Leitura sobre célula- fundamentada em uma célula vegetal

CAPÍTULO

O termo célula deriva-se do latim cella, cujo significado é despensa ou câmara.

Ele foi empregado pela primeira vez na biologia, em 1665, pelo cientista inglês

Robert Hooke, para descrever as unidades de uma estrutura semelhante a favos de

mel observadas em uma cortiça, sob um microscópio primitivo. As “células” que

Hooke observou eram, na verdade, lumes vazios de células mortas, delimitados por

paredes celulares; porém a expressão é apropriada, pois as células são as unidades

básicas que definem a estrutura vegetal.

A fisiologia vegetal é o estudo dos processos vegetais – como as plantas funcio-

nam à medida que interagem com seus ambientes físicos (abióticos) e vivos (bióticos).

Embora este livro enfatize as funções fisiológicas e bioquímicas dos vegetais, é im-

portante compreender que todas estas funções – sejam as trocas gasosas na folha,

a condução de água no xilema, a fotossíntese no cloroplasto, o transporte de íons

pela membrana plasmática ou uma rota de transdução de sinal que envolva ação da

luz ou de hormônios – dependem das estruturas. Em qualquer nível, a estrutura e a

função representam diferentes planos de referência de uma unidade biológica.

Este capítulo proporciona uma visão geral da anatomia básica dos vegetais, des-

de a estrutura macroscópica dos órgãos até a microscópica ultraestrutura das orga-

nelas. Nos capítulos subsequentes, serão tratadas dessas estruturas com detalha-

mento maior sob a perspectiva das funções fisiológicas no ciclo de vida dos vegetais.

1

Células Vegetais

Taiz_01.indd 1Taiz_01.indd 1 14/06/12 16:5714/06/12 16:57

2 Lincoln Taiz & Eduardo Zeiger

A vida vegetal: princípios unificadoresA grande diversidade de tamanhos e de formas vegetais é familiar a todos. Os vegetais variam, em altura, de me-nos de 1 centímetro até mais de 100 metros. A morfologia (forma) vegetal é também surpreendentemente diversa. À primeira vista, a pequena planta lentilha d’água (Lem-ma) parece ter muito pouco em comum com um cacto gigante ou uma sequoia. Como nenhum vegetal possui todo espectro de adaptações para a amplitude de am-bientes que as plantas ocupam na Terra, os fisiologistas vegetais estudam organismos-modelo, ou seja, vegetais com ciclos de vida curtos e pequenos genomas (a totali-dade das suas informações genéticas) (ver Tópico 1.1 na internet). Esses modelos são úteis, pois todos os vegetais, independentemente das suas adaptações específicas, exe-cutam processos similares e estão pautados no mesmo plano arquitetural.

Pode-se resumir os principais elementos que caracte-rizam vegetais como segue:

• Os produtores primários da Terra, as plantas verdes, são os coletores fundamentais da energia solar. Elas captam a energia da luz solar e convertem a energia luminosa em energia química, a qual é armazenada nas ligações formadas durante a síntese de carboidra-tos, a partir do dióxido de carbono e da água.

• Com exceção de certas células reprodutivas, os vege-tais não são móveis. Em substituição à mobilidade, eles desenvolveram a capacidade de crescer em busca dos recursos essenciais, tais como luz, água e nutrien-tes minerais, durante todo o seu ciclo de vida.

• As plantas terrestres são estruturalmente reforçadas para dar suporte à sua massa, à medida que elas cres-cem em direção à luz e contra a força da gravidade.

• As plantas terrestres apresentam mecanismos para transportar água e sais minerais do solo para os lo-cais de fotossíntese e de crescimento, bem como para transportar os produtos da fotossíntese para os teci-dos e órgãos não fotossintetizantes.

• As plantas terrestres perdem água continuamente por evaporação e desenvolveram mecanismos para evitar a dessecação.

Uma visão geral da estrutura vegetalApesar de sua aparente diversidade, o corpo de todas as espermatófitas (ver Tópico 1.2 na internet) apresenta o mesmo plano básico (Figura 1.1). O corpo vegetativo é composto de três órgãos: a folha, o caule e a raiz. A função principal da folha é a fotossíntese; a do caule, a sustenta-ção; a da raiz, a fixação e a absorção de água e de minerais. As folhas estão ligadas ao caule pelos nós, denominando--se entrenó a região do caule localizada entre os nós. O caule, juntamente com suas folhas, é normalmente referi-do como parte aérea.

Há duas categorias de espermatófitas: as gimnos-permas (do grego, “sementes nuas”) e as angiospermas

(também do grego, “sementes em recipiente”, ou semen-tes contidas em uma urna). As gimnospermas constituem o tipo menos derivado, com cerca de 700 espécies conhe-cidas. O maior grupo das gimnospermas é representado pelas coníferas (“portadoras de cones”), as quais incluem árvores de importância comercial, como o pinheiro, o abe-to, o espruce e a sequoia.

As angiospermas, grupo mais derivado de esperma-tófitas, tornaram-se abundantes durante o período Cretá-ceo, há cerca de 100 milhões de anos. Atualmente, as 250 mil espécies conhecidas de angiospermas ultrapassam fa-cilmente as gimnospermas, embora muitas permaneçam sem caracterização. A principal inovação das angiosper-mas é a flor, razão pela qual são referidas como plantas flo-ríferas (ver Tópico 1.3 na internet).

As células vegetais são delimitadas por paredes rígidasUma diferença fundamental entre os vegetais e os animais é a presença de uma parede celular rígida delimitando as células vegetais. Em animais, as células embrionárias podem migrar de um local para outro; órgãos e tecidos em desenvolvimento podem, assim, conter células que se originaram em diferentes partes do organismo. Nos vege-tais, as migrações celulares são impedidas, pois a lamela média liga firmemente as células adjacentes. Como conse-quência, o desenvolvimento vegetal, ao contrário do ani-mal, depende exclusivamente dos padrões de divisão e de expansão celulares.

As células vegetais apresentam dois tipos de parede: primária e secundária (Figura 1.2). As paredes celulares primárias são normalmente finas (menos de 1 �m), ca-racterizando células jovens e em crescimento. As paredes celulares secundárias, mais espessas e resistentes que as primárias, são depositadas quando a maior parte do cres-cimento está concluída. As paredes secundárias devem sua resistência e rigidez à lignina (ver Capítulo 15). Aber-turas circulares na parede secundária originam pontoa-ções simples, as quais sempre ocorrem de forma oposta nas paredes secundárias adjacentes. As pontoações sim-ples contíguas denominam-se pares de pontoações.

A evolução das paredes celulares lignificadas propor-cionou aos vegetais o reforço estrutural necessário para crescerem verticalmente acima do solo e conquistarem o ambiente terrestre. As briófitas, como os musgos e as he-páticas, que não apresentam paredes celulares lignifica-das, são incapazes de crescer mais que poucos centímetros acima da superfície do solo.

As novas células são produzidas por tecidos em divisão denominados meristemasO crescimento vegetal está concentrado em regiões espe-cíficas de divisão celular chamadas de meristemas. Qua-se todas as divisões nucleares (mitose) e as divisões celu-lares (citocinese) ocorrem nessas regiões meristemáticas. Na planta jovem, os meristemas mais ativos são conhe-


Fisiologia Vegetal 3

Superfície superiorda epiderme (tecidodérmico)

Cutícula

Cutícula

Parênquimapaliçádico (tecidofundamental)

Xilema

Floema

Floema

Câmbiovascular

Tecidosfundamentais

Superfície inferior daepiderme (tecido dérmico)

Célula-guarda

Fenda estomática

Superfície inferiorda epiderme

Epiderme (tecidodérmico)

ParênquimacorticalMedula

Xilema Tecidosvasculares

Tecidosvasculares

(A) Folha

(B) Caule

Parênquima dabainha do feixe

Parênquima esponjoso(tecido fundamental)

Pelo da raiz(tecido dérmico)

Epiderme (tecidodérmico)

ParênquimacorticalPericiclo

Endoderme

Tecidosfundamentais

Floema

Xilema

Tecidosvasculares

Câmbiovascular

(C) Raiz

Primórdios foliares

Ápice caulinar emeristema apical

Gema axilarcom meristema

Folha

Nó

Entrenó

TecidovascularLinha

do solo

Raizlateral

Raizpivotante

Pelos dasraízes

Ápice da raiz commeristema apical

Coifa

Mesofilo

FIGURA 1.1 Representação esquemática do corpo de uma dicoti-ledônea típica. Secções transversais de (A) folha, (B) caule e (C) raiz são também apresentadas. Os detalhes mostram secções longitudi-

nais do ápice da parte aérea e do ápice da raiz de linho (Linum usi-tatissimum), incluindo os meristemas apicais (fotografias: superior, © Jubal Harshaw/Shutterstock; inferior, © Visuals Unlimited/Alamy).



cidos como meristemas apicais; eles estão localizados nos ápices do caule e da raiz (ver Figura 1.1). Nos nós, as gemas axilares contêm meristemas apicais para os ra-mos laterais. As raízes laterais surgem do periciclo, um tecido meristemático interno (ver Figura 1.1C). Próximas (i.e., ao lado) e sobrepondo-se às regiões meristemáticas situam-se as zonas de alongamento, nas quais as células aumentam intensamente em comprimento e largura. Em geral, as células diferenciam-se em tipos especializados após terem-se alongado.

A fase do desenvolvimento vegetal que dá origem aos novos órgãos e à forma básica da planta é denomina-da crescimento primário. O crescimento primário resulta da atividade dos meristemas apicais, nos quais a divisão celular é seguida pela progressiva expansão celular, em geral por alongamento, resultando na polaridade axial (do ápice para base). Uma vez concluído o alongamento em uma determinada região, pode ocorrer o crescimento secundário, produzindo a polaridade radial (do interior para o exterior). O crescimento secundário envolve dois meristemas laterais: o câmbio vascular e o felogênio. O câmbio vascular origina o xilema secundário (madeira) e o floema secundário. O felogênio produz a periderme, cons-tituída principalmente de células do súber (felema).

O corpo da planta é formado por três sistemas de tecidos principaisTrês principais sistemas de tecidos são encontrados em to-dos os órgãos da planta: tecido dérmico, tecido fundamen-tal e tecido vascular, os quais estão ilustrados e brevemen-te caracterizados na Figura 1.3. Para detalhes adicionais e caracterização desses tecidos, ver Tópico 1.4 na internet.

Organelas da célula vegetalTodas as células vegetais apresentam a mesma estrutura básica da organização eucariótica: possuem um núcleo, um citoplasma e organelas celulares; as células estão en-voltas por uma membrana que define seus limites, além

de uma parede celular celulósica (Figura 1.4). Determina-das estruturas, incluindo o núcleo, podem ser perdidas durante a maturação celular, porém todas as células ve-getais iniciam com uma quantidade semelhante de organe-las. Essas organelas estão distribuídas em três categorias principais, com base no modo pelo qual elas se originam:

• O sistema de endomembranas: o retículo endoplasmáti-co, o envoltório nuclear, o complexo de Golgi, o va-cúolo, os endossomos e a membrana plasmática. O sistema de endomembranas apresenta função central nos processos de secreção, de reciclagem de membra-nas e no ciclo celular. A membrana plasmática regu-la o transporte para dentro e para fora da célula. Os endossomos originam-se de vesículas derivadas da membrana plasmática e atuam no processamento ou na reciclagem dos conteúdos dessas vesículas.

• Organelas de divisão independente, derivadas do sistema de endomembranas: os oleossomos, os peroxissomos e os glioxissomos, os quais atuam na reserva de lipídeos e no metabolismo do carbono.

• Organelas semiautônomas de divisão independente: plastí-deos e mitocôndrias, que atuam no metabolismo ener-gético e na reserva.

Como essas organelas são compartimentos membra-nosos, será dado início à descrição da estrutura e da fun-ção da membrana.

As membranas biológicas são bicamadas de fosfolipídeos que contêm proteínasTodas as células são envolvidas por uma membrana que representa o seu limite, separando o citoplasma do ambiente externo. Essa membrana plasmática (também chamada de plasmalema) permite que a célula absor-va e retenha certas substâncias, enquanto exclui outras. Várias proteínas de transporte presentes na membrana plasmática são responsáveis pelo tráfego seletivo de so-lutos, íons hidrossolúveis e moléculas pequenas não car-regadas através dela. O acúmulo de íons ou moléculas no citosol pela ação das proteínas transportadoras consome energia metabólica. As membranas também delimitam as organelas internas especializadas da célula e regulam os fluxos de íons e metabólitos para dentro e para fora de tais compartimentos.

De acordo com o modelo do mosaico fluido, todas as membranas biológicas apresentam a mesma organização molecular básica. Elas consistem de uma dupla camada (bicamada) de fosfolipídeos ou, no caso dos cloroplastos, de glicosilglicerídeos, na qual proteínas estão embebidas (Figura 1.5 A e C). Cada camada é chamada de face da bica-

Lamela médiaParede primária Pontoação simples

Parede primária

Parede secundária

Membrana plasmática

FIGURA 1.2 Representação esquemática das paredes celulares pri-márias e secundárias e sua relação com o restante da célula.

FIGURA 1.3 (A) A epiderme (tecido dérmico) de uma folha de Welwitschia mirabilis (120�). Representações diagramáticas de três tipos de tecidos fundamentais: células de (B) parênquima, (C) colên-quima, (D) esclerênquima e (E) células condutoras do xilema e do floema (A © Steve Gschmeissner/Photo Researchers, Inc.).



(A) Tecido dérmico: células da epiderme

(C) Tecido fundamental: células do colênquima (D) Tecido fundamental: células do esclerênquima

(B) Tecido fundamental: células do parênquima

Parede celular primária

Lamela média

Parede celular primária

Núcleo

Esclereídes

Fibras

Pontoaçõessimples

Elementos de vaso

Perfuração da parede terminal

(E) Tecido vascular: xilema e floema

Paredessecundárias

Pontoações areoladas

Paredes primárias

Traqueídes

Placa crivada

Áreascrivadas

Placa crivada

Elemento de tubocrivado (angiospermas)

Célulacompanheira

Núcleo

Célula crivada(gimnospermas)

Xilema Floema



mada. As proteínas são responsáveis por quase a metade da massa da maioria das membranas. No entanto, a cons-tituição dos componentes lipídicos e as propriedades das proteínas variam de membrana para membrana, conferin-do características funcionais específicas a cada uma.

FOSFOLIPÍDEOS Os fosfolipídeos constituem uma classe de lipídeos na qual dois ácidos graxos são covalentemente ligados ao glicerol, que, por sua vez, é covalentemente uni-do a um grupo fosfato. Também ligado a esse grupo fosfato encontra-se um componente variável, denominado grupo da cabeça, como a serina, a colina, o glicerol ou o inositol (ver Figura 1.5 C). As cadeias de hidrocarbonetos não polares dos ácidos graxos formam uma região exclusivamente hidrofóbi-ca, ou seja, que exclui a água. Ao contrário dos ácidos graxos, os grupos da cabeça são altamente polares; por conseguinte, as moléculas fosfolipídicas apresentam propriedades hidro-

fílicas e hidrofóbicas (ou seja, são anfipáticas). Vários fosfo-lipídeos encontram-se distribuídos assimetricamente na membrana plasmática, conferindo assimetria à membrana; em termos de composição dos fosfolipídeos, a face externa da membrana plasmática voltada para o meio extracelular é diferente da face interna, voltada para o citosol.

Nos plastídeos, grupo de organelas especializadas ao qual os cloroplastos pertencem, as membranas são típicas, pois seus componentes lipídicos consistem quase exclusi-vamente de glicosilglicerídeos em vez de fosfolipídeos. Nos glicosilglicerídeos, o grupo da cabeça polar consiste em galactose, digalactose ou galactose sulfatada, sem um grupo fosfato (ver Tópico 1.5 na internet).

FIGURA 1.4 Diagrama de uma célula vegetal. Vários comparti-mentos intracelulares são delimitados por suas respectivas membra-nas, como o tonoplasto, o envoltório nuclear e as membranas das demais organelas. As duas paredes celulares primárias adjacentes, juntamente com a lamela média, formam uma estrutura complexa, denominada lamela média composta.

CromatinaEnvoltórionuclear Nucléolo

NúcleoVacúolo Tonoplasto

Retículoendoplasmáticorugoso

Ribossomos

Retículoendoplasmáticoliso

Complexode Golgi

CloroplastoPlasmodesmos

Mitocôndria

Peroxissomo

Lamela média

Parede celularprimária

Membranaplasmática

Espaçointercelular

Parede celularprimária

Lamelamédiacomposta

FIGURA 1.5 (A) A membrana plasmática, o retículo endoplasmá-tico e outras endomembranas das células vegetais consistem de proteínas embebidas em uma bicamada fosfolipídica. (B) Várias pro-teínas ancoradas de membrana ligadas à membrana por ácidos gra-xos, GPI e grupos prenil aumentam a assimetria das membranas. (C) Estruturas químicas e modelos de espaço preenchido de fosfolipíde-os típicos: fosfatidilcolina e monogalactosildiacilglicerol (B, segundo Buchanan et al., 2000).



H3C

H3C

N+H

H

H

H

H

H

H

H

H

H

HH

HH

HH

HH

H

H

C HC O

O

OO P

C

C

C

C

C

C

C

C

C

C

C

C

O O

OO

H

HH

H

C

CH

HH

H

H

H

HH

C

C

C

C C

C

H

HH

C

C

HH

C

C

HHH

H

HH

H

H

H

H

HC

C

H

H

H

HC

C

H

H

H

HC

C

H

H

H

HC

C

H

H

H

HC

C

H

HH

H

HC

C

P O–O

O

HCH2C

O

CH2

CH2

O

C O

CH2

C O

O

HCH2C

O

CH2

CH2

O

C O

CH2

C O

O

Citoplasma

Extracelular

Paredecelular

Membranaplasmática

(A) (C)

(B)

Regiãohidrofóbica

Regiãohidrofílica

Regiãohidrofílica

Carboidratos

Bicamadafosfolipídica

Colina

Fosfato

Regiãohidrofílica

Regiãohidrofóbica

Glicerol

Fosfatidilcolina

Fosfatidilcolina

Monogalactosildiacilglicerol

Colina

Galactose

Proteínaintegral

Proteínaperiférica

OC

HN

Gly

C

S

CH2

Cys

CN

CH2

S

C CH3

N O

C OH

N

CH2

S

C CH3

N O

C OH

N

HO OH ONH

P

P

Ácido mirístico (C14)

Ácido palmítico (C16)

Farnesil (C15) Ceramida

Geranilgeranil (C20)

Bicamada lipídica

Proteínas ancoradasem ácidos graxos

Proteínas ancoradas em prenil lipídeos

Proteína ancorada emglicosilfosfatidilinositol (GPI)

EtanolaminaGalactose

Glucosamina

InositolManose

Extracelular

Citoplasma

Ligaçãoamida



As cadeias de ácidos graxos dos fosfolipídeos e glico-silglicerídeos são variáveis no comprimento, mas em geral consistem de 14 a 24 carbonos. Se os carbonos estão liga-dos por ligações simples, a cadeia de ácido graxo é dita sa-turada (com átomos de hidrogênio), mas, se a cadeia inclui uma ou mais ligações duplas, o ácido graxo é insaturado.

As ligações duplas em uma cadeia de ácido graxo po-dem sofrer rotação, de forma a criar uma flexão na cadeia, o que evita o empacotamento dos fosfolipídeos na bica-mada (ou seja, as ligações assumem uma configuração de flexão cis, oposto à configuração trans de não flexão). A flexão promove a fluidez da membrana, a qual é críti-ca para muitas das suas funções. A fluidez é fortemente influenciada pela temperatura. Uma vez que os vegetais não podem regular a temperatura dos seus corpos, eles enfrentam, com frequência, o problema de manter a flui-dez da membrana sob condições de baixas temperaturas, as quais tendem a aumentar a compactação da membra-na. Assim, para manter a fluidez da membrana em tem-peraturas baixas, os vegetais podem produzir uma por-centagem mais alta de ácidos graxos insaturados, como o ácido oleico (uma ligação dupla), o ácido linoleico (duas ligações duplas) e o ácido linolênico (três ligações duplas) (ver também Capítulo 26).

PROTEÍNAS As proteínas associadas à bicamada lipídica são de três tipos principais: integrais, periféricas e anco-radas. As proteínas e os lipídeos podem combinar-se em agrupamentos temporários na membrana, denominados lipid rafts.

As proteínas integrais estão embebidas na bicamada lipídica (ver Figura 1.5A). A maioria das proteínas inte-grais atravessa completamente a bicamada lipídica, de modo que uma parte da proteína interage com o meio extracelular, outra com o centro hidrofóbico e uma tercei-ra parte interage com o interior da célula, o citosol. Aque-las que atuam como canais iônicos (ver Capítulo 6) são sempre proteínas integrais de membrana, assim como certos receptores que participam nas rotas de transdução de sinal (ver Capítulo 14). Algumas proteínas do tipo re-ceptor, na superfície externa da membrana plasmática, reconhecem e ligam-se firmemente aos constituintes da parede celular, estabelecendo uma ligação cruzada entre a membrana e a parede.

As proteínas periféricas estão ligadas à superfície da membrana por ligações não covalentes, como as iônicas ou as ligações de hidrogênio, e podem ser dissociadas da membrana com soluções altamente salinas ou com agen-tes caotrópicos, que quebram as ligações iônicas e as de hidrogênio, respectivamente (ver Figura 1.5A). Entre as várias funções que desempenham na célula, destacam-se, por exemplo, o envolvimento de algumas proteínas nas interações entre a membrana plasmática e os componen-tes do citoesqueleto, como os microtúbulos e os microfila-mentos de actina, os quais serão discutidos posteriormen-te neste capítulo.

As proteínas ancoradas estão covalentemente liga-das à superfície da membrana por meio das moléculas de lipídeos. Esses lipídeos incluem os ácidos graxos (ácidos mirístico e palmítico), grupos prenil derivados da rota dos isoprenoides (grupos farnesil e geranilgeranil) e o glico-silfosfatidilinositol (proteínas ancoradas em GPI) (Figura 1.5B). Estas âncoras de lipídeos tornam as duas faces da membrana ainda mais diferentes, com o ácido graxo e as âncoras prenil ocorrendo na face da bicamada voltada ao citosol e as ligações GPI, ocorrendo na face voltada ao meio extracelular.

O sistema de endomembranasO sistema de endomembranas das células eucarióticas é o conjunto de membranas internas relacionadas que divi-dem a célula em compartimentos funcionais e estruturais e distribuem membranas e proteínas pelo tráfego vesicu-lar entre as organelas. A discussão sobre o sistema de en-domembranas inicia-se com o núcleo, onde a informação genética da biossíntese de organelas está armazenada. A isto se segue uma descrição das organelas com divisão in-dependente, derivadas de endomembranas, e das organe-las semiautônomas.

O núcleo contém a maior parte do material genéticoO núcleo é a organela que contém a informação genéti-ca responsável pela regulação do metabolismo, do cres-cimento e da diferenciação da célula. Coletivamente, os genes e suas sequências interpostas são referidos como o genoma nuclear. O tamanho do genoma nuclear nos vegetais é altamente variável, podendo ser de aproxima-damente 1,2 � 108 pares de bases em Arabidopsis thaliana, espécie parente da mostarda, até 1 � 1011 pares de bases no lírio Fritillaria assyriaca. A informação genética restante da célula está contida em duas organelas semiautônomas – os cloroplastos e as mitocôndrias – os quais serão discutidos posteriormente neste capítulo.

O núcleo é limitado por uma dupla membrana deno-minada envoltório nuclear (Figura 1.6A), que é um sub-domínio do retículo endoplasmático (RE, ver a seguir). Os poros nucleares formam canais seletivos entre as duas membranas, conectando o nucleoplasma (a região dentro do núcleo) com o citoplasma (Figura 1.6B). O número de complexos de poros presentes em um único envoltório pode variar de poucos a milhares e podem estar arranja-dos em agregados de alta ordem (ver Figura 1.6B) (Fisero-va et al., 2009).

O “poro” nuclear é verdadeiramente uma estrutura elaborada, composta de mais de uma centena de nucleo-porinas diferentes, que são proteínas organizadas em si-metria octogonal, formando o complexo do poro nuclear (CPN) de 105 nm. As nucleoporinas que revestem o canal de 40 nm do CPN formam uma malha que age como um



filtro supramolecular (Denning et al., 2003) (ver Tópico 1.6 na internet). Uma sequência específica de aminoáci-dos, denominada sinal de localização nuclear, é necessária para que uma proteína entre no núcleo. Diversas proteínas requeridas para a importação e exportação nuclear foram identificadas (ver Tópicos 1.6 e 1.7 na internet).

O núcleo é o local de armazenamento e replicação dos cromossomos, estruturas constituídas de DNA e suas proteínas associadas (Figura 1.7). Coletivamente, esse complexo DNA-proteínas é conhecido como cromatina. O comprimento linear de todo o DNA em qualquer genoma vegetal é, com frequência, milhões de vezes maior que o diâmetro do núcleo no qual se encontra. Para solucionar o problema de compactação do DNA cromossômico no nú-cleo, segmentos da dupla-hélice de DNA enrolam-se duas vezes em torno de um sólido cerne de oito moléculas de proteínas histonas, formando um nucleossomo. Os nu-cleossomos são organizados como um “colar de contas” ao longo de cada cromossomo.

Durante a mitose, a cromatina condensa-se inicial-mente por um forte espiralamento em uma fibra de croma-tina de 30 nm, com seis nucleossomos por volta, seguida por processos adicionais de dobramento e compactação, que dependem de interações entre as proteínas e os áci-dos nucleicos (ver Figura 1.7). Na interfase, dois tipos de cromatina podem ser distinguidos, com base no grau de condensação: a heterocromatina e a eucromatina. A hete-rocromatina é uma forma de cromatina muito compactada

e transcricionalmente inativa, compreendendo quase 10% do DNA. A maior parte da heterocromatina está concen-trada ao longo da periferia da membrana nuclear e asso-ciada a regiões do cromossomo que contêm poucos genes, como os telômeros e centrômeros. O restante do DNA con-siste em eucromatina, uma forma descondensada e ativa em termos de transcrição. Somente cerca de 10% da eucro-matina é transcricionalmente ativa em um determinado tempo. O restante permanece em um estado intermediário de condensação, entre a eucromatina transcricionalmente ativa e a heterocromatina. Os cromossomos se localizam em regiões específicas do nucleoplasma, cada um em seu espaço, indicando a possibilidade da regulação separada de cada cromossomo.

Durante o ciclo celular, a cromatina passa por mu-danças estruturais dinâmicas. Além das mudanças locais temporárias necessárias para a transcrição, as regiões he-terocromáticas podem ser convertidas em regiões eucro-máticas, e vice-versa, pela adição ou remoção de grupos funcionais nas proteínas histonas (ver Capítulo 2). Essas mudanças no genoma podem dar origem a mudanças es-táveis na expressão gênica. Em geral, essas mudanças que ocorrem sem alteração na sequência do DNA denominam--se regulação epigenética.

O núcleo contém uma região densamente granular, denominada nucléolo, a qual é o sítio de síntese dos ri-bossomos (ver Figura 1.6A). As células típicas apresen-tam um nucléolo por núcleo; algumas células apresentam mais. O nucléolo inclui porções de um ou mais cromos-somos onde os genes do RNA ribossômico (rRNA) estão agrupados, formando uma região denominada região or-ganizadora de nucléolo. O nucléolo executa a montagem das proteínas e RNA do ribossomo em uma subunidade maior e uma menor, sendo que cada uma sai do núcleo separadamente, pelos poros nucleares. As subunidades se unem no citoplasma para formar um ribossomo comple-to (Figura 1.8A). Os ribossomos montados são os sítios da

FIGURA 1.6 (A) Micrografia ao microscópio eletrônico de trans-missão de uma célula vegetal onde o nucléolo e o envoltório nuclear são visualizados. (B) Organização de complexos do poro nuclear (CPNs) na superfície do núcleo de células de tabaco cultivadas. Os CPNs que estão em contato entre si, estão corados de marrom; os demais estão corados de azul. O primeiro detalhe (superior à direita) ilustra que a maioria dos CPNs está intimamente associada, forman-do fileiras de 5 a 30 CPNs. O segundo detalhe (inferior à direita) mostra a íntima associação dos CPNs (A, cortesia de R. Evert; B, segundo Fiserova et al., 2009).

(A) (B)

Nucléolo

Envoltórionuclear

Cromatina

1 �m

100 nm



síntese protéica. Aqueles produzidos pelo núcleo para a síntese de proteínas citoplasmáticas “eucarióticas”, os ri-bossomos 80S, são maiores do que os ribossomos 70S, que são montados e mantidos no interior das mitocôndrias e cloroplastos para os seus programas “procarióticos” de síntese proteica.

A expressão gênica envolve a transcrição e a traduçãoO complexo processo de síntese proteica inicia com a trans-crição – síntese de uma molécula de RNA que possui uma sequência de bases complementares a um gene específico. O RNA transcrito primário é processado para se tornar um RNA mensageiro (mRNA), o qual se move do núcleo para o citoplasma pelo poro nuclear. No citoplasma, o mRNA liga--se primeiro à subunidade menor do ribossomo e, então, à subunidade maior para iniciar a tradução (ver Figura 1.8A).

A tradução é o processo pelo qual uma proteína espe-cífica é sintetizada a partir de aminoácidos, de acordo com a sequência codificada pelo mRNA. Uma série de ribos-somos (denominada polirribossomos) movimenta-se ao longo do mRNA e serve como sítio de ligação sequencial de aminoácidos, conforme especificado pela sequência de bases do mRNA (Figura 1.8B). O processo de tradução nos polirribossomos citosólicos ou ligados à membrana do RE produz a sequência primária da proteína, que inclui, além da sequência envolvida na função protéica, a informação requerida para “enviar” (“marcar”) a proteína para dife-rentes destinos na célula (ver Tópico 1.8 na internet).

O retículo endoplasmático é uma rede de endomembranasO RE é composto de túbulos que se unem formando uma rede de polígonos e sáculos achatados, denominados cis-ternas (Figura 1.9A). Uma grande parte do RE apresenta-

Histonas

2 nm

11 nm

30 nm

300 nm

700 nm

1.400 nm

Cromossomo metafásico duplicado,altamente condensado, de uma célulaem divisão

Cromatina condensada

Domínios em alça

Fibra cromatínica de 30 nm

Nucleossomos (“colar de contas”)

DNA dupla-hélice

Nucleossomo

DNAespaçador

Cromátides

Nucleossomo

FIGURA 1.7 Compactação do DNA em um cromossomo metafá-sico. O DNA é inicialmente compactado em nucleossomos e, então, sofre uma organização helicoidal para formar a fibra cromatínica de 30 nm. Torções adicionais levam ao cromossomo metafásico con-densado (segundo Alberts et al., 2002).

FIGURA 1.8 (A) Etapas básicas da expressão gênica, incluindo a transcrição, o processamento e a exportação dos RNAs para o cito-plasma, e a tradução. (1-2) As proteínas podem ser sintetizadas nos ribossomos livres ou nos ribossomos ligados à membrana do retícu-lo. (3) As proteínas destinadas à secreção são sintetizadas no retículo endoplasmático rugoso e contêm uma sequência sinal hidrofóbica. Uma partícula de reconhecimento de sinal (PRS) liga-se ao peptídeo sinal e ao ribossomo, interrompendo a tradução. (4) Receptores de PRS associam-se a canais proteicos chamados translocons. O com-plexo ribossomo-PRS liga-se ao receptor de PRS na membrana do RE e ancora-se no translocon. (5) O poro do translocon se abre, a PRS é liberada e o peptídeo nascente entra no lume do retículo. (6) Rei-nicia a tradução. Entrando no lume, a sequência sinal é clivada por uma peptidase sinal na membrana. (7-8) Após a adição de carboi-drato e o dobramento da cadeia, o novo polipeptídeo sintetizado é transportado ao complexo de Golgi através de vesículas. (B) Os ami-noácidos são polimerizados no ribossomo, com o auxílio do tRNA, para formar a cadeia polipeptídica nascente.



4 5 6

tRNA

Tradução

Transcrição

Processamento

ÉxonÍntron

Subunidadesribossômicas

Aminoácidos

Sequência sinal

Receptorde PRS Sequência sinal

clivada Cadeia lateral de carboidrato

Peptidasesinal

Ribossomo

Síntese de proteínas nosribossomos livres no citoplasma

Polipeptídeoslivres nocitoplasma

Síntese de proteínas nos ribossomos ligados ao retículo endoplasmático; o polipeptídeo entra no lume do retículo endoplasmático

Processamento e glicosilação no complexo de Golgi, separação e secreção de proteínas


Vesícula detransporte

AUG GUC UUU UCC GCC UGA

Phe

Val

Met

Ser

Cadeiapolipeptídica

(A)

(B)

m7G

CAG

AAAAGG

rRNA mRNA

mRNA

tRNA

tRNAmRNA

Quepe

Quepe

Quepe

Quepe

Poli-A

Poli-A

Poli-A

Poli-A

Quepe

Cap

Poli-A

PRS

PRS

Poli-A

DNA

RNAtranscrito

RNA

Núcleo

Poro nuclear

Envoltórionuclear

Citoplasma

5’ 3’

Ribossomo

SítioE

SítioP

SítioA

NH3+

Translocon

Polipeptídeo

1

2

3

7

8



-se na camada mais externa do citoplasma, chamada de córtex celular, embora também possa formar feixes de tú-bulos que atravessam a célula como cordões transvacuolares – cordões de citoplasma que se estendem em torno do va-cúolo central. A rede de túbulos está fisicamente conectada à membrana plasmática em alguns pontos de intersecção em uma rede poligonal (Figura 1.9B). As formas em túbulos e cisternas do RE sofrem rápidas transições entre elas. A transição pode ser controlada por uma classe de proteínas denominadas reticulons, as quais formam túbulos a partir das dobras de membrana. O citoesqueleto actino-miosina, discutido mais adiante neste capítulo, ativa o rearranjo dos túbulos do RE (Sparkes et al., 2009).

A região do RE que apresenta muitos ribossomos li-gados à sua membrana é denominada RE rugoso (RER), pois os ribossomos conferem um aspecto granuloso ao RE quando visto em micrografias eletrônicas (Figura 1.10). O RE sem ribossomos associados é denominado RE liso (REL). A distinção entre RE liso e rugoso é algu-mas vezes relacionada com mudanças na forma do RE; RE rugoso com cisternas, isto é, na forma de pequenos sáculos achatados, e o RE liso, sendo tubular. Entretanto, essa distinção clássica aplica-se somente a certos tipos ce-lulares, como glândulas florais que produzem néctar, as quais contêm mais RE liso. Em geral, os sítios de ligação dos ribossomos são relativamente uniformes em ambos os tipos de RE.

O RE fornece unidades de construção de membranas e carregamento de proteínas para outros compartimentos

da via de endomembranas: o envoltório nuclear, o com-plexo de Golgi, vacúolos, a membrana plasmática e o sis-tema endossomal. Ainda transporta algumas proteínas para o cloroplasto (Nanjo et al., 2006; Vilarejo et al., 2005). O RE é a maior fonte de fosfolipídeos utilizados para construir o sistema de endomembranas, em colaboração com o cloroplasto, com o qual o RE pode trocar lipídeos (Xu et al., 2008). A porção de biossíntese de fosfolipídeos realizada pelo RE é denominada rota eucariótica e a parte realizada pelo cloroplasto é chamada de rota procariótica (ver Capítulo 11).

Há uma assimetria intrínseca nas bicamadas da mem-brana, pois a enzima que inicia a síntese de fosfolipídeos no RE adiciona novos precursores de fosfolipídeos exclu-sivamente na face citosólica da bicamada. As enzimas en-volvidas na síntese dos grupos da cabeça dos fosfolipídeos (serina, colina, glicerol ou inositol) estão também na face citosólica. Isto causa uma assimetria intrínseca de lipídeos nas membranas das endomembranas, com a face citosóli-ca das organelas diferindo em composição da face voltada para o lume (interna) das organelas. A face voltada para o lume finalmente torna-se a face da membrana voltada para o exterior da célula na membrana plasmática. As mo-dificações assimétricas dos grupos da cabeça dos lipídeos e a modificação pós-traducional das proteínas por adição covalente de lipídeos e carboidratos aumentam a assime-tria das membranas (ver Figura 1.5).

Em células animais, a assimetria da membrana pode ser neutralizada por enzimas denominadas flipases, as

(A) (B)

Junção triplado túbulo

Cisterna

Polígonode túbulos

Túbulode 60 nm

Envoltórionuclear

Membranas do RE vistas do interior da célula

RE cortical visto do meio extracelular

Paredes celularesentre células

Cordõescitoplasmáticostransvacuolares

FIGURA 1.9 Reconstrução tridimensional do RE em células de cul-tura em suspensão de tabaco. (A) Observando as células do meio ex-tracelular em direção ao interior (superior), a rede cortical do RE é cla-ramente constituída de domínios de cisternas e domínios de túbulos poligonais. Observando as células do interior para o meio extracelular

(inferior), podem ser visualizados cordões transvacuolares contendo túbulos do RE, bem como o envoltório nuclear, um subdomínio do RE. Os núcleos apresentam canais e invaginações do envoltório nuclear. (B) Diagrama de túbulos e cisternas arranjados em uma rede de po-lígonos típicos do RE cortical (Cortesia de L. R. Griffing).



quais trocam os fosfolipídeos recém-sintetizados para a face mais interna da bicamada. Recentemente, pesqui-sadores encontraram evidências das flipases em plantas (Sahu e Gummadi, 2008). Além disso, regiões especializa-das do RE podem, aparentemente, trocar lipídeos com ou-tras organelas, como membrana plasmática, cloroplastos e mitocôndria, quando em associação com estas (Larsson et al., 2007).

O RE e os plastídeos são capazes de adicionar novas membranas diretamente por meio da síntese de lipídeos e proteínas. Entretanto, para outras organelas, a adição de novas membranas ocorre principalmente pelo processo de fusão com outras membranas. Como as membranas são fluídas, novos constituintes de membrana podem ser transferidos para membranas já existentes, mesmo se a nova membrana for subsequentemente separada da mem-brana original por fissão. Esses ciclos de fusão e fissão de membranas são a base para o crescimento e divisão de or-ganelas que são derivadas direta ou indiretamente do RE. Essas organelas incluem o complexo de Golgi, o vacúolo, os oleossomos, os peroxissomos e a membrana plasmática. Esses processos são realizados, principalmente, pelo trans-porte de vesículas e túbulos.

A fusão e a fissão seletivas de vesículas e túbulos que atuam como transportadores entre compartimentos do sistema de endomembranas são obtidas com uma classe especial de proteínas de reconhecimento de alvo, denomi-nadas SNAREs e Rabs (ver Tópico 1.9 na internet).

A secreção de proteínas pelas células inicia no retículo endoplasmático rugoso (RER)As proteínas destinadas à secreção seguem pela rota de secreção, a qual passa pelo RE e pelo complexo de Golgi até a membrana plasmática, chegando ao meio extracelu-lar. As proteínas são sintetizadas enquanto estão atraves-sando a membrana para entrar no lume, durante o pro-cesso de tradução (inserção cotraducional). Esse processo envolve os ribossomos, o mRNA que codifica a proteína de secreção e receptores especiais para ribossomos e pro-teínas parcialmente sintetizadas na superfície externa do RER (ver Figura 1.8). Todas as proteínas de secreção e a maioria das proteínas integrais de membrana da rota secretora apresentam uma sequência “líder” hidrofóbica de 18 a 30 resíduos de aminoácidos, chamada sequência peptídeo sinal, na extremidade amino-terminal da ca-deia (ver Tópico 1.8 na internet). No início da tradução, uma partícula de reconhecimento de sinal (PRS), cons-tituída de proteína e RNA, liga-se a essa sequência-líder hidrofóbica e ao ribossomo, interrompendo a tradução. A membrana do RE contém receptores de PRS, os quais podem associar-se a canais proteicos de membrana, os translocons (ver Figura 1.8).

O complexo ribossomo-PRS no citosol liga-se ao re-ceptor de PRS na membrana do RE, e o ribossomo ancora--se no translocon. Essa ligação abre o poro do translocon, liberando a partícula PRS e reiniciando a tradução, e o

FIGURA 1.10 Retículo endoplasmático. (A) RE rugoso da alga Bulbochaete pode ser observado em visão frontal nesta micrografia. Os polirribossomos (muitos ribossomos ligados ao mesmo RNA mensageiro) do RE são bem visíveis. Polirribossomos estão também presentes na superfície externa do envoltório nuclear (75.000�). (B) Várias unidades de retículo endoplasmático rugoso regularmente organizadas (seta branca) nos tricomas glandulares de Coleus blumei. A membrana plasmática está indicada por uma seta preta e o material externo à membrana plasmática é a parede celular (75.000�). (C) RE liso frequentemente forma uma rede tubular, conforme ilustrado nesta micrografia ao microscópio eletrônico de transmissão de uma pétala jovem de Primula kewensis (45.000�) (micrografias de Gunning e Steer, 1996).

Polirribossomo

(A) RE rugoso (visão frontal)

(B) RE rugoso (secção transversal)

(C) RE liso

Ribossomos



peptídeo em formação entra no lume do RE. Para as pro-teínas de secreção que entram no lume, a sequência sinal é clivada por uma peptidase sinal na membrana (ver Fi-gura 1.8). Para proteínas integrais de membrana, algumas partes da cadeia polipeptídica são translocadas através da membrana, enquanto outras não. As proteínas completas são ancoradas na membrana por um ou mais domínios hi-drofóbicos que atravessam a membrana.

Muitas das proteínas encontradas no lume do siste-ma de endomembranas são glicoproteínas – proteínas com pequenas cadeias de açúcares covalentemente liga-das – destinadas à secreção da célula ou ao envio a outras endomembranas. Na maioria dos casos, uma cadeia ra-mificada de oligossacarídeos, formada de N-acetilglico-samina (GlcNAc), manose (Man) e glicose (Glc), é ligada ao grupo amino livre de um ou mais resíduos específicos de asparagina da proteína de secreção no RE. Esse glicano N-ligado está inicialmente ligado a uma molécula de lipí-deo, o dolicol difosfato, ancorado na membrana do RE (ver Capítulo 13). O açúcar glicano completo, contendo 14 resíduos, é então transferido ao polipeptídeo nascen-te assim que este entra no lume. Assim como nas células animais, estas glicoproteínas N-ligadas são, então, trans-portadas para o complexo de Golgi (discutido adiante) por meio de pequenas vesículas ou túbulos. Entretanto, no Golgi, os glicanos são posteriormente processados de modo específico para vegetais, tornando as proteínas altamente antigênicas (reconhecidas como estranhas) ao sistema imune dos vertebrados.

As glicoproteínas e os polissacarídeos destinados para secreção são processados no complexo de GolgiO complexo de Golgi (em vegetais, também denominado dictiossomo) é uma pilha polarizada de cisternas, com as cisternas mais espessas no lado cis ou face de formação, a qual recebe túbulos ou vesículas do RE (Figura 1.11). A

face oposta, de maturação ou lado trans do complexo de Golgi, apresenta cisternas mais achatadas e finas, e inclui uma rede tubular denominada rede trans do Golgi ou RTG. As vesículas secretoras podem brotar das cisternas trans e RTG. Pode haver até uma centena de complexos de Golgi formando a totalidade do complexo de Golgi em uma célula meristemática; outros tipos de células diferem no seu conteúdo de Golgi, mas normalmente apresentam de poucos a uma centena. Os complexos de Golgi podem se dividir por fissão permitindo às células regularem sua capacidade de secreção durante o crescimento e a diferen-ciação (Langhans et al., 2007).

Cisternas diferentes em um único complexo de Golgi possuem diferentes enzimas e diversas funções bioquími-cas, dependendo do tipo de polímero que será processado – se polissacarídeos para a parede celular ou glicoproteí-nas para parede celular ou vacúolo. Por exemplo, à medi-da que as glicoproteínas N-ligadas passam das cisternas cis para trans do Golgi, elas são sucessivamente modifica-das por conjuntos específicos de enzimas localizados em diferentes cisternas. Certos carboidratos, como manose, são removidos de cadeias de oligossacarídeos e outros açúcares são adicionados. Além dessas modificações, a glicosilação dos grupos –OH dos resíduos de hidroxipro-lina, serina, treonina e tirosina (oligossacarídeos O-liga-dos) também ocorre no Golgi. As enzimas envolvidas na biossíntese de polissacarídeos nos complexos de Golgi são substancialmente diferentes, mas ocorrem lado a lado com aquelas que realizam a modificação de glicoproteínas.

O envio de membranas e seus conteúdos para o com-plexo de Golgi, a partir do RE, ocorre em sítios especiali-zados de saída do RE (SSRE). Este sítio de saída do RE é determinado pela presença de uma proteína de revesti-mento denominada COP II (Figura 1.12A). Essa proteína de superfície associa-se com os receptores transmembra-na, os quais se ligam à carga específica destinada ao Golgi. Essas regiões da membrana brotam, então, para formar vesículas revestidas, as quais perdem seu revestimento de

FIGURA 1.11 Micrografia ao microscópio eletrônico de um complexo de Golgi de cé-lulas da coifa da raiz de tabaco (Nicotiana tabacum). As cisternas cis, mediana e trans estão indicadas. A rede trans do Golgi está associada com as cisternas trans (60.000�) (de Gunning e Steer, 1996).

Rede trans doGolgi (RTG)

Cisternastrans

Cisternasmedianas

Cisternas cis



1

2

4

5

6

7

8

3

1. As vesículas revestidas por COP II brotam do RE e são transportadas para a face cis do complexo de Golgi.

2. As cisternas progridem napilha de Golgi no movimento anterógrado, levando suas cargas.

3. O movimento retrógrado das vesículas revestidas por COP I mantém a distribuição correta de enzimas nas cisternas cis, mediana e trans do Golgi.

4. As vesículas não revestidas brotam da cisterna trans do Golgi e fusionam-se com a membrana plasmática.

5. Vesículas endocíticas revestidas por clatrina fusionam-se com o compartimento pré-vacuolar.

6. Vesículas não revestidas brotam do compartimento pré-vacuolar e levam sua carga para um vacúolo lítico.

7. Proteínas destinadas aos vacúolos líticos são secretadas da face trans do Golgi para o compartimento pré-vacuolar por vesículas revestidas por clatrina e são, então, reencapsuladas e enviadas para o vacúolo lítico.

8. Vesículas revestidas por clatrina, da via endocítica, podem também perder o revestimento e sofrer reciclagem via reciclagem de endossomos primários. As vesículas produzidas por este processo de reciclagem podem fusionar-se diretamente com a membrana plasmática ou com a face trans do Golgi.


(A)

(B)

Reciclagem de endossomo primário

Citoplasma


Subunidadesde COP II

COP II COP I

COP I

COP I

Rede cis do Golgi

Cis do Golgi

Mediana doGolgi

trans do Golgi

Rede trans do Golgi

Clatrina

Compartimentopré-vacuolar

Vacúololítico

COP II antes da fusão com as membranas alvo. Usando marcadores fluorescentes para SSRE e Golgi, foi possível demonstrar que os SSRE movem-se em consonância com os complexos de Golgi, à medida que este se desloca pela célula (ver filme no Tópico 1.10 na internet). O movimento do RE para o Golgi, no Golgi da face cis para trans, segui-do pelo transporte para a membrana plasmática ou para estruturas pré-vacuolares por meio de vesículas, é deno-minado movimento anterógrado (para frente). Por outro lado, a reciclagem de vesículas membranosas, tanto do Golgi para o RE quanto da face trans para a face cis do Gol-gi, é denominado movimento retrógrado (para trás). As vesículas revestidas de COP I estão envolvidas no movi-mento retrógrado no Golgi e no movimento do Golgi para o RE. Sem o movimento retrógrado, o complexo de Golgi logo sofreria diminuição de membranas devido à perda pelo movimento anterógrado.

FIGURA 1.12 O movimento vesicular nas vias secretora e endocítica. (A) Diagrama do tráfego vesi-cular mediado por três tipos de proteínas de revestimento. COP II é indicada em verde, COP I em azul e clatrina em vermelho. (B) Micrografia ao microscópio eletrônico de vesículas revestidas por clatrina isoladas de folhas de feijão (102.000�) (B, cortesia de D. G. Robinson).



A membrana plasmática possui regiões especializadas envolvidas na reciclagem de membranaA internalização de membranas pelo movimento retró-grado de pequenas vesículas originadas da membrana plasmática é denominada endocitose. As pequenas ve-sículas (100 nm) são inicialmente revestidas por clatrina (Figura 1.12B), mas rapidamente perdem o revestimento e fusionam-se com outros túbulos ou vesículas (ver Figuras 1.12A e 1.13A); as organelas desta rota endocítica são de-nominadas endossomos. Quando as vesículas de secreção fusionam-se com a membrana plasmática, a área da su-perfície da membrana necessariamente aumenta. A menos que a célula também expanda para acompanhar a área que foi adicionada na superfície, é preciso algum método de reciclagem de membrana para manter a área de superfície em consonância com o tamanho da célula. A importância da reciclagem de membrana pode ser mais bem ilustrada em células secretoras ativas, como células da coifa (Figura 1.13). Essas células secretam grande quantidade de mu-copolissacarídeos (mucilagem), que lubrificam o ápice radicular à medida que a raiz cresce no solo. O aumento da superfície da membrana plasmática causado pela fusão desta com grandes vesículas contendo muco poderia se tornar excessivo, se não houvesse o processo de endoci-tose, que constantemente recicla membrana plasmática de

volta para uma organela denominada endossomo primá-rio. O endossomo pode, então, ser direcionado de volta para a rede trans do Golgi para secreção ou para o compar-timento pré-vacuolar para a degradação hidrolítica.

A endocitose e a reciclagem endocítica ocorrem em grande variedade de células vegetais. O controle da en-docitose na membrana plasmática regula diferencialmen-te a abundância de canais iônicos (ver Capítulo 6), como o canal de potássio nas células-guarda (estômatos) e o transportador de boro nas raízes. Durante o gravitropis-mo, a internalização diferencial de transportadores para o hormônio de crescimento auxina causa uma mudança na concentração do hormônio ao longo da raiz, resultando na curvatura da raiz (ver Capítulo 19).

Os vacúolos apresentam diversas funções nas células vegetaisO vacúolo vegetal foi originalmente definido por sua apa-rência ao microscópio – um compartimento envolvido por membrana, sem citoplasma. Em vez de citoplasma, o vacúolo contém a seiva vacuolar, composta de água e so-lutos. O aumento de volume de células vegetais durante o crescimento ocorre inicialmente pelo aumento da seiva vacuolar. Um grande vacúolo central ocupa cerca de 95% do volume celular total em muitas das células maduras; algumas vezes, há dois ou mais vacúolos centrais, como


Citoplasma

COP I

Redetrans do Golgi

trans do Golgi

Remoção damembrana

Vesículasecretora

Clatrina

Endossomoprimário

(A) (B)

Golgi

cis

trans

Vesículassecretoras

Parece celular

Revestimento de clatrinaem vesícula secretorarecentemente fusionada

FIGURA 1.13 Depressões revestidas por clatrina associadas com a secreção de mucilagem em coifa de raízes de milho. (A) Diagrama da reciclagem de membrana através de vesículas revestidas por clatri-na a partir de sítios recentes de secreção na membrana plasmática. (B) Sítio de secreção recente mostrando uma vesícula secretora que

descarregou seu conteúdo na parede celular e uma invaginação re-coberta por clatrina, a qual recicla a membrana a partir do sítio de secreção. Há 20 vezes mais depressões revestidas por clatrina nos sítios de secreção do que na membrana em geral (Mollenhauer et al., 1991; B, micrografia de H. H. Mollenhauer, cortesia de L. R. Griffing).



no caso de certas pétalas que apresentam vacúolos pig-mentados e não pigmentados (ver Tópico 1.9 na internet). A possível variação no tamanho e na aparência dos vacúo-los sugere a diversidade de forma e função do compar-timento vacuolar. Algumas das variações são provavel-mente decorrentes das diferenças no grau de maturação do vacúolo. As células meristemáticas, por exemplo, apre-sentam pequenos vacúolos em vez de um vacúolo central. Provavelmente, à medida que a célula sofre maturação, al-guns desses pequenos vacúolos fusionam-se para formar vacúolos maiores.

A membrana do vacúolo, o tonoplasto, contém pro-teínas e lipídeos que são sintetizados inicialmente no RE. Além da sua função na expansão celular, o vacúolo tam-bém tem participação como compartimento de reserva para metabólitos secundários envolvidos na defesa das plantas contra herbívoros (ver Capítulo 13). Íons inorgâni-cos, açúcares, ácidos orgânicos e pigmentos são apenas al-guns dos solutos que podem ser acumulados no vacúolo, devido à presença de diversos transportadores específicos de membrana (ver Capítulo 6). Os vacúolos que armaze-nam proteínas, os chamados corpos proteicos, são abun-dantes em sementes.

Assim como os lisossomos das células animais, os vacúolos também apresentam função na reciclagem de proteínas, como no caso dos vacúolos líticos, os quais se acumulam nas folhas em senescência e liberam enzimas hidrolíticas que degradam os constituintes celulares du-rante esta fase do desenvolvimento. A distribuição de membranas para os vacúolos vegetais e para os lisosso-mos das células animais ocorre por mecanismos diferen-tes. Embora, em ambos os casos, a escolha de envio ao compartimento vacuolar ocorra no Golgi, os processos de reconhecimento utilizados na escolha de receptores e proteínas de processamento são diferentes entre vacúolos e lisossomos. Em células de mamíferos, muitas proteínas lisossômicas são reconhecidas por uma enzima do RE, a qual adiciona manose-6-fosfato à proteína, que será, poste-riormente, reconhecida por um receptor de seleção no Gol-gi, uma via aparentemente ausente nos vegetais. Por outro lado, alguns dos vacúolos líticos dos vegetais são deriva-dos de maneira direta do RE, desviando inteiramente da via do Golgi, uma via que parece ausente em animais.

A entrega de vesículas derivadas do Golgi ao vacúolo é indireta. Assim como descrito anteriormente, há múl-tiplos compartimentos vacuolares na célula e nem todos são alvo das vesículas do Golgi. Aqueles vacúolos que recebem vesículas derivadas do Golgi, o fazem por meio de uma via intermediária, um compartimento pré-vacuolar, que também atua como uma organela de destino para as membranas que sofreram endocitose da membrana plas-mática. Esse compartimento pré-vacuolar inclui o corpo multivesicular (CMV), o qual, em alguns casos, é também um compartimento pós-vacuolar, que atua na degradação de vacúolos e suas membranas (Otegui et al., 2006).

Organelas de divisão independente, derivadas do sistema de endomembranasVárias organelas são capazes de crescer e proliferar inde-pendentemente, mesmo que sejam derivadas do sistema de endomembranas. Essas organelas incluem os oleosso-mos, os peroxissomos e os glioxissomos.

Os oleossomos são organelas que armazenam lipídeosMuitos vegetais sintetizam e armazenam grandes quan-tidades de óleo durante o desenvolvimento de sementes. Estes óleos acumulam-se em organelas denominadas oleossomos (também conhecidos como corpos lipídicos ou esferossomos). Os oleossomos são únicos entre as organelas, pois são delimitados por “meia unidade de membrana”, isto é, uma monocamada de fosfolipídeos, derivada do RE. Os fosfolipídeos na meia unidade de membrana são orientados com os grupos da cabeça polar em direção à fase aquosa do citosol e sua porção hidrofó-bica de ácidos graxos voltada para o lume, dissolvida nos lipídeos armazenados.

Os oleossomos são inicialmente formados como re-giões de diferenciação no RE. A natureza do produto es-tocado, triglicerídeos (três ácidos graxos covalentemente ligados a um glicerol), indica que esta organela de reser-va possui um lume hidrofóbico. Consequentemente, à medida que o triglicerídeo é armazenado, ele parece ser inicialmente depositado na região hidrofóbica entre as fa-ces externa e interna da membrana do RE (Figura 1.14). Os triglicerídeos não possuem os grupos de cabeça polar dos fosfolipídeos de membrana; assim, eles não estão ex-postos ao citoplasma hidrofílico. Embora o processo de brotamento, que origina o oleossomo, não esteja completa-mente esclarecido, ao separar-se do RE, o oleossomo apre-senta uma única face externa de fosfolipídeos, contendo uma proteína especial, a oleosina, que recobre a organela. As oleosinas são sintetizadas nos polirribossomos citosó-licos e, após a tradução, são inseridas na meia membrana do oleossomo. A proteína consiste em uma região central, hidrofóbica do tipo grampo, a qual se insere no lume que contém óleo, e dois terminais hidrofílicos, os quais perma-necem fora do oleossomo (Alexander et al., 2002). Quando os oleossomos são quebrados durante a germinação da semente, eles se associam a outras organelas que contêm enzimas para a oxidação de lipídeos, os glioxissomos.

Os microcorpos possuem funções metabólicas especializadas em folhas e sementesOs microcorpos são uma classe de organelas esféricas envoltas por uma única membrana e especializadas em uma de várias funções metabólicas. Os peroxissomos e os glioxissomos são microcorpos especializados na �-oxidação de ácidos graxos e no metabolismo do glio-



xilato, um aldeído ácido de dois carbonos (ver Capítulo 11). Os microcorpos não possuem DNA e estão intima-mente relacionados a outras organelas, com as quais compartilham metabólitos intermediários. O glioxisso-mo está associado com mitocôndrias e oleossomos, en-quanto o perxissomo está associado com mitocôndrias e cloroplastos.

Inicialmente, pensava-se que os peroxissomos e os glioxissomos eram organelas independentes, produzidas separadamente pelo RE. Entretanto, experimentos usan-do anticorpos específicos para cada tipo de organela têm dado suporte ao modelo no qual os peroxissomos desen-volvem-se diretamente dos glioxissomos, pelo menos em cotilédones verdes. Em plântulas de pepino, por exemplo, as células não fotossintetizantes contêm inicialmente glio-xissomos; no entanto, após tornarem-se verdes, somente peroxissomos estão presentes. Em estágios intermediários, os microcorpos reagem com marcadores de glioxissomos e peroxissomos, demonstrando que os glioxissomos são convertidos em peroxissomos durante o processo de tor-narem-se verdes (Titus e Becker, 1985).

No peroxissomo, o glicolato, um produto de dois car-bonos, oxidado na fotorrespiração em um cloroplasto ad-jacente, é oxidado a ácido aldeído glioxilato. Durante essa conversão, é produzido peróxido de hidrogênio, o qual pode facilmente oxidar e destruir outros compostos. No entanto, a proteína mais abundante do peroxissomo é a catalase, uma enzima que quebra peróxido de hidrogênio em água. Frequentemente, a catalase é tão abundante nos peroxissomos que forma arranjos cristalinos de proteínas (Figura 1.15).

A observação de que os glioxissomos transformam-se em peroxissomos explica a aparência dos peroxissomos em cotilédones em desenvolvimento. No entanto, não ex-plica como os peroxissomos surgem em outros tecidos. Se forem herdados durante a divisão celular, os peroxissomos poderiam crescer e se dividir separadamente de outras or-ganelas, utilizando proteínas similares àquelas envolvidas na divisão da mitocôndria (Zhang e Hu, 2008). A maioria das proteínas, com origem no citosol, entra nos peroxis-somos após a tradução, por meio de um sinal específico, consistindo de serina-lisina-leucina na carboxila terminal (ver Tópico 1.8 na internet).

Organelas semiautônomas de divisão independenteUma célula vegetal típica apresenta dois tipos de organe-las produtoras de energia: as mitocôndrias e os cloroplas-tos. Ambos os tipos são separados do citosol por uma du-pla membrana (uma membrana interna e outra externa) e contêm seus próprios DNA e ribossomos.

As mitocôndrias são os sítios da respiração celular, processo no qual a energia liberada pelo metabolismo do açúcar é usada para a síntese de ATP (trifosfato de adeno-sina) a partir do ADP (difosfato de adenosina) e do fosfato inorgânico (Pi) (ver Capítulo 11).

As mitocôndrias são estruturas altamente dinâmicas, passíveis de sofrer tanto fissão quanto fusão. A fusão de mitocôndrias pode resultar em estruturas tubulares longas que podem se ramificar para formar redes mitocondriais. Independente da forma, todas as mitocôndrias apresentam uma membrana externa lisa e uma membrana interna alta-mente dobrada (Figura 1.16). A membrana interna contém

FIGURA 1.14 (A) Micrografia ao microscópio eletrônico de um oleos-somo próximo a um peroxissomo. (B) Diagrama mostrando a formação de oleossomos pela síntese e deposição de óleo na bicamada fosfo-lipídica do RE. Após o brotamento a partir do RE, o oleossomo é cir-cundado por uma monocamada de fosfolipídeos contendo a proteína oleosina (A, de Huang, 1987; B, segundo Buchanan et al., 2000).

Oleossomo

Óleo

Oleosina

Retículo endoplasmático liso

(B)(A)Oleossomo

Peroxissomo



FIGURA 1.15 Cristal de catalase em um peroxissomo de uma fo-lha completamente expandida. Observe a associação do peroxisso-mo com dois cloroplastos e uma mitocôndria, organelas que com-partilham metabólitos com os peroxissomos.

ADP

Pi

+ ATP

H+H+

H+H+

H+

H+

Cristas

Espaço intermembranas

Matriz

Membrana externa

Membrana interna

(A) (B)

FIGURA 1.16 (A) Diagrama de uma mitocôndria, incluindo a localização da H+-ATPase relacionada à síntese de ATP na mem-brana interna. (B) Micrografia ao microscópio eletrônico da mi-

tocôndria de uma célula da folha da grama Bermuda (Cynodon dactylon) (26.000�) (micrografia de S. E. Frederick, cortesia de E. H. Newcomb).

Núcleocristalino(catalase)

Peroxissomo Mitocôndria

Cloroplastos



ATP

H+H+ H+H+

H+H+

H+

H+

H+

ADP

Pi

+

(B)

Tilacoide

Granum

Estroma

Lamelasdo estroma

(A)Estroma

Grana

Membranasexterna e interna

Lamelas doestroma

Membrana interna

Membrana externa

Membranado tilacoide

Tilacoides

Estroma

Estroma

Lume dotilacoide

Granum(pilha detilacoides)

(C)

(D)

uma bomba de prótons ATP sintase, a qual utiliza um gra-diente de prótons para sintetizar ATP para a célula. O gra-diente de prótons é gerado pela cooperação de transpor-tadores de elétrons, a cadeia transportadora de elétrons, que está embebida na membrana interna (ver Capítulo 11).

As dobras ou invaginações da membrana interna são denominadas cristas. O compartimento delimitado pela membrana interna, a matriz mitocondrial, contém as en-zimas da rota do metabolismo intermediário, denominado ciclo de Krebs.

Os cloroplastos (Figura 1.17A) pertencem a um outro grupo de organelas envolvidas por dupla membrana, de-nominadas plastídeos. As membranas do cloroplasto são ricas em glicosilglicerídeos (ver Tópico 1.5 na internet), contêm clorofila e suas moléculas associadas e constituem o sítio da fotossíntese. Além das membranas interna e ex-terna, os cloroplastos têm um terceiro sistema de mem-branas, os tilacoides. Uma pilha de tilacoides forma um granum (plural, grana) (Figura 1.17B). As proteínas e os pigmentos (clorofilas e carotenoides) que atuam nos even-

FIGURA 1.17 (A) Micrografia ao microscópio eletrônico de um clo-roplasto de uma folha da gramínea Phleum pratense (18.000�). (B) A mesma preparação em aumento maior (52.000�). (C) Visão tridi-mensional de pilhas de grana e lamelas do estroma, apresentando a complexidade da organização. (D) Diagrama de um cloroplasto, mostrando a localização da H+-ATPase na membrana dos tilacoides (micrografias de W. P. Wergin, cortesia de E. H. Newcomb).



tos fotoquímicos da fotossíntese estão embebidos na mem-brana do tilacoide. O compartimento fluido que circunda os tilacoides, o estroma, é análogo à matriz mitocondrial. Os grana adjacentes estão conectados por membranas, as lamelas do estroma.

Os vários componentes do aparelho fotossintético es-tão localizados em áreas diferentes dos grana e das lamelas do estroma. As ATP sintases do cloroplasto localizam-se nas membranas dos tilacoides (Figura 1.17C). Durante a fotossíntese, as reações de transferência de elétrons desen-cadeadas pela luz resultam em um gradiente de prótons pela membrana do tilacoide (Figura 1.17D). Assim como na mitocôndria, o ATP é sintetizado quando o gradiente de prótons é dissipado pela ATP sintase. Entretanto, no cloroplasto, o ATP não é exportado para o citosol, mas é usado em muitas reações no estroma, incluindo a fixação do carbono a partir do dióxido de carbono atmosférico, como descrito no Capítulo 8.

Os plastídeos que contêm maiores concentrações de pigmentos carotenoides que de clorofila denominam-se cromoplastos. Eles são responsáveis pelas cores amarela, laranja ou vermelha de muitos frutos e flores, assim como das folhas no outono (Figura 1.18).

Os plastídeos sem pigmentos são os leucoplastos. O tipo mais importante de leucoplasto é o amiloplasto, um plastídeo de reserva de amido. Os amiloplastos são abun-dantes nos tecidos de partes aéreas, de raízes e em semen-tes. Os amiloplastos especializados da coifa atuam como sensores de gravidade, promovendo o crescimento da raiz em direção ao solo (ver Capítulo 19).

Pró-plastídeos desenvolvem-se em plastídeos especializados em diferentes tecidos vegetaisAs células meristemáticas contêm pró-plastídeos, os quais não possuem clorofila, apresentam poucas ou ne-nhuma membrana interna e um conjunto incompleto de enzimas necessárias para realizar a fotossíntese (Figura 1.19A). Nas angiospermas e algumas gimnospermas, o

desenvolvimento do cloroplasto a partir do pró-plastídeo é desencadeado pela luz. Em presença de luz, as enzimas são formadas no pró-plastídeo ou importadas do citosol; os pigmentos para a captação da luz são sintetizados e as membranas desenvolvem-se rapidamente, originando as lamelas do estroma e as pilhas de grana (Figura 1.19B).

As sementes normalmente germinam no solo em au-sência de luz e seus pró-plastídeos desenvolvem-se em clo-roplastos somente quando a parte aérea jovem é exposta à luminosidade. Por outro lado, se as plântulas são mantidas no escuro, os pró-plastídeos diferenciam-se em estioplastos, os quais apresentam arranjos semicristalinos tubulares de membranas, conhecidos como corpos pró-lamelares (Figura 1.19C). Em vez de clorofila, os estioplastos contêm um pig-mento precursor, de cor verde-amarelada, a protoclorofilida.

Minutos após a exposição à luz, um estioplasto dife-rencia-se, convertendo o corpo pró-lamelar em tilacoides e membranas lamelares e a protoclorofilida em clorofila (para uma discussão sobre a síntese de clorofila, ver Tó-pico 7.11 na internet). A manutenção da estrutura do clo-roplasto depende da presença de luz; os cloroplastos ma-duros podem ser revertidos a estioplastos se mantidos por longos períodos no escuro. Da mesma forma, sob diferen-tes condições ambientais, os cloroplastos podem ser con-vertidos em cromoplastos (ver Figura 1.18), como no caso das folhas no outono e do amadurecimento dos frutos.

A divisão de cloroplastos e mitocôndrias é independente da divisão nuclearComo mencionado anteriormente, os plastídeos e as mito-côndrias dividem-se por fissão, consistente com as origens procarióticas. A replicação do DNA da organela e a fissão são reguladas independentemente da divisão nuclear. Por exemplo, o número de cloroplastos por volume celular de-pende do desenvolvimento da célula e seu ambiente. As-sim, há mais cloroplastos nas células do mesofilo de uma folha do que nas células da epiderme da superfície externa desta folha.

FIGURA 1.18 Micrografia ao microscópio eletrônico de um cro-moplasto do fruto de um tomatei-ro (Lycopersicon esculentum), no estágio inicial de transição entre um cloroplasto e um cromoplasto. Pequenas pilhas de grana ainda podem ser observadas. Os cristais do carotenoide licopeno estão in-dicados por estrelas (27.000�) (de Gunning e Steer, 1996).

Vacúolo Tonoplasto Pilha de grana

Cristais de licopeno



Embora o momento de fissão dos cloroplastos e mi-tocôndrias seja independente do momento da divisão ce-lular, estas organelas necessitam de proteínas codificadas pelo núcleo para que ocorra sua divisão. Em bactérias e organelas semiautônomas, a fissão é facilitada por proteí-nas que formam anéis no envoltório interno no local do futuro plano de divisão. Em células vegetais, os genes que codificam essas proteínas encontram-se no núcleo. As mi-tocôndrias e os cloroplastos podem também aumentar em tamanho sem divisão para suprir a demanda de energia ou fotossintética. Se, por exemplo, as proteínas envolvidas na divisão da mitocôndria são desativadas experimental-mente, as poucas mitocôndrias tornam-se maiores, permi-tindo a célula suprir sua demanda energética.

Protusões da membrana externa e interna ocorrem em mitocôndrias e cloroplastos. Nos cloroplastos, essas pro-tusões são denominadas estrômulos, pois contêm estro-ma, mas não tilacoides (ver Ensaio 7.1 na internet). Nas mitocôndrias, elas são chamadas matrixules. Estrômulos e matrixules podem atuar conectando as organelas nas quais se formam, permitindo a troca de materiais entre elas.

Tanto os plastídeos quanto as mitocôndrias podem se mover pela célula. Em algumas células vegetais, os cloro-plastos estão ancorados no citoplasma cortical, mais exter-no, da célula, mas, em outras, eles são móveis. Assim como os complexos de Golgi e os peroxissomos, as mitocôndrias sofrem ação de proteínas motoras, como a miosina vege-

tal, a qual se move sobre os filamentos de actina. A rede de filamentos de actina está entre os principais componentes do citoesqueleto, o qual será descrito na próxima seção.

O citoesqueleto vegetalO citosol está organizado em uma rede tridimensional de proteínas filamentosas, o citoesqueleto. Essa rede propor-ciona uma organização espacial para as organelas e serve como arcabouço para os movimentos das organelas e de outros componentes do citoesqueleto. Ele também apre-senta papéis fundamentais nos processos de mitose, meio-se, citocinese, depósito da parede, manutenção da forma celular e diferenciação celular.

O citoesqueleto vegetal é formado por microtúbulos e microfilamentosDois tipos principais de elementos do citoesqueleto foram identificados nas células vegetais: microtúbulos e microfi-lamentos. Cada tipo é filamentoso, apresentando diâmetro fixo e comprimento variável, podendo atingir muitos mi-crômetros. Os microtúbulos e os microfilamentos são con-juntos macromoleculares de proteínas globulares.

Os microtúbulos são cilindros ocos com diâmetro ex-terno de 25 nm; são compostos de polímeros da proteína tubulina. O monômero de tubulina dos microtúbulos é um heterodímero composto por duas cadeias polipeptídicas si-milares (�– e �-tubulina) (Figura 1.20A). Um único micro-túbulo é formado por centenas de milhares de monômeros de tubulina organizados em colunas, os protofilamentos.

Os microfilamentos são sólidos, com diâmetro de 7 nm, compostos de uma forma especial de proteína en-contrada no músculo: a actina globular ou actina-G. Os monômeros de actina-G polimerizam para formar uma ca-deia de subunidades de actina, também denominada pro-tofilamento. A actina no filamento polimerizado é referida como actina filamentosa, ou actina-F. Um microfilamento é constituído por dois protofilamentos entrelaçados de forma helicoidal (Figura 1.20B).

FIGURA 1.19 Micrografias ao microscópio eletrônico ilustrando vários estágios do desenvolvimento de plastídeos. (A) Visão, em grande aumento, de um pró-plastídeo do meristema apical da raiz de fava (Vicia faba). O sistema de membrana interna é rudimentar e os grana não estão presentes (47.000�). (B) Uma célula de mesofilo de uma folha jovem de aveia (Avena sativa) em um estágio inicial de diferenciação, em presença de luz. Os plastídeos estão se desen-volvendo em vários grana. (C) Célula de uma folha jovem de uma plântula de aveia crescida no escuro. Os plastídeos desenvolveram--se como estioplastos, com túbulos de membranas semicristalinas entrelaçadas, chamados corpos pró-lamelares. Quando expostos à luz, os estioplastos podem se converter em cloroplastos pela de-sorganização dos corpos pró-lamelares e formação de vários grana (7.200�) (de Gunning e Steer, 1996).

(A) (B) (C)

Plastídeos

Estioplastos

Corpospró-lamelares



Os microtúbulos e os microfilamentos podem ser polimerizados e despolimerizadosNa célula, as subunidades de actina e tubulina ocor-rem como pools de proteínas livres em equilíbrio di-nâmico com as formas polimerizadas. Cada um dos monômeros contém um nucleotídeo ligado: ATP no caso da actina e GTP (guanosina trifosfato) no caso da tubulina. Os microtúbulos e os microfilamentos são polarizados, ou seja, as duas extremidades são diferentes. Nos microfilamentos, a polarização re-sulta da polaridade do próprio monômero de actina; nos microtúbulos, ela é decorrente da polaridade do heterodímero �- e �-tubulina. A polaridade se ma-nifesta pela diferença nas taxas de crescimento das duas extremidades, sendo a extremidade mais ativa denominada mais e a menos ativa, a extremidade menos. Nos microtúbulos, o monômero da �-tubulina está exposto na ex-tremidade menos e a �-tubulina aparece na extremidade mais.

Os microtúbulos e os microfilamentos têm suas meias--vidas normalmente contadas em minutos, e determinadas por proteínas acessórias: proteínas de ligação à actina (ABPs, actin-binding proteins) e proteínas associadas aos microtúbulos (MAPs, microtubule-associated proteins). Um conjunto des-sas ABPs e MAPs estabiliza os microfilamentos e microtú-bulos, respectivamente, e evita sua despolimerização.

A polimerização de actina purificada ocorre pela asso-ciação direta de actina-G na extremidade de crescimento, ou extremidade mais, do filamento para formar a actina--F em ausência de proteínas acessórias. As ligações entre as subunidades de actina no polímero não são covalentes e não é necessária energia para a montagem. No entanto, após a incorporação do monômero no protofilamento, o ATP ligado é hidrolisado a ADP. A energia liberada é ar-mazenada no próprio microfilamento, tornando-o mais

propenso à dissociação. As funções de várias proteínas de ligação à actina na regulação do crescimento do microfila-mento são discutidas no Tópico 1.12 na internet.

A montagem dos microtúbulos segue um padrão si-milar ao dos microfilamentos, envolvendo as fases de nucleação, alongamento e equilíbrio. Porém, a nucleação dos microtúbulos in vivo não é mediada pela formação de estruturas oligoméricas, mas por um complexo na forma de anel, composto de um tipo pouco comum de tubulina, a �-tubulina. Os complexos em anel de �-tubulina (�-TuRCs, �-tubulin ring complexes) estão presentes nos chamados centros organizadores de microtúbulos (MTOCs, microtubule organizing centers), onde os microtúbulos são nucleados. O local principal de nucleação de microtúbulos inclui o citoplasma cortical (camada mais externa de citoplasma) nas células em interfase, a periferia do envoltório nuclear, e os polos do fuso em células em divisão. A função dos �-TuRCs é iniciar a polimerização dos heterodímeros de �- e �-tubulina em protofilamentos curtos longitudinais. A seguir, os protofilamentos (o número varia com a espécie)

Subuni-dades datubulina(� e �)

Protofilamento

25 nm 7 nm

(A) (B)

��

��

��

�

�

�Subuni-dade daactina-G

8 nm

FIGURA 1.20 (A) Desenho de um microtúbulo em vista longitudinal. Cada microtúbulo é composto de 13 protofila-mentos. A organização das subunidades � e � é ilustrada. (B) Diagrama de um microfilamento, mostrando duas cadeias torcidas de actina-F (protofilamentos) as quais são polímeros de subunidades da actina-G.

GTP

GDP

Catástrofe

Tubulina-GTP

Tubulina-GDP

Reversão

Polimerização Despolimerização

Cobertura laminar naextremidade (+) enrolando-seem um túbulo à medida queo GTP é hidrolisado.

Extremidade (+) perdendotubulinas, com osprotofilamentos individuaisse separando e enrolando.

FIGURA 1.21 Modelo para o equilíbrio dinâmico entre a polimerização e a despolimerização dos microtúbulos. Quando o GTP ligado à subunidade �-tubulina é hidrolisado, após a tubulina ser incorporada no microtúbulo, a subunidade � muda sua orientação, causando a separação e o enrolamento para fora dos protofilamentos, seguido pela despolimerização catastrófica. Isto leva ao aumento local da concentração de tubulina. A reversão ocorre quando a troca de GTP por GDP promove a reação de polimerização da tubulina, que forma uma cobertura laminar ligada a GTP na extremidade (+) do microtúbulo. À medida que a cobertura laminar cresce, ela se enrola e fusiona-se ao túbulo.



associam-se lateralmente para uma lâmina plana (Figura 1.21). Por fim, a lâmina enrola-se, formando um microtú-bulo cilíndrico à medida que o GTP é hidrolisado.

Cada heterodímero de tubulina contém duas molécu-las de GTP, uma no monômero de �-tubulina e outro no de �-tubulina. Na �-tubulina, o GTP está fortemente ligado e é não hidrolisável, enquanto o GTP ligado à �-tubulina pode ser rapidamente trocado com o meio e é lentamente hidrolisado a GDP após a ligação da subunidade ao mi-crotúbulo. A hidrólise do GTP a GDP na subunidade da �-tubulina causa um leve dobramento no dímero, e, se não for revestido com uma lâmina de tubulina ligada a GTP recém-adicionada, os protofilamentos desligam-se uns aos outros, iniciando uma despolimerização “catastrófica”, que é muito mais rápida que a taxa de polimerização (ver Figura 1.21). Essa despolimerização pode ser revertida pelo aumento da concentração local de tubulina, a qual (com auxílio do GTP) favorece a polimerização (ver Figura 1.21).

Os microtúbulos apresentam, então, uma instabilidade dinâmica. Além disso, a frequência e a extensão da despo-limerização que caracteriza a instabilidade dinâmica pode ser controlada por proteínas específicas associadas a mi-crotúbulos, ou MAPs, que estabilizam e desestabilizam as ligações entre os heterodímeros de tubulina na parede do microtúbulo.

Os microtúbulos corticais podem se mover pela célula pelo mecanismo de “esteira rolante”Uma vez polimerizados, os microtúbulos não permane-cem necessariamente ancorados nos iniciadores �-tubulina nos centros organizadores de microtúbulos (MTOCs). Em células em interfase, os microtúbulos no citoplasma corti-cal podem migrar lateralmente na periferia da célula pelo processo de esteira rolante. Durante esse movimento, os heterodímeros de tubulina são adicionados na extremida-de mais de crescimento na mesma taxa em que são remo-vidos da extremidade menos. Como consequência, o mi-crotúbulo parece “mover-se” pelo citoplasma, embora não esteja realmente se movimentando.

Os microtúbulos recém-formados geralmente mo-vem-se pelo citoplasma cortical em direção transversal ao eixo da célula (Paradez et al., 2006). Como será discutido no Capítulo 15, a orientação transversal dos microtúbulos corticais determina a orientação da síntese das novas fi-brilas de celulose da parede celular. A presença de fibrilas transversais de celulose na parede celular reforça a parede na direção transversal, promovendo crescimento no eixo longitudinal. Dessa forma, os microtúbulos têm função importante na polaridade do vegetal.

As proteínas motoras do citoesqueleto participam da corrente citoplasmática e do movimento de organelasEm geral, os movimentos das organelas pelo citoplasma resultam da ação de motores moleculares, os quais têm a capacidade de “caminhar” pelos elementos do citoesque-

leto. Todos os motores moleculares do citoesqueleto apre-sentam estrutura similar. Nas suas formas diméricas, eles consistem de duas cabeças globulares grandes, as quais funcionam com “pés” do motor. As regiões da “cabeça” são ligadas aos “pescoços”, que funcionam como “per-nas”. Há uma “cauda” de vários comprimentos, que co-necta as cabeças aos domínios de ligação da carga (Figura 1.22). Cada uma das cabeças do motor possui atividade ATPase e a energia liberada pela hidrólise do ATP impele cada cabeça para frente, permitindo que se desloque uni-direcionalmente pelo elemento do citoesqueleto.

Os diferentes motores moleculares movem-se em di-ferentes direções dos polímeros polares do citoesqueleto. Os motores que se deslocam ao longo de microfilamentos, as miosinas, movem-se em direção a extremidade mais da actina. Há duas famílias de miosinas vegetais: miosi-na VIII e miosina XI, cada uma contendo vários membros. A família de proteínas motoras que se movem nos micro-túbulos consiste em proteínas cinesinas. De 61 membros desta família, dois terços desloca-se em direção à extremi-dade mais do microtúbulo e um terço para a extremida-de menos. Embora as cinesinas atuem no movimento de organelas pelas rotas dos microtúbulos, os domínios de carga das cinesinas podem também se ligar à cromatina ou a outros microtúbulos e auxiliar na organização do fuso mitótico durante a mitose (ver Tópico 1.13 na internet). As dineínas, proteínas motoras com movimento em direção à extremidade menos, são predominantes em animais e pro-tistas, mas estão ausentes em vegetais.

A corrente citoplasmática é um movimento coorde-nado de partículas e organelas por meio do citosol. Nas

Miosina

Organela

Filamento de actina

Direção do deslizamento

Região dacabeça

Domíniode ligaçãode carga

CaudaPescoço

– +

FIGURA 1.22 Movimento de organelas dirigido por miosina. Nas células vegetais, a maioria das organelas movimenta-se através de motores de miosina. A miosina move-se em direção à extremidade mais (+) do microfilamento de actina. A miosina é um homodíme-ro, com duas cabeças e duas caudas. As duas cabeças, mostradas em vermelho, apresentam atividade ATPase e motora, de forma que uma mudança de conformação na região do pescoço produz uma “caminhada”, um movimento ao longo do filamento de actina. As caudas se ligam às organelas pelos domínios de carga, mas ainda é desconhecido se estes domínios interagem diretamente com a membrana da organela.



células gigantes das algas verdes Chara e Nitela, a corren-te ocorre de modo helicoidal, para baixo em um lado da célula e para cima do outro lado, na velocidade de até 75 �m s–1. A corrente citoplasmática ocorre na maioria das células vegetais, mas em diversos padrões e velocidades, podendo mudar ou parar rapidamente em resposta a um estímulo ambiental (Hardham et al., 2008).

Tradicionalmente, o termo “corrente citoplasmática” tem sido definido como fluxo citoplasmático de massa de citosol e organelas, o que é facilmente visualizado em baixas resoluções. Esse tipo de fluxo de massa resulta do arraste, de aparência viscosa, que o movimento das orga-nelas exerce no citosol. Mais recentemente, o termo cor-rente citoplasmática também foi aplicado a movimentos

de organelas, nos quais as organelas adjacentes passam umas pelas outras em direções opostas. Claramente, esses movimentos independentes de organelas não resultam do fluxo de massa.

A corrente citoplasmática envolve feixes de microfi-lamentos de actina arranjados paralelamente ao eixo do movimento de partículas. As forças necessárias para o mo-vimento podem ser geradas por uma interação da actina-F e miosina, de modo comparável à interação proteica que ocorre durante a contração muscular em animais (Shime-men e Yokota, 2004). Durante a corrente, a miosina move independentemente os peroxissomos, as mitocôndrias, os complexos de Golgi e o RE (juntamente com o envoltório nuclear e o núcleo), transportando essas organelas pelos filamentos de actina para regiões específicas da célula (ver Figura 1.22).

Um exemplo de corrente citoplasmática regulada pelo desenvolvimento é a migração do núcleo para a ex-tremidade em crescimento do pelo da raiz durante a sua formação nas células epidérmicas. Por outro lado, o repo-sicionamento dos cloroplastos da folha, podendo maximi-zar ou reduzir a exposição à luz, representa uma forma de movimento regulado pelo ambiente (DeBlasio et al., 2005; ver Capítulo 9).

FIGURA 1.23 Ciclo celular em uma célula vacuo-lada. As quatro fases do ciclo celular, G1, S, G2 e M são ilustradas em relação ao alongamento e divi-são de uma célula vacuolada. Várias ciclinas (CYC) e cinases dependentes de ciclinas (Cdk) regulam a transição de uma fase para a próxima. A Ciclina D e a cinase dependente de ciclina A (Cdk A) estão envolvidas na transição de G1 para S. A ciclina A e a Cdk A estão envolvidas na transição de S para G2. A ciclina B e a cinase dependente de ciclina B (Cdk B) regulam a transição de G2 para M. As cina-ses fosforilam outras proteínas na célula causando grandes reorganizações do citoesqueleto e dos sistemas de membranas. Os complexos ciclinas/cinases dependentes de ciclina têm tempo de vida determinado, geralmente regulado pelo seu pró-prio estado de fosforilação; o decréscimo de sua quantidade em direção ao final da fase permite a progressão para o próximo estágio do ciclo celular.

G2

G1

S

M

Membranaplasmática

Citoplasma

Redecorticaldo RE

Paredecelular

Núcleo

Correntetransvacuolar

TonoplastoRE

Microtúbulocorticaltransversal

Fase G1

Fase G2

Fase M –Mitose

Fase S – síntesede DNA

Cromossomo

Polos do fusocom membranasdo RE contêmproteínas doenvoltórionuclear

Vacúolodividido

Microtúbulocorticallongitudinal

Microtúbulodo cinetócoro

Microtúbulosastrais

Microtúbulopolar

Cinetócoro

Ciclina BCdk B

Ciclina ACdk A

Ciclina DCdk A



A regulação do ciclo celularO ciclo da divisão celular, ou ciclo celular, é o processo pelo qual ocorre a reprodução da célula e de seu material genéti-co, o DNA nuclear (Figura 1.23). O ciclo celular consiste em quatro fases: G1, S, G2 e M. G1 é a fase em que a célula filha, recém-formada, ainda não replicou o seu DNA. O DNA é replicado durante a fase S. G2 é a fase em que a célula, com seu DNA replicado, ainda não iniciou a mitose. Coletiva-mente, as fases G1, S e G2 são referidas como interfase. A fase M é a mitose. Em células vacuoladas, o vacúolo au-menta durante a interfase e o plano da divisão celular divi-de o vacúolo à metade durante a mitose (ver Figura 1.23).

Cada fase do ciclo celular apresenta um conjunto específico de atividades bioquímicas e celularesO DNA nuclear é preparado para a replicação em G1 pela montagem de um complexo pré-replicação nas origens de replicação ao longo da cromatina. O DNA é replicado du-rante a fase S e as células em G2 preparam-se para a mitose.

Toda arquitetura da célula é alterada à medida que ela entra em mitose. Se a célula possui um grande vacúolo central, é necessário que esse vacúolo seja primeiro divi-dido em dois por uma união de correntes transvacuolares citoplasmáticas que contêm o núcleo; esta se torna a região onde a divisão nuclear ocorrerá (ver Figura 1.23). A distri-buição do complexo de Golgi e de outras organelas ocorre igualmente entre as duas metades da célula. Como descri-to abaixo, o sistema de endomembranas e o citoesqueleto são amplamente rearranjados.

À medida que a célula entra em mitose, os cromos-somos alteram seu estado de organização no núcleo e iniciam a condensação para formar os cromossomos me-tafásicos (Figura 1.24). Estes são mantidos unidos por pro-teínas denominadas coesinas, que se localizam na região centromérica de cada par de cromossomos. Para que os cromossomos se separem, estas proteínas devem ser cli-vadas pela enzima separase, a qual deve ser inicialmente ativada. Isto ocorre quando o cinetócoro se liga ao fuso mi-tótico (descrito na próxima seção).

Em um ponto-chave de regulação, ponto de checa-gem, no início da fase G1 do ciclo, as células tornam-se comprometidas com a síntese do DNA. Em célula de ma-míferos, a replicação do DNA e a mitose são ligadas – uma vez iniciado o ciclo de divisão, ele não é interrompido até que as fases da mitose tenham sido concluídas. Por outro lado, as células vegetais podem parar o ciclo antes ou depois de replicarem seu DNA (ou seja, durante G1 ou G2). Como consequência, enquanto a maioria das células animais é diploide (apresentam dois conjuntos de cro-mossomos), as vegetais são, frequentemente, tetraploides (quatro conjuntos de cromossomos) ou mesmo poliploides (muitos conjuntos de cromossomos), após passarem por ciclos adicionais de replicação nuclear sem que ocorra a mitose, um processo denominado endorreduplicação.

O ciclo celular é regulado por ciclinas e por cinases dependentes de ciclinaAs reações bioquímicas que controlam o ciclo celular são altamente conservadas na evolução dos eucariotos e as plantas preservaram os componentes básicos desse me-canismo. A progressão no ciclo é regulada principalmente em três pontos de checagem: durante o final da fase G1, no final da fase S e na transição de G2 para mitose.

As enzimas-chave que controlam as transições entre os diferentes estados do ciclo celular e a entrada das célu-las no ciclo de divisão são as proteínas cinases dependen-tes de ciclina ou Cdks (cyclin-dependent protein kinases). As proteínas cinases são enzimas que fosforilam outras pro-teínas utilizando o ATP. A maioria dos eucariotos multice-lulares utiliza várias cinases que são ativas em diferentes fases do ciclo celular. Todas dependem de subunidades reguladoras, as ciclinas, para desempenhar suas ativida-des. Diversas classes de ciclinas foram identificadas em plantas, animais e leveduras. Três ciclinas (A, B e D) estão envolvidas na regulação do ciclo celular de tabaco, como mostrado na Figura 1.23.

1. Ciclinas G1/S: ciclina D, ativa no final da fase G1. 2. Ciclinas S: ciclina A, ativa no final da fase S. 3. Ciclinas M: ciclina B, ativa imediatamente antes da

mitose.

O ponto crítico de restrição no final da fase G1, o qual determina que a célula passe por um novo ciclo de divi-são, é regulado principalmente pelas ciclinas do tipo D. Como será visto posteriormente neste livro, os hormônios vegetais que promovem a divisão celular, incluindo as ci-

Cromátide

Coesina

Regiãocentroméricado cromossomo

Cromossomoreplicado

Cinetócoro interno(proteínas centroméricas,sítio de ligação aocromossomo e aonucleossomo)

Cinetócoro externo(sítio de ligação a microtúbulos, motoresde microtúbulos, controle do ponto de checagem)

Microtúbulosdo cinetócoro

FIGURA 1.24 Estrutura de um cromossomo metafásico. O DNA centromérico está destacado e a região onde moléculas de coesão unem os dois cromossomos está ilustrada em cor laranja. O cineto-córo é uma estrutura em camadas (camada mais interna em roxo e a mais externa em amarelo) que contém proteínas de ligação a microtúbulos, incluindo cinesinas que auxiliam na despolimerização dos microtúbulos durante o encurtamento dos microtúbulos do ci-netócoro na anáfase (Modelo de cromossomo © Sebastian Kaulitzki/Shutterstock).



tocininas (ver Capítulo 21) e os brassinosteroides (ver Ca-pítulo 24), parecem controlar o ciclo por meio do aumento na ciclina D3, uma ciclina vegetal do tipo D.

A atividade da Cdk pode ser regulada de várias for-mas, mas os dois mecanismos mais importantes são (1) a síntese e a degradação da ciclina e (2) a fosforilação e a desfosforilação dos resíduos de aminoácidos-chave na proteína Cdk. No primeiro mecanismo de regulação, as Cdks são inativas, a menos que estejam associadas à ci-clina. A maioria das ciclinas é reciclada (turnover) rapida-mente; elas são sintetizadas e, então, ativamente degrada-das (usando ATP) em pontos específicos do ciclo celular. As ciclinas são degradadas no citoplasma por um grande complexo proteolítico denominado proteassomo 26S (ver Capítulo 2). Antes da degradação pelo proteassomo, as ci-clinas são marcadas para a destruição pela ligação a uma pequena proteína, a ubiquitina, em um processo que requer ATP. A ubiquitinação consiste em um mecanismo geral de marcação de proteínas celulares destinadas à degradação (ver Capítulo 2).

O segundo mecanismo de regulação da atividade da Cdk é a fosforilação e desfosforilação. As Cdks possuem dois sítios de fosforilação da tirosina: um provoca a ativa-ção da enzima; o outro leva à inativação. Cinases específi-cas realizam tanto as fosforilações de ativação quanto as de inibição. Da mesma forma, as proteínas fosfatases po-dem remover o fosfato das Cdks, estimulando ou inibindo sua atividade, dependendo da posição do fosfato. A adi-ção ou a remoção dos grupos fosfatos das Cdks são pro-cessos altamente regulados e constituem um importante mecanismo para o controle da progressão do ciclo celular. O controle posterior da via é exercido pela presença de ini-bidores de Cdk (ICKs) que influenciam a transição G1/S.

Os microtúbulos e o sistema de endomembranas atuam na mitose e na citocineseA mitose é o processo pelo qual os cromossomos previa-mente replicados são alinhados, separados e distribuídos ordenadamente nas células-filhas (Figura 1.25). Os micro-túbulos são parte integrante da mitose. O período ime-diatamente anterior à prófase é denominado pré-prófase. Durante a pré-prófase, os microtúbulos da fase G2 são completamente reorganizados formando a banda pré--prófase (BPP), constituída de microtúbulos ao redor do núcleo, na região onde a futura parede celular será forma-da – o precursor da parede celular (ver Figura 1.25). A po-sição da banda pré-prófase abaixo do sítio de divisão cortical (Muller et al., 2009) e a partição do citoplasma que divide o vacúolo central determinam o plano de divisão celular em vegetais e, portanto, exercem papel fundamental no desenvolvimento (ver Capítulo 16).

No início da prófase, os microtúbulos que polime-rizam na superfície do envoltório nuclear começam a se agregar em dois polos nos lados opostos do núcleo, for-mando o fuso da prófase (ver Figura 1.25). Embora não estejam associados aos centrossomos, como nas células animais, estes locais têm a mesma função na organização

dos microtúbulos. Durante a prófase, o envoltório nu-clear permanece intacto, mas é fragmentado no início da metáfase, em um processo que envolve a reorganização e a reassimilação do envoltório nuclear no RE (ver Figura 1.25). Durante todo o ciclo, as cinases da divisão celular in-teragem com os microtúbulos, por meio da fosforilação de MAPs e cinesinas, para auxiliar na reorganização do fuso.

Durante a condensação dos cromossomos, as regiões organizadoras de nucleólos de diferentes cromossomos se dissociam, causando a fragmentação do nucléolo. O nu-cléolo desaparece completamente durante a mitose e, ao final do ciclo, gradualmente é remontado, à medida que os cromossomos se descondensam e restabelecem suas posi-ções nos núcleos filhos.

No início da metáfase, a pró-metáfase, a banda pré--prófase desaparece e novos microtúbulos são polimeriza-dos para completar o fuso mitótico. O arranjo do fuso das células vegetais, nas quais não há centrossomos, é mais semelhante à forma de uma caixa, pois os microtúbulos originam-se de uma zona difusa, consistindo de múltiplos focos nos polos opostos da célula e estendem-se em dire-ção ao plano equatorial, em arranjos quase paralelos.

Na metáfase, os cromossomos estão completamente condensados pelo empacotamento com as histonas, for-mando os nucleossomos e são, ainda, torcidos formando as fibras (ver Figura 1.7). O centrômero, região onde duas cromátides são unidas próximo à região central do cromos-somo, contém DNA repetitivo, assim como o telômero, que forma a extremidade do cromossomo e protege contra a degradação. Alguns microtúbulos ligam-se em uma região especial do centrômero, o cinetócoro, e os cromossomos alinham-se na placa metafásica (ver Figura 1.24). Alguns dos microtúbulos livres sobrepõem-se aos microtúbulos da região polar oposta na zona intermediária do fuso.

Assim como há pontos de checagem que controlam as quatro fases do ciclo celular, há também pontos de che-cagem que atuam durante a mitose. O ponto de checagem do fuso, por exemplo, impede a progressão das células para a anáfase se os microtúbulos não interagiram cor-retamente com o cinetócoro. O complexo ciclina B-Cdk B tem função importante na regulação deste processo. Se os microtúbulos do fuso estiverem corretamente ligados aos cinetócoros, o complexo promotor da anáfase promove a degradação da ciclina B. Sem essa ciclina, o complexo ciclina B-Cdk B não é mais formado; isso permite que as cromátides alinhadas na placa metafásica segreguem para os respectivos polos. (Observe que cada cromátide passou por um ciclo de replicação e contém o conteúdo diploide [2n] de DNA. Assim, logo que a separação ocorre, as cro-mátides tornam-se cromossomos.)

O mecanismo da separação de cromossomos durante a anáfase apresenta dois componentes:

• anáfase A ou início da anáfase, durante a qual as cro-mátides irmãs se separam e iniciam o movimento aos polos, e

• anáfase B ou anáfase tardia, na qual os microtúbulos polares deslizam entre si e alongam para distanciar



Telófase

Formação do fragmoplasto

Citocinese

Formação da placa celular

Prófase

Desaparecimento da bandapré-prófase, condensaçãodos cromossomos

Metáfase

Alinhamento doscromossomos naplaca metafásica

Cromossomos iniciama descondensação

Reorganizaçãodo envoltórionuclear

Fragmoplasto (redede microtúbulos,RE e vesículas demembranas)

Retículoendoplasmático

Duas célulassão formadas

Cromossomosem condensação(cromátides irmãsunidas nocentrômero)

Fuso daprófase Envoltório

nuclearreabsorvidopela redepolar do RE

O polo do fusodesenvolve-se

Reorganizaçãodo envoltórionuclear

Microtúbulospolares

Cromossomoscompletamentedescondensados

Bandapré-prófase

Envoltórionuclear

Microtúbulosdo

fragmoplasto

Vesículas demembranas

REPlacacelular

Pré-prófase

Membranaplasmática

Citoplasma

Parede celular

Vacúolos

Determinação do futuroplano de divisão pelabanda pré-prófase

Núcleo

Envoltórionuclear

Bandapré-prófase demicrotúbulos Rede

corticaldo RE

Anáfase

Segregação dos cromossomos,alongamento do fuso

Cromátidesseparadas sãopuxadas paraos polos

Encurtamentodos microtúbulosdos cinetócoros

Deslizamentodos microtúbulospolares paraaumentar otamanho do fuso

1 2 3

4 5 6 7

FIGURA 1.25 Alterações na organização celular que acompa-nham a mitose em uma célula vegetal meristemática (não vacuo-lada). (1, 2, 4 e 5) A fluorescência vermelha é devido ao anticorpo anti-�-tubulina (microtúbulos), a fluorescência verde é devido a WIP-GFP (proteína verde fluorescente fusionada a uma proteína

do envoltório nuclear) e a fluorescência azul é devido a DAPI (co-rante de ligação ao DNA). (3, 6 e 7) O RE é marcado a fluores-cência verde de HDEL-GFP e a placa celular com a fluorescência vermelha de FM4-64 (1, 2, 4 e 5 de Xu et al., 2007; 3, 6 e 7 de Higaki et al., 2008).



os polos do fuso. Ao mesmo tempo, os cromossomos irmãos são empurrados para seus respectivos polos.

Nos vegetais, os microtúbulos do fuso não estão apa-rentemente ancorados ao córtex da célula nos polos e as-sim os cromossomos não podem ser separados. Em vez disso, eles são provavelmente separados por cinesinas na sobreposição dos microtúbulos do fuso (ver Tópico 1.11 na internet).

Na telófase, aparece uma nova rede de microtúbulos e actinas-F, o fragmoplasto. O fragmoplasto organiza a região do citoplasma onde ocorre a citocinese. Os micro-túbulos perderam sua forma de fuso, mas retêm a polari-dade, com suas extremidades menos ainda apontadas em direção aos cromossomos separados e em descondensa-ção, onde o envoltório nuclear está em processo de reor-ganização (ver Figura 1.25, “Telófase”). As extremidades mais dos microtúbulos apontam para a região central do fragmoplasto, onde pequenas vesículas acumulam-se, de-rivadas parcialmente de vesículas endocíticas da membra-na celular parental. Essas membranas apresentam longas projeções que podem auxiliar na formação da nova placa celular no próximo estágio do ciclo celular: citocinese.

A citocinese é o processo que estabelece a placa celular, precursor da nova parede celular que irá separar as células--filhas (Figura 1.26). Essa placa celular, com sua membrana plasmática incluída, forma uma ilha no centro da célula, que cresce em direção à parede celular parental pela fusão de vesículas. A proteína de reconhecimento KNOLLE, que pertence à família de proteínas SNARE envolvidas na fusão de vesículas (ver Tópico 1.8 na internet), está presente na placa celular em formação, assim como a dinamina, uma GTPase envolvida na formação de vesículas. O local no

qual a placa celular une-se à membrana plasmática parental é determinado pela localização da banda pré-prófase (que desapareceu no início da mitose) e por proteínas específi-cas associadas aos microtúbulos (MAPs). À medida que a placa celular se forma, ocorre a agregação de túbulos do RE em canais revestidos de membrana que atravessam a placa, assim conectando as duas células-filhas (ver Figura 1.26).

Como será discutido na próxima seção, os túbulos do RE que atravessam a placa celular estabelecem os locais dos plasmodesmos primários. Após a citocinese, os microtú-bulos se reorganizam no córtex celular. Os novos micro-túbulos corticais apresentam uma orientação transversal em relação ao eixo celular, e essa orientação determina a polaridade da futura extensão celular.

PlasmodesmosOs plasmodesmos são extensões tubulares da membrana plasmática, de 40 a 50 nm de diâmetro, que atravessam a parede celular e conectam os citoplasmas das células adja-centes. Visto que a maioria das células vegetais é interco-nectada dessa maneira, os citoplasmas formam um conti-nuum, referido como simplasto. O transporte intercelular de solutos por intermédio dos plasmodesmos é, então, chamado de transporte simplástico (ver Capítulos 4 e 6).

Plasmodesmos primário e secundário auxiliam a manutenção dos gradientes de desenvolvimento dos tecidosOs plasmodesmos primários formam conexões citoplas-máticas entre células-filhas derivadas da mitose. O sim-plasto permite que a água e os solutos sejam transportados

TelófaseFormação do fragmoplasto

(A)

(B)

CitocineseFormação da placa celular

FIGURA 1.26 Alterações na organização do fragmoplasto e do RE durante a formação da placa celular. (A) A placa celular em formação (amarelo, em vista lateral) no início da telófase apresenta poucos lo-cais de interação com a rede túbulo-vesicular do RE (azul). O bloco de microtúbulos do fragmoplasto (roxo) também apresenta poucas cisternas entre eles. (B) Visão lateral da placa celular periférica em

formação (amarelo) mostrando que, embora muitos túbulos do RE (azul) se entrelacem com microtúbulos (roxo) na região de crescimen-to periférico, há pouco contato direto entre os túbulos do RE e as membranas da placa celular. Os pequenos pontos brancos são ribos-somos ligados ao RE (reconstrução tomográfica em 3D da microsco-pia eletrônica do fragmoplasto; segundo Seguí-Simarro et al., 2004).



entre as células sem atravessar as membranas. Entretanto, há uma restrição no tamanho das moléculas que podem ser transportadas via simplasto; essa restrição é denomi-nada limite de exclusão de tamanho (SEL). Este limite é imposto pela largura do espaço citoplasmático que cir-cunda o túbulo do RE, ou desmotúbulo, o qual forma o centro do plasmodesmo (Figura 1.27) (Roberts e Oparka,

2003). Além disso, as proteínas globulares na conexão cito-plasmática geram microcanais espirais pelo plasmodesmo (Ding et al., 1992).

A massa molecular limitante pode ser determinada pelo movimento de corantes fluorescentes de diferentes tamanhos pelos plasmodesmos das células da epiderme foliar. O limite para o transporte entre estas células parece

(A) (B)

0,1 �m

0,2 �m

Retículo endoplasmático

Eixo central

Proteínaradial

Eixo central

Conexãocitoplasmática Desmotúbulo Parede celular

Membranaplasmática Membrana

plasmática

Proteína demembrana plasmática

Proteína demembranaplasmática

Citoplasma

Cavidadecentral

Região deconstrição

Proteína radial

(C)

Proteína de desmotúbulo

Desmotúbulo

Membranaplasmática

FIGURA 1.27 Plasmodesmos entre as células. (A) Micrografia ao microscópio eletrônico de uma parede separando duas células ad-jacentes, mostrando os plasmodesmos em vista longitudinal. (B) Secção tangencial de uma parede celular, mostrando inúmeros plas-modesmos em secção transversal. (C) Visão esquemática de uma parede celular com um plasmodesmo. O poro consiste em uma cavidade central entre duas constrições estreitas. O desmotúbulo

é contínuo com o RE das células adjacentes. Proteínas revestem a superfície externa do desmotúbulo e a superfície interna da mem-brana plasmática; as duas superfícies parecem estar conectadas por filamentos proteicos, que dividem o citoplasma que passa pelo poro em microcanais. A dimensão do espaço entre as proteínas controla as propriedades seletivas dos plasmodesmos (A e B, cortesia de Ray Evert; de Robinson-Beers e Evert, 1991).



estar entre 700 e 1.000 dáltons, o equivalente ao tamanho molecular de 1,5 a 2 nm. Os mecanismos de transporte de soluto pela conexão citoplasmática e os desmotúbulos são ainda pouco claros. Foi demonstrado que a actina e a mio-sina estão presentes nos plasmodesmos (Roberts e Opa-rka, 2003). Duas possibilidades foram sugeridas:

1. A actina e a miosina podem possibilitar a constrição do poro, reduzindo o SEL.

2. A actina e a miosina podem facilitar o movimento de macromoléculas e partículas pelo poro.

Se o SEL dos plasmodesmos restringem o tráfego de moléculas de 2 nm ou menos entre as células, como as partí-culas maiores, como o vírus do mosaico do tabaco (uma par-tícula de 18 nm de largura e 300 nm de comprimento), atra-vessam estes canais? Proteínas de movimento são proteínas não estruturais codificadas pelo genoma do vírus, que fa-cilitam o movimento viral pelo simplasto por um de dois mecanismos. Alguns vírus vegetais codificam proteínas de movimento que podem cobrir a superfície do genoma (normalmente, RNA), formando complexos de ribonucleo-proteínas que podem atravessar o poro do plasmodesmo. A proteína de movimento de 30 KDa do vírus do mosaico do tabaco age desta forma. Outros vírus, como o vírus do mo-saico do caupi e o spotted wilt virus do tomateiro, codificam proteínas de movimento que formam túbulos de transporte

no poro dos plasmodesmos, os quais facilitam o movimento de partículas maduras do vírus pelos plasmodesmos.

Se a informação genética de patógenos pode ser trans-ferida pelos plasmodesmos, informação genética das células-filhas poderia também ser compartilhada? Os gra-dientes polares de morfógenos (moléculas de sinalização envolvidas no desenvolvimento; ver Capítulo 16) que são percebidos pela planta em um nível acima da célula indivi-dual – ao nível de tecido – provavelmente contribuem para a forma geral do vegetal. Por exemplo, o número de células em uma folha, acima de um valor mínimo, independente do tamanho da folha. As moléculas de sinalização envol-vidas na organogênese envolvem pequenas moléculas, como os hormônios, além de proteínas e RNA (Galleger e Benfrey, 2005). No Capítulo 16, será examinado, em maior detalhe, esse tipo de comunicação entre células.

O transporte simplástico pode também ocorrer em células que não são imediatamente derivadas da mitose através da formação de plasmodesmos secundários (Lu-cas e Wolf, 1993). Estas conexões são possíveis quando áreas de paredes de células adjacentes são localmente di-geridas; então, as membranas plasmáticas de células adja-centes fusionam-se. Por fim, a rede do RE entre as células é conectada. O fato de o simplasto se expandir desta forma sugere que isto tenha um papel importante na nutrição, bem como na sinalização do desenvolvimento.

RESUMOApesar da grande diversidade em forma e tamanho, todos os vegetais realizam processos fisiológicos semelhantes. To-dos os tecidos vegetais e órgãos, assim como o organismo inteiro, mostram uma polaridade de crescimento, sendo derivado da polaridade axial ou radial da divisão celular dos meristemas.

A vida vegetal: princípios unificadores • Todas as plantas convertem a energia solar em energia química; elas usam o crescimento em vez do movimento para obter os recursos; apresentam sistemas vasculares; possuem estruturas rígidas e apresentam mecanismos para evitar a dessecação.

Uma visão geral da estrutura vegetal • Todos os vegetais possuem processos similares e apresen-tam um plano de corpo comum (Figura 1.1).

• Devido às suas paredes celulares rígidas, o desenvolvi-mento do vegetal depende exclusivamente dos padrões de divisão celular e do aumento do volume da célula (Figura 1.2).

• Quase todas as mitoses e citocineses ocorrem nos meris-temas.

• Os três principais sistemas de tecidos presentes em todos os órgãos vegetais são dérmico, fundamental e vascular (Figura 1.3).

Organelas da célula vegetal • Além das paredes celulares e da membrana plasmática, as células vegetais possuem compartimentos derivados do sistema de endomembranas (Figura 1.4).

• Os cloroplastos e as mitocôndrias não são derivados do sistema de endomembranas.

• O sistema de endomembranas exerce um papel central nos processos de secreção, na reciclagem de membranas e no ciclo celular.

• A composição e a estrutura mosaico-fluida da membrana plasmática permitem a regulação do transporte para den-tro e para fora da célula (Figura 1.5).

O sistema de endomembranas • O sistema de endomembranas conduz membrana e pro-teínas de carga para diversas organelas.

• As membranas especializadas do envoltório nuclear são derivadas do retículo endoplasmático (RE), um compo-nente do sistema de endomembranas (Figuras 1.6, 1.8).



MATERIAL DA INTERNETTópicos na internet

1.1 Organismos-modeloCertas espécies vegetais são extensivamente utiliza-das em laboratório para o estudo da sua fisiologia.

1.2 O reino vegetalAnálise e descrição dos principais grupos do reino vegetal.

1.3 A estrutura da flor e o ciclo de vida das angiospermasAs etapas do modo reprodutivo das angiospermas são discutidas e ilustradas.

1.4 Sistemas de tecidos vegetais: dérmico, fundamental e vascularÉ fornecido um detalhamento da anatomia vegetal.

1.5 As estruturas dos glicosilglicerídeos do cloroplastoSão ilustradas as estruturas químicas dos lipídeos dos cloroplastos.

1.6 Um modelo para a estrutura do poro nuclearAcredita-se que o poro nuclear seja revestido de uma rede de proteínas nucleoporinas não estruturadas.

• O núcleo é o local de armazenamento, replicação e trans-crição da cromatina, bem como da síntese de ribossomos (Figuras 1.7, 1.8).

• O RE é um sistema de túbulos membranosos ligados que formam uma estrutura complexa e dinâmica (Figura 1.9).

• O RE rugoso (RER) está envolvido na síntese de proteínas que entram no lume do RE. O RE liso é o sítio de biossín-tese de lipídeos (Figuras 1.8, 1.10).

• O RE provê membrana e carga interna para outros com-partimentos do sistema de endomembranas.

• A secreção de proteínas inicia com o RER (Figura 1.8).

• As glicoproteínas e os polissacarídeos destinados à secre-ção são processados no complexo de Golgi (Figura 1.11).

• Durante a endocitose, a membrana é removida da mem-brana plasmática pela formação de vesículas recobertas por clatrina (Figuras 1.12, 1.13).

• A endocitose a partir da membrana plasmática permite a reciclagem de membranas (Figura 1.13).

Organelas de divisão independente, derivadas do sistema de endomembranas

• Os oleossomos, os peroxissomos e os glioxissomos são capazes de crescer e proliferar independentemente do sistema de endomembranas (Figuras 1.14, 1.15).

Organelas semiautônomas de divisão independente

• As mitocôndrias e os cloroplastos apresentam uma mem-brana interna e uma externa (Figuras 1.16, 1.17).

• Os plastídeos podem conter altas concentrações de pig-mentos ou amido (Figura 1.18).

• Os pró-plastídeos passam por distintos estágios de de-senvolvimento para formar plastídeos especializados (Figura 1.19).

• Nos plastídeos e nas mitocôondrias, a replicação do DNA é regulada independentemente da divisão nuclear.

O citoesqueleto vegetal

• Uma rede tridimensional de microtúbulos e de microfila-mentos organiza o citosol (Figura 1.20).

• Os microtúbulos e os microfilamentos podem polimerizar e despolimerizar (Figura 1.21).

• Motores moleculares associados a componentes do citoes-queleto movem organelas pelo citoplasma (Figura 1.22).

• Durante a corrente citoplasmática, a interação da actina--F com a miosina permite o movimento independente de organelas, incluindo os cloroplastos.

A regulação do ciclo celular

• O ciclo celular, durante o qual a célula replica seu DNA e se reproduz, consiste em quatro fases (Figura 1.23, 1.24).

• O sucesso na mitose e na citocinese requer a participação de microtúbulos e do sistema de endomembranas (Figu-ras 1.25, 1.26).

Plasmodesmos

• Extensões tubulares da membrana plasmática que atra-vessam a parede celular e conectam os citoplasmas de células adjacentes, derivadas da mitose, permitindo o mo-vimento de água e pequenas moléculas entre as células sem atravessar a membrana (Figura 1.27).

RESUMO (Continuação)



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1.7 As proteínas envolvidas na importação e exportação nuclearAs importinas e outras proteínas medeiam o tráfego para dentro e para fora do núcleo.

1.8 As proteínas de sinalização usadas para selecionar proteínas para os seus destinosA sequência primária de uma proteína pode incluir uma etiqueta para o seu destino final.

1.9 As proteínas SNARES, Rabs e de revestimento medeiam a formação, a fissão e a fusão de vesículasOs modelos para os mecanismos de fissão e fusão de vesículas são apresentados.

1.10 Sítios de saída do RE (SSRE) e complexos de Golgi estão interconectadosA migração conjunta de SSRE e complexos de Golgi durante a corrente citoplasmática foi registrada em filme.

1.11 Vacúolos especializados em células vegetaisCélulas vegetais contêm diversos tipos de vacúolos.

1.12 Proteínas de ligação à actina regulam o crescimento do microfilamentoAs proteínas como profilina, formina, fimbrina e vilina auxiliam na regulação do crescimento do mi-crofilamento.

1.13 As cinesinas estão associadas com outro microtúbulo e cromatinaAlém de mediar o movimento de organelas ao longo dos microtúbulos, as cinesinas também se ligam à cromatina ou a outros microtúbulos.

MATERIAL DA INTERNET (Continuação)



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Leitura sobre célula- fundamentada em uma célula vegetal

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