Asal mula yang sama untuk lapisan luar dan sel-sel akar lateral yang tutup telah didemonstrasikan serta untuk sel kortikal dan endodermal. Meskipun organisasi yang kaku jelas, ujung akar juga ditunjukkan sebagai mampu fleksibilitas seperti diungkapkan oleh percobaan sel ablasi laser (Van den Berg dkk., 1995).

5.2. GEN DAN POLA YANG TERLIBAT DALAM IDENTITAS AKAR 5.2.1. Kontrol RAM, pusat diam dan identitas inisial. Perkembangan akar memulai dengan spesifikasi akar. Para HBT (Hobbit), BDL (BODENLOS) dan AXR6 (Auksin 6) gen diperlukan selama embriogenesis dan tampaknya memiliki peran penting dalam pembentukan akar (Weigel dan Meyerowitz, 1994;. Willemsen et al, 1998). Mutasi dalam tiga gen memberikan bibit yang tidak memiliki akar primer namun mampu membentuk akar pasca embryonically. Gen ini tampaknya memediasi auksin tergantung proses. Mutan Arabidopsis homozigot untuk mutasi pada MERISTEMLESS ROOT (RML1) gen tidak dapat membentuk meristem akar aktif dan glutathiol habis; mutasi ini menghapuskan pembelahan sel pada akar tapi tidak dalam menembak dan gen yang kode untuk glutamylcysteine gamma sintetase terlibat dalam sintesis glutathiol, ditemukan mempengaruhi perkembangan akar hanya pada periode pasca embrionik (Cheng et al, 1995;.. Vernoux dkk, 2000b).

Sayangnya, gen sangat sedikit terisolasi hingga kini telah diamati secara khusus terlibat dalam penentuan meristem akar primer adalah gen STM untuk SAM. Salah satu gen, RCH1, yang mengkode reseptor kinase diduga sebagai gen CLV1 di SAM, telah terbukti RAM tertentu (Casamitjana-Martinez et al., 2003). Ekspresi lain CLAVATA-seperti (CLE) gen, CLE19 dan CLE40 juga terdeteksi di RAM (Casamitjana-Martinez et al, 2003;.. Hobe et al, 2003). Sebuah gen homeobox WUSrelated, WOX5, telah ditemukan diungkapkan di pusat diam akar Arabidopsis (Haecker et al., 2004) seperti halnya padi yang homolog QHB (Kamiya et al., 2003). Temuan ini menunjukkan bahwa jalur WUS-CLV mungkin ada di RAM (Gambar 8.12) seperti dalam SAM tetapi peran gen harus diselidiki lebih lanjut (Birnbaum dan Benfey, 2004). 5.2.2. Pengendalian pola radial Mengenai ukuran radial dari RAM, berbagai morfologi akar yang beragam telah dijelaskan dalam klon akar transgenik mengekspresikan gen rol dari akar-inducing plasmid bakteri Agrobacterium rhizogenes dan / atau gen bakteri yang terlibat dalam biosintesis auksin seperti tms1/tms2 dari A Agrobacterium rhizogenes.Akar tebal dan bercabang ditandai klon mengekspresikan gen untuk sintesis auksin dan diberi tinggi tingkat auksin endogen, sedangkan akar hanya mengekspresikan gen rol yang tipis dan jarang bercabang (Prinsen et al, 1992;. Chriqui et al, 1996;. Guivarc'h et al, 1999.). Data ini menunjukkan peran auksin dalam menentukan diameter RAM dan akar berikutnya. Ketinggian RAM muncul juga diatur oleh hormon, seperti tingkat penurunan sitokinin disebabkan oleh overekspresi dari gen oksidase sitokinin menyebabkan berkurangnya panjang pembelahan sel zona (Werner dkk., 2003). Berbagai mutan morfologi akar juga telah dilaporkan yang terkena dampak baik dalam pola radial mereka pertumbuhan dan diferensiasi epidermis (Baskin et al, 1992.) Atau peristiwa lain (Scheres et al, 1996;.. Schiefelbein et al, 1997). Di bagian dalam akar, akar pendek (SHR), anggota keluarga GRAS faktor transkripsi putatif, bergerak ke luar dari prasasti dan menentukan nasib sel endodermal. Faktor ini juga mendorong orang-orangan sawah (SCR) yang menengahi pembagian korteks / endodermal sel anak awal (Di Laurenzio et al, 1996;. Helariutta et al, 2000;.. Nakajima et al, 2001). Selain gen (MP) MONOPTEROS yang terlibat dalam vaskularisasi root (Dolan et al, 1993.), Sejumlah gen homeobox Arabidopsis (Ath6, 8, 9, 12) yang ekspresinya pola menunjukkan bahwa mereka adalah penting untuk diferensiasi jaringan akar vaskular. juga telah diidentifikasi (Topping et al., 1991). Di bagian luar akar, nasib sel epidermis yang menimbulkan sel-sel rambut dan non-rambut sekarang terkenal. Pada posisi

dimana non-rambut sel normal membentuk, tingginya tingkat werewolf (WER) mempromosikan ekspresi kedua glabra 2 (GL2), yang menghambat pembentukan sel rambut, dan Caprice (BPK) yang bergerak secara lateral ke sel-sel yang berdekatan (Masucci et al, 1996;.. Wada et al, 2002). Dalam posisi rambut sel yang berdekatan, tinggi tingkat BPK merepresi baik Wer dan GL2, yang memungkinkan sel untuk berdiferensiasi menjadi rambut. Ini umpan balik negatif melibatkan transmisi antar sel dari sinyal penghambatan. Kemudian, CTR1, sebuah homolog protein kinase Raf, bertindak sebagai regulator negatif dari pembangunan sel rambut (Duckett et al., 1994). Sedikit yang diketahui tentang peran hormon pada semua proses regulasi, tetapi analisis gen global telah mulai memberikan inventarisasi komprehensif dari gen yang dinyatakan dalam akar (Birnbaum dkk, 2003.), Database ini akan berguna dalam memahami lebih lanjut mekanisme diferensiasi akar. Auksin tampaknya akan diperlukan untuk langkah awal diferensiasi sel dan inisiasi akar, kemudian menjadi tidak lagi diperlukan dan memiliki efek penghambatan pada pertumbuhan akar (De Klerk et al., 1999). Primordia akar lateral umumnya berasal endogen jarak tertentu di balik apeks akar utama dari dedifferentiation dari Pericycle akar induk (Gambar 8.11); endodermis ini kadang-kadang juga terlibat. Situs di mana primordia diawali berkaitan dengan pola sistem vaskular baik berhadapan atau berdekatan dengan kutub protoxylem dan pembagian periclinal adalah salah satu kriteria yang paling umum digunakan untuk mendefinisikan awal pembentukan lateral (Esau, 1965; McCully, 1975 ; Peterson dan Peterson, 1986). 5.3.2. Gen yang terlibat dalam perakaran lateral dan adventif

Mutan yang memiliki perubahan dalam tingkat auksin endogen, dalam transportasi auksin, atau di jalur auxinsignaling, juga dimodifikasi dalam kapasitas akar mereka membentuk. Para superroot (sur sur 1 dan 2) mutan Arabidopsis over-lateral dan berkembang biak primordia akar adventif, dan mengandung kadar IAA gratis dan terkonjugasi (Boerjan et al, 1995., Delarue et al., 1998), seperti halnya penuh dgn akar yang (King et al., 1995), hls3 (Lehman et al., 1996) dan alf1 (Celenza et al., 1995) mutan yang telah diisolasi secara independen. Gen SUR2 mengkode sitokrom yang merupakan modulator homeostasis auksin (Barlier et al., 2000). Sebaliknya, pembentukan akar lateral yang menyimpang alf4 mutan Arabidopsis tidak memiliki akar lateral dan adventif primordia (Celenza et al., 1995) dan perakaran-tidak kompeten adventif (RAC) mutan tembakau memiliki floem parenkim tidak dapat mengatur primordia akar dalam

menanggapi eksogen auksin (Lund et al., 1996). Para mutan RAC diblokir dalam kapasitas mereka untuk mengaktifkan promotor nt3 HRGP yang biasanya diaktifkan dengan auksin selama inisiasi akar awal (Lund et al., 1997). Gen HRGP nt3 mengkode glikoprotein hydroxyprolin kaya dinyatakan dalam langkah awal pembentukan akar lateral dan adventif (Keller dan Lamb, 1989). Induksi gen ini adalah salah satu langkah awal dalam program sekuensial inisiasi akar karena mendahului penyelesaian pembelahan sel pertama selama pembentukan primordial (Vera dkk., 1994).

5.3. PEMBENTUKAN AKAR LATERAL DAN ADVENTIF 5.3.1. HIstologi dan Pengaruh Auksin Rhizogenesis lateral dan adventif secara de novo proses yang terjadi postembryonically dari akar atau batang. Auksin telah di temukan , untuk waktu yang lama, dianggap sebagai faktor merangsang akar (Haissig dan Davis, 1994;. De Klerk et al, 1999). Ini jelas harus saling terkait dengan gen yang terlibat dalam pembentukan akar tapi koneksi belum jelas. Hal ini juga harus menunjukkan bahwa kebutuhan auksin untuk menginduksi akar lateral dari akar yang tidak dipotong lebih tinggi dari dari akar dipotong (Vuylsteker et al., 1998), dan bahwa negara remaja atau dewasa tanaman sangat penting, karena dapat respon yang berbeda kondisi organogenetic, pada spesies kayu (Hackett, 1987). Selain itu, nitrat dan fosfat anorganik gizi memainkan peran utama dalam mengendalikan perkembangan sistem akar. Akar embrio dan pembentukan akar lateral yang terjadi melalui beberapa mekanisme yang sama dan faktor umum saham, namun pembentukan akar lateral yang berbeda, seperti yang ditunjukkan oleh analisis mutan. Kedua monopteros dan mutan bodenlos membentuk akar lateral normal sementara kurang memiliki akar embrio, dan sejumlah gen lain telah diidentifikasi yang mempengaruhi perkembangan akar khusus lateral, meskipun kebanyakan dari mereka melibatkan auksin sebagai memiliki peran penting. Auksin tampaknya akan diperlukan untuk langkah awal dedifferensiasi sel dan inisiasi akar, kemudian menjadi tidak lagi diperlukan dan memiliki efek penghambatan pada pertumbuhan akar (De Klerk et al., 1999). Primordia akar lateral umumnya berasal endogen jarak tertentu di balik apeks akar utama dari dedifferensiasi dari Pericycle akar induk (Gambar 8.11); endodermis ini kadang-kadang juga terlibat. Situs di mana primordia diawali berkaitan dengan pola sistem vaskular baik berhadapan atau berdekatan dengan kutub protoxylem dan pembagian

periclinal adalah salah satu kriteria yang paling umum digunakan untuk mendefinisikan awal pembentukan lateral (Esau, 1965; McCully, 1975 ; Peterson dan Peterson, 1986). Lebih asal eksogen juga dapat diamati dari phellogen di akar tuberized. Helai Vaskular mungkin penting indetermining situs inisiasi primordial melalui alokasi trofik (gula, vitamin), hormon (auksin, sitokinin) dan mungkin faktor sinyal lainnya yang diperlukan untuk primordial inisiasi (Barlow, 1997). Primordia sendiri juga berinteraksi untuk menentukan jarak relatif mereka dan primordial yang sudah ada sebelumnya secara aktif mencegah awal dari sebuah primordial baru sampai dengan jarak tertentu sepanjang samerank, mungkin dengan bertindak sebagai penyerap nutrisi (Charlton, 1982). Perkembangan akar lateral yang sama disampaikan kepada efek korelatif dan dikendalikan oleh apeks akar primer yang diberikannya sebuah dominasi apikal, mungkin melalui sitokinin (Forsyth dan Van Staden, 1994) dan auksin transportasi (Muday andHaworth, 1994).

GAMBAR Gambar. 8,11 - organisasi Struktural dari ujung akar. bagian - longitudinal dari ujung akar Arabidopsis: sel file mendefinisikan jenis sel yang berbeda berkumpul ke sel pusat yang merupakan pusat diam (QC). Pembelahan sel terjadi atas dan di bawah QC, sehingga menimbulkan sel-sel yang memanjang untuk membentuk akar yang tepat, dan ke sel topi root, masing-masing (Courtesy D. Driss, Universitas PM Curie). b - bagian melintang di zona elongasi menunjukkan organisasi radial dari root (Courtesy R. Atta, Universitas PM Curie). c - Organisasi jenis sel di meristem apikal akar: sel QC diapit oleh inisial dari jaringan akar berbagai termasuk inisial columellar (5) yang secara permanen memperbaharui topi akar, epidermis dan inisial topi lateralis akar (4), korteks dan endodermis inisial (3), Pericycle inisial (1) dan inisial prasasti pusat (2) (ditarik oleh E. Dubuisson, Universitas PM Curie). Perbedaan fungsional antara sel Pericycle dalam file radius xilem (prerhizogenetic sel atau sel akar pendiri) dan file radius floem (non prerhizogenetic sel) berkorelasi dengan anatomicaldifferences (Laskowski et al., 1995). Tahap awal pembentukan akar lateral yang dimulai dengan pembagian melintang sel Pericycle berdekatan dengan tiang xilem, sehingga sel pendek yang mengalami ekspansi radial sebelum sebuah divisi periclinal menimbulkan dua

lapisan sel. Divisi periclinal lebih lanjut dari lapis luar dari sel bagian dalam meningkatkan jumlah lapisan untuk 2-4 di mana panggung primordial akar lateral diamati sebagai tonjolan sel. Setelah munculnya melalui endodermis dan korteks, ekspansi seluler terus di dasar akar thelateral dan peningkatan aktivitas mitosis pada apeks akar lateral yang menunjukkan adanya meristem fungsional (Laskowski et al, 1995;. Malamy dan Benfey, 1997) . Sebuah garis transgenik Arabidopsis bantalan B1 cyclin; 1 promotor fusi dengan gen reporter GUS, menegaskan kapasitas unik sel Pericycle berdekatan dengan protxylem untuk kembali memasuki siklus sel kemudian menimbulkan akar primordia (Himanen et al, 2002. ). Pericycle ini juga ditunjukkan untuk mempertahankan ekspresi gen CDKA, menunjukkan bahwa dedifferentiation luas tampaknya tidak diperlukan untuk pembentukan akar lateral (Hemerly et al, 1993;.. Martinez et al, 1992). Dengan cara ini, Pericycle telah diusulkan untuk menjadi meristem monolapis diperpanjang (Casimiro et al. 2003).

GAMBAR Gambar. 8,12 - sinyal antar sel yang mengontrol posisi dan ukuran populasi sel batang (inisial) pada meristem apikal akar. a - SCR (2) dinyatakan di pusat diam (1), tanah jaringan yang berdekatan inisial dan endodermis (E). SHR (3) dinyatakan dalam prasasti dan diperdagangkan ke endodermis mana ia mengarahkan nasib sel (panah). Sel QC mengekspresikan WUS seperti WOX5 gen yang mempertahankan sekitar sel batang (4) menyatakan CLV3-seperti gen (CLE19, CLE40) dalam keadaan dibeda-bedakan. Masih harus ditentukan apakah CLV3 dan WUS homolog dalam RAM dihubungkan oleh sebuah loop peraturan sama dengan yang terlihat di SAM. b - Auksin transportasi (panah) dan distribusi (5) di ujung akar: auksin disediakan oleh PIN - auksin transportasi tergantung pada sel-sel pusat menuju ujung, di mana terakumulasi, khususnya di QC dan di tutup root. Dari sini, bagian dari auksin ini didistribusikan dengan PIN 2 - auksin tergantung rute melalui lapisan luar. (Ditarik oleh E. Dubuisson, Universitas P. M. Curie). Asal-usul histologis meristem akar adventif yang lebih beragam. Mereka dapat dimulai, terutama endogen, dari parenkim floem, kambium vaskuler dari, dari turunan terbaru dari kambium vaskuler (Barlow, 1986; Lovell dan White, 1986) atau dari lapisan sel perifascicular organ udara (Chriqui dan Bercetche , 1986). Aplikasi eksogen dari salah satu dari tiga auksin

2,4-D, NAA dan IAA ke akar chicory dipotong diinduksi pembentukan meristem akar lateral (Vuylsteker et al., 1998). Masing-masing dari tiga auksin diinduksi pembentukan meristem baru tapi perpanjangan berikutnya dari akar neoformed itu lebih dihambat oleh 2,4-D selain dengan NAA dan IAA. Konsentrasi auksin yang lebih tinggi tampaknya akan diperlukan untuk perakaran adventif. Pengamatan serupa juga dibuat dari akar Arabidopsis dipotong dan eksplan hipokotil dalam kultur jaringan (Atta dkk., Dalam persiapan)

5.3.2. Gen yang terlibat dalam perakaran lateral dan adventif Mutan yang memiliki perubahan dalam tingkat auksin endogen, dalam transportasi auksin, atau di jalur auxinsignaling, juga dimodifikasi dalam kapasitas akar mereka membentuk. Para superroot (sur sur 1 dan 2) mutan Arabidopsis over-lateral dan berkembang biak primordia akar adventif, dan mengandung kadar IAA gratis dan terkonjugasi (Boerjan et al, 1995., Delarue et al., 1998), seperti halnya penuh dgn akar yang (King et al., 1995), hls3 (Lehman et al., 1996) dan alf1 (Celenza et al., 1995) mutan yang telah diisolasi secara independen. Gen SUR2 mengkode sitokrom yang merupakan modulator homeostasis auksin (Barlier et al., 2000). Sebaliknya, pembentukan akar lateral yang menyimpang alf4 mutan Arabidopsis tidak memiliki akar lateral dan adventif primordia (Celenza et al., 1995) dan perakaran-tidak kompeten adventif (RAC) mutan tembakau memiliki floem parenkim tidak dapat mengatur primordia akar dalam menanggapi eksogen auksin (Lund et al., 1996 Beberapa gen lainnya dengan fungsi yang kurang lebih diidentifikasi, juga diketahui terlibat dalam pembentukan akar lateral dan / atau adventif. Di antara mereka, LRP1 (ROOT primordial LATERAL 1) dari Arabidopsis diaktifkan hanya selama pembentukan akar lateral dan adventif primordial dan dimatikan sebelum munculnya (Smith dan Federoff, 1995).

5.4. AKAR DAN PUCUK DETERMINASI Untuk beberapa spesies, pengembangan tunas pada akar (Peterson, 1975) membuat perbanyakan vegetatif dengan stek akar. Mereka sering muncul tunas endogen seperti akar lateral. Mereka mungkin berasal dari Pericycle dalam akar muda, dengan kemiripan yang kuat dengan akar primorda (Bakshi dan Coupland, 1959, Projetti dan Chriqui, 1986a). Dari akar tua, mereka dapat dimulai eksogen dari kalus yang timbul dari phellogen (Murray, 1957) atau langsung dari phellogen (Projetti dan Chriqui, 1986a). Mereka sering muncul di sekitar lateral

yang akar dan menjadi terhubung ke jejak akar lateral. Sebaliknya, perkembangan akar adventif pada organ udara berbagai juga mungkin (Barlow, 1986). Terjadinya tunas adventif dan akar tersebut menunjukkan bahwa beberapa batang matang dan sel akar tidak ireversibel ditentukan. Ketika gen WUS selesai dinyatakan dalam akar menggunakan sistem ekspresi Cre-lox berbasis, ujung akar membentuk tunas ektopik atau auksin tergantung somatik embrio seperti struktur; ini menunjukkan bahwa sel-sel RAM dapat diarahkan ke setidaknya dua jalur perkembangan yang berbeda (Gallois et al., 2004). Hanya limited eksperimental telah dilaporkan di mana jenis sel yang sama mampu mengatur secara langsung baik akar atau meristem apikal tunas dalam menanggapi hormon eksogen ditambahkan. Hal ini terjadi untuk sel akar Pericycle dan untuk sel perifascicular daun Rorippa sylvestris (Projetti dan Chriqui, 1986a, b). 6. MERISTEM SEKUNDER DAN PERTUMBUHAN RADIAL Dalam dikotil paling dan di gymmosperms, ekspansi pertumbuhan batang dan akar terjadi melalui pembentukan dan functionning 2 sampai 4 lapisan meristematik internal yang membagi periclinally. Ini disebut meristem sekunder atau kambium. Cambia dulunya dibagi menjadi kambium vaskuler sehingga menimbulkan xilem sekunder dan floem, dan kambium gabus yang memproduksi gabus. Para kambium gabus sekarang biasanya bernama phellogen, dan kambium jangka sebaiknya digunakan untuk kambium vaskuler. 6.1. Asal Dan Fungsi Dari Kambium Vaskular Para kambium vaskuler memungkinkan pengembangan seperti pohon bentuk dan menjamin kehidupan abadi pohon melalui pembaharuan teratur xilem sekunder dan floem. Hal ini juga hadir dalam dikotil herba banyak. Asal lapisan cambial berbeda dalam batang dan di akar. Pada tahap awal inisiasi daun dari SAM, beberapa sel L3 di daerah daun pendiri mendirikan prokambium (provascular untai) yang akan menghasilkan xilem primer dan floem sel daun, dan akibatnya, batang. Bagian dari sel procambial hidup, memulihkan sekunder aktivitas mitosis dan membagi periclinally, sehingga menimbulkan kambium intrafascicular. Sinyal untuk pembelahan sel menyebar ke sel tetangga parenkim, mengubah mereka menjadi kambium interfascicular, sehingga kambium membentuk cincin lengkap membagi lapisan sel dan menimbulkan silinder jaringan sekunder. Pada akar, helai xilem primer dan floem adalah alternatif, dan kambium vaskuler dimulai oleh divisi sel procambial yang tetap dibedakan antara xilem primer dan floem primer. Dengan demikian, di awal, kambium memiliki bentuk strip yang jumlahnya tergantung pada jenis organisasi akar. Selanjutnya, sel Pericycle yang terletak di

belakang tiang xilem mengaktifkan kembali sebagai kambium, dan kemudian kambium sepenuhnya mengelilingi xylemcore primer. Adapun kambium menembak, yang kambium akar menghasilkan floem sekunder xilem dan oleh divisi periclinal dan peningkatan lingkar oleh divisi Anticlinal (Esau, 1965). Kambium vaskuler dewasa biasanya merupakan dari dua jenis sel yang berbeda: inisial sinar dan inisial fusiform memanjang, baik berkontribusi terhadap kain cambial keseluruhan dan dengan sistem horizontal dan vertikal dari jaringan vaskular sekunder (Catesson, 1994) Dalam pohon, kambium menyajikan periode alternatif kegiatan dan pertumbuhan meristematik ditangkap, waktu yang berada di bawah kontrol lingkungan dan genetik dan menimbulkan cincin berturut-turut pada kayu. Siklus tahunan kegiatan cambial disertai dengan penangkapan sel pada fase G1 dari siklus sel pada saat penangkapan musim dingin (Mellerowicz et al., 1989). Auksin dianggap sebagai phytohormon utama yang terlibat dalam regulasi aktivitas cambial. Ini memiliki efek stimulasi pada pembelahan sel cambial (Zakrzewski et al, 1983., Sundberg et al., 1993). Hal ini juga mendukung pembentukan inisial fusiform bukan inisial radial (Im-Yadun, 1995). Gradien konsentrasi auksin, melibatkan transportasi auksin kutub melalui keluarga AUX1-seperti masuknya dan PIN1-seperti keluarga pembawa penghabisan, mengatur aktivitas musiman dari kambium serta pematangan xilem. Perbedaan nasib dalam (xilem) dan di luar (Floem) derivatif cambial mungkin berasal dari distribusi auksin tidak merata (Schrader et al., 2003). Selain itu, auksin sangat penting dalam mendorong pembentukan sel procambial seperti yang ditunjukkan oleh analisis pin 1 dan mutan gnom (Glweiler et al, 1998;.. Koizumi et al, 2000). Sitokinin juga penting untuk mempromosikan pembagian sel procambial seperti diungkapkan oleh wol/cre1 mutan dimana semua sel procambial berdiferensiasi menjadi protoxylem, gen bermutasi mengkode reseptor sitokinin (Mhonen et al, 2000;. Scheres et al, 1995.) . Namun, sedikit yang diketahui pada tingkat molekuler tentang bagaimana auksin dan sitokinin menginduksi prokambium, maka pembentukan kambium. 6.2. Asal Usul Phellogen Dan Pembentukan Periderm Pada batang dikotil herba lama, seperti dalam dikotil kayu dan tumbuhan runjung, phellogen muncul di bawah epidermis, dalam subepidermal atau dalam posisi yang lebih dalam, dari sel kortikal yang masuk kembali aktivitas mitosis dan membagi periclinally (Esau, 1965). Phellogen memproduksi sel eksternal suberified (phellem), dan internal, phelloderm sel. Jaringan

ini membentuk periderm yang baik terus-menerus, atau secara teratur sloughed off dan diperbaharui (kulit luar atau rhytidome). Pada akar, phellogen memiliki asal yang lebih dalam dan muncul biasanya dari sel Pericycle yang mengalami perpecahan periclinal dan Anticlinal. Divisi Periclinal menyebabkan peningkatan tingkat radial lapisan Pericycle. Peningkatan gabungan ketebalan dari jaringan pembuluh darah dan turunan Pericycle memaksa korteks luar. Korteks tidak mengalami peningkatan lingkar namun menjadi pecah dan sloughed off bersama dengan epidermis dan endodermis. Lapisan phellogen tinggal di bagian luar dari derivatif Pericycle dan producephellem ke arah luar dan phelloderm arah dalam (Esau, 1940). Tidak ada yang diketahui mengenai kontrol genetik dari diferensiasi jaringan-jaringan.

6.3. Jenis Lain Pertumbuhan Radial Beberapa tanaman, seperti monokotil, tidak memiliki meristem sekunder tetapi memiliki meristem interkalar. Ini terbentuk dari meristem aktif membagi sel-sel yang berbeda dari meristem apikal dan terletak antara jaringan lebih diferensiasi di dasar ruas masing-masing. Meristem interkalar tersebut tidak menghasilkan jaringan pembuluh darah tetapi berpartisipasi dalam pertumbuhan radial batang. Mereka adalah hasil dari aktivitas meristematik sekunder yang tidak hadir di dalam embrio dan berasal dari proses dedifferensiasi alam. 7.SIKLUS SEL 7.1. Sel Proliferasi, Poliploidi Dan Pengembangan Proses morphogenetic berbagai pengembangan tanaman melibatkan aktivitas pembelahan sel, baik dalam planta dan dalam kultur jaringan. Siklus sel ditemukan terutama di tunas primer dan meristem akar, meristem sekunder (kambium vaskuler dan phellogen), dan dalam jenis sel tertentu seperti stomata, kelenjar minyak atau trikoma kelenjar. Sel juga diinduksi untuk membagi pada awal semua jenis pembentukan organ adventif dan reaktivasi siklus sel merupakan prasyarat untuk proses callusing dan regenerasi dalam kultur jaringan. Siklus sel eukariotik divisi biasanya dibagi dalam empat fase berbeda (Howard dan Pelc, 1953): G1 (G untuk kesenjangan, interval waktu) di mana sel tumbuh dengan kandungan DNA 2C, S (fase sintesis) selama mana genetik nuklir informasi direplikasi, G2 (4C kandungan DNA), ketika pertumbuhan lebih lanjut dalam persiapan untuk divisi terjadi, dan M (mitosis), di mana isi seluler dipartisi antara sel anak. S dan fase M memerlukan lebih banyak energi untuk penyelesaian mereka daripada G1 dan fase G2. Sukrosa ditambahkan ke dipotong ujung akar

kacang cepat merangsang masuknya sel-sel G1 ke S, dan G2 ke M (Van't Hof, 1973). Pengamatan ini mungkin penting untuk memahami efek dari sukrosa ditambahkan dalam medium kultur jaringan untuk memulai dedifferentiation sel. Ini juga menunjukkan bahwa kontrol utama beroperasi pada titik-titik transisi dari G1 ke S dan dari G2 untuk M.The durasi S dan fase M agak konstan untuk spesies tertentu di bawah seperangkat kondisi standar. Kedua tunas dan meristem akar adalah mosaik sel bersepeda cepat dan lambat. Modulasi dari total durasi siklus sel terutama karena variasi dalam durasi dari fase G1. Fase G1 aktif meristem apikal tunas selalu lebih panjang dari + S + G2 fase M (Nougarde dan Rembur, 1985). Dalam meristem, fase setelah S dimulai, gen untuk penyelesaian mitosis diaktifkan dan pembelahan sel secara otomatis berikut. Dalam meristem apikal tunas vegetatif berbagai spesies, data kuantitatif tentang penggandaan sel kali dalam (PZ) zona sentral (CZ) dan perifer menunjukkan bahwa durasi siklus sel selalu lebih pendek di PF. Perubahan dalam siklus sel merupakan ciri khas dari perkembangan. Sebagai contoh, pada Krisan segetum, waktu penggandaan sel rata-rata adalah 139 jam dalam CZ dan 48 jam dalam PZ, pada beralih ke fase reproduksi, pengaktifan CZ ditandai dengan penurunan durasi siklus sel sampai 54 jam dan hilangnya zonasi cytophysiological dari SAM (Nougarde dan Rembur, 1977), ini dicapai dengan memperpendek fase G1 (Nougarde dan Rembur, 1978). Ukuran sel dalam PZ vegetatif juga secara signifikan lebih kecil dibandingkan dengan CZ sementara mereka menjadi lebih seragam di seluruh menuju batang prefloral. Ini adalah hipotesis bahwa ukuran sel adalah komponen dari program-program pembangunan dan ukuran sel kritis diperlukan untuk melakukan sel untuk memasuki fase S untuk putaran baru pembagian. Sebuah spesifik jaringan kontrol ukuran akan beroperasi di kedua G1 G2-an dan pos pemeriksaan akhir (Francis, 1998), tetapi sejauh mana sinyal rantai transduksi menimpa pada siklus sel tanaman dengan konsekuensi ukuran sel masih harus dianalisis. Selama penangkapan sementara aktivitas meristematik seperti dormansi tunas musim dingin, penghambatan tunas ketiak atau dormansi benih, sel ditemukan untuk menghentikan siklus sel dalam G1 berkepanjangan (G0) fase (Rembur, 1972; Brossard, 1973; Nougarde dan Rondet, 1975; Cottignies, 1979). Pada transisi ke berbunga, yang mempersingkat siklus sel (Miller dan Lyndon, 1975; Nougarde dan Rembur, 1978). Masih belum jelas apakah perubahan pada siklus sel dalam switch penyebab planta perkembangan atau apakah mereka merupakan konsekuensi dari perpindahan perkembangan oleh mekanisme lain. Pertanyaan yang sama

muncul mengenai berbagai jenis regenerasi yang dapat diinduksi dalam kultur jaringan yang membutuhkan proliferasi sel. Dalam non-siklus sel bagian dibedakan dari tanaman, putaran super sintesis DNA dapat terjadi pada sel yang telah kehilangan kemampuan mereka mitosis (Gambar 8.13). Proses endopolyploidisation (endoreduplication) agak sering pada tanaman tingkat tinggi. Dalam spesies polysomatic tersebut, isi DNA nuklir bisa mencapai tingkat yang sangat tinggi, misalnya sampai 32C di W38 empulur tembakau (Brossard, 1975) dan daun Arabidopsis thaliana (Galbraith dkk., 1991), dan kasus-kasus polyteny telah dilaporkan di embrio jaringan (d'Amato, 1952). Endoreduplikasi juga terjadi pada jaringan benih atau tanaman dengan aktivitas metabolik tinggi, menunjukkan bahwa mungkin menyediakan mekanisme dimana sel-sel meningkatkan ketersediaan cetakan DNA dan dengan demikian meningkatkan tingkat ekspresi gen (grafi, 1998). Kehadiran sel polyploid di eksplan awal diperkirakan memiliki konsekuensi untuk perilaku nuklir abnormal pada kultur jaringan termasuk variasi somaklonal, fragmentasis aneuploidi dan nuklir (Nuti Ronchi et al, 1973;. Brossard, 1975;. Bercetche et al, 1993). Dalam Sebaliknya, spesies non polysomatic seperti Populus spp. (Jehan dkk., 1994), Eucalyptus globulus (Azmi dkk., 1997) atau capillaris Crepis (Brossard, 1978) yang ditandai dengan penangkapan siklus sel di tingkat 2C pada awal diferensiasi sel. Tingkat ploidi dari berbagai jaringan dapat bervariasi dalam suatu spesies polysomatic. Sebagai contoh, sel mesofil tembakau W38 tetap biasanya diploid, sedangkan jaringan empulur matang merupakan sebuah mosaik tingkat ploidi dari 2C ke 32C. Pentingnya biologis endoreduplikasi masih belum diketahui. Telah dihipotesiskan bahwa itu adalah cara dimana genom kecil benar dapat mendukung pertumbuhan sel yang cepat dan yang terakhir ukuran sel ini terkait dengan konten DNA-nya. Dalam beberapa kasus, seperti trikoma dan sel hipokotil dari Arabidopsis, endoreduplication berhenti terlalu dini selama proses diferensiasi sel ketika sel-sel memanjang (Melaragno et al., 1993) namun keberadaan spesies nonpolysomatic bertentangan hipotesis. Apapun itu, hipotesis saat ini adalah bahwa endopolyploidization menyediakan mekanisme untuk meningkatkan ukuran sel dan gen 7.2. Molekuler Pengendalian Siklus Sel Seperti dalam semua kemajuan, eukariota melalui siklus sel tanaman (Gambar 8.14) dikendalikan oleh kinase cyclindependent (CDKs) yang mengikat regulator positif yang disebut siklin dan mengatur titik transisi dari G1 ke S dan G2 upaya M. Intensif selama masa lalu sepuluh tahun telah mengidentifikasi berbagai gen encoding CDK seperti protein dan siklin di

berbagai spesies tanaman dan ulasan rinci telah diterbitkan baru-baru (De Veylder et al, 2003;. Dewitte dan Murray, 2003). Menariknya ada bukti akumulatif bahwa banyak faktor pengendali yang sangat lestari dan yang sejenis pada mamalia dan tanaman, termasuk tidak hanya CDKs dan siklin, tetapi juga retinoblastoma-seperti protein, transkripsi faktor E2f dan kinase cyclin D-tipe (Huntley dan Murray , 1999; Shen, 2002) CDKS adalah serin / treonin kinase yang mengontrol perkembangan siklus sel di semua eukariota. Kegiatan mereka diatur baik oleh asosiasi dengan cyclin peraturan menyampaikan dan oleh fosforilasi / defosforilasi peristiwa. Mereka dicirikan dengan motif-motif tertentu yang terlibat dalam cyclin-dan ATP-mengikat dan telah awalnya dipisahkan menjadi dua kelas utama: kelas PSTAIRE berisi urutan PSTAIRE dalam motif interaksi cyclin. Contoh dari kelompok ini adalah CDK protein A dari Arabidopsis; kelas non-PSTAIRE memiliki motif varian (PPTALRE atau PPTTLKE) pada posisi setara dengan yang di B protein Arabidopsis CDK. Dalam Arabidopsis, gen CDC2a (CDK A) ditemukan untuk diekspresikan selama kedua di G1 ke S dan G2 di-ke-M transisi, yaitu dalam pola sel-siklus-fase bebas, sedangkan CDC 2b (CDK B ) gen lebih terkait dengan perkembangan melalui G2 (Magyar et al, 1997;. Menges dan Murray, 2002) (Gambar 8.7). Telah dilaporkan bahwa gen CDC2a dinyatakan tidak hanya dalam sel bersepeda tetapi juga dalam sel menunjukkan kompetensi untuk divisi (Hemerly et al, 1993;. Martinez et al, 1992;.. Boucheron et al, 2001), menunjukkan bahwa itu bisa menjadi komponen dari totipotency sel. Selain itu, CDC2a ditemukan memiliki beberapa keterlibatan dalam orientasi pesawat pembelahan sel dan sel kontrol ukuran (Hemerly et al., 1993). Baru-baru ini, tiga kelas CDK lainnya (C, D dan E) telah diidentifikasi (Joubes et al., 2000) yang telah menambahkan CDK jauh terkait mengaktifkan kinase CAK1, berganti nama CDK F1 (Vandepoele et al., 2002). Para siklin tanaman pada awalnya dimasukkan ke dalam kelompok yang mencerminkan kesamaan mereka dengan siklin A, B, C dan D (Mironov et al, 1999.), C-jenis siklin yang jarang didokumentasikan. Baru-baru ini, jumlah siklin didefinisikan dalam Arabidopsis telah diperluas untuk didistribusikan di 49 kelas 8 dan 23 sub kelompok (Torres Acosta dkk, 2004;.Wang et al, 2004). Ekspresi dari gen cyclin utama telah dipelajari, memberikan informasi tentang bagaimana transkrip mereka menumpuk selama berbagai tahapan siklus sel (Menges et al., 2002, 2003, 2005) (Gambar 8.14). Para tipe B akumulasi cyclin terutama fase tergantung. B-jenis siklin

adalah mitosis siklin berkorelasi dengan transisi G2 / M. Hasil kurang ketat untuk siklin tipe A, sebuah kelompok di mana beberapa siklin disajikan merata di seluruh siklus sel sementara yang lain mulai terakumulasi pada akhir fase G1 atau selama fase S. Mayoritas siklin Dtype menampilkan tingkat ekspresi yang cukup konstan sepanjang siklus sel dan, dengan analogi dengan homolognya hewan mereka, telah diusulkan untuk mengendalikan transisi G1-to-S (Dahl et al, 1995;.. Soni et al, 1995) . Pengkodean gen siklin CYCD yang diinduksi pada waktu tertentu selama siklus sel masuk kembali tetapi umumnya tetap diekspresikan pada tingkat yang konstan dalam sel aktif membelah (Huntley dan Murray, 1999). Namun, transkrip dari dua gen cyclin tembakau, CYCD2 dan CYCD3, terakumulasi selama mitosis di disinkronisasi OLEH-2 sel (Sorrell et al., 1999). Kesenjangan yang jelas antara hasil mungkin mencerminkan kenyataan bahwa hanya beberapa gen mengendalikan siklus sel telah diidentifikasi sejauh ini dan bahwa banyak pekerjaan masih harus dilakukan untuk memiliki pemahaman yang komprehensif dari fenomena tersebut. Selain itu, kelimpahan mRNA dan protein cyclin kadang-kadang tidak berkorelasi dengan tingkat kegiatan (Mironov et al., 1999). Lain cyclin CYCD2-jenis dari Arabidopsis dinyatakan hanya selama pembentukan akar lateral (Mironov et al., 1999). Kedua CDK A dan B dapat menjadi mitra dari CYCD tertentu (Healy et al, 2001; Kono et al, 2003..) Dan D-jenis siklin menunjukkan beberapa pola berekspresi dan regulasi, seperti yang ditunjukkan oleh studi mikroarray: selama siklus sel kembali masuk, dua waktu yang berbeda ekspresi yang diamati: CYCD5; 1 dan CYCD3, 3 menumpuk di awal G1v dan penurunan tajam sebagai sel bergerak menuju S, sedangkan CYCD4; 1, CYCD4; 2 dan CYCD3; 1 menumpuk di akhir G1 dan puncak pada G1 / S transisi (Menges et al., 2005). Penghancuran siklin pada titik tertentu dari siklus sel tergantung pada kehadiran baik motif kotak kehancuran (CYCA dan CYCB) atau urutan tertentu (PEST) yang dianggap sinyal untuk proteolisis cepat (CYCD). Selain siklin, protein lainnya telah diisolasi dengan kemampuan mereka untuk berinteraksi dengan CDKs. Dalam kategori ini, CKS1 dari Arabidopsis mengikat kedua CDK CDK A dan B; itu diungkapkan selama mitosis dan mungkin juga siklus endoreduplikasai (De Veylder et al, 1997;.. Jacqmard et al, 1999). Protein inhibitor CDKs (KRPs, juga dikenal sebagai ICKs untuk inhibitor CDK) juga memainkan peran penting dalam aktivitas CDK modulasi. Salah satu inhibitor (KRP1/ICK1) berinteraksi dengan kedua CDC2a dan CYCD3 (Wang et al., 1998). KRP1 diinduksi oleh ABA dan menyebabkan penurunan aktivitas CDK, menunjukkan bahwa KRP1 dapat memediasi efek sitostatik asam absisat. Para

KRPs berbeda mungkin memiliki peran diferensial dalam mengatur siklus mitosis dan / atau proses endomitotic (Ormenese et al., 2004).

GAMBAR Gambar. 8.13 - Pilihan untuk sel G1 selama perkembangan tanaman. Sel G1 baru lahir dapat memulai satu putaran divisi ketika berada dalam meristem atau penangkapan selama periode dormansi. Mereka juga bisa membedakan baik dalam keadaan G1 sehingga menimbulkan nonpolyploid jaringan atau menjalani beberapa putaran sintesis DNA tanpa membagi, memberikan naik ke sel polyploid. Sel-sel dibedakan dapat kembali memasuki siklus sel diberi sinyal yang tepat (digambar ulang dari Den Boer dan Murray, 2000b, oleh E. Dubuisson, Universitas PM Curie). Mengenai fosforilasi CDK sebagai mekanisme kontrol dalam tanaman, ditemukan bahwa sel-sel cytokinindepleted ditangkap di G2 kompleks CDK terkandung dengan aktivitas kinase berkurang dan konten phosphotyrosine tinggi. Dapat distimulasi untuk masuk kembali ke siklus sel pada penambahan sitokinin atau dengan ekspresi gen CDC25 dari ragi fisi (Yohanes, 1998). Dimulainya kembali siklus sel di defosforilasi tirosin kinase dan reaktivasi. Ragi CDC25 fosfatase yang sangat spesifik untuk Tyr15 dari CDKs, hasil menunjukkan bahwa memicu Tyr15 defosforilasi adalah fungsi penting dari sitokinin dalam siklus sel tanaman.

GAMBAR Gambar. 8.14 - peristiwa kunci dalam perkembangan siklus sel. Selama fase G1, aktivitas CDKs dimodulasi oleh hubungan mereka dengan D2 CYC dan CYC D3, CYCD2 dan CYCD3 gen menanggapi sukrosa dan CYCD3 yang juga diinduksi oleh sitokinin. CDK inhibitor (KRP) mencegah aktivitas kinase cyclin CDK kompleks dan salah satunya adalah disebabkan oleh asam abcisic. Dalam G1-an, meningkatnya kadar CYCD-CDKA aktivitas kinase menyebabkan fosforilasi retinoblastoma (BPR). Fosforilasi membuat BPR tidak aktif, faktor transkripsi E2f tidak lagi direpresi dan S-fase gen ditranskrip. Sel yang mendekati fase M mengandung aktif CDK-CYCA / B kompleks, penghilangan diperlukan penghambatan fosfat (P) pada T14 dan Y15 oleh fosfatase CDC25. Kompleks aktif memicu masuk ke profase dan A / B siklin yang terdegradasi pada akhir mitosis. (digambar ulang oleh E. Dubuisson, Universitas pemeriksaan mayat Curie).

Parameter diidentifikasi sejauh ini dalam pembangunan pabrik baru-baru ini mulai mendapat perhatian. Manipulasi gen siklus sel untuk memodifikasi pertumbuhan dan perkembangan tanaman telah dimulai baru-baru ini (Doerner et al, 1996;. Den Boer dan Murray, 2000b;. Wyrzykowska et al, 2002) tapi bagaimana regulator siklus sel yang terkait dengan gen yang koordinasi meristem fungsi belum dipahami. Perubahan tunas meristem apikal strukturasi baru-baru ini ditemukan di tembakau transgenik baris overexpressing yang CYCD3 gen, menunjukkan bahwa setidaknya gen ini berinteraksi dengan gen yang terlibat dalam identitas zona sentral dari SAM (Boucheron et al., 2005). Mengenai kultur jaringan, kehadiran sel-sel yang sudah ada sebelumnya bersepeda di eksplan memiliki konsekuensi yang cukup besar untuk kemampuan kedua dedifferentiation (Boucheron dkk, 2001.) Dan integrasi DNA asing (An et al, 1985;. Guivarc'h et al,. 1993). Visualisasi aktivitas sel siklus dapat membantu untuk beberapa aspek kultur jaringan. Dalam kasus tersebut, hibridisasi in situ atau penggunaan jalur transgenik menyimpan promotor: GUS gen fusi dapat dilakukan dengan beberapa gen siklus sel utama. Penanda wellcharacterized adalah CYCB, yang promotor aktivitas berkorelasi baik dengan lokalisasi mRNA yang sesuai dan tanda progresi siklus sel melalui akhir G2 ke fase M. H4 histone, E2FA andCYC D3 adalah kandidat yang baik untuk menandai G1 untuk transisi S. Selain itu, sementara aktivitas promotor CDKA mencerminkan keadaan kompetensi untuk pembelahan sel, CDKB diidentifikasi sebagai G2 ke M fase yang bergantung kinase.

7.3. Hormonal Pengendalian Siklus Sel Pertumbuhan regulator auksin dan sitokinin dianggap sebagai penting untuk pembelahan sel meskipun peran yang tepat mereka dalam proses ini belum sepenuhnya dipahami (den Boer dan Murray, 2000a). Bukti untuk keterlibatan mereka berasal sebagian besar dari bekerja dengan kultur kalus dan suspensi dan ekstrapolasi kesimpulan dari sistem ini untuk meristem terorganisasi sedikit didokumentasikan. Auksin telah untuk waktu yang lama dianggap terlibat dalam inisiasi sintesis DNA dan dalam pembesaran sel, memungkinkan sel untuk mencapai ukuran kritis diperlukan untuk memulai siklus baru. Sitokinin sebagian besar dianggap terlibat dalam proses mitosis dan kombinasi auksin dan sitokinin sering diminta untuk restart proliferasi sel dalam kultur jaringan (Skoog dan Miller, 1957). Auksin saja meningkatkan tingkat protein dalam sel CDK tembakau berbudaya tetapi sitokinin diperlukan untuk aktivasi dari kinase ini

(John et al., 1993). Promotor CDC2A adalah diinduksi oleh auksin dan, pada tingkat yang lebih rendah, dengan sitokinin (Hemerly et al., 1993). Keterlibatan sitokinin pada transisi G2-to-M telah dibuktikan oleh analisis hormon endogen selama siklus sel tembakau disinkronkan OLEH2 sel. Puncak zeatin dan dihydrozeatin diamati pada akhir fase S dan selama mitosis; siklus sel diblokir di G2 oleh lovastatin, inhibitor biosintesis sitokinin, dapat dibalik dengan penambahan eksogen zeatin (Laureys et al, 1998.). 8.KESIMPULAN Nilai dari Arabidopsis sebagai tanaman model bersama dengan genom sistematis pendekatan sekarang dikombinasikan dengan analisis genomik fungsional telah mulai menjelaskan perubahan besar dalam ekspresi gen yang terjadi pada setiap tahap perkembangan. Terakhir studi genetika molekuler telah menunjukkan bahwa banyak hasil dengan Arabidopsis sebagian besar berlaku untuk eudicots lain atau tanaman rumput. Selanjutnya, sejumlah gen perkembangan, termasuk genetik berbagai (faktor transkripsi) dan epigenetik (RNA mikro, RNAi, faktor remodeling kromatin) regulator telah diidentifikasi. Di masa depan, kombinasi yang cermat dari teknologi baru akan menghasilkan resolusi tinggi informasi memungkinkan kita untuk mulai menyelidiki kompleksitas jaringan regulasi gen dalam perkembangan tanaman. Tidak ada keraguan bahwa temuan tersebut juga akan membantu dalam memahami perilaku jaringan dipotong atau organ ditempatkan dalam kultur jaringan dan peran komponen media kultur dalam mengendalikan gen perkembangan.

REFERENCES

ABE M., TAKAHASHI T. & KOMEDA Y. 1999 Identification of a cis-regulatory element for L1 layer-specific gene expression, which is targeted by an L1-specific homeodomain protein. Plant J. 26, 487-494.

AIDA H., ISHIDA T., FUKASI H., FUJISAWA H. & TASAKA M. 1997 Genes involved in organ separation in Arabidopsis: an analysis of the cup-shaped cotyledon mutant. Plant Cell 9, 841-857. AIDA H., ISHIDA T. & TASAKA M. 1999 Shoot apical meristem and cotyledon formation during Arabidopsis embryogenesis: interaction among the CUP-SHAPED COTYLEDON and SHOOT MERISTEMLESS genes. Development 126, 1563-1570. ALVAREZ J., GULI C.L., YU X. & SMYTH D.R. 1992 Terminal flower: a gene affecting inflorescence development in Arabidopsis thaliana. Plant J. 2, 103-116.

AN G. 1985 High efficiency transformation of cultured tobacco cells. Plant Physiol. 79, 568-570. ARAKI T. 2001 Transition from vegetative to reproductive phase. Curr. Opin. Plant Biol. 4, 6368. ARAKI T. & KOMEDA Y. 1993 Analysis of the role of the lateflowering locus, GI, in the flowering of Arabidopsis thaliana. Plant J. 3, 231-239. AUKERMAN M.J. & SAKAI H. 2003 Regulation of flowering time and floral organ identity by a microRNA and its APETALA2- like target genes. Plant Cell 15, 2730-2741. AZMI A., NOIN M., LANDR P., PROUTEAU M., BOUDET A.M. & CHRIQUI D. 1997 High frequency plant regeneration from Eucalyptus globulus Labill. hypocotyls: Ontogenesis and ploidy levels of the regenerants. Plant Cell Tissue Organ Cult. 51, 9-16. BAIMA S., NOBILI F., SESSA G., LUCCHETTI S., RUBERTI I. & MORELLI G. 1995 The expression of Athb-8 homeobox gene is restricted to provascular cells in Arabidopsis thaliana. Development 12, 4171-4182. BAKSHI T.S. & COUPLAND R.T. 1959 An anatomical study of the subterranean organs of Euphorbia esula in relation to its control. Can. J. Bot. 37, 613-620. BANNO H., IKEDA Y., NIU Q-W. & CHUA N. H. 2001 Overexpression of Arabidopsis ESR1 induces initiation of shoot regeneration. Plant Cell 13, 2609-2618. BARLEY R. & WAITES R. 2002 Plant meristems: the interplay of KNOX and gibberellins. Curr. Biol. 12, R696-R698. BARLIER I., KOWALCZYK M., MARCHANT A., LJUNG K.,

BHALERAO R., BENNETT M., SANDBERG G. & BELLINI C. 2000 The SUR2 gene of Arabidopsis thaliana encodes the cytochrome P450 CYP 83B1, a modulator of auxin homeostasis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 14819-14824. BARLOW P. 1986 Adventitious roots of whole plants: their forms, functions and evolution. pp. 68-110 in M.B. Jackson (ed.), New root formation in plants and cuttings. Martinus Nijhoff Publ., ISBN 90 247 3260 3. BARLOW P. 1997 Positional controls in root development. In P.W. Barlow and D.J. Carr (eds). Positional controls in plant development. Cambridge University Press, 281-318. ISBN 052125406X. BARTON M.K. 1998 Cell type specification and self-renewal in the vegetative shoot apical meristem. Curr. Opin. Plant Biol. 1, 37-42. BARTON M.K. & POETHIG R.S. 1993 Formation of the shoot apical meristem in Arabidopsis thaliana: an analysis of development in the wild-type and shoot meristemless mutant. Development 119, 823-831. BASKIN T.I., BETZNER A.S., HOGGARD R., CORK A. & WILLIAMSON R.E. 1992 Root morphology mutants in Arabidopsis thaliana. Aust. J. Plant Physiol. 19, 427-437. BAURLE I. & LAUX T. 2003 Apical meristems: the plants fountain of youth. BioEssays 25, 961-70. BENFEY P.N. 1999a Is a shoot a root with a view ? Curr. Opin. Plant Biol. 2, 39-43. BENFEY P.N. 1999b Stem cells: a tale of two kingdoms. Curr. Biol. 9, R171-R172.. BERCETCHE J., CHRIQUI D., LEGAL M. F., NEYRAUD V., LECOCQ F.M. & HALLET J. N. 1993 tats nuclaires et ddiffrenciation des tissus sminaux de Pisum sativum et de Lupinus albus L. Acta bot. Gall. 140, 703-706. BERLETH T. & CHATFIELD S. 2002 Embryogenesis: pattern formation from a single cell. In C. R. Somerville and E. M. Meyerowitz, (eds.) The Arabidopsis book, American Society of Plant Biologists, Rockville, MD, http://www.aspb.org/publications/Arabidopsis. AN G. 1985 High efficiency transformation of cultured tobacco cells. Plant Physiol. 79, 568-570. ARAKI T. 2001 Transition from vegetative to reproductive phase. Curr. Opin. Plant Biol. 4, 6368. ARAKI T. & KOMEDA Y. 1993 Analysis of the role of the lateflowering locus, GI, in the flowering of Arabidopsis thaliana. Plant J. 3, 231-239.

AUKERMAN M.J. & SAKAI H. 2003 Regulation of flowering time and floral organ identity by a microRNA and its APETALA2- like target genes. Plant Cell 15, 2730-2741. AZMI A., NOIN M., LANDR P., PROUTEAU M., BOUDET A.M. & CHRIQUI D. 1997 High frequency plant regeneration from Eucalyptus globulus Labill. hypocotyls: Ontogenesis and ploidy levels of the regenerants. Plant Cell Tissue Organ Cult. 51, 9-16. BAIMA S., NOBILI F., SESSA G., LUCCHETTI S., RUBERTI I. & MORELLI G. 1995 The expression of Athb-8 homeobox gene is restricted to provascular cells in Arabidopsis thaliana.Development 12, 4171-4182. BAKSHI T.S. & COUPLAND R.T. 1959 An anatomical study of the subterranean organs of Euphorbia esula in relation to its control. Can. J. Bot. 37, 613-620. BANNO H., IKEDA Y., NIU Q-W. & CHUA N. H. 2001Overexpression of Arabidopsis ESR1 induces initiation of shoot regeneration. Plant Cell 13, 2609-2618. BARLEY R. & WAITES R. 2002 Plant meristems: the interplay of KNOX and gibberellins. Curr. Biol. 12, R696-R698. BARLIER I., KOWALCZYK M., MARCHANT A., LJUNG K., BHALERAO R., BENNETT M., SANDBERG G. & BELLINI C. 2000 The SUR2 gene of Arabidopsis thaliana encodes the cytochrome P450CYP 83B1, a modulator of auxin

homeostasis. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97, 14819-14824. BARLOW P. 1986 Adventitious roots of whole plants: their forms, functions and evolution. pp. 68-110 in M.B. Jackson (ed.), New root formation in plants and cuttings. Martinus Nijhoff Publ., ISBN 90 247 3260 3. BARLOW P. 1997 Positional controls in root development. in P.W. Barlow and D.J. Carr (eds). Positional controls in plant development. Cambridge University Press, 281-318. ISBN 052125406X. BARTON M.K. 1998 Cell type specification and self-renewal in the vegetative shoot apical meristem. Curr. Opin. Plant Biol. 1, 37-42. BARTON M.K. & POETHIG R.S. 1993 Formation of the shoot apical meristem in Arabidopsis thaliana: an analysis of development in the wild-type and shoot meristemless mutant. Development 119, 823-831.

BASKIN T.I., BETZNER A.S., HOGGARD R., CORK A. & WILLIAMSON R.E. 1992 Root morphology mutants in Arabidopsis thaliana. Aust. J. Plant Physiol. 19, 427-437. BAURLE I. & LAUX T. 2003 Apical meristems: the plants fountain of youth. BioEssays 25, 961-70. BENFEY P.N. 1999a Is a shoot a root with a view ? Curr. Opin. Plant Biol. 2, 39-43. BENFEY P.N. 1999b Stem cells: a tale of two kingdoms. Curr. Biol. 9, R171-R172.. BERCETCHE J., CHRIQUI D., LEGAL M. F., NEYRAUD V., LECOCQ F.M. & HALLET J. N. 1993 tats nuclaires et ddiffrenciation des tissus sminaux de Pisum sativum et de Lupinus albus L. Acta bot. Gall. 140, 703-706. BERLETH T. & CHATFIELD S. 2002 Embryogenesis: pattern formation from a single cell. In C. R. Somerville and E. M. Meyerowitz, (eds.) The Arabidopsis book, American Society of Plant Biologists, Rockville, MD, http://www.aspb.org/publications/Arabidopsis.